Podczas operacji niedokrwienia mięśnia sercowego/reperfuzji u myszy, prawidłowe umieszczenie ligatury okluzyjnej jest zazwyczaj potwierdzane przez widoczną obserwację bladości mięśnia sercowego. W tym artykule metoda elektrokardiograficznego potwierdzania niedokrwienia i reperfuzji, w celu uzupełnienia obserwowanej bladości mięśnia sercowego, została zademonstrowana u samców myszy C57Bl / 6.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Potwierdzenie niedokrwienia mięśnia sercowego i uszkodzenia reperfuzyjnego u myszy za pomocą elektrokardiografii powierzchniowej
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Wiele modeli zwierzęcych zostało stworzonych do badań nad przebudową mięśnia sercowego i niewydolnością serca ze względu na ich status jako głównej przyczyny śmiertelności na całym świecie. U ludzi w tętnicy wieńcowej tworzy się patologiczna niedrożność, a reperfuzja tej niedrożnej tętnicy jest uważana za niezbędną do utrzymania żywotności zagrożonego mięśnia sercowego. Chociaż jest to niezbędne do rekonwalescencji mięśnia sercowego, reperfuzja niedokrwiennego mięśnia sercowego powoduje uszkodzenie własnej tkanki. Fizjologiczna reakcja i gojenie się urazu niedokrwiennego/reperfuzyjnego różni się od przewlekłego urazu okluzyjnego. Uszkodzenie niedokrwienne/reperfuzyjne mięśnia sercowego zyskuje uznanie jako klinicznie istotny model w badaniach nad zawałem mięśnia sercowego. Z tego powodu równoległe modele zwierzęce niedokrwienia/reperfuzji są niezbędne do poszerzenia bazy wiedzy na temat uszkodzenia mięśnia sercowego. Zazwyczaj niedokrwienie serca myszy po niedrożności tętnicy wieńcowej lewej przedniej zstępującej (LAD) potwierdza się widoczną bladość mięśnia sercowego poniżej okluzji (ligatury). Jest to jednak tylko subiektywny sposób potwierdzenia prawidłowego lub spójnego umieszczenia ligatury, ponieważ istnieje wiele głównych tętnic, które mogą powodować bladość w różnych obszarach mięśnia sercowego. Metoda rejestrowania zmian elektrokardiograficznych w celu oceny prawidłowego ułożenia ligatury i wynikającego z tego niedokrwienia, a także reperfuzji, w celu uzupełnienia obserwowanej bladości mięśnia sercowego, pomogłaby uzyskać spójne rozmiary zawałów w modelach mysich. To z kolei pomogłoby zmniejszyć liczbę wykorzystywanych myszy. Dodatkowo, zmiany elektrokardiograficzne mogą być nadal rejestrowane nieinwazyjnie w sposób zależny od czasu po operacji. W artykule przedstawiona zostanie metoda elektrokardiograficznego potwierdzania niedokrwienia mięśnia sercowego i reperfuzji w czasie rzeczywistym.
Wprowadzenie
Choroby serca pozostają główną przyczyną zgonów na całym świecie1,2. Lewa komora (LV) jest nie tylko najbardziej muskularną komorą, odpowiedzialną za pompowanie krwi z serca do całego ciała3, ale jest częstym miejscem uszkodzenia serca po zawale mięśnia sercowego4. Obumarcie tkanki lewej komory często prowadzi do skurczowej niewydolności serca. Zwierzęce modele chorób serca są niezbędne dla postępu biomedycznych badań sercowo-naczyniowych. Szczep myszy C57Bl/6 jest popularnym wyborem dla modeli zwierzęcych ze względu na szybki czas rozmnażania, niski koszt i łatwość zmian genetycznych. Większość mysich modeli chirurgicznych do badania chorób serca obejmuje niedrożność gałęzi LAD lewej tętnicy wieńcowej. LAD jest czasami nazywany lewym rozwartym brzegiem5,6. LAD dostarcza krew do lewej ściany przedniej i przednio-bocznej komory. Badania okluzji LAD mają na celu wywołanie zawałów przednich, czasami rozciągających się na dolne i boczne obszary ściany7.
