Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Indukowanie całkowitej regeneracji polipów z pęcherza brzusznego ukwiału gwiazdkowego Nematostella vectensis

8.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/54626

⸱

14 stycznia 2017

 , 
1Department of Biochemistry and Cell Biology, Center for Developmental Genetics, Stony Brook University

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj pokazujemy, jak indukować i monitorować regenerację u ukwiału gwiazdkowego Nematostella vectensis, modelowego antozoana parzydełkowego. Pokazujemy, jak amputować i kategoryzować regenerację za pomocą morfologicznego systemu oceny stopnia zaawansowania, a także używamy tego systemu, aby ujawnić wymóg autofagii w regeneracji struktur polipowych.

Streszczenie

Cnidarians, a w szczególności Hydra, były pierwszymi zwierzętami, które regenerowały uszkodzone lub odcięte struktury, a takie badania prawdopodobnie zapoczątkowały nowoczesne badania biologiczne dzięki pracy Trembleya ponad 250 lat temu. Obecnie w badaniach nad regeneracją obserwuje się odrodzenie zarówno przy użyciu "klasycznych" organizmów regeneracyjnych, takich jak Hydra, planaria i Urodeles, jak i poszerzającego się spektrum gatunków obejmujących zakres metazoa, od gąbek po ssaki. Oprócz jego wewnętrznego zainteresowania jako zjawiska biologicznego, zrozumienie, jak działa regeneracja u różnych gatunków, dostarczy nam informacji, czy procesy regeneracyjne mają wspólne cechy i/lub gatunki lub mechanizmy komórkowe i molekularne specyficzne dla kontekstu. Ukwiał gwiaździsty, Nematostella vectensis, jest wyłaniającym się organizmem modelowym do regeneracji. Podobnie jak Hydra, Nematostella należy do starożytnej gromady parzydełkowatych, ale w obrębie klasy anthozoa, kladu siostrzanego do hydrozoa, który jest ewolucyjnie bardziej bazalny. Tak więc aspekty regeneracji u Nematostella będą interesujące do porównania i skontrastowania z tymi u Hydry i innych parzydełkowatych. W tym artykule przedstawiamy metodę przecięcia na pół, obserwacji i klasyfikacji regeneracji aboral końca dorosłego Nematostella, który nazywa się physa. Physa naturalnie ulega rozszczepieniu jako sposobowi rozmnażania bezpłciowego, a albo naturalne rozszczepienie, albo ręczna amputacja physa powoduje ponowny wzrost i reformację złożonych morfologii. Tutaj skodyfikowaliśmy te proste zmiany morfologiczne w systemie oceny stopnia regeneracji nematostelli (NRSS). Używamy NRSS do testowania działania chlorochiny, inhibitora funkcji lizosomalnej, który blokuje autofagię. Wyniki pokazują, że regeneracja struktur polipów, zwłaszcza krezki, jest nieprawidłowa, gdy autofagia jest zahamowana.

Wprowadzenie

Obserwacja regeneracji w pojedynczej hydrze była przełomowym wydarzeniem w nadejściu biologii jako nauki eksperymentalnej1,2. Regeneracja pozostaje zjawiskiem niezwykle szerokim atrakcyjnym zarówno dla biologów, jak i laików. Potencjał biologów rozwojowych, klinicystów, naukowców biomedycznych i inżynierów tkankowych w celu zrozumienia i pokonania ograniczeń regeneracji człowieka sprawia, że biologia regeneracji jest więcej niż sama w sobie interesująca.

Teraz, dzięki wykorzystaniu nowych technologii, takich jak sekwencjonowanie genomu oraz narzędzia do zdobywania i utraty funkcji, dziedzina ta jest gotowa do rozdzielenia mechanizmów regeneracyjnych i ostatecznego zrozumienia, jak różne gatunki mogą się regenerować, podczas gdy inne nie. Stopień podobieństwa w reakcjach molekularnych, komórkowych i morfologicznych pozostaje do wyjaśnienia, ale jak dotąd wydaje się, że podstawowe reakcje wśród zwierząt, które mogą się regenerować, są bardziej podobne, niż można by sobie wyobrazić jeszcze dziesięć lat temu.

