Artykuł metodologiczny

Wykopy lizymetryczne gleby do sprzężonych badań hydrologicznych, geochemicznych i mikrobiologicznych

DOI:

10.3791/54536

⸱

11 września 2016

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Biosphere 2, University of Arizona, 2Department of Soil, Water and Environmental Science, University of Arizona, 3Department of Hydrology and Water Resources, University of Arizona

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie przedstawia metodę wykopaliskową do badania podpowierzchniowej hydrologicznej, geochemicznej i mikrobiologicznej heterogeniczności lizymetru glebowego. Lizymetr symuluje sztuczne zbocze wzgórza, które początkowo było w jednorodnym stanie i zostało poddane działaniu około 5000 mm wody w ciągu ośmiu cykli nawadniania w okresie 18 miesięcy.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Badanie koewolucji procesów hydrologicznych i biogeochemicznych pod powierzchnią naturalnych krajobrazów może poszerzyć zrozumienie sprzężonych procesów zachodzących w systemie Ziemi. Wiedza ta jest niezbędna do poprawy prognoz cykli hydrobiogeochemicznych, zwłaszcza w scenariuszach zmian klimatu. Przedstawiamy metodę eksperymentalną, mającą na celu uchwycenie niejednorodności podpowierzchniowej początkowo jednorodnego systemu glebowego. Metoda ta opiera się na destrukcyjnym pobieraniu próbek z lizymetru glebowego zaprojektowanego do symulacji zbocza wzgórza na małą skalę. Lizymetr wagowy o pojemności jednego metra sześciennego został podzielony na sekcje (woksele) i został wydobyty warstwa po warstwie, przy czym z każdego woksela pobrano podpróbki. Procedura wykopaliskowa miała na celu wykrycie początkowej niejednorodności systemu poprzez skupienie się na ocenie przestrzennej właściwości hydrologicznych, geochemicznych i mikrobiologicznych gleby. Reprezentatywne wyniki kilku badanych zmiennych fizykochemicznych wskazują na rozwój niejednorodności. Planowane są dodatkowe prace mające na celu przetestowanie interakcji między sygnaturami hydrologicznymi, geochemicznymi i mikrobiologicznymi w celu interpretacji zaobserwowanych wzorców. Nasze badania wskazują również na możliwość prowadzenia podobnych wykopalisk w celu obserwacji i ilościowego określenia różnych aspektów rozwoju gleby w różnych warunkach środowiskowych i skali.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dynamika gleby i krajobrazu jest kształtowana przez złożone oddziaływanie procesów fizycznych, chemicznych i biologicznych1. Przepływ wody, wietrzenie geochemiczne i aktywność biologiczna kształtują ogólny rozwój krajobrazu w kierunku stabilnego ekosystemu2,3. Podczas gdy zmiany powierzchni są najbardziej rzucającymi się w oczy cechami krajobrazu4, zrozumienie skumulowanych skutków procesów hydrologicznych, geochemicznych i mikrobiologicznych w regionie podpowierzchniowym ma kluczowe znaczenie dla zrozumienia podstawowych sił, które kształtują krajobraz2. Scenariusze przyszłych perturbacji klimatycznych jeszcze bardziej komplikują przewidywalność i wzorzec ewolucji krajobrazu5. Wyzwaniem staje się zatem powiązanie procesów na małą skalę z ich wielkoskalową manifestacją w skali krajobrazu6. Tradycyjne, krótkotrwałe eksperymenty laboratoryjne lub eksperymenty w naturalnych krajobrazach z nieznanymi warunkami początkowymi i zmiennym w czasie wymuszaniem nie są w stanie uchwycić wewnętrznej heterogeniczności ewolucji krajobrazu. Ponadto, ze względu na silne sprzężenie nieliniowe, trudno jest przewidzieć zmiany biogeochemiczne na podstawie modelowania hydrologicznego w układach heterogenicznych7. W tym miejscu opisujemy nowatorską metodę eksperymentalną polegającą na wykopaniu w pełni kontrolowanego i monitorowanego zbocza glebowego ze znanymi warunkami początkowymi. Nasza procedura wykopalisk i pobierania próbek ma na celu uchwycenie rozwijającej się niejednorodności zbocza wzgórza wzdłuż jego długości i głębokości, w celu dostarczenia kompleksowego zestawu danych do zbadania interakcji hydro-biogeochemicznych i ich wpływu na procesy tworzenia gleby.

