Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Wytwarzanie ludzkich komórek dendrytycznych pochodzących z monocytów z krwi pełnej

20.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/54968

⸱

24 grudnia 2016

 ,  , 
1Division of Hygiene and Medical Microbiology, Medical University of Innsbruck

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj pokazujemy, jak monocyty są izolowane przez magnetyczne oddzielanie kulek od komórek jednojądrzastych krwi obwodowej po odwirowaniu w gradionym gradifikacji gęstości ludzkiej krwi antykoagulowanej. Po inkubacji przez 5 dni ludzkie monocyty różnicują się w niedojrzałe komórki dendrytyczne i są gotowe do procedur eksperymentalnych w warunkach nieklinicznych.

Streszczenie

Komórki dendrytyczne (DC) rozpoznają obce struktury różnych patogenów, takich jak wirusy, bakterie i grzyby, poprzez różne receptory rozpoznawania wzorców (PRR) wyrażane na powierzchni ich komórek i w ten sposób aktywują i regulują odporność.

Główną funkcją DC jest indukcja odporności adaptacyjnej w węzłach chłonnych poprzez prezentowanie antygenów przez cząsteczki MHC I i MHC II do naiwnych limfocytów T. W związku z tym DC muszą migrować z peryferii do węzłów chłonnych po rozpoznaniu patogenów w miejscach infekcji. W przypadku eksperymentów in vitro lub strategii szczepień DC rutynowo stosuje się DC pochodzące z monocytów. Komórki te wykazują podobieństwa w fizjologii, morfologii i funkcji do konwencjonalnych szpikowych komórek dendrytycznych. Są one generowane przez stymulację interleukiny 4 (IL-4) i czynnika stymulującego tworzenie kolonii granulocytów i makrofagów (GM-CSF) monocytów wyizolowanych od zdrowych dawców. Tutaj pokazujemy, w jaki sposób monocyty są izolowane i stymulowane z antykoagulowanej krwi ludzkiej po wzbogaceniu komórek jednojądrzastych krwi obwodowej (PBMC) przez wirowanie w gradiacji gęstości. Ludzkie monocyty różnicują się w niedojrzałe DC i są gotowe do procedur eksperymentalnych w warunkach nieklinicznych po 5 dniach inkubacji.

Wprowadzenie

Komórki dendrytyczne (DC) są najważniejszymi wyspecjalizowanymi komórkami naszego układu odpornościowego prezentującymi antygeny. Niedojrzałe DC (iDC) znajdują się w skórze lub w tkankach błony śluzowej i dlatego są jednymi z pierwszych komórek odpornościowych, które wchodzą w interakcje z atakującymi patogenami. DC stanowią pomost między wrodzonym a adaptacyjnym układem odpornościowym1, ponieważ mogą aktywować odpowiedzi limfocytów T i B po wykryciu patogenu. Ponadto przyczyniają się do prozapalnej odpowiedzi immunologicznej ze względu na wydzielanie dużych ilości cytokin, takich jak IL-1β, IL-6 i IL-12. DC aktywują również komórki NK i przyciągają inne komórki odpornościowe do miejsca infekcji przez chemotaksję.

DC można podzielić na niedojrzałe komórki dendrytyczne (iDCs) i dojrzałe komórki dendrytyczne (mDCs)2 na podstawie ich morfologii i funkcji. Po rozpoznaniu obcych antygenów przez jeden z wielu receptorów rozpoznawania wzorców (np. receptorów toll-podobnych, lektyny typu C lub receptory dopełniacza) obficie wyrażających się na powierzchni komórki, iDC ulegają poważnym zmianom i zaczynają dojrzewać. Podczas tego procesu dojrzewania receptory do wychwytywania antygenu są regulowane w dół, podczas gdy cząsteczki niezbędne do prezentacji antygenu są regulowane w górę3. Dojrzałe DC regulują w górę główne kompleksy zgodności tkankowej I i II (MHC I i II), cząsteczki kostymulujące, takie jak CD80 i CD86, które są niezbędne do prezentacji antygenu i aktywacji limfocytów T. Dodatkowo indukowana jest ekspresja receptora chemokiny CCR7 na powierzchni komórki, co umożliwia migrację DC z tkanek obwodowych do węzłów chłonnych. Migracja jest ułatwiona przez "toczenie" DC wzdłuż gradientu ligandu chemokiny 19 (CCL19/MIP-3b) i ligandu chemokiny 21 (CCL21/SLC) do węzłów chłonnych4-6.