Szczególnie parzydełkowców są łatwe w regeneracji prawie wszystkich części ciała wśród szerokiego spektrum różnorodności morfologicznej. Od samotnego polipa słodkowodnego, Hydry wraz z maleńkimi polipami morskimi, które budują ogromne rafy koralowe, po złożone kolonialne syfonofory, takie jak portugalski Man-O-War, regeneracja jest często sposobem rozmnażania, a także mechanizmem naprawy lub odbudowy uszkodzonych lub utraconych części ciała w wyniku urazów i drapieżnictwa. To, czy różne gatunki parzydełkowców używają podobnych, czy różnych mechanizmów regeneracji, jest fundamentalnie interesującym pytaniem4-6.

My, wraz z innymi, rozwijaliśmy antozoana, Nematostella vectensis, jako model regeneracji7-17. Niedawno opracowaliśmy system oceny stopnia zaawansowania do opisu regeneracji całego ciała z morfologicznie jednolitego fragmentu tkanki przeciętego na pół od aboralnego końca polipa10. Podczas gdy polipy Nematostella mogą się regenerować po przecięciu na pół na dowolnym poziomie, zdecydowaliśmy się na cięcie dorosłych w pozycji oralnej w najprostszym morfologicznie regionie, physa, częściowo dlatego, że jest to bliskie normalnej płaszczyźnie naturalnego rozszczepienia bezpłciowego18, a także dlatego, że pozwala na obserwację i analizy molekularne, w jaki sposób całe ciało jest składane z najprostszych składników morfologicznych.

System Etapowania Przemiany Powrotu Nematostella (NRSS) dostarcza stosunkowo prosty zestaw morfologicznych punktów odniesienia, które mogą być użyte do oceny postępu dowolnego aspektu regeneracji przez amputowaną physa, w normalnych warunkach hodowli lub eksperymentalnie zaburzonych sytuacjach, takich jak leczenie małymi cząsteczkami, manipulacje genetyczne lub zmiany środowiskowe. Zgodnie z przewidywaniami, NRSS staje się coraz bardziej funkcjonalnym rusztowaniem morfologicznym, na którym można odnosić się do komórkowych i molekularnych zdarzeńregeneracji10.

Na koniec nasza metoda cięcia tworzy ziejącą dziurę o kilka rzędów wielkości większą niż nakłucie szpilką użyte w niedawnym badaniu17, ale obie rany goją się w ciągu około 6 godzin. Udokumentowanie wizualnie przykuwających uwagę i odrębnych faz zamykania się rany powinno zasugerować eksperymentalne podejścia do wyjaśnienia pozornej niezależności wielkości rany i czasu potrzebnego do jej zamknięcia. W związku z tym głębsze wizualne zrozumienie procesu amputacji abustnej, zapewnione przez ten protokół, pomoże w dalszych badaniach nad tym modelowym systemem regeneracji i poszerzy zastosowanie tego systemu oceny stopnia zaawansowania z wykorzystaniem Nematostella vectensis.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Warunkowanie zwierząt pod kątem temperatury, odżywiania i cyklu światła/ciemności