Systemy hydrologiczne występujące w przyrodzie są dalekie od statyczności w czasie, a zmiany w reakcjach hydrologicznych zachodzą w szerokim zakresie skal przestrzennych i czasowych3. Struktura przestrzenna ścieżek przepływu wzdłuż krajobrazów determinuje tempo, zasięg i rozkład reakcji geochemicznych i kolonizacji biologicznej, które napędzają wietrzenie, transport i wytrącanie substancji rozpuszczonych i osadów oraz dalszy rozwój struktury gleby. W związku z tym zasugerowano włączenie wiedzy z zakresu pedologii, geofizyki i ekologii do teorii i projektów eksperymentalnych w celu oceny procesów hydrologicznych i poprawy prognoz hydrologicznych8,9. Na ewolucję krajobrazu wpływają również podpowierzchniowe procesy biogeochemiczne w połączeniu z dynamiką wody, migracje pierwiastków podczas rozwoju gleby oraz przemiany mineralogiczne wywołane reakcją powierzchni mineralnych z powietrzem, wodą i mikroorganizmami10. W związku z tym ważne jest badanie rozwoju gorących punktów geochemicznych w zmieniającym się krajobrazie. Ponadto kluczowe znaczenie ma powiązanie geochemicznych wzorców wietrzenia z procesami hydrologicznymi i sygnaturami mikrobiologicznymi podczas początkowego formowania się gleby, aby zrozumieć dynamikę złożonego rozwoju krajobrazu. Specyficzne procesy genezy gleby są regulowane przez łączny wpływ klimatu, czynników biologicznych, rzeźby terenu i czasu na określony materiał macierzysty. Eksperyment ten został zaprojektowany w celu rozwiązania problemów związanych z wietrzeniem materiału macierzystego regulowanych przez zmiany hydrologiczne i geochemiczne związane z rzeźbą terenu (w tym nachylenie i głębokość) oraz związaną z tym zmiennością aktywności mikrobiologicznej, która jest napędzana przez gradienty środowiskowe (tj. potencjał redoks) w warunkach, w których materiał macierzysty, klimat i czas są utrzymywane na stałym poziomie. Jeśli chodzi o aktywność mikrobiologiczną, mikroorganizmy glebowe są kluczowymi składnikami i mają ogromny wpływ na stabilność krajobrazu11 . Odgrywają kluczową rolę w strukturze gleby, biogeochemicznym obiegu składników odżywczych i wzroście roślin. W związku z tym konieczne jest zrozumienie znaczenia tych organizmów jako czynników napędzających wietrzenie, genezę gleby i procesy tworzenia krajobrazu, przy jednoczesnej identyfikacji wzajemnych skutków hydrologicznych ścieżek przepływu i wietrzenia geochemicznego na strukturę i różnorodność zbiorowisk mikrobiologicznych. Można to osiągnąć, badając przestrzenną heterogeniczność różnorodności zbiorowisk mikrobiologicznych w zmieniającym się krajobrazie, którego charakterystyka hydrologiczna i geochemiczna jest również badana równolegle.

Tutaj prezentujemy procedurę wykopaliskową lizymetru glebowego, operacyjnie nazwanego miniLEO, zaprojektowanego do naśladowania wielkoskalowych modeli basenów zerowego rzędu Obserwatorium Ewolucji Krajobrazu (LEO) mieszczącego się w Biosferze 2 (University of Arizona). MiniLEO został opracowany w celu identyfikacji wzorców ewolucji krajobrazu na małą skalę, wynikających ze skumulowanych heterogenicznych procesów hydro-bio-geochemicznych. Jest to lizymetr o długości 2 m, szerokości 0,5 m i wysokości 1 m o nachyleniu 10° (ryc. 1). Dodatkowo ścianki lizymetru są izolowane i pokrywane niebiodegradowalnym dwuskładnikowym podkładem epoksydowym oraz alifatyczną powłoką uretanową wypełnioną kruszywem, aby uniknąć potencjalnego zanieczyszczenia lub wypłukiwania metali z ramy lizymetru do gleby. Lizymetr został wypełniony pokruszoną skałą bazaltową, która została wydobyta z osadu tefry z późnego plejstocenu związanego z kraterem Merriam w północnej Arizonie. Załadowany materiał bazaltowy był identyczny z materiałem używanym w znacznie większych eksperymentach na LEO. Skład mineralny, rozkład wielkości cząstek i właściwości hydrauliczne opisali Pangle i wsp.12. Powierzchnia przesiąkania zbocza została wyłożona perforowanym ekranem z tworzywa sztucznego (pory o średnicy 0,002 m, porowatość 14%). System jest wyposażony w czujniki, takie jak czujniki zawartości wody i temperatury, dwa rodzaje czujników potencjału wodnego, próbniki glebowo-wodne, hydrauliczny balans masy, sondy przewodności elektrycznej oraz przetworniki ciśnienia do określania wysokości zwierciadła wody. Lizymetr był nawadniany przez 18 miesięcy przed wykopaliskami.

