Method Article

Wizualizacja steroidogennej tkanki międzynerkowej i jej mikrośrodowiska naczyniowego u danio pręgowanego

DOI:

10.3791/54820

⸱

December 21st, 2016

 ,  ,  , 
1Department of Life Science, Tunghai University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Gruczoł międzynerkowy u danio pręgowanego jest teleosteańskim odpowiednikiem nadnerczy ssaków. Protokół ten przedstawia, jak przeprowadzić test aktywności enzymatycznej dehydrogenazy 3-β-hydroksysteroidowej (izomerazy Δ5-4; 3β-Hsd), który wykrywa zróżnicowane komórki steroidogenne u rozwijającego się danio pręgowanego.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół wprowadza sposób wykrywania zróżnicowanych międzynerkowych komórek steroidogennych za pomocą prostego testu aktywności enzymatycznej na całej górze. Identyfikacja zróżnicowanych tkanek steroidogennych poprzez chromogenne barwienie histochemiczne komórek dodatnich pod względem aktywności dehydrogenazy 3-β-hydroksysteroidowej / izomerazyΔ 5-4 (3β-Hsd) ma kluczowe znaczenie dla monitorowania morfologii i różnicowania tkanek kory nadnerczy i międzynerkowych odpowiednio u ssaków i teleostów. W modelu danio pręgowanego przezroczystość optyczna i przepuszczalność tkanek rozwijających się zarodków i larw pozwalają na barwienie całego wierzchowca o aktywności 3β-Hsd. Ten protokół barwienia, wykonywany na transgenicznych fluorescencyjnych liniach reporterowych oznaczających rozwijające się komórki przednercza i śródbłonka, umożliwia wykrycie steroidogennej tkanki międzynerkowej oprócz nerki i sąsiednich naczyń krwionośnych. W połączeniu z przekrojem wibratomowym, immunohistochemią i mikroskopią konfokalną możemy uwidocznić i oznaczyć mikrośrodowisko naczyniowe międzynerkowych tkanek steroidogennych. Test aktywności 3β-Hsd jest niezbędny do badania biologii komórki gruczołu międzynerkowego danio pręgowanego, ponieważ do tej pory nie ma odpowiedniego przeciwciała do znakowania komórek steroidogennych danio pręgowanego. Co więcej, test ten jest szybki i prosty, dzięki czemu stanowi potężne narzędzie do badań przesiewowych mutantów ukierunkowanych na zaburzenia genetyczne nadnerczy (międzynerkowych), a także do określania wpływu substancji chemicznych na steroidogenezę w badaniach farmaceutycznych lub toksykologicznych.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nadnercza, kluczowy składnik osi podwzgórze-przysadka-nadnercza, wydzielają sterydy i koordynują homeostazę steroidów oraz reakcję organizmu na stres. Nadnercza składają się z kory zewnętrznej, która wydziela sterydy w sposób specyficzny dla strefy, oraz rdzenia wewnętrznego, który syntetyzuje katecholaminy. Gruczoł międzynerkowy w teleostach jest odpowiednikiem nadnercza u ssaków i składa się ze steroidogennych komórek międzynerkowych i chromochłonnych, które są funkcjonalnymi odpowiednikami kory nadnerczy i rdzenia, odpowiednio1-3. Badania przeprowadzone z wykorzystaniem modelu danio pręgowanego wykazały, że zarówno steroidogenne, jak i chromochłonne linie komórkowe są tworzone przez mechanizmy molekularne i komórkowe bardzo przypominające te u ssaków1,2. Dlatego danio pręgowany jest potencjalnie potężnym modelem do badania zaburzeń genetycznych, kontroli neuroendokrynnej i biologii systemowej osi podwzgórze-przysadka-nadnercza (międzynerczowe).

