Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Oznaczanie potencjału Zeta za pomocą prędkości translokacji nanocząstek przez przestrajalne nanopory: na przykładzie cząstek zmodyfikowanych DNA

11.8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/54577

⸱

26 października 2016

 ,  , 
1Department of Chemistry, School of Science, Loughborough University, 2Izon Science Limited, 3School of Mathematics and Physics, The University of Queensland

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj używamy poliuretanowego przestrajalnego nanopora zintegrowanego z techniką rezystancyjnego wykrywania impulsów, aby scharakteryzować chemię powierzchni nanocząstek poprzez pomiar prędkości translokacji cząstek, które mogą być użyte do określenia potencjału zeta poszczególnych nanocząstek.

Streszczenie

Technologie nanoporowe, znane jako Rezystancyjne Czujniki Impulsowe (RPS), są używane do wykrywania, ilościowego określania i charakteryzowania białek, molekuł i nanocząstek. Przestrajalne rezystancyjne wykrywanie impulsów (TRPS) to stosunkowo nowa adaptacja RPS, która obejmuje przestrajalne pory, które można zmieniać w czasie rzeczywistym. W tym przypadku używamy TRPS do monitorowania czasów translokacji nanocząstek zmodyfikowanych DNA, gdy przechodzą one przez przestrajalną błonę porową w funkcji stężenia i struktury DNA (tj. DNA jednoniciowego do dwuniciowego).

TRPS opiera się na dwóch elektrodach Ag/AgCl, oddzielonych elastomerową membraną porową, która wytwarza stabilny prąd jonowy na przyłożonym polu elektrycznym. W przeciwieństwie do różnych technologii charakterystyki cząstek opartych na optyce, TRPS może charakteryzować pojedyncze cząstki w populacji próbek, co pozwala na łatwą analizę próbek multimodalnych. Tutaj demonstrujemy pomiary potencjału zeta za pomocą prędkości translokacji cząstek o znanych standardach i stosujemy je do czasów translokacji analitu próbki, co skutkuje pomiarem potencjału zeta tych analitów.

Oprócz uzyskiwania średnich wartości potencjału zeta, wszystkie próbki są mierzone przy użyciu perspektywy cząstka po cząsteczce, pokazując więcej informacji o danej próbce, na przykład poprzez rozkłady populacji próbek. Spośród nich metoda ta wykazuje potencjał w zastosowaniach czujnikowych zarówno w medycynie, jak i środowisku.

Wprowadzenie

Funkcjonalizowane nanocząstki stają się coraz popularniejsze jako biosensory zarówno w medycynie, jak i w ochronie środowiska. Możliwość modyfikacji chemii powierzchni nanocząstek, na przykład za pomocą DNA, okazuje się przydatna w systemach celowanego dostarczania leków1 oraz w monitorowaniu oddziaływań DNA-białko2-4. Właściwością nanocząstek coraz częściej wykorzystywaną w bioanalizach i dostarczaniu środków terapeutycznych jest superparamagnetyzm5. Cząstki superparamagnetyczne (SPPs) są niezwykle użyteczne w identyfikacji i usuwaniu konkretnych analitytów z złożonych mieszanin, co można osiągnąć za pomocą jednego magnesu. Po oddzieleniu, cząstki z wiązanym analitytem mogą zostać poddane charakterystyce i analizie zgodnie z przeznaczeniem.

Poprzednie metody stosowane do detekcji i charakterystyki nanocząsteczek obejmowały techniki optyczne, takie jak dynamiczne rozpraszanie światła (DLS), znane również jako spektroskopia korelacji fotonowej. Mimo że DLS jest techniką wysokoprzepustową, ogranicza ją fakt, że opiera się ona na wyznaczaniu średnich; podczas analizy próbek multimodalnych, bez zastosowania specjalistycznego oprogramowania, większe cząstki generują znacznie silniejszy sygnał, przez co niektóre z mniejszych cząsteczek pozostają całkowicie niezauważone6,7. Techniki charakterystyki pojedynczych cząsteczek są zatem znacznie bardziej korzystne do analizy układów nanocząsteczek oraz nanocząsteczek funkcjonalizowanych.