Dwa modele, które są często używane do badań nad zawałem mięśnia sercowego, obejmują przewlekłą okluzję, zawał mięśnia sercowego i niedokrwienie mięśnia sercowego/uszkodzenie reperfuzyjne. Przewlekła okluzja jest tworzona przez chirurgiczne zszywanie i trwałe blokowanie przepływu krwi przez LAD. Uraz niedokrwienny/reperfuzyjny powstaje w podobny sposób, tylko z przejściowym, zwykle 30-60 minutowym okresem niedokrwienia. Aby uzyskać przejściowe niedokrwienie, szew okluzyjny zawiązuje się wokół LAD i małej rurki PE-10, którą umieszcza się równolegle do LAD na powierzchni nasierdzia serca, po czym następuje okres reperfuzji, w którym rurka i szew zamykający są usuwane, a krew może ponownie przepływać przez tętnicę i do mięśnia sercowego. Operacja niedokrwienia/reperfuzji została uznana za klinicznie istotną ze względu na charakter uszkodzenia reperfuzyjnego równoległego do leczenia zawałów u ludzi, które obejmuje szybką angioplastykę wieńcową i stentowanie tętnicy lub pomostowanie tętnic wieńcowych. Zazwyczaj podczas tych operacji niedokrwienie lewej komory w sercu myszy potwierdza widoczna bladość ściany mięśnia sercowego. Jednak po prostu wykonując operacje na podkładce do elektrokardiogramu (EKG) w warunkach stałego monitorowania, można zaobserwować widoczne zmiany w kształcie krzywej EKG, potwierdzając w ten sposób niedokrwienie i reperfuzję mięśnia sercowego myszy.
Chociaż mysie serce jest pod wieloma względami podobne do ludzkiego serca, w tym jego czterokomorowej struktury, serca również różnią się między sobą. Jedną oczywistą różnicą jest to, że średnie tętno spoczynkowe dorosłych myszy wynosi 600 - 700 uderzeń na minutę (bpm), podczas gdy u dorosłych ludzi wynosi ~60-100 uderzeń na minutę8,9. Dodatkowo, u myszy fale repolaryzacyjne, J i T, często łączą się z kompleksem depolaryzacji QRS, co utrudnia dostrzeżenie wyraźnego odcinka ST10. Aby skomplikować proces elektrokardiograficznego potwierdzania niedokrwienia mięśnia sercowego, to właśnie uniesienie załamka T i odcinka ST jest wykorzystywane jako markery w diagnostyce niedokrwienia i uszkodzenia zawału mięśnia sercowego u ludzi, klinicznie określanego jako LACJA ST ejokardzia izawału lub STEMI. Jedną z kluczowych różnic między ludzkimi i mysimi kształtami fal jest to, że po fali S natychmiast następuje fala J, która przechodzi bezpośrednio w ujemną falę T. Podczas ostrego niedokrwienia mięśnia sercowego u myszy amplituda załamka S zmniejsza się, a bezpośrednio po niej następuje nieprawidłowy załamek J i odwrócony załamek T11. Wydaje się, że załamek T nie reprezentuje znaczącej części repolaryzacji u myszy11. Pomimo nazewnictwa i różnic między myszami a ludźmi, potwierdzenie w EKG mysiego niedokrwienia mięśnia sercowego i reperfuzji jest nadal wykonalne i stosunkowo proste. W celu uproszczenia interpretacji przebiegu, segment między SJ-T jest w niniejszym dokumencie określany jako segment ST.
Wytyczne STEMI opublikowane w 2013 roku zalecają, aby czas od drzwi pacjenta do balonu wynosił mniej niż 90 minut12. Oznacza to, że czas od stwierdzenia niedrożności tętnicy wieńcowej pacjenta do jej ponownego otwarcia powinien być krótszy niż 90 minut. Bijące serce stale pracuje, a zatem ma wysoki metabolizm oksydacyjny i wysoki poziom zużycia tlenu3. Aby to zapewnić, dla każdego miocytu3 dostępna jest sieć naczyń włosowatych. Serce potrzebuje tylko kilku uderzeń, aby wyczerpać zapasy tlenu i składników odżywczych. W ciągu 90 minut niedokrwienny obszar serca u człowieka zostanie zablokowany przed otrzymaniem od 5400 do 9000 uderzeń serca krwi bogatej w tlen. W tym samym 90-minutowym oknie mysz miałaby od 54 000 do 63 000 uderzeń serca. Eksperymentalne punkty czasowe dla mysiego niedokrwienia/uszkodzenia reperfuzyjnego wynoszą zwykle od 30 do 60 minut.
