Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Przygotowanie bocznego przewlekłego okna czaszki umożliwia obserwację in vivo po niedrożności dystalnej tętnicy środkowej mózgu u myszy

11.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/54701

⸱

29 grudnia 2016

 ,  ,  ,  , 
1Department of Neurosurgery and Center for Stroke-research Berlin (CSB), Charité-Universitätsmedizin, 2Department of Physics, University of California San Diego

W tym artykule

Podsumowanie

Chirurgiczne zamknięcie dystalnej gałęzi środkowej tętnicy mózgowej (MCAo) jest często używanym modelem w eksperymentalnych badaniach nad udarem. Manuskrypt ten opisuje podstawową technikę stałego MCAo, połączoną z wstawieniem bocznego okna czaszki, które daje możliwość podłużnej mikroskopii przyżyciowej u myszy.

Streszczenie

Ogniskowe niedokrwienie mózgu (np. udar niedokrwienny) może spowodować poważne uszkodzenie mózgu, prowadząc do poważnej utraty funkcji neuronalnych, a w konsekwencji do wielu niepełnosprawności motorycznych i poznawczych. Częste występowanie tej choroby stanowi poważne obciążenie dla zdrowia, ponieważ udar mózgu jest jedną z głównych przyczyn długotrwałej niepełnosprawności i zgonów na całym świecie1. Przywrócenie funkcji neuronalnych jest w większości przypadków tylko częściowe. Jak dotąd możliwości leczenia są bardzo ograniczone, w szczególności ze względu na wąskie okno czasowe trombolizy2,3. Określenie metod przyspieszających powrót do zdrowia po udarze pozostaje głównym celem medycznym; Zostało to jednak utrudnione przez niewystarczający mechanistyczny wgląd w proces odzyskiwania. Naukowcy zajmujący się eksperymentalnym udarem mózgu często wykorzystują modele ogniskowego niedokrwienia mózgu u gryzoni. Poza fazą ostrą, badania nad udarem mózgu coraz częściej koncentrują się na fazie podostrej i przewlekłej po niedokrwieniu mózgu. Większość badaczy udaru mózgu stosuje trwałą lub przejściową okluzję MCA u myszy lub szczurów. U pacjentów niedrożność MCA jest jedną z najczęstszych przyczyn udaru niedokrwiennego4. Oprócz proksymalnej okluzji MCA przy użyciu modelu filamentowego, chirurgiczna okluzja dystalnego MCA jest prawdopodobnie najczęściej stosowanym modelem w eksperymentalnych badaniach nad udaremmózgu 5. Okluzja dystalnej (do rozgałęzienia tętnic soczewkowato-prążkowanych) gałąź MCA zazwyczaj oszczędza prążkowie i wpływa przede wszystkim na korę nową. Niedrożność naczyń może być trwała lub przejściowa. Główną zaletą tego modelu jest wysoka powtarzalność objętości zmian chorobowych i bardzo niska śmiertelność w odniesieniu do wyników długoterminowych. Tutaj pokazujemy, jak wykonać przygotowanie przewlekłego okna czaszkowego (CW) bocznie do zatoki strzałkowej, a następnie jak chirurgicznie wywołać dystalny udar pod okienkiem przy użyciu dostępu kraniotomii. Podejście to można zastosować do sekwencyjnego obrazowania ostrych i przewlekłych zmian po niedokrwieniu za pomocą epi-illuminingu, konfokalnego skaningu laserowego i dwufotonowej mikroskopii przyżyciowej.

Wprowadzenie

Udar mózgu jest jedną z głównych przyczyn długotrwałej niepełnosprawności i zgonów na całym świecie1, zajmując drugie miejsce po chorobie niedokrwiennej serca. Ponadto udar mózgu jest główną przyczyną długotrwałej niepełnosprawności, co podkreśla jego ogromny wpływ społeczno-ekonomiczny6-8. Poza leczeniem doraźnym, głównym celem medycznym pozostaje badanie nowych podejść i mechanizmów przyspieszających i usprawniających powrót do zdrowia po udarzemózgu 7.