Wykopaliska były skrupulatne w swoim podejściu i miały na celu udzielenie odpowiedzi na dwa szerokie pytania: (1) jakie hydrologiczne, geochemiczne i mikrobiologiczne sygnatury można zaobserwować na całej długości i głębokości zbocza w odniesieniu do symulowanych warunków opadów oraz (2) czy relacje i sprzężenia zwrotne między procesami hydro-bio-geochemicznymi zachodzącymi na zboczu wzgórza można wywnioskować z indywidualnych sygnatur. Wraz z przygotowaniem eksperymentalnym i procedurą wykopaliskową przedstawiamy reprezentatywne dane i sugestie dotyczące zastosowania podobnych protokołów wykopaliskowych dla badaczy zainteresowanych badaniem sprzężonej dynamiki systemu ziemskiego i/lub procesów rozwoju gleby.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Opracuj matrycę próbkowania, aby zapewnić systematyczne i kompleksowe pobieranie próbek z lizymetru

  1. Podziel lizymetr na woksele o ustalonej długości, szerokości i głębokości.
    1. Użyj euklidesowego układu współrzędnych przestrzeni i podziel całkowitą odległość wzdłuż każdego kierunku (X, Y i Z) na odpowiednią liczbę równomiernie rozmieszczonych przedziałów. Rozważ wyrzucenie gleby w pobliżu ścianek lizymetru, aby uniknąć efektów granicznych.
      UWAGA: W tym eksperymencie przyjęto bufor o długości 5 cm wzdłuż czterech ścian, aby uniknąć efektów granicznych, przy jednoczesnym zapewnieniu, że objętość zebranej gleby jest wystarczająca.
    2. Przypisz każdej próbce unikalną lokalizację XYZ i zidentyfikuj ją jako woksel.
      UWAGA: W tym wykopie X oznacza położenie wzdłuż szerokości zbocza, Y oznacza położenie wzdłuż długości zbocza, a Z oznacza położenie wzdłuż głębokości zbocza. Rozmiar interwałów w każdym wymiarze określa szerokość, długość i głębokość wokseli. Rysunek 2 przedstawia podział lizymetru po wyznaczeniu odstępów wraz z wybranym początkiem układu XYZ. Podział w obecnym schemacie wykopalisk ma 9 interwałów zarówno w kierunku Y, jak i Z oraz 4 interwały wzdłuż kierunku X, co daje w sumie 324 woksele o wymiarach 10 cm x 20 cm x 10 cm (ryc. 3).
      UWAGA: Wybrana strategia próbkowania zapewnia, że cały system jest równomiernie próbkowany przy minimalnym uszkodzeniu czujników. Granice każdego woksela (1-2 cm) są odrzucane, aby ograniczyć zanieczyszczenie krzyżowe z sąsiednich wokseli. Ponadto wymiary wokseli zapewniają, że dostępna jest wystarczająca ilość materiału glebowego do pobrania próbek mikrobiologicznych, geochemicznych i hydrologicznych w każdym wokselu.

figure-protocol-1
Rysunek 1. Widok z boku lizymetru. Widok lizymetru od czoła przesiąkania. Widoczne są również trzy obszary czujników (białe rurki PCV) wzdłuż zbocza i system zraszaczy w czterech rogach.

figure-protocol-2
Rysunek 2. Schemat pobierania próbek. Schemat pobierania próbek lizymetru wzdłuż XYZ. ZA. Wymiar X dzieli szerokość na 4 sekcje o długości 10 cm, a wymiar Y dzieli długość na 20 cm. Wymiar Z oznacza głębokość i został podzielony na 9 warstw o głębokości 10 cm. Określono granicę 5 cm wzdłuż krawędzi lizymetru, aby zapobiec pobieraniu próbek, które mogą potencjalnie wykazywać efekt graniczny. Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.

figure-protocol-3
Rysunek 3. Trójwymiarowa reprezentacja woksela. Schemat wizualny jednego woksela wzdłuż płaszczyzny XYZ lizymetru. Całe zbocze zostało podzielone na 324 takie woksele, z których każdy reprezentował pojedynczą jednostkę próbkowania. Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.