Znaczenie opracowania uzupełniającej metody potwierdzania niedokrwienia mięśnia sercowego i reperfuzji w modelu mysim ma głębokie implikacje dla spójności i powtarzalności danych w badaniach nad niedokrwieniem mięśnia sercowego/reperfuzją. Obecna praktyka wizualnej obserwacji serca pod kątem zmiany koloru tkanki nie jest wystarczająca jako samodzielna diagnostyka. Ponadto reperfuzja po usunięciu rurki i szwu nie jest gwarantowana. Chociaż tętnica nie jest już związana, tętnica mogła ulec uszkodzeniu podczas zabiegu i może stać się niemożliwa do ponownego perperfuzji. Korzystne byłoby posiadanie zapisu zmian elektrokardiograficznych w celu potwierdzenia reperfuzji, zamiast polegać na obserwacjach bladości mięśnia sercowego i rubora (kolor czerwony). Serca, które nie wykazują markerów uszkodzenia niedokrwiennego/reperfuzyjnego, mogą być szybko oznaczone, a badacze mogą podjąć decyzję o dalszym postępowaniu.
Na koniec, ustalenie zapisu zmian EKG od wartości wyjściowej przez cały okres niedokrwienia i reperfuzji pozwala badaczom kontynuować monitorowanie serca po początkowej operacji. Badacze obecnie tracą serce z oczu, gdy tylko operacja zostanie zakończona. EKG to prosty sposób na uzyskanie wglądu w zmiany zachodzące w mięśniu sercowym od kilku godzin do kilku dni po operacji. EKG zarejestrowane w punktach czasowych po operacji może ujawnić późno rozwijające się załamki Q, wskazujące na ciągłą lub pogarszającą się śmierć tkanki. Jednak, aby skutecznie mierzyć nowe lub pogarszające się markery elektrokardiograficzne, musi być dostępne wyjściowe EKG do porównania.
Ten protokół pokaże, jak przygotować, uzyskać i zinterpretować EKG w celu potwierdzenia niedokrwienia i reperfuzji serca myszy przy użyciu 8 - 12 tygodniowych samców myszy C57Bl/6.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Wszystkie zabiegi chirurgiczne wykonywane na zwierzętach powinny być przeprowadzane zgodnie z Przewodnikiem Opieki i Użytkowania Zwierząt Laboratoryjnych13 lub innymi odpowiednimi wytycznymi etycznymi. Przed przystąpieniem do dalszych czynności protokoły powinny zostać zatwierdzone przez komitet ds. dobrostanu zwierząt w odpowiedniej instytucji.
1. Przygotowanie do badania EKG
UWAGA: Zanim zaczniesz, załóż środki ochrony osobistej, w tym rękawice, okulary i czysty fartuch laboratoryjny lub jednorazowy fartuch.
- Wyczyść elektrodę EKG za pomocą bezalkoholowego i niewybielającego roztworu do odkażania. Delikatnie użyj delikatnej chusteczki do zadań, aby zetrzeć nadmiar roztworu, aby upewnić się, że elektroda nie zostanie uszkodzona.
- Jeśli podkładka EKG ma funkcję podgrzewania, użyj jej. Znieczulone myszy mają tendencję do szybkiej utraty ciepła ciała. Podgrzej wkładkę do 40-42 °C, aby utrzymać normotermiczną temperaturę ciała wynoszącą 37 °C przez cały czas trwania zabiegu14. Monitoruj temperaturę ciała za pomocą termometru doodbytniczego. Dostosuj temperaturę wkładki w razie potrzeby, aby utrzymać temperaturę ciała ~37 °C.
- Ponieważ większość torakotomii jest wykonywana, gdy mysz leży na plecach (na wznak), upewnij się, że przełącznik jest ustawiony na pozycję "leżąc". Wiele elektrod EKG ma funkcję przełączania między pozycją leżącą i leżącą. Brak wyboru właściwej orientacji może skutkować błędnym przedstawieniem zdarzeń elektrokardiograficznych.