W nadnerczach 3β-Hsd katalizuje konwersję progesteronu z pregnenolonu, 17α-hydroksyprogesteronu z 17α-hydroksypregnelolonu i androstendionu z dehydroepiandrosteronu4,5. 3β-Hsd jest niezbędny do biosyntezy wszystkich klas steroidów hormonalnych, a mianowicie progesteronu, glikokortykosteroidów, mineralokortykosteroidów, androgenów i estrogenów. Dwa ludzkie izoenzymy 3β-Hsd HSD3B1 i HSD3B2 mają różną ekspresję6. HSD3B1 ulega ekspresji w łożysku i tkankach obwodowych, podczas gdy HSD3B2 ulega ekspresji w korze nadnerczy i gonadach. Ludzkie HSD3B1 i HSD3B2 są współortologami zebry HSD3B1, który ulega ekspresji w tkance międzynerkowej i gonadach dorosłych; Danio pręgowany HSD3B2 jest genem ulegającym ekspresji matczynej, którego transkrypty znikają przed organogenezą7. Protokół testu aktywności enzymatycznej 3β-Hsd dla całego wierzchowca dla zebrytania został opracowany poprzez modyfikację metody Levy'ego, opisanej przez Milano i wsp., na zamrożonych odcinkach ośmiu gatunków teleostów8. Ze względu na przepuszczalność tkanek i przezroczystość optyczną rozwijającego się danio pręgowanego, histochemia 3β-Hsd w całości może być z powodzeniem stosowana do utrwalonych zarodków i larw danio pręgowanego oraz specyficznie wyznaczać zróżnicowane tkanki międzynerkowe.

Ten czuły i szybki test został zastosowany do różnych mutantów i morfantów wykazujących różne typy dysmorfogenezy międzynerkowej. Międzynerkowa aktywność 3β-HSD jest nieobecna w zarodku, w którym specyfikacja tkanki międzynerkowej jest zaburzona przez specyficzny knockdown czynnika transkrypcyjnego Ff1b i jest zmniejszona, ponieważ różnicowanie międzynerkowe jest zaburzone przez knockdown koregulatora Ff1b Prox19,10. Warto zauważyć, że aktywność 3β-Hsd można wykryć u mutantów z poważnymi wadami we wczesnym stadium, takimi jak jednooka główka od szpilki i zez, gdzie histochemia 3β-Hsd określa, w jaki sposób wpływa na migrację komórek międzynerkowych11. Różnicowanie tkanki międzynerkowej nie jest zaburzone nawet przy całkowitym braku krwi i naczyń krwionośnych. W związku z tym, w jaki sposób sygnały pochodzące ze śródbłonka kształtują rozwijający się narząd międzynerkowymożna określić 12,13. Ogólnie rzecz biorąc, ten test histochemiczny został z powodzeniem wykorzystany do badania specyfikacji, różnicowania i migracji komórek steroidogennych w modelu danio pręgowanego. Dlatego powinien być skutecznym i niezawodnym narzędziem do wszelkich genetycznych lub chemicznych badań przesiewowych ukierunkowanych na zaburzenia nadnerczy i narządów międzynerkowych.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Oświadczenie etyczne: Wszystkie procedury eksperymentalne na danio pręgowanym zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Tunghai (Zatwierdzenie IRB nr 101-12) i przeprowadzone zgodnie z zatwierdzonymi wytycznymi.

1. Roztwory podstawowe do barwienia aktywności enzymatycznej 3β-HSD

  1. Przygotować trans-dehydroandrosteron [10 mg/ml w dimetylosulfotlenku (DMSO)].
  2. Przygotować hydrat dinukleotydu β-nikotynamidoadeninowego (1,2 mg/ml w 0,1 M buforze fosforanowym, pH 7,2).
  3. Przygotuj amid kwasu nikotynowego (witamina B3, 50 mg/ml wH2O).
  4. Przygotować 4-nitro niebieski tetrazolium (50 mg/ml w 70% dimetyloformamidzie).
  5. Wszystkie te składniki przelać do probówek do mikrofuge i przechowywać w temperaturze -20 °C.
    UWAGA: Z naszego doświadczenia wynika, że wielokrotne zamrażanie i rozmrażanie podwielokrotności wszystkich wyżej wymienionych roztworów nie wpływa na intensywność barwienia aktywnością 3β-Hsd.