Technologie oparte na RPS opierają się na przyłożeniu pola elektrycznego do próbki i monitorowaniu mechanizmu transportu cząstek przez syntetyczny lub biologiczny nanopor. Stosunkowo nową techniką detekcji i charakterystyki nanocząstek opartą na RPS jest regulowane pomiarowe czuwanie impulsowe (TRPS)8-16. TRPS jest systemem dwuelektrodowym rozdzielonym przez elastomerową, regulowaną membranę z porem. Metoda regulowanego poru pozwala na pomiar analitów o różnym kształcie17 i rozmiarze poprzez analizę mechanizmów ich transportu przez por. Regulowane pory były wcześniej wykorzystywane do detekcji małych cząstek (średnica 70-95 nm), dając wyniki porównywalne z innymi technikami, takimi jak transmisyjna mikroskopia elektronowa (TEM)10. Po przyłożeniu pola elektrycznego obserwuje się prąd jonowy, a gdy cząstki/cząsteczki przechodzą przez por, tymczasowo go blokują, co powoduje spadek natężenia prądu, który można zdefiniować jako „zdarzenie blokady”. Każde zdarzenie blokady reprezentuje pojedynczą cząstkę, dzięki czemu każdą cząstkę w próbce można scharakteryzować indywidualnie na podstawie amplitudy blokady, ΔSchemat ogniwa elektrochemicznego, równanie Nernsta, obliczanie potencjału redoks, układ równowagi statycznej., pełnej szerokości połówki maksimum, FWHM, a także innych właściwości blokady. Analiza pojedynczych cząstek podczas ich przechodzenia przez nanopor jest korzystna dla próbek multimodalnych, ponieważ TRPS może z sukcesem i skutecznie rozróżnić szereg rozmiarów cząstek w obrębie jednej próbki. Regulowane pomiarowe czuwanie impulsowe umożliwia jednoczesny pomiar rozmiaru10, potencjału zeta12,18 oraz stężenia15 w jednym cyklu, a zatem może nadal rozróżniać próbki o podobnym, a nawet identycznym rozmiarze na podstawie ich ładunku powierzchniowego19, co stanowi przewagę nad alternatywnymi technikami pomiaru wielkości.

Potencjał zeta jest definiowany jako potencjał elektrostatyczny w płaszczyźnie ścinania20 i jest obliczany na podstawie prędkości cząsteczek podczas przechodzenia przez por19. Pomiary potencjału zeta poszczególnych cząsteczek dostarczają zatem wglądu w mechanizmy translokacji i zachowanie układów nanocząsteczek w roztworze, co stanowi cenne informacje dla przyszłych projektów testów z wykorzystaniem nanocząsteczek w szerokim zakresie zastosowań. Analiza poszczególnych cząsteczek tego typu pozwala również na zbadanie rozrzutu i rozkładu wartości potencjału zeta w populacji próbki, co umożliwia uzyskanie szerszych informacji na temat kinetyki reakcji (np. przejścia jednoniciowego DNA w dwuniciowe) oraz stabilności cząsteczek w roztworze.

W niniejszym materiale opisujemy technikę wykrywania i charakteryzacji powierzchni SPP zarówno niemodyfikowanych, jak i modyfikowanych DNA. Opisany tutaj protokół ma zastosowanie do szerokiej gamy nieorganicznych i biologicznych nanocząstek, jednak procedurę tę demonstrujemy na przykładzie powierzchni modyfikowanych DNA ze względu na ich szeroki zakres zastosowań. Technika ta pozwala użytkownikowi rozróżnić jednoniciowe i dwuniciowe cele DNA na powierzchni nanocząstki na podstawie prędkości translokacji cząstek przez system porów, a tym samym ich potencjałów zeta.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Wytwarzanie soli fizjologicznej buforowanej fosforanami za pomocą buforu Tween-20 (PBST)

  1. Rozpuścić jedną tabletkę PBS (0,01 M bufor fosforanowy, 0,0027 M chlorek potasu, 0,137 M chlorek sodu, pH 7,4) w 200 ml wody dejonizowanej (18,2 MΩ cm).
  2. Dodać 100 μl (0,05 (v/v)%) Tween-20 do 200 ml roztworu buforowego jako środek powierzchniowo czynny.

2. Przygotowanie wzorców cząstek polistyrenu karboksylowego

  1. Wirować cząstki kalibracyjne przez 30 sekund przed sonikacją przez 2 minuty przy mocy 80 watów, aby uzyskać monodyspersyjność cząstek.
  2. Rozcieńczyć cząstki kalibracyjne 1:100 do stężenia1x10 10 cząstek/ml w buforze PBST i wirować przez 30 sekund.