  1. Pozyskaj dorosłe osobniki Nematostella vectensis z jednego z licznych laboratoriów Nematostella na całym świecie lub od dostawcy non-profit (Tabela 1)
  2. Utrzymuj Nematostella w stałej temperaturze (zwykle między 18 a 21 °C) w ciemności, w "1/3x" sztucznej wodzie morskiej (ASW) o zasoleniu 12 części na tysiąc (ppt). Utrzymuj kultury w prostych naczyniach do hodowli szkła sodowo-wapniowego, zwykle 250 ml lub 1,5 l o pojemności11,
    Uwaga: Te proste warunki hodowli są powszechnie stosowane w laboratoriach badających Nematostella, ale pielęgnacja hodowli może być również zautomatyzowana19.
  3. Karm Nematostella świeżo wyklute nauplii artemii 2 - 4 razy w tygodniu. Wylęgać cysty artemii w pełnej mocy (36 ppt) lub 1/3x ASW w temperaturze 30 °C, w płytkim prostokątnym szklanym naczyniu20 lub w dowolnej z wielu małych, komercyjnych lub domowych wylęgarni krewetek solankowych. Jeśli inkubator nie jest dostępny, krewetki wykluwają się w temperaturze pokojowej, ale robią to wolniej.
    Uwaga: Często zajmuje to więcej niż 24 godziny.
  4. Wymieniaj wodę z kulturą ukwiałów co najmniej raz w tygodniu. Aby uzyskać najlepsze zdrowie dorosłych, raz w tygodniu dokładnie czyść miski hodowlane (bez mydła) z nagromadzonych wydzielin śluzowych, które pokrywają miskę i mogą zatrzymywać niezjedzone jedzenie i odpady oraz oplątywać zwierzęta.

2. Selekcja i relaks zwierząt odżywianych

  1. Wybierz pasujące do rozmiaru polipy o mniej więcej tej samej długości (3 - 5 cm, gdy są naturalnie rozluźnione) i umieść je w misce oddzielonej od kolonii na trzy dni przed amputacją.
    Uwaga: Liczba zwierząt wybranych do rozbioru zostanie oczywiście określona na podstawie przeprowadzanego eksperymentu, ale ogólnie zalecamy co najmniej pięć zwierząt na punkt próbkowania z sześcioma powtórzeniami. Tak więc w typowym eksperymencie co najmniej 30 zwierząt zostałoby wstępnie wyselekcjonowanych. Ogólnie rzecz biorąc, rozsądnie jest wybrać więcej niż minimalną liczbę (30), ponieważ amputacje, które są nieregularne (patrz poniżej), mogą później wpłynąć na punktację.
  2. Wyjmij naczynie z wybranymi zwierzętami z inkubatora na światło w pomieszczeniu co najmniej godzinę przed amputacją.
    Uwaga: Wystawienie na światło w pomieszczeniu i wibracje podczas obchodzenia się z nim prawdopodobnie spowoduje skurcze zwierząt, dlatego należy je przystosować lub "zrelaksować" poprzez inkubację na stole laboratoryjnym. Zwierzęta stają się oporne na dotyk i światło i w tym momencie mogą być przenoszone przez delikatne pipetowanie.
  3. Opcjonalnie: Znieczulić zwierzęta, dodając 7,5% MgCl2 (w 1/3x ASW). Delikatnie dodaj roztwór MgCl2 do miski za pomocą standardowej plastikowej pipety 5 ml.
    Uwaga: Chociaż zwierzęta w końcu przyzwyczają się do światła i fizycznej manipulacji, korzystne może być znieczulenie zwierząt w celu utrzymania lub "naprawienia" stanu relaksu po tym, jak staną się wydłużone16,21,22.
  4. Użyj plastikowej pipety o szerokim otworze (>0,5 cm), aby przenieść (w 1/3x ASW) pięć zwierząt z basenu, który ma zostać amputowany, na dno sterylnego naczynia do cięcia szkła o średnicy 100 mm zawierającego 12 ppt ASW. Umieść czaszę na stoliku mikroskopu stereoskopowego o zmiennym powiększeniu w zakresie 10 - 40X.
    Uwaga: Jeśli zwierzęta nie zostały znieczulone i zrelaksowane przed cięciem, mogą nadal reagować na dotyk i oświetlenie stereoskopowe, a zatem mogą potrzebować kilku minut, aby ponownie się zrelaksować.