- Znieczulić mysz za pomocą 5% wziewnego izofluranu i 1 l/min tlenu. Po znieczuleniu myszy przenieś mysz do podkładki EKG wyposażonej w stożek nosowy do znieczulenia i zmniejsz poziom izofluranu do 2% i 1 l / min tlenu. Potwierdź prawidłowe znieczulenie, upewniając się, że mysz nie reaguje, gdy stopa myszy jest ściskana kleszczami.
- Nałóż cienką warstwę maści nawilżającej oczy myszy na oczy myszy, aby zapobiec wysuszeniu i uszkodzeniu rogówki podczas znieczulenia.
- Wyczyść łapki myszy wilgotną chusteczką, aby usunąć całą widoczną ściółkę, która może przykleić się do łap lub może zakłócać przekazywanie impulsów elektrycznych z łap do podkładki EKG. Osusz łapy chusteczką.
- Nałóż niewielką ilość (nieco mniejszą niż dziesięciocentówka USD) wysoce przewodzącego żelu elektrolitowego na każdą z czterech metalowych elektrod na elektrodzie EKG.
Uwaga: Pamiętaj, aby nałożyć tylko niewielką ilość żelu, ponieważ zbyt duża ilość żelu utrudnia przytrzymanie łap do podkładki za pomocą taśmy. Ponadto łapy mogą wyślizgnąć się z pasa podczas operacji, jeśli były mokre przed nałożeniem taśmy. - Gdy mysz znajduje się w pozycji leżącej, użyj przezroczystej taśmy medycznej, aby przymocować każdą łapę do odpowiadającej jej elektrody (Rysunek 1). Najpierw przyciśnij każdą łapę do swojego kawałka taśmy, a następnie przyklej taśmę do podkładki EKG. Upewnij się, że każda skrępowana łapa styka się z żelem elektrolitowym i elektrodą.
2. Rejestracja EKG
- W zależności od sprzętu używanego do akwizycji EKG należy skonfigurować urządzenie tak, aby przebieg EKG mógł być wizualizowany w czasie rzeczywistym. W przypadku zapisów EKG z wykorzystaniem ustawień monitorowania fizjologicznego w echokardiografie, obraz na żywo w trybie B będzie miał przebieg fali EKG biegnący wzdłuż dolnej części ekranu.
Uwaga: Zapoznaj się z instrukcjami obsługi poszczególnych maszyn, aby określić, jak najlepiej skonfigurować to urządzenie. - Włącz wizualizację przebiegu EKG w czasie rzeczywistym, naciskając trybu B na echokardiografie lub jego odpowiednik na innych urządzeniach rejestrujących EKG.
- Dostosuj rozdzielczość, aby uwzględnić różnice w amplitudzie. Jeśli szczyt fali R lub dolina (dolina) fali Q znajdują się poza ramką wizualną, dostosuj rozdzielczość, aż będzie można zaobserwować całą wysokość przebiegu.
Uwaga: Można to zrobić w zakładce ustawień fizjologicznych na urządzeniu do echokardiografii. Klikaj strzałki zwiększania lub zmniejszania, aż widoczny będzie cały przebieg.
- Dostosuj rozdzielczość, aby uwzględnić różnice w amplitudzie. Jeśli szczyt fali R lub dolina (dolina) fali Q znajdują się poza ramką wizualną, dostosuj rozdzielczość, aż będzie można zaobserwować całą wysokość przebiegu.
- Za każdym razem, gdy chcesz uzyskać obraz, wyczyść panel EKG z narzędzi. Dotykanie myszką podczas zapisu EKG kleszczami lub palcami zaburzy przebieg. Upewnij się, że mysz jest nieruchoma i nietknięta na podkładce EKG przed zarejestrowaniem jakichkolwiek zapisów EKG.
- Użyj funkcji "nagrywania" lub "przechowywania" urządzenia przed wykonaniem jakichkolwiek nacięć chirurgicznych na myszy. Ten obraz zostanie wykorzystany jako punkt odniesienia do późniejszego porównania.