3. Przygotowanie cząstek pokrytych streptawidyną

  1. Wirować cząstki przez 30 sekund przed sonikacją przez 2 minuty przy mocy 80 watów, aby zapewnić monodyspersyjność.
  2. Rozcieńczyć cząstki pokryte streptawidyną 1:100 w buforze PBST, aby uzyskać otrzymane stężenie 1x109 cząstek/ml i wirować przez 30 sek.
    Uwaga: Typowa objętość próbki wynosi 200 μl. Na przykład, jeśli badasz pięć stężeń DNA, przygotuj 1 ml rozcieńczonych cząstek pokrytych streptawidyną.

4. Przygotowanie oligonukleotydów

  1. Oligonukleotydy należy rozpuścić w wodzie dejonizowanej do otrzymanego stężenia 100 μM.

5. Dodanie DNA sondy wychwytującej (CP) do cząstek pokrytych streptawidyną

  1. Przed wiązaniem DNA należy wirować cząstki pokryte streptawidyną (objętość próbki 200 μl) przez 30 sekund, a następnie przeprowadzić 2-minutową sonikację o mocy 80 watów.
  2. W oparciu o zdolność wiązania zapewnioną przez dostawcę (4,352 pmol/mg), dodaj odpowiednie stężenie DNA do cząstek, aby uzyskać otrzymane stężenia 10, 20, 30, 40, 47, 95, 140 i 210 nM DNA.
  3. Wirować próbki przez 10 sekund i umieścić na kole obrotowym w temperaturze pokojowej na 30 minut, aby umożliwić DNA związanie się z powierzchniami cząstek poprzez interakcję streptawidyna-biotyna.
  4. Po dodaniu wychwyconego DNA i inkubacji z cząstkami pokrytymi streptawidyną, należy usunąć nadmiar DNA w roztworze poprzez separację magnetyczną, umieszczając próbki na stojaku magnetycznym na 30 minut.
  5. Usunąć supernatant, uważając, aby nie naruszyć nowo powstałej grupy cząstek znajdujących się najbliżej magnesu, i zastąpić taką samą objętością nowy bufor PBST.

6. Hybrydyzacja komplementarnego DNA do cząstek CP

  1. Dodać wymaganą ilość docelowego DNA (nadmierną przy 500 nM), aby upewnić się, że osiągnięto maksymalne możliwe wiązanie docelowe.
  2. Wirować próbki przez 10 sekund i umieścić na obrotowym kole w temperaturze pokojowej na 30 minut.
  3. Po zakończeniu hybrydyzacji usuń nadmiar docelowego DNA poprzez separację magnetyczną, umieszczając próbki na stojaku magnetycznym na 30 minut.
  4. Usunąć supernatant, uważając, aby nie naruszyć nowo powstałej grupy cząstek znajdujących się najbliżej magnesu, i zastąpić taką samą objętością nowy bufor PBST.
  5. Powtórz kroki od 6.1 do 6.4 dla zduplikowanych próbek i umieść te próbki na kole obrotowym w temperaturze pokojowej na 16 godzin, aby zbadać czas hybrydyzacji DNA.