3. Amputacja

  1. Za pomocą sterylnego skalpela amputuj wybrzuszenie z każdego polipa, mając na celu uzyskanie odcinka pęcherzyki, który jest w przybliżeniu tak długi, jak szeroki i nie zawiera krezki.
    Uwaga: Idealne miejsce cięcia jest po prostu aboralne do zakończenia krezki. Na płaszczyźnie przecięcia następuje przejście od krezki właściwej do cienkich linii odpowiadających każdemu przyczepowi krezki (patrz ryc. 1, strzałki). Brak krezki jest krytyczny, ponieważ wytwarza śluz, który może ułatwiać "zatkanie" otworu17,30.
    1. Umieść ostrze skalpela w kontakcie ze zwierzęciem w żądanym miejscu amputacji. Zrób to samodzielnie (z wolnej ręki) lub delikatnie chwytając ciało zwierzęcia kleszczami #5 (styl Dumont lub podobny).
    2. Przetnij tkankę, wykorzystując zakrzywione ostrze skalpela w "kołyszącym" ruchu po ciele.
      Uwaga: Tkanka powinna odciąć się czysto, gdy skalpel jest kołysany i uwolnić pożądaną część physa od dawcy. Jeśli jednak mały kawałek tkanki nadal łączy ciało i pęcherzycę, przetnij go skalpelem. Nie próbuj rozdzielać połączonych elementów przez ciągnięcie, ponieważ może to spowodować uszkodzenie physa.
  2. Usuń każdy amputowany polip "dawcy" z naczynia i umieść go z powrotem w osobnej misce z napisem "pula amputacji"; datuj miskę i włóż ją z powrotem do hodowli podstawowej.
    Uwaga: Amputowane polipy zagoją ranę brzuszną w ciągu jednego dnia, a następnie mogą być normalnie karmione. W ciągu dwóch tygodni zregenerują normalnie wyglądającą physa, po czym w razie potrzeby można ją ponownie amputować.
  3. Wypłukać wyciętą physa, która pozostała w naczyniu do cięcia, w 12 ppt ASW, a następnie przenieść każdą physa do oddzielnej sterylnej studzienki na wielodołkowej płytce do hodowli komórkowej, która ma już 10 ml 12 ppt ASW w każdym dołku.
    Uwaga: W tym przykładzie użyto płytki z sześcioma dołkami, z których każda zawiera 10 ml wody morskiej i pięć wyciętych physa. Ogólnie rzecz biorąc, woda morska powinna pokrywać physa wystarczająco, aby uniknąć narażenia na powietrze z powodu ruchu podczas obchodzenia się i potencjalnego parowania. Talerz lub studzienki powinny mieć pokrywkę.
  4. Powtórz kroki 3.1 - 3.3, aby zebrać co najmniej 5 physa w każdym dołku zarezerwowanym dla każdego eksperymentalnego zabiegu.
  5. Inkubuj physa w temperaturze, która zapewni najlepsze tempo regeneracji dla planowanych przesłuchań eksperymentalnych. Umieścić płytkę zawierającą physa w inkubatorze o regulowanej temperaturze, w stałej temperaturze określonej przez pożądaną szybkość regeneracji.
    Uwaga: Physa zregeneruje brakujące tkanki i utworzy pełny polip podczas inkubacji w temperaturach od 15 do 27 °C. Szybkość regeneracji jest zależna od temperatury, z wyjątkiem dwóch pierwszych etapów. Średni dzień na osiągnięcie etapu 4 dla wszystkich temperatur wynosi 7 dni po ścięciu, co również zbiega się z regeneracją w temperaturze 21 °C. W temperaturze 27 °C etap 4 osiąga się około 3 dni wcześniej, a w temperaturze 15 °C etap 4 jest opóźniony o około 3 dni w porównaniu z regeneracją w temperaturze 21 °C (patrz również odniesienie 10).