2. Barwienie aktywności 3β-Hsd w całości

UWAGA: Aktywność enzymatyczna 3β-Hsd jest wykrywalna w zarodkach danio pręgowanego już po 28 godzinach od zapłodnienia (hpf) podczas hodowli w temperaturze 28,5 °C, co jest zgodne z początkiem ekspresji mRNA hsd3b12,7. Protokół barwienia aktywności 3β-Hsd w tym badaniu oparty jest na wcześniej opisanej metodzie8 i został uznany za skuteczny u rozwijającego się danio pręgowanego do 7 dni po zapłodnieniu9. Do analizy mikrośrodowiska naczyniowego międzynerkowej tkanki steroidogennej należy zastosować barwienie aktywności 3β-Hsd w całości do linii transgenicznych wyrażających fluorescencję specyficzną dla śródbłonka, takich jak Tg(kdrl:EGFP)s843 14 i Tg(kdrl:mCherry)ci5 15. Aby przeanalizować międzynerkową tkankę steroidogenną z uwzględnieniem rozwoju nerek danio pręgowanego, barwienie aktywnością 3β-Hsd można zastosować do ryby Tg(wt1b:GFP)li1 16, gdzie nakreślone jest tworzenie kłębuszków nerkowych i kanalików pronerkowych.

  1. Traktuj rozwijającego się danio pręgowanego, inkubując je w 0,03% fenylotiomocznika w wodzie z jaj (0,06 mg/l soli rafowej w wodzie dejonizowanej), zaczynając od etapu od 12 do 24 hpf, aby zahamować tworzenie pigmentu.
  2. Utrwalić zdekorionowane zarodki lub larwy w (A) 4% paraformaldehydzie (PFA) w soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS) uzupełnionej 0,1% Tween 20 (PFAT) przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej (RT) lub (B) 2% PFAT przez noc w temperaturze 4 °C lub przez 2 godziny w temperaturze 4 °C, a następnie 4 godziny w temperaturze RT.
    Uwaga: PFA jest toksyczny przez drogi oddechowe i kontakt ze skórą. Działa destrukcyjnie na skórę, błony śluzowe, oczy i górne drogi oddechowe.
  3. Myj zarodki 4x przez 10 minut PBS uzupełnionym 0,1% Tween 20 (PBST) w RT.
    UWAGA: Bardzo ważne jest, aby nie suszyć próbek podczas wymiany roztworów myjących.
  4. Świeżo przygotować roztwór barwiący przed reakcjami (Tabela 1). Przygotuj, odwiruj i odwiruj części A i B w oddzielnych probówkach.
    UWAGA: Dodanie wszystkich składników bezpośrednio do jednej probówki spowodowałoby silne opady.
  5. Dodać cały roztwór z części A do całego roztworu z części B, dobrze wymieszać, aby przygotować roztwór barwiący i natychmiast rozprowadzić 1 ml do każdej probówki do mikrofuge zawierającej utrwalone i umyte zarodki.
  6. Owiń rurki do mikrofug folią aluminiową, aby chronić je przed światłem i umieść na rotatorze lub platformie kołyszącej, aby delikatnie potrząsnąć przy RT.
  7. Empirycznie określ czas reakcji, monitorując sygnały chromogenne za pomocą mikroskopii. Z czasem pojawią się niewielkie opady; Nie będą one jednak zakłócać procesu reakcji.
    UWAGA: W przypadku zarodków utrwalonych w temperaturze 28 hpf, barwienie w temperaturze 25 °C przez 4 godziny generuje wyraźny sygnał w tkance międzynerkowej.
  8. Zatrzymaj reakcję myjąc 4x przez 10 min w PBST. Jeśli nie jest wymagana dalsza analiza immunohistochemiczna (IHC), należy utrwalić barwione zarodki 4% PFAT przez 60 minut w temperaturze pokojowej. W przeciwnym razie umyte zarodki należy przechowywać w temperaturze 4 °C do czasu dalszego użycia.
  9. W przypadku mikroskopii z pełnym mocowaniem oczyść wybarwione, utrwalone i umyte zarodki za pomocą 50% glicerolu w PBS, ustaw je stroną grzbietową skierowaną do góry na szkiełku i obserwuj za pomocą mikroskopu pionowego w jasnym oświetleniu polowym.
    UWAGA: Aby uzyskać obraz morfologii tkanki międzynerkowej w wysokiej rozdzielczości, zaleca się analizę płaskiego zarodka barwionego aktywnością 3β-Hsd i odżółkowanego. Ponieważ steroidogenna tkanka międzynerkowa znajduje się tuż nad woreczkiem żółtkowym, brzuszna analiza płasko zamontowana tkanki międzynerkowej umożliwia bezpośrednią i wyraźną obserwację morfologii międzynerkowej17.