7. Konfiguracja TRPS

  1. Podłącz przyrząd do systemu komputerowego z zainstalowanym oprogramowaniem.
  2. Skalibruj początkowe rozciąganie za pomocą suwmiarki.
    1. Zmierz odległość między zewnętrzną stroną dwóch równoległych szczęk.
    2. Wprowadź dane do oprogramowania, wpisując rozciągnięcie w polu "rozciąganie" w zakładce "Ustawienia instrumentu" i klikając "Kalibruj rozciąganie" pod zakładką.
  3. Na szczękach należy umieścić bocznie poliuretanową membranę nanoporową o odpowiednim rozmiarze do analizy, z numerem identyfikacyjnym nanoporów skierowanym do góry. Następnie rozciągnij szczęki do rozciągnięcia wymaganego do analizy za pomocą uchwytu do regulacji rozciągliwości z boku instrumentu. Rozciągnąć szczęki w zakresie od 43 do 48 mm.
    Uwaga: Dokładna wartość rozciągnięcia jest określana wraz z przyłożonym napięciem, tak aby blokady cząstek kalibracyjnych miały rozmiar co najmniej 0,3 nA. Rozciągnięcie jest już wprowadzone do oprogramowania w kroku 7.2 i będzie automatycznie dostosowywane w miarę rozciągania szczęk.
  4. Umieść 80 μl buforu PBST w dolnej kuwetie płynu, poniżej nanoporów, upewniając się, że nie ma pęcherzyków, które mogłyby wpłynąć na pomiar. Jeśli widoczne są bąbelki, wyjmij i wymień bufor.
  5. Zatrzaśnij górną komórkę płynu na miejscu i umieść w niej 40 μl buforu, ponownie upewniając się, że nie ma pęcherzyków. Jeśli w górnej komórce płynu znajdują się pęcherzyki, usuń je, zastępując płyn.
  6. Po osiągnięciu powtarzalnego prądu podstawowego po zastąpieniu górnej kuwety płynu buforem, dodaj 40 μl próbki do górnej kuwety płynu i zmierz, klikając przycisk "start" w zakładce "Akwizycja danych" na ekranie oprogramowania.
    Uwaga: Akwizycja danych odbywa się z częstotliwością 50 kHz przy dolnej granicy wielkości blokady wynoszącej 0,05 nA, chociaż można to zmienić za pomocą oprogramowania za pomocą zakładki "Analizuj dane" (w sekcji "Ustawienia analizy" i "Blokady rezystancyjne").
  7. Umieść klatkę Faradaya na górze systemu ogniw płynu, aby zredukować elektryczny szum tła podczas pomiarów.
  8. Użyj modułu zmiennego ciśnienia (VPM), aby wytworzyć ciśnienie lub podciśnienie w próbkach.
    1. Aby zastosować ciśnienie zewnętrzne, podłącz dyszę do górnej komory płynu, a następnie obróć ramię dociskowe i zatrzaśnij na swoim miejscu (w zależności od tego, czy zostanie zastosowane nadciśnienie (PRE), czy podciśnienie (VAC)).
    2. Zastosuj nacisk w skali "cm" lub "mm" za pomocą pokrętła stage ciśnienia znajdującego się na górze VPM. Naciśnij pokrętło w dół, aby wywrzeć nacisk na skalę "cm" i pociągnij je w górę, aby wywrzeć nacisk na skalę "mm".

8. Przygotowanie próbek do analizy TRPS

  1. Wiruj próbki przez 30 sekund i poddaj sonifikacji przez 2 minuty przy mocy 80 watów przed analizą TRPS.

9. Kalibracja nanoporów do analizy Zeta

  1. Po umieszczeniu 40 μl cząstek kalibracyjnych (1x10 10 cząstek/ml) w górnej celi płynu, wykonaj pomiar TRPS (konfiguracja jak w sekcji 7) przy 3 przyłożonych napięciach. Zmień napięcie, klikając przyciski "+" i "-" na voltage skala w zakładce "Ustawienia instrumentu" w oprogramowaniu.
  2. Sprawdź, czy 3 voltages zwracają prądy tła o wartości około 140, 110 i 80 nA. Upewnij się, że przy średnim napięciu cząstki kalibracyjne wytwarzają średnią wielkość blokady co najmniej 0,3 nA.
  3. Zastosuj ciśnienie tak, aby średni czas trwania połowy maksimum na całej szerokości (FWHM) cząstek kalibracyjnych wynosił co najmniej 0,15 ms. Zrób to ręcznie za pomocą ramienia dociskowego przymocowanego do modułu zmiennego ciśnienia. Wybierz ciśnienie (PRE) lub podciśnienie (VAC), obracając ramię, aż usłyszysz kliknięcie w żądanej pozycji i zastosuj odpowiednio, postępując zgodnie z instrukcjami konfiguracji w kroku 7.8.2. Po spełnieniu tych warunków należy rozpocząć uruchamianie, klikając przycisk "start" w oprogramowaniu w zakładce "Akwizycja danych".
  4. Zakończ przebieg, naciskając przycisk "stop" w zakładce "Akwizycja danych", gdy zmierzono co najmniej 500 cząstek (patrz "Liczba cząstek" na dole ekranu oprogramowania podczas pomiaru), a przebieg przekroczył 30 sekund (patrz "Czas pracy" również u dołu ekranu).
  5. Skalibruj system, wykonując przebieg kalibracji zgodnie z opisem za każdym razem, gdy wprowadzany jest nowy nanopor lub dla każdego nowego dnia analizy, wykonując kroki 9.1-9.4.