4. Ocena regeneracji za pomocą systemu etapowania regeneracji Nematostella (NRSS)

  1. Oceń fizję za pomocą stereomikroskopu złożonego o zmiennym powiększeniu (10 - 80X). Oceń świeżo ściętą Nematostella physa jako etap 0 i kontynuuj punktację o tej samej porze każdego dnia po amputacji (dpa) za pomocą NRSS10.
    Uwaga: Kluczowe kryteria i szczegóły dotyczące etapowania znajdują się w Piśmiennictwie 10.
    1. Oceń physa jako etap 0 (otwarta rana), jeśli świeżo ścięta physa wygląda jak masa w kształcie miseczki przypominająca zwiotczały balon, z prawdopodobnym widocznym miejscem otwartej rany.
      Uwaga: Krawędzie rany mogą również sklejać się ze sobą od samego początku, ale tkanka nadal będzie zapadnięta i pozbawiona sztywności. Brzegi otwartej rany można zaobserwować u siebie obkurczanie promieniowe w miarę gojenia się rany.
    2. Oceń physa jako Etap 1 (rana zamknięta), jeśli rana po amputacji wydaje się zamknięta.
      Uwaga: Lokalizacja rany będzie odpowiadać przyszłemu biegunowi jamy ustnej. Zewnętrzna powierzchnia wokół przyszłego bieguna jamy ustnej może zacząć wykazywać wyraźne łuki odpowiadające leżącym pod spodem promieniście symetrycznym endodermalnym przyczepom krezkowym.
    3. Oceń physa jako etap 2 (łuki promieniowe), jeśli powierzchnia bieguna jamy ustnej wydaje się napompowana, odsłaniając osiem wypukłych łuków ułożonych w promieniście symetryczny wzór i oddzielonych rowkami. Obserwuj małe, półkuliste pęcherzki na wierzchołku łuków. Będą one mniej więcej tak wysokie, jak szerokie, prawdopodobnie przejściowe i początkowo składające się z pojedynczej warstwy komórek ektodermalnych.
      Uwaga: W niektórych przypadkach dwuwarstwowe pęcherzyki mogą się ustabilizować. Uwaga: Na tym lub późniejszych etapach może pojawić się warstwa śluzowa, która otacza physa (ryc. 2) w błoniastej "osłonce". Ten materiał hermetyczny należy usunąć, aby ułatwić punktację.
    4. Oceń physa jako etap 3 (macka), jeśli pąki macek zawierających warstwy tkanki endodermalnej i ektodermalnej są stabilnie uformowane na ustnym końcu co najmniej niektórych łuków promieniowych.
      Uwaga: Macki są dłuższe niż szerokie i są minimalnie ruchliwe. Physa będzie wykazywać zwiększone, ale zmienne napompowanie, tak że zaczątki krezki mogą stać się widoczne rozciągające się od przyczepu krezki do jamy ciała (coelenteron).
    5. Oceń physa jako stadium 4 (krezki liniowe), jeśli physa zawiera osiem wyraźnych, widocznych krezek, które rozciągają się do celenteronu z przyczepów w ścianie ciała, z długościami ustno-brzusznymi, które są ponad dwukrotnie większe niż ich szerokość promieniowa mierzona od miejsca, w którym wydają się łączyć z gardłem na jej brzusznym końcu (enterostomia).
      Uwaga: Cztery lub mniej krezek ma "plisowane" wewnętrzne wolne krawędzie. Gardło jest widoczne. Widocznych jest więcej niż osiem macek, ruchliwych, a czasem kurczą się one w ciele.