W ciągu ostatnich kilku dekad dane z eksperymentalnych badań nad udarem znacząco przyczyniły się do zrozumienia złożonych kaskad patofizjologicznych wywoływanych przez niedokrwienie9,10. Ekscytotoksyczność, apoptoza, depolaryzacja okołozawałowa i stan zapalny zostały zidentyfikowane jako najistotniejsze mediatory śmierci komórki po ogniskowym niedokrwieniu mózgu. Ponadto, korzystając ze zwierzęcych modeli niedokrwienia mózgu, opracowano i zweryfikowano ważne koncepcje, metody diagnostyczne i podejścia terapeutyczne (np. "półcień" i tromboliza)11.

Dostępność eksperymentalnych modeli udaru w połączeniu z nieinwazyjnymi metodami obrazowania (np. rezonans magnetyczny (MRI), tomografia komputerowa lub laserowa analiza kontrastowa), umożliwia badaczowi badanie nadostrych i przewlekłych zmian patofizjologicznych wywołanych przez urazę niedokrwienną w sposób długotrwały12. Wraz z badaniem profilu czasoprzestrzennego ewoluującej zmiany można badać zmiany przypominające plastyczność neuronalną i korelować je z wynikami funkcjonalnymi i wynikami histologicznymi. W ciągu ostatnich kilku lat poczyniono dalsze postępy metodologiczne dzięki połączeniu modeli niedokrwienia mózgu i mikroskopii in vivo za pomocą okien czaszkowych13. Te nowe techniki pozwalają badaczom analizować jednostkę nerwowo-naczyniową na poziomie komórkowym i molekularnym, z dużą mocą analityczną w fazie ostrej, poddostrej i przewlekłej po ogniskowym niedokrwieniu mózgu14. Co więcej, obrazowanie mikroskopowe in vivo dynamiki mikrokrążenia ujawniło nowe aspekty funkcji mikrokrążenia mózgu i angioarchitektury, o znaczącym znaczeniu patofizjologicznym15-17.

W tym protokole prezentujemy, jak wykonać przewlekłe przygotowanie CW boczne do zatoki strzałkowej i jak chirurgicznie wywołać dystalny udar pod oknem. Ten mysi model można zastosować do sekwencyjnego obrazowania ostrych, podostrych i przewlekłych zmian po ogniskowym niedokrwieniu mózgu za pomocą epi-illuminingu, konfokalnego skanowania laserowego i dwufotonowej mikroskopii przyżyciowej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

OŚWIADCZENIE ETYCZNE: Eksperymenty z udziałem zwierząt zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi i przepisami określonymi przez Landesamt fuer Gesundheit und Soziales w Berlinie w Niemczech (G0298/13) oraz kryteriami ARRIVE, w zależności od ich zastosowania. W badaniu tym wykorzystano samce myszy C57Bl/6J w wieku od 10 do 12 tygodni.