2. Dodaj barwnik Brilliant Blue FCF, aby śledzić infiltrację wody na zboczu

  1. Nałóż jaskrawoniebieski barwnik na powierzchnię gleby, wystarczający do pokrycia 105 cm powierzchni wzdłuż kierunku Y. Przykryj pozostałą glebę plastikowymi arkuszami.
    1. Wybierz stężenie (tutaj 10 g/l), aby zagwarantować kontrast z czarną glebą bazaltową. Dodaj barwnik do zbiorników systemu irygacyjnego i rozcieńczyć wodą do pożądanego stężenia.
    2. Zdecyduj o czasie trwania nawadniania w oparciu o pożądaną głębokość frontu infiltracji i szybkość dostarczaną przez system nawadniający.
      UWAGA: W tym badaniu szybkość nawadniania wynosząca 30 mm/h przez 20 minut (rysunek 4) przed wykopaniem jest uważana za wystarczającą w celu zidentyfikowania niejednorodnych wzorców infiltracji wody w ciągu pierwszych kilku centymetrów.
    3. Po nałożeniu barwnika daj czas na zatrzymanie infiltracji i zrównoważenie stanów wilgotności w lizymetrze. W przypadku tego badania odpowiedni był okres 10 godzin (noc) między nałożeniem barwnika a wykopaliskiem.

3. Rozgraniczenie wokseli

  1. Przymocuj taśmę mierniczą wzdłuż zbocza, aby zapewnić system odniesienia in-situ do prowadzenia podczas wyznaczania wokseli.
  2. Zaznacz wymiar każdego woksela glebowego za pomocą taśmy mierniczej. Narysuj linie siatki dla każdej warstwy za pomocą osłon z aluminiowymi ostrzami i plastikowych szpachli (Rysunek 4). Wyrzuć materiały graniczne (5 cm od każdej ściany, aby zapobiec skutkom granic).

figure-protocol-4
Rysunek 4. Widok lizymetru z góry. Ten widok pokazuje barwioną powierzchnię warstwy 2 (10 cm głębokości). Widoczne są również siatki narysowane na powierzchni gleby w celu ułatwienia pobierania próbek, wraz z obszarami otworów rdzeniowych przy każdym wokselu po pobraniu próbki mikrobiologicznej.

4. Pobieranie próbek mikrobiologicznych

  1. Próbki mikrobiologiczne należy pobierać w asepcji z każdego woksela przed analizami hydrologicznymi i geochemicznymi, aby zapobiec zanieczyszczeniu krzyżowemu próbek. Upewnij się, że wszyscy członkowie wykonujący wykopy noszą nowe rękawice, aby zmniejszyć zanieczyszczenie ludzką skórą.
  2. Do pobrania próbek mikrobiologicznych należy użyć rdzenia glebowego o średnicy 1 cm i wysokości 20 cm oraz cienkiej szpatułki. Wyczyść rdzeń i szpatułkę wodą destylowaną, wytrzyj do sucha czystymi chusteczkami i spłucz 75% etanolem za pomocą butelki z rozpylaczem. Pozostaw rdzeń i szpatułkę do wyschnięcia na powietrzu.
  3. Zanotuj czas pobrania każdej próbki. Użyj rdzenia, aby wydrążyć rdzeń na głębokość 10 cm w każdym miejscu woksela, a szpatułki opróżnij próbkę gleby do wstępnie wysterylizowanych plastikowych toreb (rysunek 5). Należy pamiętać, aby otworzyć worek tuż przed złożeniem próbki. Ręczną homogenizację saszetek na próbki.
  4. Podczas pobierania próbek należy przechowywać worek na próbkę w chłodziarce do lodu i jak najszybciej przenieść do zamrażarki o temperaturze -80 °C.

figure-protocol-5
Rysunek 5. Pobieranie próbek mikrobiologicznych. Mały ręczny rdzeń o wymiarach 20 cm x 1 cm, sterylne worki i szpatułka są pokazane tutaj podczas pobierania próbek mikrobiologicznych. Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.