10. Uruchamianie próbki

  1. Próbki należy uruchomić przy najwyższym lub drugim najwyższym napięciu jak próbki kalibracyjne, zapewniając podobny (±10 nA), jeśli nie taki sam, prąd podstawowy.
    1. Po osiągnięciu odpowiedniego prądu podstawowego zastąp elektrolit w górnej celi płynowej próbką o objętości 40 μl. Po wprowadzeniu próbki na ścieżce sygnału widoczne będą blokady. Rozpocznij przebieg próbki, klikając przycisk "start" w zakładce "Akwizycja danych" i zapisz co najmniej 500 cząstek (sprawdź "Liczba cząstek" znajdująca się pod ścieżką sygnału) i upewnij się, że czas pracy wynosi co najmniej 30 sekund (patrz "Czas trwania" również znajdujący się poniżej ścieżki sygnału).
    2. Aby zakończyć pomiar, kliknij "zatrzymaj" w zakładce "Akwizycja danych" i zapisz plik danych.
  2. Aby zapisać plik, wprowadź informacje o pliku w następującym formacie: "Dochodzenie" to folder, w którym plik zostanie zapisany, "Nanopore ID" to numer seryjny używanego poru, "Część #" to typ poru (np. NP150/NP200), "Identyfikator próbki" to nazwa próbki, "Kalibracja lub próbka" zawiera szczegółowe informacje, czy jest to kalibracja czy pomiar próbki, "Rozcieńczenie" stosuje się, jeżeli próbka została rozcieńczona (typ 100, jeśli próbka została rozcieńczona 100-krotnie), "Ciśnienie" oznacza ciśnienie przyłożone do próbki (w cm - patrz ppkt 7.8), "ID elektrolitu" oznacza nazwę buforu, w którym próbka jest sporządzana, a "Uwagi" to wszelkie osobiste notatki dotyczące próbki lub przebiegu.
  3. Pomiędzy każdą próbą należy umyć system, umieszczając kilkakrotnie 40 μl buforu PBST w górnej komorze płynu i stosując różne ciśnienia (zwykle na poziomie -10, -5 cm (próżnia) oraz 5 i 10 cm (nadciśnienie)), aż nie wystąpią już zdarzenia blokady, upewniając się, że w systemie nie pozostały żadne resztki cząstek, a tym samym nie ma zanieczyszczenia krzyżowego między próbkami. Próbki należy rozprowadzić w trzech egzemplarzach, przy czym ten etap płukania jest wykonywany między każdym powtórzeniem próbki, jak również między różnymi próbkami.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Proces separacji magnetycznej, pomiar TRPS, schemat zdarzenia blokady, układ analizy cząstek.
Rycina 1. Schematyczny przedstawienie procesów oczyszczania magnetycznego oraz pomiaru TRPS. A) Przykład oczyszczania magnetycznego próbki rozpoczynającego się od próbki zawierającej nadmiar niezwiązanego DNA sondy wychwytującej. B) P...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Obliczenie potencjału zeta oparto na metodzie kalibracyjnej nawiązującej do prac Arjmandi et al.21. Czas translokacji cząsteczek podczas przechodzenia przez nanopor jest mierzony jako funkcja przyłożonego napięcia, przy zastosowaniu średniego pola elektrycznego i prędkości cząsteczek w obrębie całego regularnego poru stożkowego. Ruchliwość elektroforetyczna stanowi pochodną 1/T (gdzie T to czas blokady) względem napięcia, pomnożoną przez kwadrat długości strefy detekcji, l. W celu zminimalizo...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

E.L.C.J.B. jest wspierany przez Izon Science Ltd.

