To badanie przedstawia metodę wykopaliskową do badania podpowierzchniowej hydrologicznej, geochemicznej i mikrobiologicznej heterogeniczności lizymetru glebowego. Lizymetr symuluje sztuczne zbocze wzgórza, które początkowo było w jednorodnym stanie i zostało poddane działaniu około 5000 mm wody w ciągu ośmiu cykli nawadniania w okresie 18 miesięcy.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Wykopy lizymetryczne gleby do sprzężonych badań hydrologicznych, geochemicznych i mikrobiologicznych
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Badanie koewolucji procesów hydrologicznych i biogeochemicznych pod powierzchnią naturalnych krajobrazów może poszerzyć zrozumienie sprzężonych procesów zachodzących w systemie Ziemi. Wiedza ta jest niezbędna do poprawy prognoz cykli hydrobiogeochemicznych, zwłaszcza w scenariuszach zmian klimatu. Przedstawiamy metodę eksperymentalną, mającą na celu uchwycenie niejednorodności podpowierzchniowej początkowo jednorodnego systemu glebowego. Metoda ta opiera się na destrukcyjnym pobieraniu próbek z lizymetru glebowego zaprojektowanego do symulacji zbocza wzgórza na małą skalę. Lizymetr wagowy o pojemności jednego metra sześciennego został podzielony na sekcje (woksele) i został wydobyty warstwa po warstwie, przy czym z każdego woksela pobrano podpróbki. Procedura wykopaliskowa miała na celu wykrycie początkowej niejednorodności systemu poprzez skupienie się na ocenie przestrzennej właściwości hydrologicznych, geochemicznych i mikrobiologicznych gleby. Reprezentatywne wyniki kilku badanych zmiennych fizykochemicznych wskazują na rozwój niejednorodności. Planowane są dodatkowe prace mające na celu przetestowanie interakcji między sygnaturami hydrologicznymi, geochemicznymi i mikrobiologicznymi w celu interpretacji zaobserwowanych wzorców. Nasze badania wskazują również na możliwość prowadzenia podobnych wykopalisk w celu obserwacji i ilościowego określenia różnych aspektów rozwoju gleby w różnych warunkach środowiskowych i skali.
Wprowadzenie
Dynamika gleby i krajobrazu jest kształtowana przez złożone oddziaływanie procesów fizycznych, chemicznych i biologicznych1. Przepływ wody, wietrzenie geochemiczne i aktywność biologiczna kształtują ogólny rozwój krajobrazu w kierunku stabilnego ekosystemu2,3. Podczas gdy zmiany powierzchni są najbardziej rzucającymi się w oczy cechami krajobrazu4, zrozumienie skumulowanych skutków procesów hydrologicznych, geochemicznych i mikrobiologicznych w regionie podpowierzchniowym ma kluczowe znaczenie dla zrozumienia podstawowych sił, które kształtują krajobraz2. Scenariusze przyszłych perturbacji klimatycznych jeszcze bardziej komplikują przewidywalność i wzorzec ewolucji krajobrazu5. Wyzwaniem staje się zatem powiązanie procesów na małą skalę z ich wielkoskalową manifestacją w skali krajobrazu6. Tradycyjne, krótkotrwałe eksperymenty laboratoryjne lub eksperymenty w naturalnych krajobrazach z nieznanymi warunkami początkowymi i zmiennym w czasie wymuszaniem nie są w stanie uchwycić wewnętrznej heterogeniczności ewolucji krajobrazu. Ponadto, ze względu na silne sprzężenie nieliniowe, trudno jest przewidzieć zmiany biogeochemiczne na podstawie modelowania hydrologicznego w układach heterogenicznych7. W tym miejscu opisujemy nowatorską metodę eksperymentalną polegającą na wykopaniu w pełni kontrolowanego i monitorowanego zbocza glebowego ze znanymi warunkami początkowymi. Nasza procedura wykopalisk i pobierania próbek ma na celu uchwycenie rozwijającej się niejednorodności zbocza wzgórza wzdłuż jego długości i głębokości, w celu dostarczenia kompleksowego zestawu danych do zbadania interakcji hydro-biogeochemicznych i ich wpływu na procesy tworzenia gleby.