5. Pobieranie próbek z geochemii i hydrologii

  1. Sfotografuj barwione obszary w płaszczyznach X i Y podczas wykopalisk na głębokościach, na których obserwuje się barwnik. Użyj karty kolorów, aby podać odniesienie do obserwowanego koloru (Rysunek 6). Upewnij się, że obecne jest odpowiednie naturalne oświetlenie, aby prawidłowo udokumentować intensywność kolorów.
  2. Przenośny spektrometr fluorescencji rentgenowskiej (pXRF) należy kalibrować codziennie przed rozpoczęciem pomiarów. Szczegółowe informacje na temat kalibracji i pomiarów znajdują się w instrukcjach producenta13 (Rysunek 7). Krótko mówiąc, umieść instrument na uchwycie i skieruj okno belki bezpośrednio na fabryczny metalowy koralik. Wybierz "Cal" i odczekaj 30 sekund, aby umożliwić zakończenie kalibracji.
    1. Wyczyść okno belki przed wykonaniem każdego pomiaru. Zmierz powierzchnię każdego woksela w trzech powtórzeniach w trzech różnych miejscach. Umieść przyrząd pXRF na powierzchni gleby i odczekaj 90 sekund, aby umożliwić zakończenie pomiaru.
      UWAGA: Promieniowanie rentgenowskie może przenikać na dużą odległość w kierunku wiązki. Dlatego upewnij się, że tylko przeszkolony personel obsługuje sprzęt i utrzymuje odpowiednie protokoły bezpieczeństwa.

figure-protocol-6
Rysunek 6. Karta kolorów do naśladowania infiltracji barwnika. Każde miejsce z widoczną penetracją barwnika zostało sfotografowane za pomocą karty kolorów służącej jako odniesienie. Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.

figure-protocol-7
Rysunek 7. Przenośny spektrometr fluorescencji rentgenowskiej. Ręczny pXRF umieszczony na powierzchni woksela. Pomiary zarejestrowano w trzech różnych miejscach na powierzchni każdego woksela, a następnie uśredniono.

  1. Czyste rdzenie metalowe (wysokość = 3 cm, średnica = 5,7 cm) i rdzenie poliwęglanowe (wysokość = 6 cm, średnica = 5,7 cm) w celu pomiaru gęstości nasypowej (BD) i przewodności hydraulicznej (Ksat) pożądanych wokseli (rysunek 8).
  2. Włóż pionowo metalowe rdzenie i rdzenie poliwęglanowe (pionowy Ksat) do żądanych wokseli, uważając, aby nie uszkodzić czujników lub przewodów czujników. Zrób to, delikatnie wbijając rdzenie w glebę, uważając, aby między rdzeniem a młotkiem użyć płaskiej powierzchni, takiej jak drewniany klocek, aby zminimalizować zakłócenia gleby. Dodatkowo, gdy rdzeń znajdzie się w połowie w glebie, umieść drugi rdzeń na pierwszym rdzeniu. Umieść drewniany klocek na drugim rdzeniu i delikatnie wbijaj klocek, aż pierwszy rdzeń zostanie osadzony w glebie z nadal widoczną krawędzią rdzenia.
  3. Włóż rdzenie do poziomego Ksat, gdy boczna powierzchnia woksela otwiera się z sekwencyjnym wydobyciem. Użyj drewnianego klocka i drugiego rdzenia, jak wspomniano w kroku 5.4, aby zminimalizować zagęszczenie.
  4. Należy upewnić się, że pobierany jest woksel odizolowany od granic i sąsiednich wokseli przed pobraniem próbki geochemicznej. W tym celu należy użyć plastikowych szpachli, a następnie ręcznych kielni, aby pobrać próbki gleby wokół rdzeni metalowych lub polipropylenowych do oznaczonych worków na próbki geochemiczne (GC), aż rdzenie będzie można łatwo usunąć (np. Rysunek 9a, b).

figure-protocol-8
Rysunek 8. Gęstość nasypowa i przewodność hydrauliczna rdzeni. Rdzenie polipropylenowe (po lewej) służyły do pobierania pionowych i poziomych próbek przewodności hydraulicznej, natomiast rdzenie metalowe (po prawej) służyły do pobierania próbek o gęstości nasypowej.

figure-protocol-9
Rysunek 9. Rozgraniczenie wokseli. Plastikowe szpachelki użyto do (A) odizolowania granic wokseli przed (B) geochemicznym, objętościowym i hydraulicznym zbieraniem rdzenia. Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.