Podziękowania

Autorzy dziękują Izon Science Ltd za wsparcie. Prace były wspierane przez Europejską Komisję ds. Badań Naukowych (PCIG11-GA-2012-321836 Nano4Bio).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Sól fizjologiczna buforowana fosforanami (PBS)Sigma Aldrich, UKP44171 tabletka rozpuszczona w 200  ml wody dejonizowanej do przygotowania roztworu buforowego.
Tween-20Sigma Aldrich, Wielka BrytaniaP13790,05% (v/v) w buforze PBS jako środek powierzchniowo czynny
Nanocząstki polistyrenu karboksylowegoBangs Laboratories, USCPC200Średnica nominalna 220  nm, stężenie surowe 1 x 1012 cząstek/ml, właściwy ładunek powierzchniowy 86 &mikro; eq/g (co odpowiada gęstości ładunku powierzchniowego 3,2 x 1019 C/nm2.
Nanocząstki pokryte streptawidynąAdemtech, Francja3121Partia miała zdolność wiązania 4,352 pmol/mg (teoretyczna zdolność wiązania DNA 188 nM) przy surowym stężeniu 1,1 x 1011 cząstek/ml.
Biotynylowane oligonukleotydySigma Aldrich, Wielka BrytaniaVC00001Specyfikacja dostawcy: Oczyszczanie w odwróconej fazie 1 (skala 0,05); Modyfikacja biotyny na końcu 3'; Liofilizowane proszki odtworzone do 100  &mikro; M przy użyciu wody dejonizowanej i rozcieńczone w razie potrzeby. Sekwencje: CP 5'ATGGTTAAACCTCACTAC GCGTGGC[Btn]3'Standardowe
ligonukleotydySigma Aldrich, Wielka BrytaniaVC00001Specyfikacja dostawcy: Oczyszczanie w odwróconej fazie 1 (skala 0,05); Liofilizowane proszki rozpuszczone do 100 &mikro; M przy użyciu wody dejonizowanej i rozcieńczone w razie potrzeby. Sekwencje docelowych DNA: W pełni komplementarne - 5'GCCACGCGTAGTGA GGTTTAACCAT3', Wiązanie środkowe - 5'GTAGTGAGGT3', Wiązanie końcowe - 5'GTTTAACCAT3', Częściowo uzupełniające zwisanie - 5'GTGAGGTTTAACCAT TTTTTTTTTTTTTTT3".
Izon qNanoIzon Science, NZCiśnienie własne w układzie 47 
Moduł zmiennego ciśnienia Pa Izon (VPM)Izon Science, NZKażdy "cm" ciśnienia odpowiada około 100 Pa.
Membrany poliuretanowe z nanoporamiIzon Science, NZNP150Zakres wielkości analitu 60-480 nm, średnica porów obliczona na 799 nm przy rozciągnięciu 45 mm.
Magrack 6GE Healthcare, Wielka Brytania28-9489-64
Kąpiel sonicznaFisher Scientific, Wielka Brytania1069235380 watów
VortexerIKA, Niemcy0003365000
Koło obrotowe Labnet International, Stany ZjednoczoneH5500-230 V