Systemy hydrologiczne występujące w przyrodzie są dalekie od statyczności w czasie, a zmiany w reakcjach hydrologicznych zachodzą w szerokim zakresie skal przestrzennych i czasowych3. Struktura przestrzenna ścieżek przepływu wzdłuż krajobrazów determinuje tempo, zasięg i rozkład reakcji geochemicznych i kolonizacji biologicznej, które napędzają wietrzenie, transport i wytrącanie substancji rozpuszczonych i osadów oraz dalszy rozwój struktury gleby. W związku z tym zasugerowano włączenie wiedzy z zakresu pedologii, geofizyki i ekologii do teorii i projektów eksperymentalnych w celu oceny procesów hydrologicznych i poprawy prognoz hydrologicznych8,9. Na ewolucję krajobrazu wpływają również podpowierzchniowe procesy biogeochemiczne w połączeniu z dynamiką wody, migracje pierwiastków podczas rozwoju gleby oraz przemiany mineralogiczne wywołane reakcją powierzchni mineralnych z powietrzem, wodą i mikroorganizmami10. W związku z tym ważne jest badanie rozwoju gorących punktów geochemicznych w zmieniającym się krajobrazie. Ponadto kluczowe znaczenie ma powiązanie geochemicznych wzorców wietrzenia z procesami hydrologicznymi i sygnaturami mikrobiologicznymi podczas początkowego formowania się gleby, aby zrozumieć dynamikę złożonego rozwoju krajobrazu. Specyficzne procesy genezy gleby są regulowane przez łączny wpływ klimatu, czynników biologicznych, rzeźby terenu i czasu na określony materiał macierzysty. Eksperyment ten został zaprojektowany w celu rozwiązania problemów związanych z wietrzeniem materiału macierzystego regulowanych przez zmiany hydrologiczne i geochemiczne związane z rzeźbą terenu (w tym nachylenie i głębokość) oraz związaną z tym zmiennością aktywności mikrobiologicznej, która jest napędzana przez gradienty środowiskowe (tj. potencjał redoks) w warunkach, w których materiał macierzysty, klimat i czas są utrzymywane na stałym poziomie. Jeśli chodzi o aktywność mikrobiologiczną, mikroorganizmy glebowe są kluczowymi składnikami i mają ogromny wpływ na stabilność krajobrazu11 . Odgrywają kluczową rolę w strukturze gleby, biogeochemicznym obiegu składników odżywczych i wzroście roślin. W związku z tym konieczne jest zrozumienie znaczenia tych organizmów jako czynników napędzających wietrzenie, genezę gleby i procesy tworzenia krajobrazu, przy jednoczesnej identyfikacji wzajemnych skutków hydrologicznych ścieżek przepływu i wietrzenia geochemicznego na strukturę i różnorodność zbiorowisk mikrobiologicznych. Można to osiągnąć, badając przestrzenną heterogeniczność różnorodności zbiorowisk mikrobiologicznych w zmieniającym się krajobrazie, którego charakterystyka hydrologiczna i geochemiczna jest również badana równolegle.
Tutaj prezentujemy procedurę wykopaliskową lizymetru glebowego, operacyjnie nazwanego miniLEO, zaprojektowanego do naśladowania wielkoskalowych modeli basenów zerowego rzędu Obserwatorium Ewolucji Krajobrazu (LEO) mieszczącego się w Biosferze 2 (University of Arizona). MiniLEO został opracowany w celu identyfikacji wzorców ewolucji krajobrazu na małą skalę, wynikających ze skumulowanych heterogenicznych procesów hydro-bio-geochemicznych. Jest to lizymetr o długości 2 m, szerokości 0,5 m i wysokości 1 m o nachyleniu 10° (ryc. 1). Dodatkowo ścianki lizymetru są izolowane i pokrywane niebiodegradowalnym dwuskładnikowym podkładem epoksydowym oraz alifatyczną powłoką uretanową wypełnioną kruszywem, aby uniknąć potencjalnego zanieczyszczenia lub wypłukiwania metali z ramy lizymetru do gleby. Lizymetr został wypełniony pokruszoną skałą bazaltową, która została wydobyta z osadu tefry z późnego plejstocenu związanego z kraterem Merriam w północnej Arizonie. Załadowany materiał bazaltowy był identyczny z materiałem używanym w znacznie większych eksperymentach na LEO. Skład mineralny, rozkład wielkości cząstek i właściwości hydrauliczne opisali Pangle i wsp.12. Powierzchnia przesiąkania zbocza została wyłożona perforowanym ekranem z tworzywa sztucznego (pory o średnicy 0,002 m, porowatość 14%). System jest wyposażony w czujniki, takie jak czujniki zawartości wody i temperatury, dwa rodzaje czujników potencjału wodnego, próbniki glebowo-wodne, hydrauliczny balans masy, sondy przewodności elektrycznej oraz przetworniki ciśnienia do określania wysokości zwierciadła wody. Lizymetr był nawadniany przez 18 miesięcy przed wykopaliskami.