  1. Usuń metalowy rdzeń, zetrzyj nadmiar materiału z obu końców i przenieś próbkę z rdzenia do oznaczonej torby na próbki BD. Zważyć każdy worek z próbką z próbką i zanotować masę całkowitą.
  2. Usuń rdzenie polipropylenowe. Przykryj obie strony czerwonymi plastikowymi nasadkami i oznacz pionowy rdzeń polipropylenowy jako "V", a poziomy rdzeń polipropylenowy jako "H", a następnie identyfikator próbki.
  3. Zbierz pozostały materiał z woksela do worka na próbkę GC, pozostawiając kilka centymetrów gleby ze wszystkich czterech stron, aby zapobiec zanieczyszczeniu krzyżowemu z następnym wokselem.
  4. Powtórz kroki od 5.1 do 5.9 dla pozostałych wokseli w jednej warstwie.
  5. Gdy wszystkie woksele z jednej warstwy zostaną zakończone, powtórz kroki od 3.2 do 5.10 dla kolejnej warstwy.
    UWAGA: Krok 5.1 należy wykonać tylko dla wokseli, które mają widoczny barwnik. Patrz rysunek 10, aby wyświetlić reprezentatywny diagram woksela z zaznaczonymi wszystkimi próbkami pobranymi z każdego woksela.

figure-protocol-10
Rysunek 10. Reprezentatywny woksel. Czerwona przerywana linia oznacza rdzeń pobrany do próbki mikrobiologicznej, zielona przerywana linia oznacza poziomy rdzeń przewodności hydraulicznej, żółta linia przerywana oznacza pionowy rdzeń przewodności hydraulicznej, fioletowa przerywana oznacza rdzeń o gęstości nasypowej, a niebieska owalna granica wskazuje pozostałą próbkę z woksela używanego do analizy geochemicznej. Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.

6. Przykładowa analiza

  1. Próbki pobrane do analiz mikrobiologicznych należy wykorzystać do analiz molekularnych (ekstrakcja DNA drobnoustrojów glebowych)14 i hodowlanych (liczba płytek heterotroficznych)15. Wyekstrahowane DNA należy wykorzystać do ilościowych reakcji łańcuchowych polimerazy (qPCR)16 i eksperymentów z sekwencjonowaniem genów o wysokiej przepustowości17,18.
  2. Wykorzystaj próbki pobrane do analiz geochemicznych do pomiaru wielu właściwości geochemicznych, w tym pH (metoda US EPA 150.2), przewodności elektrycznej (EC) (metoda US EPA 120.1), zawartości węgla i azotu (metoda US EPA 415.3, sekwencyjna ekstrakcja pierwiastków19 oraz spektroskopia dyfrakcji rentgenowskiej (XRD) i rozszerzonej spektroskopii absorpcji promieniowania rentgenowskiego (EXAFS) zgodnie ze specyfikacjami Laboratorium Promieniowania Synchrotronowego w Stanford, do badania przemian mineralnych.
  3. Próbki rdzeniowe pobrane do analiz hydrologicznych należy wykorzystać do eksperymentów laboratoryjnych, takich jak gęstość nasypowa20 i przewodność hydrauliczna21.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wymiary wokseli zapewniały pobieranie próbek do pomiarów hydrologicznych, geochemicznych i mikrobiologicznych. W wyniku prac wykopaliskowych uzyskano 324 rdzenie do analizy mikrobiologicznej, 972 punkty danych pXRF, 324 worki na próbki geochemiczne, 180 próbek Ksat (128 pionowych i 52 poziome) oraz 311 próbek o gęstości nasypowej. Zaobserwowano również preferencyjny przepływ barwnika Brilliant Blue do głębokości 30 cm pod powierzchnią. Do wstępnej analizy wybrano reprezentatywny zestaw 81...