1. Przygotowanie bocznego chronicznego okna czaszkowego

  1. Przeprowadź znieczulenie poprzez podskórny wtrysk ketaminy (90 mg/kg) i ksylazyny (10 mg/kg). Sprawdź głębokość sedacji za pomocą bodźca bólowego.
  2. Sterylizujemy narzędzia chirurgiczne oraz pole operacyjne 70% etanolem.
  3. Usuń owłosienie z głowy, od karku aż do oczu, używając maszynki do strzyżenia gryzoni.
  4. Unieruchom głowę w aparacie stereotaktycznym.
  5. Stosować maść do oczu z dekspantenolem w oba oczy, aby zapobiec odwodnieniu.
  6. Oczyścić pole operacyjne, usuwając wszystkie włosy, a następnie wysterylizować je, nakładając 3 warstwy 74,1% etanolu i 10% 2-propanolu.
  7. Wykonaj nacięcie w linii środkowej od szyi do oczu, używając skalpela.
  8. Unieruchom płat skórny za pomocą 4 szwów podporowych.
  9. Ostrożnie usuń okostną z lewej półkuli, zdrapując ją skalpelem aż do miejsca, w którym zaczyna się mięsień skroniowy.
    UWAGA: Przygotowanie to służy również do stworzenia obszaru dobrej adhezji dla kleju dentystycznego, który mocuje szkiełko nakrywkowe.
  10. Wykonaj kraniotomię czołowo-ciemieniową o średnicy 4 mm, odcieniekcając czaszkę na brzegu płata kostnego za pomocą mikrowiertarki. Podczas wiercenia stosuj roztwór soli fizjologicznej, aby uniknąć uszkodzeń termicznych.
  11. Unieś płat kostny za pomocą kaniul i usuń go, używając mikropincety.
  12. Przepłukać ostrożnie i obficie roztworem soli fizjologicznej.
  13. Mieszaj klej stomatologiczny do uzyskania odpowiedniej konsystencji, tak aby nie był płynny (tj. (klej nie powinien już tworzyć nitek). Nanieś go na kość wokół kraniotomii.
  14. Umieść szkiełko nakrywkowe o średnicy 6 mm na przygotowanym kleju i przymocuj je pozostałą ilością kleju dentystycznego. Upewnij się, że połączenie jest szczelne. Odczekaj do wyschnięcia i stwardnienia kleju, sprawdzając go za pomocą pęsety.
    UWAGA: Dodatkowe nawadnianie przyspiesza proces utwardzania.
  15. Usuń szwy stabilizujące (tenting sutures) i zamknij ranę za pomocą szwów skórnych.
  16. Odciągnąć skórę w okolicy boku myszy. Wprowadzić igłę podskórnie i powoli wstrzyknąć 0.5 ml sterylnej soli fizjologicznej w celu utrzymania równowagi płynowej.
  17. Po zabiegu należy przetrzymywać zwierzęta w ogrzewanej klatce rekonwalescencyjnej przez 90 min. Nie wolno pozostawiać zwierząt bez nadzoru do momentu ich pełnego wybudzenia. Zwierzęta należy zwrócić do klatki z innymi osobnikami dopiero po ich całkowitym powrocie do sprawności.
  18. Powtórzyć podskórną substytucję objętości soli fizjologicznej po około 12 h, zgodnie z opisem w kroku 1.16.
  19. Zawsze podawaj leki przeciwbólowe za pomocą zgłębnika lub bezpośrednio do jamy ustnej po zabiegu chirurgicznym (np. paracetamolem (10 mg/ml) lub innymi niesteroidowymi lekami przeciwzapalnymi).
  20. Codziennie po zabiegu należy sprawdzać stan zwierząt oraz zawsze zapewniać rozgniecioną karmę dla zwierząt umieszczoną na dnie klatki w szalce Petriego, aby ułatwić pobieranie pokarmu i zapobiec krytycznej utracie masy ciała po operacji.
    UWAGA: Mikroskopia wewnątrzżyciowa może być przeprowadzona w pierwszym dniu po przygotowaniu okna czaszkowego.
  21.  Zastosować znieczulenie izofluranem i unieruchomić zwierzę w uchwycie do głowy. Rozciąć szew skórny i oczyścić okno za pomocą patyczków bawełnianych oraz sterylnej soli fizjologicznej. Po 24 godzinach okno czaszkowe powinno być wypełnione płynem mózgowo-rdzeniowym, co umożliwia obrazowanie. Przeprowadzić obrazowanie zgodnie z ustalonymi protokołami mikroskopowymi.18.

2. Dystalne MCAo

UWAGA: Procedurę MCAo należy przeprowadzić około 5 d po przygotowaniu CW. Minimalizuje to zakłócenia wynikające z reakcji immunologicznej wywołanej przygotowaniem CW w odniesieniu do reakcji immunologicznej indukowanej udarem.

Seria obrazów mikroskopowych przedstawiająca struktury naczyniowe w tkance biologicznej do badań histologicznych.
Rycina 1. Przegląd distalnego MCAo. A. Jest to ogólny widok naczyń przed operacją. B. Naczynia po pierwszym kontakcie bipolarnym. C. Naczynia po drugim kontakcie bipolarnym. D. Widok naczyń, które są teraz całkowicie zamknięte. E. Końcowy przegląd przy mniejszym powiększeniu. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