Wykopaliska były skrupulatne w swoim podejściu i miały na celu udzielenie odpowiedzi na dwa szerokie pytania: (1) jakie hydrologiczne, geochemiczne i mikrobiologiczne sygnatury można zaobserwować na całej długości i głębokości zbocza w odniesieniu do symulowanych warunków opadów oraz (2) czy relacje i sprzężenia zwrotne między procesami hydro-bio-geochemicznymi zachodzącymi na zboczu wzgórza można wywnioskować z indywidualnych sygnatur. Wraz z przygotowaniem eksperymentalnym i procedurą wykopaliskową przedstawiamy reprezentatywne dane i sugestie dotyczące zastosowania podobnych protokołów wykopaliskowych dla badaczy zainteresowanych badaniem sprzężonej dynamiki systemu ziemskiego i/lub procesów rozwoju gleby.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
1. Opracowanie macierzy próbkowania w celu zapewnienia systematycznego i kompleksowego próbkowania lizymetru
- Podziel lizymetr na woksle o stałej długości, szerokości i głębokości.
- Użyj kartezjańskiego układu współrzędnych i podziel całkowitą odległość w każdym kierunku (X, Y i Z) na odpowiednią liczbę równomiernie rozmieszczonych odstępów. Rozważ odrzucenie gleby znajdującej się przy ściankach lizymetru, aby uniknąć efektów brzegowych.
UWAGA: W tym eksperymencie przyjęto strefę buforową o szerokości 5 cm wzdłuż czterech ścianek, aby uniknąć efektów brzegowych, zapewniając jednocześnie pobranie wystarczającej objętości gleby. - Przypisz każdej próbce unikalną lokalizację XYZ i zidentyfikuj ją jako woksel.
UWAGA: W tym wykopywaniu X oznacza położenie wzdłuż szerokości stoku, Y oznacza położenie wzdłuż długości stoku, a Z oznacza położenie wzdłuż głębokości stoku. Wielkość odstępów w każdym wymiarze determinuje szerokość, długość i głębokość woksli. Rysunek 2 przedstawia podział lizymetru po ustaleniu odstępów wraz z wybranym początkiem układu XYZ. Podział w obecnym schemacie wykopów obejmuje 9 odstępów w kierunkach Y i Z oraz 4 odstępy w kierunku X, co daje łącznie 324 woksle o wymiarach 10 cm x 20 cm x 10 cm (Rysunek 3).
UWAGA: Wybrana strategia próbkowania zapewnia równomierne pobranie próbek z całego systemu przy minimalnym uszkodzeniu czujników. Granice każdego woksla (1-2 cm) są odrzucane, aby ograniczyć zanieczyszczenia krzyżowe z sąsiednich woksli. Dodatkowo wymiary woksli zapewniają dostępność wystarczającej ilości materiału glebowego do pobrania próbek mikrobiologicznych, geochemicznych i hydrologicznych z każdego woksla.
- Użyj kartezjańskiego układu współrzędnych i podziel całkowitą odległość w każdym kierunku (X, Y i Z) na odpowiednią liczbę równomiernie rozmieszczonych odstępów. Rozważ odrzucenie gleby znajdującej się przy ściankach lizymetru, aby uniknąć efektów brzegowych.
Rysunek 1. Widok boczny lizymetru. Widok lizymetru od strony powierzchni przesiąkania. Widoczne są również trzy obszary czujników (białe rurki PVC) wzdłuż stoku oraz system zraszający w czterech narożnikach.
Rysunek 2. Schemat próbkowania. Schemat próbkowania lizymetru wzdłuż osi XYZ. A. Wymiar X dzieli szerokość na 4 sekcje po 10 cm każda, natomiast Y dzieli długość na odcinki 20 cm. B. Wymiar Z wskazuje głębokość i został podzielony na 9 warstw o głębokości 10 cm. Wzdłuż wszystkich krawędzi lizymetru wyznaczono granicę 5 cm, aby zapobiec pobieraniu próbek, które mogą potencjalnie wykazywać efekt brzegowy. Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.
Rysunek 3. Trójwymiarowa reprezentacja woksla. Schemat wizualny jednego woksla w płaszczyźnie XYZ lizymetru. Cały stok został podzielony na 324 takie woksle, z których każdy stanowi pojedynczą jednostkę próbkowania. Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.