3. Analiza IHC zarodków barwionych aktywnością 3β-HSD

UWAGA: W celu analizy mikrośrodowiska naczyniowego tkanki steroidogennej, zarodki barwione aktywnością 3β-Hsd z transgenicznym reporterem fluorescencyjnym specyficznym dla śródbłonka są poddawane przekrojowi wibratomu poprzecznego i późniejszej analizie IHC12,18.

  1. Po utrwaleniu
    1. Po utrwaleniu 3β-Hsd barwione aktywnością i umyte zarodki z 2% PFA uzupełnione 1% Triton X-100 przez 1 godzinę w temperaturze 4 °C i myć 4x przez 10 minut w PBS zawierającym 1% Triton X-100 (PBSTx) w temperaturze pokojowej.
  2. Osadzanie
    1. Przygotować 4% niskotopliwej agarozy, rozpuszczając ją w PBS w temperaturze 95 °C, przelać do probówek do mikrofuge i przechowywać w temperaturze 4-8 °C.
    2. Rozpuść podwielokrotność 4% niskotopliwej agarozy w temperaturze 70 °C przez 10 minut, a następnie utrzymuj podwielokrotność w temperaturze 47 °C. Zanurz każdy zarodek w stopionej 4% niskotopliwej agarozie w odłączonej nasadce z probówki do mikrofuzy o pojemności 1,5 ml, która służy jako forma, i pozostaw do ostygnięcia do stwardnienia.
  3. Sekcja wibratomu
    1. Przyklej kawałek papierowej taśmy do suchej platformy wibratomu.
    2. Usuń stwardniały blok agarozy z formy za pomocą żyletki. Nałóż superglue na taśmę papierową na platformie i przymocuj blok agarozy do taśmy papierowej, przednią stroną próbki skierowaną do góry. Przyciąć blok agarozy do kształtu trapezoidalnego graniastosłupa, z około 4 mm i 8 mm z każdej strony odpowiednio górnej i dolnej fasety.
    3. Przepłukać blok agarozy zawierający próbkę zimnym PBS uzupełnionym 0,5% Triton X-100 (0,5% PBSTx) za pomocą zakraplacza.
    4. Pokrój blok agarozy na odcinki 100 μm zgodnie z instrukcją obsługi wibratomu. Stale płucz blok agarozy, aby zapobiec wysuszeniu. Po przecięciu każdego plastra należy wyjąć go z wibratomu za pomocą igły strzykawkowej 26 G i przenieść na płytkę punktową zawierającą zimne 0,5% PBSTx (500 μl / studziennik).
    5. Zebrać skrawki tkanek o dodatniej aktywności 3β-Hsd, sprawdzając je pod mikroskopem preparacyjnym, i przenieść skrawki za pomocą końcówki pipety z odciętym końcem (około 1 mm średnicy wewnętrznej przy otworze) do 96-dołkowej płytki zawierającej zimne 0,5% PBSTx (150 μl/dołek). Po tym etapie próbki tkanek zwykle odłączają się od bloku agarozowego.
  4. Przepuszczalność i mycie
    1. Plastry myć 6x przez 15 min w 0,5% PBSTx w RT, 10 min w PBS i 4x przez 10 min w PBS z dodatkiem 1% albuminy surowicy bydlęcej/1% DMSO/0,1% Triton X-100 (PBDTx).
  5. Blokowanie
    1. Inkubować plastry przez 1 godzinę w 2% płodowej surowicy cielęcej (FCS) w PBDTx w temperaturze pokojowej.
  6. Pierwotna reakcja przeciwciał
    1. Inkubować plastry przez 1,5 dnia w PBDTx zawierającym pierwszorzędowe przeciwciało (np. króliczą poliklonalną anty-ludzką fibronektynę i mysią antyludzką ogniskową kinazę adhezyjną) w temperaturze 4 °C.
  7. mycie
    1. Plastry myć 6x przez 10 min w PBDTx w temperaturze RT.
  8. Blokowanie
    1. Inkubować plastry przez 1 godzinę w 2% FCS w PBDTx w RT.
  9. Wtórna reakcja przeciwciał
    1. Inkubować plastry przez 1,5 dnia w PBDTx zawierającym drugorzędowe przeciwciało (anty-królicze lub anty-mysie IgG sprzężone z fluoroforem, kozie) w temperaturze 4 °C.
  10. mycie
    1. Plastry myć 6x przez 10 min w PBDTx w RT i 4x przez 10 min w PBST w RT.
      UWAGA: W przypadku konfokalnej analizy mikroskopowej należy oczyścić próbki z 50% glicerolem w PBS.