Bibliografia

  1. Alexander, C. M., Maye, M. M., Dabrowiak, J. C. DNA-capped nanoparticles designed for doxorubicin drug delivery. Chem Commun. 47 (12), 3418-3420 (2011).
  2. Billinge, E. R., Platt, M. Aptamer based dispersion assay using tunable resistive pulse sensing (TRPS). Anal Methods. 7 (20), 8534-8538 (2015).
  3. Bulyk, M. L. Protein Binding Microarrays for the Characterization of Protein-DNA Interactions. Adv Biochem Eng Biotechnol. 104, 65-85 (2007).
  4. Platt, M., Rowe, W., Knowles, J., Day, P. J., Kell, D. B. Analysis of aptamer sequence activity relationships. Integr Biol. 1 (1), 116-122 (2009).
  5. Ruiz-Hernández, E., Baeza, A., Vallet-Regí, M. Smart Drug Delivery through DNA/Magnetic Nanoparticle Gates. ACS Nano. 5 (2), 1259-1266 (2011).
  6. Murdock, R. C., Braydich-stolle, L., Schrand, A. M., Schlager, J. J., Hussain, S. M. Characterization of Nanomaterial Dispersion in Solution Prior to In Vitro Exposure Using Dynamic Light Scattering Technique. Toxicol Sci. 101 (2), 239-253 (2008).
  7. Hupfield, S., Holsaeter, A. M., Skar, M., Frantzen, C. B., Brandl, M. Liposome size analysis by dynamic/static light scattering upon size exclusion-/field flow fractionation. J Nanosci Nanotechnol. 6 (7), 3025-3031 (2006).
  8. Roberts, G. S., et al. Tunable pores for measuring concentrations of synthetic and biological nanoparticle dispersions. Biosens Bioelectron. 31 (1), 17-25 (2012).
  9. Roberts, G. S., Kozak, D., Anderson, W., Broom, M. F., Vogel, R., Trau, M. Tunable nano/micropores for particle detection and discrimination: scanning ion occlusion spectroscopy. Small. 6 (23), 2653-2658 (2010).
  10. Vogel, R., et al. Quantitative sizing of nano/microparticles with a tunable elastomeric pore sensor. Anal Chem. 83 (9), 3499-3506 (2011).
  11. Booth, M. A., Vogel, R., Curran, J. M., Harbison, S., Travas-Sejdic, J. Detection of target-probe oligonucleotide hybridization using synthetic nanopore resistive pulse sensing. Biosens Bioelectron. 45, 136-140 (2013).
  12. Kozak, D., Anderson, W., Vogel, R., Chen, S. Simultaneous size and ζ-potential measurements of individual nanoparticles in dispersion using size-tunable pore sensors. ACS Nano. 6 (8), 6990-6997 (2012).
  13. Kozak, D., Anderson, W., Vogel, R., Trau, M. Advances in Resistive Pulse Sensors: Devices bridging the void between molecular and microscopic detection. Nano Today. 6 (5), 531-545 (2011).
  14. Weatherall, E., Willmott, G. R. Applications of tunable resistive pulse sensing. Analyst. 140, 3318-3334 (2015).
  15. Willmott, G. R., et al. Use of tunable nanopore blockade rates to investigate colloidal dispersions. J Phys Condens Matter. 22 (45), 454116(2010).
  16. Blundell, E. L. C. J., Mayne, L. J., Billinge, E. R., Platt, M. Emergence of tunable resistive pulse sensing as a biosensor. Anal Methods. 7, 7055-7066 (2015).
  17. Platt, M., Willmott, G. R., Lee, G. U. Resistive Pulse Sensing of Analyte-Induced Multicomponent Rod Aggregation Using Tunable Pores. Small. 8 (15), 2436-2444 (2012).
  18. Vogel, R., Anderson, W., Eldridge, J., Glossop, B., Willmott, G. A variable pressure method for characterizing nanoparticle surface charge using pore sensors. Anal Chem. 84 (7), 3125-3131 (2012).
  19. Blundell, E. L. C. J., Vogel, R., Platt, M. Particle-by-Particle Charge Analysis of DNA-Modified Nanoparticles Using Tunable Resistive Pulse Sensing. Langmuir. 32 (4), (2016).
  20. Hunter, R. J. Zeta Potential in Colloid Science: Principles and Applications. , Academic Press. New York. (1981).
  21. Arjmandi, N., Van Roy, W., Lagae, L., Borghs, G. Measuring the electric charge and zeta potential of nanometer-sized objects using pyramidal-shaped nanopores. Anal Chem. 84 (20), 8490-8496 (2012).
  22. Bacri, L., et al. Dynamics of colloids in single solid-state nanopores. J Phys Chem B. 115 (12), 2890-2898 (2011).
  23. Cabello-Aguilar, S., et al. Dynamics of polymer nanoparticles through a single artificial nanopore with a high-aspect-ratio. Soft Matter. 10 (42), 8413-8419 (2014).
  24. Billinge, E. R., Muzard, J., Platt, M. Tunable resistive pulse sensing as a tool to monitor analyte induced particle aggregation. Nanomater Nanosci. 1 (1), 11(2013).
  25. Li, J., Fan, C., Pei, H., Shi, J., Huang, Q. Smart Drug Delivery Nanocarriers with Self-Assembled DNA Nanostructures. Adv Mater. 25 (32), 4386-4396 (2013).
  26. Billinge, E. R., Broom, M., Platt, M. Monitoring aptamer-protein interactions using tunable resistive pulse sensing. Anal Chem. 86 (2), 1030-1037 (2014).
  27. Gold, L., et al. Aptamer-Based Multiplexed Proteomic Technology for Biomarker Discovery. PLoS One. 5 (12), e15004(2010).
  28. Park, S. -J., Taton, T. A., Mirkin, C. A. Array-Based Electrical Detection of DNA with Nanoparticle Probes. Science. 295 (5559), 1503-1506 (2002).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Analiza TRPScharakteryzacja cząstekdetekcja impulsów rezystancyjnychmembrana nanoporowachemia powierzchniopracowywanie bioanaliz
Oznaczanie potencjału Zeta za pomocą prędkości translokacji nanocząstek przez przestrajalne nanopory: na przykładzie cząstek zmodyfikowanych DNA
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.