2. Dodanie barwnika Brilliant Blue FCF w celu śledzenia infiltracji wody w stoku
- Nanieś barwnik błękitny na powierzchnię gleby, w ilości wystarczającej do pokrycia górnych 105 cm powierzchni w kierunku Y. Pozostałą część gleby przykryj arkuszami plastikowymi.
- Wybierz stężenie (tutaj 10 g/L), aby zagwarantować kontrast z czarną glebą bazaltową. Dodaj barwnik do zbiorników systemu irygacyjnego i rozcieńcz wodą do pożądanego stężenia.
- Ustal czas trwania irygacji na podstawie pożądanej głębokości frontu infiltracji i wydajności systemu irygacyjnego.
UWAGA: W niniejszym badaniu uznano, że natężenie irygacji 30 mm/hr przez 20 min (Rysunek 4) przed wykopaniem jest wystarczające do zidentyfikowania heterogenicznych wzorów infiltracji wody w ciągu pierwszych kilku centymetrów. - Po aplikacji barwnika odczekaj, aż infiltracja ustanie, a stany wilgotności w lizymetrze się ustabilizują. W tym badaniu okres 10 hr (cała noc) między aplikacją barwnika a wykopami był odpowiedni.
3. Wyznaczanie woksli
- Przymocuj miarę wzdłuż długości stoku, aby stworzyć system odniesienia in-situ służący jako pomoc podczas wyznaczania woksli.
- Wyznacz wymiary każdego woksla glebowego za pomocą miary. Narysuj linie siatki dla każdej warstwy, używając osłon z aluminiowych ostrzy i plastikowych szpachli (Rysunek 4). Odrzuć materiały brzegowe (5 cm od każdej ścianki, aby uniknąć efektów brzegowych).
Rysunek 4. Widok z góry lizymetru. Ten widok przedstawia zabarwioną powierzchnię warstwy 2 (głębokość 10 cm). Widoczne są również narysowane na powierzchni gleby siatki ułatwiające próbkowanie, a także obszary otworów rdzeniowych w każdym wokslu po pobraniu próbek mikrobiologicznych.
4. Pobieranie próbek mikrobiologicznych
- Pobierz próbki mikrobiologiczne aseptycznie z każdego woksla przed analizami hydrologicznymi i geochemicznymi, aby zapobiec zanieczyszczeniu krzyżowemu próbek. Upewnij się, że wszyscy członkowie wykonujący wykopy noszą nowe rękawiczki, aby zmniejszyć zanieczyszczenie z ludzkiej skóry.
- Do pobierania próbek mikrobiologicznych użyj pobieraka do gleby o średnicy 1 cm i wysokości 20 cm oraz cienkiej szpatułki. Oczyść pobierak i szpatułkę wodą destylowaną, wytrzyj do sucha czystymi chusteczkami i opłucz 75% etanolem za pomocą butelki z rozpylaczem. Pozostaw pobierak i szpatułkę do wyschnięcia na powietrzu.
- Zanotuj czas pobrania każdej próbki. Użyj pobieraka, aby pobrać rdzeń do głębokości 10 cm w lokalizacji każdego woksla, a szpatułki, aby opróżnić próbkę gleby do uprzednio wysterylizowanych plastikowych woreczków (Rysunek 5). Pamiętaj, aby otworzyć woreczek tuż przed umieszczeniem w nim próbki. Homogenizuj woreczki z próbkami ręcznie.
- Przechowuj woreczki z próbkami w chłodziarce z lodem podczas próbkowania, a następnie jak najszybciej przenieś je do zamrażarki -80 °C.
Rysunek 5. Pobieranie próbek mikrobiologicznych. Przedstawiono mały ręczny pobierak o wymiarach 20 cm x 1 cm, sterylne woreczki i szpatułkę podczas próbkowania mikrobiologicznego. Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.
5. Pobieranie próbek geochemicznych i hydrologicznych
- Fotografuj zabarwione obszary w płaszczyznach X i Y podczas wykopów dla głębokości, na których zaobserwowano barwnik. Użyj karty kolorów, aby zapewnić punkt odniesienia dla zaobserwowanego koloru (Rysunek 6). Zapewnij odpowiednie naturalne oświetlenie, aby prawidłowo udokumentować intensywność koloru.
- Kalibruj przenośny spektrometr fluorescencji rentgenowskiej (pXRF) codziennie przed rozpoczęciem pomiarów. Szczegóły dotyczące kalibracji i pomiarów znajdują się w instrukcjach producenta13 (Rysunek 7). W skrócie: umieść instrument na uchwycie i skieruj okno wiązki bezpośrednio na fabryczny metalowy koralik. Wybierz opcję „Cal” i odczekaj 30 s, aż kalibracja zostanie zakończona.