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ewolucja krajobrazu jest skumulowanym efektem procesów hydrologicznych, geochemicznych i biologicznych12. Procesy te kontrolują przepływ i transport wody i pierwiastków oraz reakcje biogeochemiczne w zmieniających się krajobrazach. Jednak jednoczesne uchwycenie interakcji wymaga precyzyjnie skoordynowanego projektu eksperymentalnego i pobierania próbek. Ponadto badanie początkowej ewolucji krajobrazu jest trudne w systemach naturalnych, z ograniczonymi możliwościami identyfikacji warunków "czasu zero". Literat...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziękujemy Ty P.A. Ferré, Tillowi Volkmanowi, Edwinowi Donkerowi, Mauricio Verze za pomoc podczas wykopalisk oraz Triffonowi J. Tatarinowi, Manpreetowi Sahnanowi i Edwardowi Huntowi za pomoc w analizie próbek. Praca ta została przeprowadzona w Biosphere 2, University of Arizona i sfinansowana przez National Science Foundation grant EAR_1344552 i Honors Research Program of Biosphere 2.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Taśma mierniczaWszelkieZapobieganie zanieczyszczeniu krzyżowemu próbek ma kluczowe znaczenie. Dlatego pomocne jest posiadanie wielu szpachli, aby wyizolować granicę wokseli.
Barwnik Brilliant BlueWaldeck GmBH & Co B0770Linijki mogą być używane do rysowania siatek. Strategia pobierania próbek może być modyfikowana w oparciu o indywidualne eksperymenty.
Soil CorerAMS56975Można użyć dowolnego komercyjnie produkowanego barwnika Brilliant Blue.
75% etanoluDowolnyDo fotografii użyto aparatu Nikon D90 i obiektywu 50 mm. Do tego celu można użyć dowolnej kamery i obiektywu o wysokiej rozdzielczości.
Butelka z rozpylaczemKażdeużycie barwnika i karty kolorów jest subiektywne w stosunku do indywidualnych eksperymentów i/lub pytań badawczych.
Szpatułkadowolna Możnaużyć wszelkich rękawic ogrodniczych, jeśli obsługa rdzenia staje się żmudna.
Rękawice dowolne WszelkieUpewnij się, że próbki mikrobiologiczne są przechowywane w lodzie podczas pobierania próbek i zamrażane tak szybko, jak to możliwe.
KimWipesKimTech ScienceDomycia rdzenia gleby można użyć dowolnej wody przed odkażaniem etanolem.
Sterylne torby na próbkiFisher Scientific Whirl-Pak 4 OZ. 24 OZWiadra i szufelki należy przechowywać pod ręką, aby ułatwić usuwanie niepotrzebnych zabrudzeń.
Karta kolorówDowolnaDowolnaOryginalna konstrukcja miniLEO ma różne czujniki wbudowane w lizymetr. Takie czujniki mogą, ale nie muszą być konieczne w zależności od zakresu indywidualnego projektu eksperymentalnego.
Spektrofometr fluorescencji rentgenowskiejXRF, OLYMPUSDS-2000 Delta XRF
Rdzenie polipropylenoweDowolne
rdzenie metalowe Dowolne Dowolne
zaślepki do rdzeni polipropylenowychDowolna
Jakakolwiek MłotekDowolna Dowolne
szpachelki plastikoweDowolne Dowolne
maski na twarzDowolne jakikolwiek
Do fotografii użyto