    6. Oceń physa jako etap 5 (głównie plisowane krezki), jeśli physa ma więcej niż cztery krezki z pofałdowaniem, a plisowanie jest bardziej pełne i faliste niż w stadium 4. Zwierzę ma prawie "normalny" dorosły wygląd, ale nie ma widocznych komórek gonadalnych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Przebieg zdarzeń morfologicznych podczas regeneracji w przeciętym physa przedstawiono na Rysunku 1A, który obejmuje reprezentatywne widoki physa na każdym etapie NRSS. Typowe miejsce cięcia physa zaznaczono u osobnika dorosłego (groty strzałek). Fotografie na Rysunku 1A pokazują postępującą regenerację struktur ustnych i ciała, od świeżo przeciętego physa aż do w pełni uformowanego polipa. Rysunki 1B, C przedstawiają układ wewnętrznych pr...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Wykorzystanie Nematostella jako modelu gojenia i regeneracji ran staje się coraz bardziej popularne. Dlatego ważne jest, aby móc zwizualizować wzorce morfologiczne określonego protokołu, zanim będzie można przypisać i porównać skuteczne analizy komórkowe i molekularne. Nematostella mają wysoki stopień "elastyczności" regeneracyjnej, będąc w stanie zreformować prawie każdą brakującą strukturę amputowaną w dowolnym miejscu, na etapach życia po planuli. W związku z tym różni badacze badali regenerację wyni...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca została wsparta przez grant New York Stem Cell Science (NYSTEM C028107) dla GHT.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Nematostella vectensis, dorośliMarine Biological Lab (MBL)dostawca non-profit
Szklane naczynie do hodowli, 250 mlCarolina Biological Supply741004250 ml
szklane naczynie hodowlane, 1,500 mlCarolina Biological Supply7410061,500 ml
Pipeta transferowa z polietylenu, 5  mLUSA Naukowe 1022-2500wąski otwór, podziałka
Rura transferowa z polietylenu, stożkowaSamco202-205odciął 1 cal końcówki, aby uzyskać szeroki otwór
Jednorazowy skalpelFeather Safety Razor Co., Ltdnr 10ostrze powinno być zakrzywione
#5 Pęseta Dumont Fine PointRobozRS5045alternatywni dostawcy dostępni
Pyrex Petri, średnica 100 mmCorning3160może zastąpić inne szklane płytki Petriego
Sterylna płytka 6-dołkowaCorning Falcon 353046lub podobne od innego producenta
Sterylna płytka 12-dołkowaNunc 150628lub podobne od innego producenta
Sterylna płytka 24-dołkowaCellstar, Greiner bio-one662-160lub podobne od innego producenta
Zestaw do hodowli krewetek solankowychZatoka San Francisco; drsfostersmith.comCD-154005opcja do uprawy krewetek solankowych
Naczynie do pieczenia Pyrexpowszechne w sklepachOpcja do uprawy krewetek
solankowychSztuczna woda morska Mix 50 galonów lub więcej Natychmiastowy ocean; drsfoster-smith.comCD-116528inne marki mogą wystarczyć
Plastikowa pojemnik na przygotowanie zapasów ASWróżnepopularne plastikowe kosze na śmieci o pojemności 25 galonów OK
Polipropylenowy CarboyCarolina Biological Supply716391Do pracy zapasów ASW @ 12 ppt
Zlewka, z podziałką, 4,000 mlLaboratoria FitoTechnologiczneB199Do rozcieńczania 36 ppt ASW do 12 ppt
Mikroskop stereoskopowy i źródło światłaróżne z ciągłym powiększeniem 1 - 40x
spożywczych