- Oczyść okno wiązki przed każdym pomiarem. Zmierz powierzchnię każdego woksla w trzech powtórzeniach w trzech różnych lokalizacjach. Umieść instrument pXRF na powierzchni gleby i odczekaj 90 s, aż pomiar zostanie zakończony.
UWAGA: Promienie rentgenowskie mogą przenikać na dużą odległość w kierunku wiązki. Dlatego upewnij się, że sprzętem posługuje się wyłącznie przeszkolony personel i przestrzega odpowiednich protokołów bezpieczeństwa.
- Oczyść okno wiązki przed każdym pomiarem. Zmierz powierzchnię każdego woksla w trzech powtórzeniach w trzech różnych lokalizacjach. Umieść instrument pXRF na powierzchni gleby i odczekaj 90 s, aż pomiar zostanie zakończony.
Rysunek 6. Karta kolorów do śledzenia infiltracji barwnika. Każda lokalizacja z widoczną penetracją barwnika została sfotografowana z kartą kolorów służącą jako punkt odniesienia. Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.
Rysunek 7. Przenośny spektrometr fluorescencji rentgenowskiej. Ręczny pXRF umieszczony na powierzchni woksla. Pomiary rejestrowano w trzech różnych lokalizacjach na powierzchni każdego woksla, a następnie wyciągnięto z nich średnią.
- Oczyść rdzenie metalowe (wysokość = 3 cm, średnica = 5,7 cm) i rdzenie poliwęglanowe (wysokość = 6 cm, średnica = 5,7 cm) do pomiarów gęstości objętościowej (BD) i przewodności hydraulicznej (Ksat) odpowiednio dla wybranych woksli (Rysunek 8).
- Wprowadź pionowo rdzenie metalowe i poliwęglanowe (pionowe Ksat) do wybranych woksli, uważając, aby nie uszkodzić czujników ani przewodów czujników. Zrób to, delikatnie wbijając rdzenie w glebę, używając płaskiej powierzchni, takiej jak drewniany klocek, pomiędzy rdzeniem a młotkiem, aby zminimalizować zaburzenie struktury gleby. Dodatkowo, gdy rdzeń znajdzie się w połowie głębokości w glebie, umieść drugi rdzeń na wierzchu pierwszego. Połóż drewniany klocek na drugim rdzeniu i delikatnie uderzaj młotkiem, aż pierwszy rdzeń zostanie całkowicie osadzony w glebie, a krawędź rdzenia pozostanie widoczna.
- Wprowadź rdzenie do pomiaru poziomego Ksat w momencie, gdy boczna ściana woksla odsłoni się podczas sekwencyjnego wykopu. Użyj drewnianego klocka i drugiego rdzenia, jak opisano w kroku 5.4, aby zminimalizować zagęszczenie.
- Przed pobraniem próbki geochemicznej upewnij się, że pobierany woksel jest odizolowany od granic i sąsiednich woksli. W tym celu użyj plastikowych szpachli, a następnie ręcznych łopatek, aby zebrać próbki gleby wokół rdzeni metalowych lub polipropylenowych do oznakowanych woreczków na próbki geochemiczne (GC), aż rdzenie będą można łatwo wyjąć (np. Rysunek 9a, b).
Rysunek 8. Rdzenie do pomiaru gęstości objętościowej i przewodności hydraulicznej. Rdzenie polipropylenowe (po lewej) służyły do pobierania próbek pionowej i poziomej przewodności hydraulicznej, natomiast rdzenie metalowe (po prawej) służyły do pobierania próbek gęstości objętościowej.
Rysunek 9. Wyznaczanie woksli. Plastikowe szpachle zostały użyte do (A) izolacji granic woksla przed (B) pobraniem rdzeni do analizy geochemicznej, gęstości objętościowej i przewodności hydraulicznej. Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.
- Wyjmij rdzeń metalowy, oczyść nadmiar materiału z obu końców i przenieś próbkę z rdzenia do oznakowanego woreczka na próbkę BD. Zważ każdy woreczek z próbką i zanotuj całkowitą masę.
- Wyjmij rdzenie polipropylenowe. Zakryj obie strony czerwonymi plastikowymi nakrętkami i oznakuj pionowy rdzeń polipropylenowy jako „V”, a poziomy rdzeń polipropylenowy jako „H”, dodając identyfikator próbki.
- Zbierz pozostały materiał z woksla do woreczka na próbki GC, pozostawiając kilka centymetrów gleby z każdej z czterech stron, aby zapobiec zanieczyszczeniu krzyżowemu z następnym wokselem.