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Brady, N. C., Weil, R. R. The nature and properties of soils. , Pearson Prentice Hall. (2008).
  2. Chorover, J., Kretzschmar, R., Garica-Pichel, F., Sparks, D. L. Soil biogeochemicial processes within the critical zone. Elements. 3, 321-326 (2007).
  3. Troch, P. A., et al. Catchment coevolution: A useful framework for improving predictions of hydrological change? Water Resour. Res. 6, 1-20 (2015).
  4. Sharp, R. P. Landscape evolution (A Review). Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 79, 4477-4486 (1982).
  5. Temme, A. Predicting the effect of changing climate on landscapes with computer based landscape evolution models. Key Concepts in Geomorphology. Montgomery, D. R., Bierman, P. R. , Macmillan Publishers Limited. http://serc.carleton.edu/vignettes/collection/37800.html (2013).
  6. Troch, P. A., et al. Dealing with Landscape Heterogeneity in Watershed Hydrology: A Review of Recent Progress toward New Hydrological Theory. Geogr. Compass. 3, 375-392 (2009).
  7. Wang, Y., et al. Dissecting the Hydrobiogeochemical Box. in Am. Geophys. Union Fall Meet. , (2015).
  8. Lin, H., et al. Hydropedology: Synergistic integration of pedology and hydrology. Water Resour. Res. 42 (5), W05301(2006).
  9. Band, L. E., et al. Ecohydrological flow networks in the subsurface. Ecohydrology. 7, 1073-1078 (2014).
  10. Churchman, G. j, Lowe, D. Handbook of Soil Science Properties and Process. 1, CRC Press,Taylor & Francis. (2012).
  11. van der Heijden, M. G. A., Bardgett, R. D., van Straalen, N. M. The unseen majority: soil microbes as drivers of plant diversity and productivity in terrestrial ecosystems. Ecol. Lett. 11 (3), 296-310 (2008).
  12. Pangle, L. a, et al. The Landscape Evolution Observatory: A large-scale controllable infrastructure to study coupled Earth-surface processes. Geomorphology. 244, 190-203 (2015).
  13. User Manual: Delta Famiy Handheld XRF Analyzers. , Innov-X-Systems. http://usenvironmental.com/download/manuals/Olympus%20-%20Delta%20User%20Manual.pdf (2013).
  14. Valentìn-Vargas, A., Root, R. A., Neilson, J. W., Chorover, J., Maier, R. M. Environmental factors influencing the structural dynamics of soil microbial communities during assisted phytostabilization of acid-generating mine tailings: A mesocosm experiment. Sci Total Environ. 500-501, 314-324 (2014).
  15. JoVE Science Education Database. Essentials of Environmental Microbiology. Culturing and Enumerating Bacteria from Soil Samples. , JoVE. Cambridge, MA. (2016).
  16. JoVE Science Education Database. Essentials of Environmental Microbiology: Quantifying Environmental Microorganisms and Viruses Using qPCR. , JoVE. Cambridge, MA. (2016).
  17. Sengupta, A., Dick, W. A. Bacterial community diversity in soil under two tillage practices as determined by pyrosequencing. Microb. Ecol. 70, 853-859 (2015).
  18. Caporaso, J. G., et al. Correspondence - QIIME allows analysis of high- throughput community sequencing data. Nat. Publ. Gr. 7, 335-336 (2010).
  19. Hall, G. E. M., Vaive, J. E., Beer, R., Hoashi, M. Selective leaches revisited, with emphasis on the amorphous Fe oxyhydroxide phase extraction. J. Geochemical Explor. 56, 59-78 (1996).
  20. Grossman, R. B., Reinsch, T. G. Bulk density and linear extensibility. Methods of Soil Analysis. Part 4-Physical Methods. Dane, J. H., Topp, G. C. , Soil Science Society of America Book Series No. 5. ASA and SSSA. Madison, WI. 201-228 (2002).
  21. Reynolds, W. D., Elrick, D. E., Youngs, E. G., Amoozegar, A., Bootlink, H. W. G., Bouma, J. Saturated and field-saturated water flow parameters. Methods of Soil Analysis, Part 4-Physical Methods. Dane, J. H., Topp, G. C. , SSSA. Madison, WI. 802-816 (2002).
  22. King, G. M. Contributions of atmospheric CO and hydrogen uptake to microbial dynamics on recent Hawaiian volcanic deposits. Appl. Environ. Microbiol. 69 (7), 4067-4075 (2003).
  23. Meyer, W. S., Barrs, H. D. Roots in irrigated clay soils: Measurement techniques and responses to rootzone conditions. Irrig. Sci. 12 (3), 125-134 (1991).
  24. Graham, C. B., Woods, R. A., McDonnell, J. J. Hillslope threshold response to rainfall: (1) A field based forensic approach. J. Hydrol. 393 (1-2), 65-76 (2010).
  25. Anderson, A. E., Weiler, M., Alila, Y., Hudson, R. O. Dye staining and excavation of a lateral preferential flow network. Hydrol. Earth Syst. Sci. Discuss. 5 (2), 1043-1065 (2008).
  26. Gleeson, T., Paszkowski, D. Perceptions of scale in hydrology: what do you mean by regional scale? Hydrol. Sci. J. 00, 1-9 (2013).
  27. Molins, S., Trebotich, D., Steefel, C. I., Shen, C. An investigation of the effect of pore scale flow on average geochemical reaction rates using direct numerical simulation. Water Resour. Res. 48, W03527(2012).
  28. Fierer, N., Lennon, J. T. The generation and maintenance of diversity in microbial communities. Am. J. Bot. 98 (3), 439-448 (2011).
  29. Niu, G. Y., Pasetto, D., Scudeler, C., Paniconi, C., Putti, M., Troch, P. A. Analysis of an extreme rainfall-runoff event at the Landscape Evolution Observatory by means of a three-dimensional physically-based hydrologic model. Hydrol. Earth Syst. Sci. Discuss. 10, 12615-12641 (2013).
  30. Marteinsson, V., et al. Microbial colonization in diverse surface soil types in Surtsey and diversity analysis of its subsurface microbiota. Biogeosciences. 12, 1191-1203 (2015).
  31. Orcutt, B. N., Sylvan, J. B., Rogers, D. R., Delaney, J., Lee, R. W., Girguis, P. R. Carbon fixation by basalt-hosted microbial communities. Front. Microbiol. 6, 00904(2015).
  32. Wu, L., Jacobson, A. D., Chen, H. C., Hausner, M. Characterization of elemental release during microbe-basalt interactions at T=28°C. Geochim. Cosmochim. Acta. 71, 2224-2239 (2007).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Analiza hydrologiczno geochemiczna i mikrobiologicznapobieranie pr bek w oparciu o wokseleocena heterogeniczno ci podpowierzchniowejpobieranie rdzeni glebowychspektrometria fluorescencji rentgenowskiejpomiar g sto ci obj to ciowejmikrobiologiczna ekstrakcja DNApobieranie pr bek geochemicznychmapowanie w a ciwo ci przestrzennych

Powiązane artykuły