  1. Zanurz myszy w narkozie, używając maski anestezjologicznej i odpowiedniego schematu znieczulenia, po konsultacji z personelem weterynaryjnym (np. indukcja przy użyciu 1,5 - 2% isofluranu i utrzymanie przy 1,0 - 1,5% isofluranu w mieszaninie 2/3 N2O i 1/3 O2 poprzez parownik).
  2. Wygolić i usunąć sierść, a następnie zdezynfekować skórę i okoliczną sierść odpowiednim środkiem (np. 70% alkohol etylowy) i osuszyć ją.
  3. Podczas operacji utrzymywać temperaturę ciała myszy na poziomie 36,5 °C ± 0,5 °C. Wysoce zaleca się stosowanie mata grzewczego z regulacją sprzężenia zwrotnego, nagrzewanego w zależności od temperatury rektalnej myszy.
  4. Umieścić zwierzę w pozycji bocznej. Przymocować nos w masce anestezjologicznej i dostosować stężenie isofluranu do 1,0 - 1,5%.
  5. Nanieść maść nawilżającą (dekspantenol) na oba oczy.
  6. Wykorzystać nacięcie skóry wykonane podczas przygotowania CW.
  7. Ostrożnie odsunąć skórę i zidentyfikować znajdujący się pod nią mięsień skroniowy.
  8. Ustawić moc generatora wysokiej częstotliwości (5 - 7 W) i użyć trybu bipolarnego.
  9. Używając szczypiec do elektrokoagulacji, ostrożnie oddzielić mięsień skroniowy od czaszki, tworząc płat mięśniowy, bez całkowitego usuwania mięśnia.
  10. Zidentyfikować MCA pod przezroczystą czaszką w części rostralnej obszaru skroniowego, grzbietowo względem zatoki zaocznej. Jeśli nie można zidentyfikować bifurkacji MCA, należy spróbować zidentyfikować naczynie położone najbardziej rostralnie.
  11. Zcienić czaszkę nad odgałęzieniem MCA za pomocą mikrowiertarki, stale nawadniając obszar, aby uniknąć uszkodzeń termicznych.
  12. Podnieść kość za pomocą kaniul i usunąć ją mikropincetą.
  13. Zmniejszyć moc generatora wysokiej częstotliwości do 3 - 5 W.
  14. Zbliżyć się do tętnicy od góry i delikatnie dotknąć jej szczypcami bipolarnymi z obu stron, nie podnosząc naczynia.
  15. Koagulować tętnicę proksymalnie i dystalnie względem bifurkacji naczynia.
  16. Odczekać 30 s, a następnie delikatnie dotknąć tętnicy, aby upewnić się, że przepływ krwi został trwale przerwany. Powtórzyć elektrokoagulację w przypadku zaobserwowania rekanalizacji.
  17. Jeśli to możliwe, przymocować mięsień skroniowy 1 lub 2 szwami w miejscu przyczepu mięśnia, aby przykryć ubytek kostny.
  18. Zszyć ranę i umieścić zwierzę w podgrzewanej komorze rekonwalescencyjnej. Zazwyczaj zwierzęta szybko budzą się po znieczuleniu lotnym.
  19. W celu substytucji objętości podać 0,5 ml jałowej soli fizjologicznej podskórnie, zgodnie z opisem w kroku 1.16.
  20. Po operacji pozostawić zwierzęta w podgrzewanej klatce rekonwalescencyjnej na 90 min. Odczekać, aż zwierzęta odzyskają przytomność, zanim zostaną pozostawione bez nadzoru. Przenieść je z powrotem do klatki z innymi zwierzętami dopiero po pełnym wybudzeniu.
  21. Powtórzyć substytucję objętości, zgodnie z opisem w kroku 1.16, po 12 h.
  22. Zastosować pooperacyjną analgezję poprzez wodę pitną (np. paracetamol (10 mg/ml) lub inne niesteroidowe leki przeciwzapalne).
  23. Codziennie po operacji sprawdzać stan zdrowia zwierząt. Podawać rozgniecioną karmę dla zwierząt w szalce Petriego na dnie klatki, aby ułatwić jedzenie i zminimalizować pooperacyjną utratę masy ciała.

3. Zabieg pozorowany

  1. Należy przeprowadzić wszystkie procedury analogicznie do kroków 1 i 2 opisanych powyżej – w tym przygotowanie CW – z wyjątkiem tego, że nie należy koagulować odsłoniętej środkowej tętnicy mózgowej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Harmonogram oraz reprezentatywne wyniki przedstawiono na rycinach 2 i 3. Przygotowanie okna czaszkowego, polegające na wykonaniu niewielkiego okna bocznie względem zatoki strzałkowej górnej (rycina 2 B, C, D), skutkuje bardzo niską śmiertelnością i zachorowalnością, gdy zabieg jest przeprowadzany przez doświadczonego chirurga. Wszystkie z 10 zwierząt przeżyły, a wszystkie chroniczne CW mogły zostać wykorzystane do obrazowania wysokiej jak...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Udar mózgu jest jedną z głównych przyczyn długotrwałej niepełnosprawności i zgonów na całym świecie1. Poza leczeniem doraźnym, głównym celem medycznym pozostaje badanie nowych podejść i mechanizmów przyspieszających i usprawniających powrót do zdrowia po udarzemózgu 7. Naukowcy zajmujący się eksperymentalnym udarem mózgu często wykorzystują modele ogniskowego niedokrwienia mózgu u gryzoni. W rzeczywistości modele wywołujące przejściowe lub trwałe MCAo naśladują jeden z najczęstszych typów ogniskoweg...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