- Powtórz kroki od 5.1 do 5.9 dla pozostałych woksli w jednej warstwie.
- Po zakończeniu wszystkich woksli z jednej warstwy, powtórz kroki od 3.2 do 5.10 dla kolejnej warstwy.
UWAGA: Krok 5.1 należy wykonać tylko dla woksli, w których widoczny jest barwnik. Odnieś się do Rysunku 10, aby zobaczyć reprezentatywny schemat woksla z wyróżnionymi wszystkimi próbkami pobranymi z każdego woksla.
Rysunek 10. Reprezentatywny woksel. Czerwona przerywana linia wskazuje rdzeń pobrany do próbki mikrobiologicznej, zielona przerywana linia wskazuje rdzeń poziomej przewodności hydraulicznej, żółta przerywana linia wskazuje rdzeń pionowej przewodności hydraulicznej, fioletowa przerywana linia wskazuje rdzeń gęstości objętościowej, a niebieska owalna granica wskazuje pozostałą próbkę z woksla wykorzystywaną do analizy geochemicznej. Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.
6. Analiza próbek
- Próbki pobrane do analiz mikrobiologicznych wykorzystaj do analiz molekularnych (ekstrakcja DNA mikrobiologicznego z gleby)14 oraz hodowlanych (liczenie kolonii heterotroficznych)15. Wyekstrahowane DNA wykorzystaj do ilościowej reakcji polimerazy w łańcuchu (qPCR)16 oraz eksperymentów wysokoprzepustowego sekwencjonowania genów17,18.
- Próbki pobrane do analiz geochemicznych wykorzystaj do pomiaru wielu właściwości geochemicznych, w tym pH (metoda US EPA 150.2), przewodności elektrycznej (EC) (metoda US EPA 120.1), zawartości węgla i azotu (metoda US EPA 415.3), sekwencyjnej ekstrakcji pierwiastków19 oraz spektroskopii dyfrakcji rentgenowskiej (XRD) i rozszerzonej struktury subtelnej absorpcji rentgenowskiej (EXAFS) zgodnie ze specyfikacjami Stanford Synchrotron Radiation Laboratory, w celu zbadania przemian mineralnych.
- Próbki rdzeni pobrane do analiz hydrologicznych wykorzystaj w eksperymentach laboratoryjnych, takich jak pomiary gęstości objętościowej20 i przewodności hydraulicznej21.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Wymiary wokseli zapewniły pobranie próbek do pomiarów hydrologicznych, geochemicznych i mikrobiologicznych. Procedura wykopów pozwoliła na uzyskanie 324 rdzeni do analizy mikrobiologicznej, 972 punktów danych pXRF, 324 worków z próbkami geochemicznymi, 180 próbek Ksat (128 pionowych i 52 poziomych) oraz 311 próbek gęstości objętościowej. Zaobserwowano również preferencyjny przepływ barwnika Brilliant Blue do głębokości 30 cm poniżej powierzchni. Do wstępnej analizy wybrano reprezentatywny...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Ewolucja krajobrazu jest skumulowanym efektem procesów hydrologicznych, geochemicznych i biologicznych12. Procesy te kontrolują przepływ i transport wody i pierwiastków oraz reakcje biogeochemiczne w zmieniających się krajobrazach. Jednak jednoczesne uchwycenie interakcji wymaga precyzyjnie skoordynowanego projektu eksperymentalnego i pobierania próbek. Ponadto badanie początkowej ewolucji krajobrazu jest trudne w systemach naturalnych, z ograniczonymi możliwościami identyfikacji warunków "czasu zero". Literat...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Dziękujemy Ty P.A. Ferré, Tillowi Volkmanowi, Edwinowi Donkerowi, Mauricio Verze za pomoc podczas wykopalisk oraz Triffonowi J. Tatarinowi, Manpreetowi Sahnanowi i Edwardowi Huntowi za pomoc w analizie próbek. Praca ta została przeprowadzona w Biosphere 2, University of Arizona i sfinansowana przez National Science Foundation grant EAR_1344552 i Honors Research Program of Biosphere 2.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Taśma miernicza | Wszelkie | Zapobieganie zanieczyszczeniu krzyżowemu próbek ma kluczowe znaczenie. Dlatego pomocne jest posiadanie wielu szpachli, aby wyizolować granicę wokseli. | |