Bibliografia

  1. Lenhoff, S. G., Lenhoff, H. M. Hydra and the Birth of Experimental Biology: Abraham Trembley's Memoirs Concerning the Natural History of a Type of Freshwater Polyp with Arms Shaped like Horns. , The Boxwood Press. (1986).
  2. Trembley, A. Mémoires pour servir à l'histoire d'un genre de polypes d'eau douce, à bras en forme de cornes. , Jean & Herman Verbeek. (1744).
  3. Poss, K. D. Advances in understanding tissue regenerative capacity and mechanisms in animals. Nat Rev Genet. 11 (10), 710-722 (2010).
  4. Galliot, B. Hydra, a fruitful model system for 270 years. Int J Dev Biol. 56 (6-8), 411-423 (2012).
  5. Gold, D. A., Jacobs, D. K. Stem cell dynamics in Cnidaria: are there unifying principles? Dev Genes Evol. 233 (1-2), 53-66 (2013).
  6. Holstein, T. W., Hobmayer, E., Technau, U. Cnidarians: an evolutionarily conserved model system for regeneration? Dev Dyn. 226 (2), 257-267 (2003).
  7. Amiel, A. R., et al. Characterization of Morphological and Cellular Events Underlying Oral Regeneration in the Sea Anemone, Nematostella vectensis. Int J Mol Sci. 16 (12), 28449-28471 (2015).
  8. Warren, C. R., et al. Evolution of the perlecan/HSPG2 gene and its activation in regenerating Nematostella vectensis. PLoS One. 10 (4), e0124578(2015).
  9. Gong, Q., et al. Integrins of the starlet sea anemone Nematostella vectensis. Biol Bull. 227 (3), 211-220 (2014).
  10. Bossert, P. E., Dunn, M. P., Thomsen, G. H. A staging system for the regeneration of a polyp from the aboral physa of the anthozoan Cnidarian Nematostella vectensis. Dev Dyn. 242 (11), 1320-1331 (2013).
  11. Stefanik, D. J., Friedman, L. E., Finnerty, J. R. Collecting, rearing, spawning and inducing regeneration of the starlet sea anemone, Nematostella vectensis. Nat Protoc. 8 (5), 916-923 (2013).
  12. Tucker, R. P., et al. A thrombospondin in the anthozoan Nematostella vectensis is associated with the nervous system and upregulated during regeneration. Biol Open. 2 (2), 217-226 (2013).
  13. Passamaneck, Y. J., Martindale, M. Q. Cell proliferation is necessary for the regeneration of oral structures in the anthozoan cnidarian Nematostella vectensis. BMC Dev Biol. 12, (2012).
  14. Trevino, M., Stefanik, D. J., Rodriguez, R., Harmon, S., Burton, P. M. Induction of canonical Wnt signaling by alsterpaullone is sufficient for oral tissue fate during regeneration and embryogenesis in Nematostella vectensis. Dev Dyn. 240 (12), 2673-2679 (2011).
  15. Renfer, E., Amon-Hassenzahl, A., Steinmetz, P. R., Technau, U. A muscle-specific transgenic reporter line of the sea anemone, Nematostella vectensis. Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (1), 104-108 (2010).
  16. Burton, P. M., Finnerty, J. R. Conserved and novel gene expression between regeneration and asexual fission in Nematostella vectensis. Dev Genes Evol. 219 (2), 79-87 (2009).
  17. DuBuc, T. Q., Traylor-Knowles, N., Martindale, M. Q. Initiating a regenerative response; cellular and molecular features of wound healing in the cnidarian Nematostella vectensis. BMC Biol. 12, (2014).
  18. Hand, C., Uhlinger, K. R. Asexual reproduction by transverse fission and some anomalies in the sea anemone Nematostella vectensis. Invert Biol. 114, 9-18 (1995).
  19. Fritzenwanker, J. H., Technau, U. Induction of gametogenesis in the basal cnidarian Nematostella vectensis(Anthozoa). Dev Genes Evol. 212 (2), 99-103 (2002).
  20. Magie, C., Bossert, P., Aramli, L., Thomsen, G. Science's super star: The starlet sea anemone is an ideal tool for student inquiry. The Science Teacher. 83 (3), 33-40 (2016).
  21. Genikhovich, G., Technau, U. In situ hybridization of starlet sea anemone (Nematostella vectensis) embryos, larvae, and polyps. Cold Spring Harb Protoc. (9), (2009).