3. Zabieg chirurgiczny i zapis EKG
- Przed rozpoczęciem wstrzyknąć znieczulonej myszy środek przeciwbólowy (buprenorfina, 1,5 μg, dootrzewnowa). Szczegóły dotyczące zabiegu chirurgicznego niedokrwienia/reperfuzji można również znaleźć w innym miejscu5.
- Usuń włosy wokół pola operacyjnego chemicznie lub mechanicznie i zdezynfekuj obszar roztworem betadyny. Użyj skalpela, aby wykonać pionowe nacięcie równoległe do przełyku i tchawicy. Delikatnie przesuń węzły chłonne po obu stronach nacięcia, aż cienka tkanka pokrywająca tchawicę zostanie odsłonięta. Za pomocą kleszczy delikatnie oddziel tkankę, aż widoczne będą białe pierścienie chrząstki tchawicy.
Uwaga: Zazwyczaj używamy balsamu do depilacji Nair. Balsam nakłada się na pole operacyjne na ~1 min. Następnie Nair jest dokładnie zmywany solą fizjologiczną lub wodą. Ta metoda jest preferowana w naszym laboratorium, ponieważ echokardiografia o wysokiej rozdzielczości (która może wykryć mieszki włosowe) jest wykonywana przed i po zabiegu. Należy jednak zachować ostrożność, aby unikać wrażliwych obszarów, takich jak narządy płciowe, a następnie dokładnie zmyć Nair, aby uniknąć potencjalnych oparzeń skóry. - Szybko zdejmij nos myszy ze stożka nosowego i włóż rurkę wentylacyjną do ust myszy i w kierunku gardła. Gdy końcówka rurki wentylacyjnej jest widoczna przez odsłonięty obszar szyjki, wyrównaj rurkę z początkiem tchawicy. Delikatnie poruszaj rurką na boki, jednocześnie wywierając nacisk w górę, aż rurka wsunie się do tchawicy, co można potwierdzić wizualnie przez półprzezroczystą tchawicę.
- Upewnij się, że mysz pozostaje znieczulona podczas procedury intubacji. Zrób przerwę od intubacji i przywróć mysz do stożka nosowego, jeśli zacznie się poruszać.
- Za pomocą pętli ze sznurka zaczep dwa przednie zęby myszy przez pętlę i przyklej końce sznurka do podkładki EKG, aby ustabilizować głowę myszy i upewnić się, że rurka wentylacyjna nie przesuwa się podczas operacji. Szybko podłącz rurkę wentylacyjną do wentylatora gryzoni i dostosuj ustawienia wentylacji do wagi myszy. Rurki wentylacyjne z taśmą na miejscu.
- Przykryj odsłoniętą tchawicę myszy gazą nasączoną ciepłą solą fizjologiczną, aby zapobiec wyschnięciu tkanki.
- Wykonaj pionowe nacięcie za pomocą skalpela po lewej stronie mostka.
- Za pomocą kleszczy delikatnie oddziel warstwę powięzi od warstwy mięśniowej. Ostrożnie przetnij leżące poniżej warstwy mięśni, nie przecinając widocznych naczyń krwionośnych.
- Za pomocą kleszczy chwyć trzecie żebro i delikatnie pociągnij do góry. Przytrzymaj żebro jedną ręką i użyj nożyczek chirurgicznych, aby ostrożnie przeciąć tkankę międzyżebrową między trzecim a czwartym żebrem. Upewnij się, że płuca nie są uszkodzone.
Uwaga: Płuca cofną się głęboko w jamę klatki piersiowej prawie natychmiast po przebiciu jamy klatki piersiowej przez nacięcie chirurgiczne z powodu utraty gradientu ciśnienia. Poczekaj, aż płuca się cofną, zanim przejdziesz dalej. - Użyj kleszczy, aby chwycić i delikatnie oddzielić cienką warstwę osierdzia, która otacza serce.
- Włóż zwijacze lub ręcznie użyj kleszczy jako zwijaczy żeber, aby przesunąć żebra do pozycji, w której serce jest widoczne między żebrami.