| Barwnik Brilliant Blue | Waldeck GmBH & Co | B0770 | Linijki mogą być używane do rysowania siatek. Strategia pobierania próbek może być modyfikowana w oparciu o indywidualne eksperymenty. |
| Soil Corer | AMS | 56975 | Można użyć dowolnego komercyjnie produkowanego barwnika Brilliant Blue. |
| 75% etanolu | Dowolny | Do fotografii użyto aparatu Nikon D90 i obiektywu 50 mm. Do tego celu można użyć dowolnej kamery i obiektywu o wysokiej rozdzielczości. | |
| Butelka z rozpylaczem | Każde | użycie barwnika i karty kolorów jest subiektywne w stosunku do indywidualnych eksperymentów i/lub pytań badawczych. | |
| Szpatułka | dowolna | Można | użyć wszelkich rękawic ogrodniczych, jeśli obsługa rdzenia staje się żmudna. |
| Rękawice dowolne | Wszelkie | Upewnij się, że próbki mikrobiologiczne są przechowywane w lodzie podczas pobierania próbek i zamrażane tak szybko, jak to możliwe. | |
| KimWipes | KimTech Science | Do | mycia rdzenia gleby można użyć dowolnej wody przed odkażaniem etanolem. |
| Sterylne torby na próbki | Fisher Scientific | Whirl-Pak 4 OZ. 24 OZ | Wiadra i szufelki należy przechowywać pod ręką, aby ułatwić usuwanie niepotrzebnych zabrudzeń. |
| Karta kolorów | Dowolna | Dowolna | Oryginalna konstrukcja miniLEO ma różne czujniki wbudowane w lizymetr. Takie czujniki mogą, ale nie muszą być konieczne w zależności od zakresu indywidualnego projektu eksperymentalnego. |
| Spektrofometr fluorescencji rentgenowskiej | XRF, OLYMPUS | DS-2000 Delta XRF | |
| Rdzenie polipropylenowe | Dowolne | ||
| rdzenie metalowe | Dowolne | Dowolne | |
| zaślepki do rdzeni polipropylenowych | Dowolna | ||
| Jakakolwiek Młotek | Dowolna | Dowolne | |
| szpachelki plastikowe | Dowolne | Dowolne | |
| maski na twarz | Dowolne | jakikolwiek |
Bibliografia
- Brady, N. C., Weil, R. R. The nature and properties of soils. , Pearson Prentice Hall. (2008).
- Chorover, J., Kretzschmar, R., Garica-Pichel, F., Sparks, D. L. Soil biogeochemicial processes within the critical zone. Elements. 3, 321-326 (2007).
- Troch, P. A., et al. Catchment coevolution: A useful framework for improving predictions of hydrological change? Water Resour. Res. 6, 1-20 (2015).
- Sharp, R. P. Landscape evolution (A Review). Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 79, 4477-4486 (1982).
- Temme, A. Predicting the effect of changing climate on landscapes with computer based landscape evolution models. Key Concepts in Geomorphology. Montgomery, D. R., Bierman, P. R. , Macmillan Publishers Limited. http://serc.carleton.edu/vignettes/collection/37800.html (2013).
- Troch, P. A., et al. Dealing with Landscape Heterogeneity in Watershed Hydrology: A Review of Recent Progress toward New Hydrological Theory. Geogr. Compass. 3, 375-392 (2009).
- Wang, Y., et al. Dissecting the Hydrobiogeochemical Box. in Am. Geophys. Union Fall Meet. , (2015).
- Lin, H., et al. Hydropedology: Synergistic integration of pedology and hydrology. Water Resour. Res. 42 (5), W05301(2006).
- Band, L. E., et al. Ecohydrological flow networks in the subsurface. Ecohydrology. 7, 1073-1078 (2014).
- Churchman, G. j, Lowe, D. Handbook of Soil Science Properties and Process. 1, CRC Press,Taylor & Francis. (2012).
- van der Heijden, M. G. A., Bardgett, R. D., van Straalen, N. M. The unseen majority: soil microbes as drivers of plant diversity and productivity in terrestrial ecosystems. Ecol. Lett. 11 (3), 296-310 (2008).
- Pangle, L. a, et al. The Landscape Evolution Observatory: A large-scale controllable infrastructure to study coupled Earth-surface processes. Geomorphology. 244, 190-203 (2015).
- User Manual: Delta Famiy Handheld XRF Analyzers. , Innov-X-Systems. http://usenvironmental.com/download/manuals/Olympus%20-%20Delta%20User%20Manual.pdf (2013).