4. Analiza konfokalna

  1. Obserwuj cały zarodek i przekrój za pomocą mikroskopu konfokalnego wyposażonego w soczewkę obiektywową 10X/0,5 i 20X/0,75.
  2. W celu jednoczesnego wykrywania fluorescencji i barwienia 3β-Hsd, ustaw tryb wielościeżkowy w następujący sposób: laser argonowy 488 nm i filtr pasmowoprzepustowy 505-530 nm do wykrywania GFP; laser helowo-neonowy 543 nm i filtr pasmowo-przepustowy 560-615 nm do wykrywania mCherry; oraz kanał światła przechodzącego do wykrywania barwienia 3β-Hsd. Rozmiar otworka to 1 jednostka Aireya, a rozdzielczość to 1,024 x 1,024 pikseli.
  3. Zmontuj stosy z (w odstępie 6 μm) jako projekcję 3D i połącz projekcję i jasne pole za pomocą wbudowanego oprogramowania konfokalnego.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aby określić, w jaki sposób steroidogenna tkanka międzynerkowa współrozwija się z kłębuszkiem nerkowym pronefrycznej i jej powstającym unaczynieniem, przeprowadzono test aktywności enzymatycznej 3β-Hsd na podwójnym transgenicznym Tg(wt1b:GFP)li1; Zarodek Tg(kdrl:mCherry)ci5 przy 34 hpf (ryc. 1). Na tym etapie tkanka steroidogenna o dodatniej aktywności 3β-Hsd znajduje się tuż przy linii środkowej i bezpośrednio ogonowo do kłębuszka nerkowego...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Siła sygnału aktywności 3β-Hsd wzrastała w trakcie reakcji. Wyraźne sygnały aktywności 3β-Hsd wykryto po 4 godzinach reakcji dla etapów od 28 hpf wzwyż. Jednak czas trwania reakcji wymaga empirycznego określenia, w zależności od celu testu. W przypadkach, gdy barwienie wymaga przetworzenia przez noc, na próbkach ma tendencję do tworzenia się lekko niebieskawego tła. Problem ten można przezwyciężyć poprzez wydłużenie czasu wiązania (np. 4 godziny w 4% PFAT w RT) przed barwieniem aktywnością 3β-Hsd. Z kolei nadmie...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają żadnych konkurencyjnych interesów finansowych, które mogliby zadeklarować.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziękujemy Prof. Christophowi Englertowi i Prof. Didierowi Stainierowi za podarowanie odpowiednio szczepów Tg(wt1b:GFP) li1 i Tg(kdrl:EGFP)s843, a także Taiwan Zebrafish Core Facility za dostarczenie Tg(kdrl:mCherry)ci5. Badanie to było wspierane przez granty z tajwańskiego Ministerstwa Nauki i Technologii (96-2628-B-029-002-MY3, 101-2313-B-029-001, 102-2628-B-029-002-MY3, 102-2321-B-400-018).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Mikroskop konfokalnyCarl Zeiss LSM510 
DMSOSigmaD8418 
GlycerolUSBUS16374
Hyclone Surowica dla cieląt płodowych GE Healthcare Life SciencesSH30073
NikotynamidSigmaN0636
β-Hydrat dinukleotydu nikotynamidoadeninowegoSigmaN1636
4-Nitro niebieski tetrazoliumPromegaS380C
Nusieve GTGLonza50081
ParaformaldehydSigmaP6148
FenylotiomocznikSigma P7629
Solanka buforowana fosforanamiSigmaP4417-100Tab
PYREX Spot PlateCorning7220-85
Sól rafowaAZOOAZ28001
trans-DehydroandrosteronSigmaD4000
Triton X-100SigmaT8787
Tween 20SigmaP9416
VibratomeLeicaVT1000M