Uwaga: Powszechną praktyką jest przesuwanie lewej dolnej łapy myszy tak, aby nachodziła na prawą dolną łapę podczas umieszczania ligatury. Pomaga to ustawić serce w taki sposób, aby wyrostek lewego przedsionka, czyli małżowina uszna, była dobrze widoczna podczas zakładania ligatury. Należy pamiętać, że prawidłowe krzywe EKG nie zostaną uzyskane, gdy lewa dolna łapa znajduje się poza elektrodą. Z tego powodu zaleca się powrót łapy do elektrody po przejściu ligatury szyjącej przez tkankę mięśnia sercowego, ale przed zaciśnięciem węzła. - Zlokalizuj LAD wizualnie, pod lewą małżowiną uszną. Szybko włóż jedwabną, stożkową igłę do szycia 7-0 do mięśnia sercowego na tyle głęboko, aby przejść pod LAD, ale nie tak głęboko, aby przeniknąć do jamy lewej komory. Przeciągnij ligaturę do szycia, aż na wolnym (nieigłowym) końcu ligatury do szycia pozostanie około 4 cm jedwabiu do szycia.
- Zacznij wiązać prosty węzeł szwu. Gdy wolny koniec jedwabiu do szycia zostanie przeciągnięty przez pętle, aby utworzyć węzeł, zatrzymaj się.
- Trzymając za kleszcze zarówno wolne, jak i igłowe końce jedwabiu do szycia, włóż ~1 cm odcinek rurki PE-10 pod węzeł formujący i na powierzchni nasierdzia.
- Jeśli lewa łapa myszy jest skrzyżowana, przywróć łapę do właściwej elektrody. Zaciśnij węzeł tak, aby rurka PE-10 została przyszyta do serca. Zwolnij wszelki kontakt fizyczny z myszą, aby umożliwić rejestrację EKG.
- Pozwól, aby przebieg EKG przechodził przez ~10 sekund. Sprawdź wizualnie przebieg EKG i zarejestruj przebieg jako "Czas okluzji". Jeśli amplituda załamka T nie wzrośnie w ciągu 1 minuty, należy ponownie ocenić położenie ligatury.
- Jeśli amplituda załamka T nie wzrasta, należy wyrzucić zwierzę z badania lub spróbować skorygować położenie ligatury.
- Sprawdź wzrokowo kolor mięśnia sercowego, aby potwierdzić blednięcie niedokrwienne LV.
- Jeśli zmiany w EKG i zmiany koloru mięśnia sercowego wskazują na niedokrwienie, należy dwukrotnie zawiązać szew wokół rurki PE-10.
- Przykryj otwartą jamę klatki piersiowej ciepłą gazą z soli fizjologicznej.
- Rejestruj EKG co 5-10 minut przez cały okres niedokrwienia.
4. Potwierdzenie reperfuzji za pomocą EKG
- Usuń gazę z soli fizjologicznej zakrywającą jamę klatki piersiowej i uwidocznij serce.
- Użyj ostrza, aby przeciąć jedwab do szycia na górze rurki PE-10. Po przecięciu ligatury należy usunąć odcinek rurki PE-10 i delikatnie usunąć ligaturę zszywającą z mięśnia sercowego.
- Zwolnij wszelki kontakt fizyczny z myszą i pozwól, aby przebieg EKG zmienił się na cykl ~10 sekund. Zapisz przebieg jako "Czas reperfuzji". Kontynuuj rejestrowanie przebiegów EKG co 5-10 minut, aż do osiągnięcia żądanego punktu czasu eksperymentu.
- W razie potrzeby dostosuj rozdzielczość dla zmian amplitudy. Jeśli załamek T nie zmieni się po wyjęciu rurki PE-10 i ligatury, reperfuzja nie zostanie potwierdzona.
- Jeśli załamek T nie zmieni się po wyjęciu rurki, należy wyrzucić zwierzę z badania lub spróbować skorygować położenie ligatury.
- Sprawdź wzrokowo mięsień sercowy, aby dodatkowo potwierdzić reperfuzję przez powrót do koloru czerwonego.