- Valentìn-Vargas, A., Root, R. A., Neilson, J. W., Chorover, J., Maier, R. M. Environmental factors influencing the structural dynamics of soil microbial communities during assisted phytostabilization of acid-generating mine tailings: A mesocosm experiment. Sci Total Environ. 500-501, 314-324 (2014).
- JoVE Science Education Database. Essentials of Environmental Microbiology. Culturing and Enumerating Bacteria from Soil Samples. , JoVE. Cambridge, MA. (2016).
- JoVE Science Education Database. Essentials of Environmental Microbiology: Quantifying Environmental Microorganisms and Viruses Using qPCR. , JoVE. Cambridge, MA. (2016).
- Sengupta, A., Dick, W. A. Bacterial community diversity in soil under two tillage practices as determined by pyrosequencing. Microb. Ecol. 70, 853-859 (2015).
- Caporaso, J. G., et al. Correspondence - QIIME allows analysis of high- throughput community sequencing data. Nat. Publ. Gr. 7, 335-336 (2010).
- Hall, G. E. M., Vaive, J. E., Beer, R., Hoashi, M. Selective leaches revisited, with emphasis on the amorphous Fe oxyhydroxide phase extraction. J. Geochemical Explor. 56, 59-78 (1996).
- Grossman, R. B., Reinsch, T. G. Bulk density and linear extensibility. Methods of Soil Analysis. Part 4-Physical Methods. Dane, J. H., Topp, G. C. , Soil Science Society of America Book Series No. 5. ASA and SSSA. Madison, WI. 201-228 (2002).
- Reynolds, W. D., Elrick, D. E., Youngs, E. G., Amoozegar, A., Bootlink, H. W. G., Bouma, J. Saturated and field-saturated water flow parameters. Methods of Soil Analysis, Part 4-Physical Methods. Dane, J. H., Topp, G. C. , SSSA. Madison, WI. 802-816 (2002).
- King, G. M. Contributions of atmospheric CO and hydrogen uptake to microbial dynamics on recent Hawaiian volcanic deposits. Appl. Environ. Microbiol. 69 (7), 4067-4075 (2003).
- Meyer, W. S., Barrs, H. D. Roots in irrigated clay soils: Measurement techniques and responses to rootzone conditions. Irrig. Sci. 12 (3), 125-134 (1991).
- Graham, C. B., Woods, R. A., McDonnell, J. J. Hillslope threshold response to rainfall: (1) A field based forensic approach. J. Hydrol. 393 (1-2), 65-76 (2010).
- Anderson, A. E., Weiler, M., Alila, Y., Hudson, R. O. Dye staining and excavation of a lateral preferential flow network. Hydrol. Earth Syst. Sci. Discuss. 5 (2), 1043-1065 (2008).
- Gleeson, T., Paszkowski, D. Perceptions of scale in hydrology: what do you mean by regional scale? Hydrol. Sci. J. 00, 1-9 (2013).
- Molins, S., Trebotich, D., Steefel, C. I., Shen, C. An investigation of the effect of pore scale flow on average geochemical reaction rates using direct numerical simulation. Water Resour. Res. 48, W03527(2012).
- Fierer, N., Lennon, J. T. The generation and maintenance of diversity in microbial communities. Am. J. Bot. 98 (3), 439-448 (2011).
- Niu, G. Y., Pasetto, D., Scudeler, C., Paniconi, C., Putti, M., Troch, P. A. Analysis of an extreme rainfall-runoff event at the Landscape Evolution Observatory by means of a three-dimensional physically-based hydrologic model. Hydrol. Earth Syst. Sci. Discuss. 10, 12615-12641 (2013).
- Marteinsson, V., et al. Microbial colonization in diverse surface soil types in Surtsey and diversity analysis of its subsurface microbiota. Biogeosciences. 12, 1191-1203 (2015).
- Orcutt, B. N., Sylvan, J. B., Rogers, D. R., Delaney, J., Lee, R. W., Girguis, P. R. Carbon fixation by basalt-hosted microbial communities. Front. Microbiol. 6, 00904(2015).
- Wu, L., Jacobson, A. D., Chen, H. C., Hausner, M. Characterization of elemental release during microbe-basalt interactions at T=28°C. Geochim. Cosmochim. Acta. 71, 2224-2239 (2007).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
Tagi
Analiza hydrologiczno-geochemiczna i mikrobiologicznapobieranie próbek w oparciu o wokseleocena heterogeniczności podpowierzchniowejpobieranie rdzeni glebowychspektrometria fluorescencji rentgenowskiejpomiar gęstości objętościowejmikrobiologiczna ekstrakcja DNApobieranie próbek geochemicznychmapowanie właściwości przestrzennych