VP jest uczestnikiem programu Charité Clinical Scientist, finansowanego przez Charité - Universitätsmedizin Berlin i Berliński Instytut Zdrowia. TB jest stypendystą SNSF PostDoc Mobility. Autorzy otrzymują wsparcie grantowe od EinsteinStiftung/A-2012-153 dla PV.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Lornetka mikroskopu chirurgicznegoZeissStemi 2000 C
Źródło światła do mikroskopuZeissCL 6000 LED
Poduszka grzewcza z sondą doodbytnicząFST21061-10
Ramka stereotaktycznaKopfModel 930
System anaethesia do izofluranu
IsofluranKleszcze Abott
Dumont #5FST11251-10
Kleszcze Dumont #7FST11271-30
Kleszcze bipolarneErbe20195-501
Kleszcze bipolarne Erbe                                                          20195-022
Wiertło MicrodrillFST                                                          18000-17                 
Uchwyt igłyFST12010-14
5-0 szew jedwabnyFeuerstein, Suprama
7-0 szew jedwabnyFeuerstein, Suprama
Weterynaryjna Komora RekonwalescencyjnaPeco ServicesV1200
Draeger 8-0 szew jedwabny Feuerstein, Suprama

Bibliografia

  1. Mukherjee, D., Patil, C. G. Epidemiology and the global burden of stroke. World Neurosurg. 76 (6), Suppl 85-90 (2011).
  2. Ebinger, M., Prüss, H., et al. Effect of the use of ambulance-based thrombolysis on time to thrombolysis in acute ischemic stroke: a randomized clinical trial. JAMA. 311 (16), 1622-1631 (2014).
  3. Ebinger, M., Lindenlaub, S., et al. Prehospital thrombolysis: a manual from Berlin. J vis Exp. (81), e50534(2013).
  4. Bogousslavsky, J., Van Melle, G., Regli, F. The Lausanne Stroke Registry: analysis of 1,000 consecutive patients with first stroke. Stroke. 19 (9), 1083-1092 (1988).
  5. Engel, O., Kolodziej, S., Dirnagl, U., Prinz, V. Modeling stroke in mice - middle cerebral artery occlusion with the filament model. J Vis Exp. (47), (2011).
  6. Donnan, G. A., Fisher, M., Macleod, M., Davis, S. M. Stroke. Lancet. 371 (9624), 1612-1623 (2008).
  7. Meairs, S., Wahlgren, N., et al. Stroke research priorities for the next decade--A representative view of the European scientific community. Cerebrovasc Dis. 22 (2-3), 75-82 (2006).
  8. Rosamond, W., Flegal, K., et al. Heart disease and stroke statistics--2007 update: a report from the American Heart Association Statistics Committee and Stroke Statistics Subcommittee. Circulation. 115 (5), 69-171 (2007).
  9. Moskowitz, M. A., Lo, E. H., Iadecola, C. The science of stroke: mechanisms in search of treatments. Neuron. 67 (2), 181-198 (2010).
  10. Dirnagl, U., Iadecola, C., Moskowitz, M. A. Pathobiology of ischaemic stroke: an integrated view. Trends Neurosci. 22 (9), 391-397 (1999).
  11. Dirnagl, U., Endres, M. Found in Translation: Preclinical Stroke Research Predicts Human Pathophysiology, Clinical Phenotypes, and Therapeutic Outcomes. Stroke. , (2014).
  12. Prinz, V., Hetzer, A. -M., et al. MRI heralds secondary nigral lesion after brain ischemia in mice: a secondary time window for neuroprotection. J Cereb Blood Flow Metab. , (2015).
  13. Shih, A. Y., Mateo, C., Drew, P. J., Tsai, P. S., Kleinfeld, D. A polished and reinforced thinned-skull window for long-term imaging of the mouse brain. J Vis Exp. (61), (2012).
  14. Holtmaat, A., Bonhoeffer, T., et al. Long-term, high-resolution imaging in the mouse neocortex through a chronic cranial window. Nat Protoc. 4 (8), 1128-1144 (2009).
  15. Iadecola, C., Dirnagl, U. The microcircualtion--fantastic voyage: introduction. Stroke. 44 (6), Suppl 1 83(2013).