- Zamknij jamę klatki piersiowej, zszywając przestrzeń międzyżebrową jedwabnym szwem 5-0, jednocześnie delikatnie uciskając klatkę piersiową myszy, aby usunąć nadmiar powietrza, które dostało się podczas operacji. Następnie zszyj warstwy mięśni, a na końcu skórę. Uwaga: Wywieranie nacisku na klatkę piersiową może nie być wystarczające do opróżnienia jamy klatki piersiowej z powietrza u wszystkich myszy. Dlatego należy zastosować metodę ewakuacji za pomocą strzykawki i igły, aby upewnić się, że całe powietrze zostało usunięte.
- Zapisz ostatnie EKG przed wyłączeniem znieczulenia wziewnego i wyjęciem łapek myszy z elektrod. Zwiększ tlen do 2 l/min i utrzymuj wentylację, aż mysz odzyska przytomność.
- Pozwól myszy dojść do siebie w środowisku o stałej kontrolowanej temperaturze, np. w poduszce grzewczej lub ciepłym inkubatorze, aby uniknąć zmienności zawału. Leczyć mysz buprenorfiną 24 godziny po operacji, a następnie w razie potrzeby, zgodnie ze skalą grymasu myszy.
Uwaga: Procedura reperfuzji jest również szczegółowo omówiona przez Xu i wsp.5
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Normalny zapis EKG myszy przedstawiono na Rysunku 2 z oznaczeniami alfabetycznymi dla zdarzeń elektrycznych P, Q, R, S, J i T. P to początkowa depolaryzacja przedsionków. QRS to fala depolaryzacji komór. J to wczesna repolaryzacja, a T reprezentuje niejednorodną repolaryzację, znaną również jako faza regeneracji11. Należy zauważyć, że wiele laboratoriów nie stosuje nomenklatury fali J, lecz odnosi się do odcinka SJT jako do odcinka ST10,15-17. Przeds...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Zastosowanie zmian w EKG jako metody uzupełniającej w celu potwierdzenia niedokrwienia mięśnia sercowego i reperfuzji zapewnia dokładne umieszczenie ligatury okluzyjnej. Dokładność umieszczania ligatur ma kluczowe znaczenie dla zmniejszenia zmienności danych wśród zwierząt. LAD w sercu myszy to trudna do wizualizacji tętnica. Dlatego uzupełnienie bladość wzrokowej zmianami elektrokardiograficznymi pomoże zapewnić prawidłowe umieszczenie ligatury i wynikające z tego uszkodzenie tkanki.
Ponieważ...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Ta praca była wspierana przez nagrody Merit Review (BX002332 i BX000640) od Biomedical Laboratory Research and Development Service of the Veterans Affairs Office of Research and Development, National Institutes of Health (R15HL129140), oraz fundusze z konta Institutional Research and Improvement. Projekt jest częściowo wspierany przez National Institutes of Health grant C06RR0306551.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Vevo 1100 | Fujifilm Visual Sonics | Echokardiografia | |
| Maszyna Płytka do obsługi myszy | Fujifilm Visual Sonics | Podgrzewana płytka EKG | |
| Signa-Gel | Wysoce przewodzący | ||
| żel wieloelektrodowy | Parker | 15-25 | Przeznaczenie |
| Elektrolit Transpore Taśma medyczna | 3M | 1527-0 | |
| PI-Spray II | Innowacje farmaceutyczne | NDC 36-2013-25 | Środek czyszczący do myszy EKG |
| C57Bl6 | The Jackson Laboratory | 000664 | Mężczyzna, 8 - 12 tyg |
| IsoThesia-Isoflurane | Henry Schein | NDC 1169-0500-1 | |
| Excel | Microsoft | ||
| Systane Nighttime Lubricant Maść | do oczu Alcon | 65050935 | |
| 7-0 Nici jedwabne Perma-Hand | Ethicon | 640.O32 | |
| 5-0 Szwy jedwabne Perma-Hand | Ethicon | K809. O32 | |
| Nożyczki chirurgiczne | ROBOZ | RS-5881 | |
| Kleszcze | Narzędzia do nauki | 11052-10 | |
| Gauze | Bio Nuclear Diagnostics Inc | DIS-022B | |
| Uchwyt na igłę | Fine Science Tools | 12565-14 | |
| Buprenex CIII | Patterson Veterinary | 0-891-9756 | Chlorowodorek buprenorfiny przeciwbólowy |
| Betadine | Purdue Products | 67618-150-08 | |
| Nair | i Dwight Co. | NRSL-22339-05 |
Bibliografia
- Kochanek, K. D., Murphy, S. L., Xu, J. Deaths: Final Data for 2011. Natl Vital Stat Rep. 63 (3), 1-120 (2015).