  22. Magie, C. R., Pang, K., Martindale, M. Q. Genomic inventory and expression of Sox and Fox genes in the cnidarian Nematostella vectensis. Dev Genes Evol. 215 (12), 618-630 (2005).
  23. Chera, S., Kaloulis, K., Galliot, B. The cAMP response element binding protein (CREB) as an integrative HUB selector in metazoans: clues from the hydra model system. Biosystems. 87 (2-3), 191-203 (2007).
  24. Reitzel, A. M., Burton, P. M., Krone, C., Finnerty, J. R. Comparison of developmental trajectories in the starlet sea anemone Nematostella vectensis: embryogenesis, regeneration, and two forms of asexual fission. Invertebr Biol. 126, 99-112 (2007).
  25. Ikmi, A., McKinney, S. A., Delventhal, K. M., Gibson, M. C. TALEN and CRISPR/Cas9-mediated genome editing in the early-branching metazoan Nematostella vectensis. Nat Commun. 5, 5486(2014).
  26. Jahnel, S. M., Walzl, M., Technau, U. Development and epithelial organisation of muscle cells in the sea anemone Nematostella vectensis. Front Zool. 11, 44(2014).
  27. Kelava, I., Rentzsch, F., Technau, U. Evolution of eumetazoan nervous systems: insights from cnidarians. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 370 (1684), (2015).
  28. Nakanishi, N., Renfer, E., Technau, U., Rentzsch, F. Nervous systems of the sea anemone Nematostella vectensis are generated by ectoderm and endoderm and shaped by distinct mechanisms. Development. 139 (2), 347-357 (2012).
  29. Richards, G. S., Rentzsch, F. Transgenic analysis of a SoxB gene reveals neural progenitor cells in the cnidarian Nematostella vectensis. Development. 141 (24), 4681-4689 (2014).
  30. DuBuc, T. Q., et al. In vivo imaging of Nematostella vectensis embryogenesis and late development using fluorescent probes. BMC Cell Biol. 15, (2014).
  31. Kaur, J., Debnath, J. Autophagy at the crossroads of catabolism and anabolism. Nat Rev Mol Cell Biol. 16 (8), 461-472 (2015).
  32. Carroll, B., Korolchuk, V. I., Sarkar, S. Amino acids and autophagy: cross-talk and co-operation to control cellular homeostasis. Amino Acids. 47 (10), 2065-2088 (2015).
  33. Glick, D., Barth, S., Macleod, K. F. Autophagy: cellular and molecular mechanisms. J Pathol. 221 (1), 3-12 (2010).
  34. Rodolfo, C., Di Bartolomeo, S., Cecconi, F. Autophagy in stem and progenitor cells. Cell Mol Life Sci. 73 (3), 475-496 (2016).
  35. Guan, J. L., et al. Autophagy in stem cells. Autophagy. 9 (6), 830-849 (2013).
  36. Phadwal, K., Watson, A. S., Simon, A. K. Tightrope act: autophagy in stem cell renewal, differentiation, proliferation, and aging. Cell Mol Life Sci. 70 (1), 89-103 (2013).
  37. Varga, M., Fodor, E., Vellai, T. Autophagy in zebrafish. Methods. 75, 172-180 (2015).
  38. Varga, M., et al. Autophagy is required for zebrafish caudal fin regeneration. Cell Death Differ. 21 (4), 547-556 (2014).
  39. Gonzalez-Estevez, C., Salo, E. Autophagy and apoptosis in planarians. Apoptosis. 15 (3), 279-292 (2010).
  40. Buzgariu, W., Chera, S., Galliot, B. Methods to investigate autophagy during starvation and regeneration in hydra. Methods Enzymol. 451, 409-437 (2008).
  41. Tettamanti, G., et al. Autophagy in invertebrates: insights into development, regeneration and body remodeling. Curr Pharm Des. 14 (2), 116-125 (2008).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

System etapowania regeneracjitraktowanie chlorochinreformowanie krezkiamputacja tkankiocena morfologicznainhibicja autofagiirozmna anie bezp ciowe
Indukowanie całkowitej regeneracji polipów z pęcherza brzusznego ukwiału gwiazdkowego Nematostella vectensis
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.