  16. Blinder, P., Tsai, P. S., Kaufhold, J. P., Knutsen, P. M., Suhl, H., Kleinfeld, D. The cortical angiome: an interconnected vascular network with noncolumnar patterns of blood flow. Nat Neurosc. 16 (7), 889-897 (2013).
  17. Shih, A. Y., Driscoll, J. D., Drew, P. J., Nishimura, N., Schaffer, C. B., Kleinfeld, D. Two-photon microscopy as a tool to study blood flow and neurovascular coupling in the rodent brain. J Cereb Blood Flow Metab. 32 (7), 1277-1309 (2012).
  18. Cabrales, P., Carvalho, L. J. M. Intravital microscopy of the mouse brain microcirculation using a closed cranial window. J Vis Exp. (45), (2010).
  19. Rosell, A., Agin, V., et al. Distal occlusion of the middle cerebral artery in mice: are we ready to assess long-term functional outcome. Transl Stroke Res. 4 (3), 297-307 (2013).
  20. Dorand, R. D., Barkauskas, D. S., Evans, T. A., Petrosiute, A., Huang, A. Y. Comparison of intravital thinned skull and cranial window approaches to study CNS immunobiology in the mouse cortex. Intravital. 3 (2), (2014).
  21. Balkaya, M., et al. Assessing post-stroke behavior in mouse models of focal ischemia. J Cereb Blood Flow Metab. 33 (3), 330-338 (2013).
  22. Balkaya, M., Kröber, J., Gertz, K., Peruzzaro, S., Endres, M. Characterization of long-term functional outcome in a murine model of mild brain ischemia. J Neurosci Methods. 213 (2), 179-187 (2013).
  23. Freret, T., Bouet, V., et al. Behavioral deficits after distal focal cerebral ischemia in mice: Usefulness of adhesive removal test. Beh Neurosci. 123 (1), 224-230 (2009).
  24. Liu, S., Zhen, G., Meloni, B. P., Campbell, K., Winn, H. R. RODENT STROKE MODEL GUIDELINES FOR PRECLINICAL STROKE TRIALS (1ST EDITION). J Exp Stroke Trans Med. 2 (2), 2-27 (2009).
  25. Florian, B., Vintilescu, R., et al. Long-term hypothermia reduces infarct volume in aged rats after focal ischemia. Neurosci Lett. 438 (2), 180-185 (2008).
  26. Noor, R., Wang, C. X., Shuaib, A. Effects of hyperthermia on infarct volume in focal embolic model of cerebral ischemia in rats. Neurosci Lett. 349 (2), 130-132 (2003).
  27. Barber, P. A., Hoyte, L., Colbourne, F., Buchan, A. M. Temperature-regulated model of focal ischemia in the mouse: a study with histopathological and behavioral outcomes. Stroke. 35 (7), 1720-1725 (2004).
  28. Shin, H. K., Nishimura, M., et al. Mild induced hypertension improves blood flow and oxygen metabolism in transient focal cerebral ischemia. Stroke. 39 (5), 1548-1555 (2008).
  29. Kapinya, K. J., Prass, K., Dirnagl, U. Isoflurane induced prolonged protection against cerebral ischemia in mice: a redox sensitive mechanism. Neuroreport. 13 (11), 1431-1435 (2002).
  30. Gertz, K., Priller, J., et al. Physical activity improves long-term stroke outcome via endothelial nitric oxide synthase-dependent augmentation of neovascularization and cerebral blood flow. Circ Res. 99 (10), 1132-1140 (2006).
  31. Dirnagl, U. Bench to bedside: the quest for quality in experimental stroke research. J Cereb Blood Flow Metab. 26 (12), 1465-1478 (2006).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Obrazowanie in vivozamkni cie dystalnej t tnicy m zgowej rodkowejmikroskopia witalnamysi model udarubadania nad niedokrwieniem m zgukonfokalna mikroskopia laserowamikroskopia dwufotonowa
Przygotowanie bocznego przewlekłego okna czaszki umożliwia obserwację in vivo po niedrożności dystalnej tętnicy środkowej mózgu u myszy
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.