- World Health Organization. The 10 leading causes of death in the world. , Available from: http://www.who.int/mediacentre/factsheets/fs310/en/ (2012).
- Klabunde, R. E. Cardiovascular Physiology Concepts 2edn. , Wolters Kluwer Health Lippincott Williams & Wilkins. Philadelphia. 243(2012).
- Bhardwaj, R., Kandoria, A., Sharma, R. Myocardial infarction in young adults-risk factors and pattern of coronary artery involvement. Niger Med J. 55 (1), 44-47 (2014).
- Xu, Z., Alloush, J., Beck, E., Weisleder, N. A murine model of myocardial ischemia-reperfusion injury through ligation of the left anterior descending artery. J Vis Exp. (86), (2014).
- Fernández, B., et al. The coronary arteries of the C57BL/6 mouse strains: implications for comparison with mutant models. J Anat. 212 (1), 12-18 (2008).
- Thaler, M. S. The Only EKG Book You'll Ever Need. , Lippincott Williams & Wilkins. Philadelphia. 4 edn (2003).
- Poirier, P. Exercise, heart rate variability, and longevity: the cocoon mystery? Circulation. 129 (21), 2085-2087 (2014).
- Boudoulas, K. D., Borer, J. S., Boudoulas, H. Heart Rate, Life Expectancy and the Cardiovascular System: Therapeutic Considerations. Cardiology. 132 (4), 199-212 (2015).
- Wehrens, X. H., Kirchhoff, S., Doevendans, P. A. Mouse electrocardiography: an interval of thirty years. Cardiovasc Res. 45 (1), 231-237 (2000).
- Boukens, B. J., Rivaud, M. R., Rentschler, S., Coronel, R. Misinterpretation of the mouse ECG: 'musing the waves of Mus musculus. J Physiol. 592 (21), 4613-4626 (2014).
- O'Gara, P. T., et al. ACCF/AHA guideline for the management of ST-elevation myocardial infarction: executive summary: a report of the American College of Cardiology Foundation/American Heart Association Task Force on Practice Guidelines: developed in collaboration with the American College of Emergency Physicians and Society for Cardiovascular Angiography and Interventions. Catheter Cardiovasc Interv. 82 (1), E1-E27 (2013).
- Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , National Academies Press. Washington DC. 8 edn (2011).
- Gao, S., Ho, D., Vatner, D. E., Vatner, S. F. Echocardiography in Mice. Curr Protoc Mouse Biol. 1, 71-83 (2011).
- Jong, W. M., et al. Reduced acute myocardial ischemia-reperfusion injury in IL-6-deficient mice employing a closed-chest model. Inflamm Res. 65 (6), 489-499 (2016).
- Nadtochiy, S. M., et al. In vivo cardioprotection by S-nitroso-2-mercaptopropionyl glycine. J Mol Cell Cardiol. 46 (6), 960-968 (2009).
- Preda, M. B., Burlacu, A. Electrocardiography as a tool for validating myocardial ischemia-reperfusion procedures in mice. Comp Med. 60 (6), 443-447 (2010).
- Speerschneider, T., Thomsen, M. B. Physiology and analysis of the electrocardiographic T wave in mice. Acta Physiol (Oxf. 209 (4), 262-271 (2013).
- Kersten, J. R., Schmeling, T. J., Pagel, P. S., Gross, G. J., Warltier, D. C. Isoflurane mimics ischemic preconditioning via activation of K(ATP) channels: reduction of myocardial infarct size with an acute memory phase. Anesthesiology. 87 (2), 361-370 (1997).
- Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: anesthetic considerations in preclinical research. ILAR J. 53 (1), E55-E69 (2012).
- Curtis, M. J., et al. The Lambeth Conventions (II): guidelines for the study of animal and human ventricular and supraventricular arrhythmias. Pharmacol Ther. 139 (2), 213-248 (2013).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
Tagi