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Hsu, H. J., Lin, G., Chung, B. C. Parallel early development of zebrafish interrenal glands and pronephros: differential control by wt1 and ff1b. Development. 130, 2107-2116 (2003).
  2. To, T. T., et al. Pituitary-interrenal interaction in zebrafish interrenal organ development. Mol Endocrinol. 21, 472-485 (2007).
  3. Liu, Y. W. Interrenal organogenesis in the zebrafish model. Organogenesis. 3, 44-48 (2007).
  4. Cravioto, M. D., et al. A new inherited variant of the 3 beta-hydroxysteroid dehydrogenase-isomerase deficiency syndrome: evidence for the existence of two isoenzymes. J Clin Endocrinol Metab. 63, 360-367 (1986).
  5. Lachance, Y., et al. Characterization of human 3 beta-hydroxysteroid dehydrogenase/delta 5-delta 4-isomerase gene and its expression in mammalian cells. J Biol Chem. 267, 3551(1992).
  6. Simard, J., et al. Molecular biology of the 3beta-hydroxysteroid dehydrogenase/delta5-delta4 isomerase gene family. Endocr Rev. 26, 525-582 (2005).
  7. Lin, J. C., et al. Two zebrafish hsd3b genes are distinct in function, expression, and evolution. Endocrinology. 156, 2854-2862 (2015).
  8. Grassi Milano, E., Basari, F., Chimenti, C. Adrenocortical and adrenomedullary homologs in eight species of adult and developing teleosts: morphology, histology, and immunohistochemistry. Gen Comp Endocrinol. 108, 483-496 (1997).
  9. Chai, C., Liu, Y. W., Chan, W. K. Ff1b is required for the development of steroidogenic component of the zebrafish interrenal organ. Dev Biol. 260, 226-244 (2003).
  10. Liu, Y. W., Gao, W., Teh, H. L., Tan, J. H., Chan, W. K. Prox1 is a novel coregulator of Ff1b and is involved in the embryonic development of the zebra fish interrenal primordium. Mol Cell Biol. 23, 7243-7255 (2003).
  11. Chai, C., Liu, Y. W., Chan, W. K. Ff1b is required for the development of steroidogenic component of the zebrafish interrenal organ. Dev. Biol. 260, 226-244 (2003).
  12. Chou, C. W., Zhuo, Y. L., Jiang, Z. Y., Liu, Y. W. The hemodynamically-regulated vascular microenvironment promotes migration of the steroidogenic tissue during its interaction with chromaffin cells in the zebrafish embryo. PLoS One. 9, e107997(2014).
  13. Liu, Y. W., Guo, L. Endothelium is required for the promotion of interrenal morphogenetic movement during early zebrafish development. Dev Biol. 297, 44-58 (2006).
  14. Jin, S. W., Beis, D., Mitchell, T., Chen, J. N., Stainier, D. Y. Cellular and molecular analyses of vascular tube and lumen formation in zebrafish. Development. 132, 5199-5209 (2005).
  15. Proulx, K., Lu, A., Sumanas, S. Cranial vasculature in zebrafish forms by angioblast cluster-derived angiogenesis. Dev Biol. 348, 34-46 (2010).
  16. Perner, B., Englert, C., Bollig, F. The Wilms tumor genes wt1a and wt1b control different steps during formation of the zebrafish pronephros. Dev Biol. 309, 87-96 (2007).
  17. Chou, C. W., Chiu, C. H., Liu, Y. W. Fibronectin mediates correct positioning of the interrenal organ in zebrafish. Dev Dyn. 242, 432-443 (2013).
  18. Chiu, C. H., Chou, C. W., Takada, S., Liu, Y. W. Development and fibronectin signaling requirements of the zebrafish interrenal vessel. PLoS One. 7, e43040(2012).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Interrenal Steroidogenic TissueZebrafish Embryos3 Hsd Activity AssayWhole Mount StainingVibratome SectioningConfocal MicroscopyTransgenic Reporter LinesVascular MicroenvironmentPronephric KidneyEndothelial Cells

Related Articles