Po migracji, mDC prezentują przetworzony antygen naiwnym limfocytom T CD4+ i CD8+, inicjując w ten sposób adaptacyjną odpowiedź immunologiczną przeciwko atakującemu patogenowi7. Ta interakcja z limfocytami T w węzłach chłonnych jest również związana z rozprzestrzenianiem się wirusa8. Inne badania in vitro wykazały, że DC skutecznie wychwytują i przenoszą wirusa HIV do limfocytów T, a ta transmisja prowadzi do energicznej infekcji9-12. Eksperymenty te podkreślają, że in vivo HIV wykorzystuje DC jako transportery z peryferii do węzłów chłonnych. Podczas prezentacji antygenu DC wydzielają kluczowe interleukiny, które kształtują różnicowanie efektorowych komórek pomocniczych T, a zatem wynik całej odpowiedzi immunologicznej przeciwko drobnoustrojowi jest określany właśnie w tej interakcji. Oprócz efektorowych limfocytów T typu 1 (Th1) i typu 2 (Th2) opisano inne podzbiory komórek pomocniczych T CD4 + (np. Limfocyty T typu 17 (Th17) i typu 22 (Th22)), a ich indukcja i funkcja zostały dokładnie zbadane. DC są ponadto zaangażowane w wytwarzanie regulatorowych limfocytów T (Treg)13,14. Komórki te są immunosupresyjne i mogą zatrzymywać lub zmniejszać indukcję lub proliferację efektorowych limfocytów T, a zatem mają kluczowe znaczenie dla rozwoju odporności i tolerancji.

Ludzkie konwencjonalne DC (cDCs) składają się z kilku podzbiorów komórek o pochodzeniu szpikowym (np. Komórki Langerhansa (LCs) oraz dermalne i śródmiąższowe DCs) lub limfoidalne (np. plazmocytoidalne DC (pDCs)). W przypadku eksperymentów in vitro lub strategii szczepień DC, DC pochodzące z monocytów są rutynowo stosowane jako model dla skórnych DC. Komórki te wykazują podobieństwa w fizjologii, morfologii i funkcji do konwencjonalnych szpikowych komórek dendrytycznych. Są one generowane przez dodanie interleukiny 4 (IL-4) i czynnika stymulującego tworzenie kolonii granulocytów i makrofagów (GM-CSF) do monocytów wyizolowanych od zdrowych dawców12,15-18. Komórki dendrytyczne mogą być również bezpośrednio izolowane z biopsji skóry lub błony śluzowej, a nawet mogą być wytwarzane z hematopoetycznych komórek progenitorowych CD34+ wyizolowanych z próbek krwi pępowinowej pobranych ex utero. Tutaj pokazujemy, w jaki sposób monocyty są izolowane i stymulowane z antykoagulowanej krwi ludzkiej po wzbogaceniu komórek jednojądrzastych krwi obwodowej (PBMC) przez wirowanie w gradiacji gęstości. Po inkubacji przez 5 dni ludzkie monocyty w określonych warunkach różnicują się w iDC i są gotowe do procedur eksperymentalnych w warunkach nieklinicznych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Oświadczenie etyczne: Pisemna świadoma zgoda została uzyskana od wszystkich uczestniczących dawców krwi przez Centralny Instytut Transfuzji Krwi i Oddziału Immunologicznego w Innsbrucku w Austrii. Wykorzystanie zanonimizowanych resztek próbek do celów naukowych zostało zatwierdzone przez Komisję Etyki Uniwersytetu Medycznego w Innsbrucku.

1. Wzbogacanie komórek jednojądrzastych krwi obwodowej (PBMCs)

  1. Zatężanie PBMC przez odwirowanie.
    1. Otwórz opakowanie z krwią i podziel krew na sterylne probówki wirówkowe o pojemności 50 ml w zależności od ilości otrzymanej krwi.
    2. W razie potrzeby dostosować objętość do 50 ml dla każdej probówki ze sterylną solą fizjologiczną buforowaną fosforanami (D-PBS) firmy Dulbecco.
    3. Umieść probówki w wirówce i wiruj je z prędkością 400 x g przez 15 minut w temperaturze pokojowej (RT) bez hamulca.
    4. Pobrać górną warstwę zawierającą osocze i płytki krwi za pomocą sterylnej pipety serologicznej o pojemności 10 ml, pozostawiając warstwę graniczną nienaruszoną.
      UWAGA: Jeśli do uzupełnienia pożywki hodowlanej stosuje się osocze autologiczne zamiast FCS, osocze musi zostać pobrane i inaktywowane termicznie na tym etapie.
    5. Zebrać komórki jednojądrzaste (warstwy graniczne) z dwóch probówek wirówkowych o pojemności 50 ml i przenieść je do jednej sterylnej probówki o pojemności 50 ml za pomocą sterylnej pipety serologicznej o pojemności 10 ml.
    6. Dostosować objętość do 50 ml dla każdej probówki za pomocą sterylnego D-PBS.
    7. Umieścić probówki w wirówce i wirować je z prędkością 400 x g przez 15 minut przy RT bez hamulca.
    8. Za pomocą sterylnej pipety serologicznej o pojemności 10 ml pobrać górną warstwę zawierającą osocze i płytki krwi, pozostawiając warstwę graniczną nienaruszoną.
    9. Zebrać komórki jednojądrzaste (warstwy graniczne) z probówek wirówkowych o pojemności 50 ml i przenieść je do dwóch sterylnych probówek zbiorczych o pojemności 50 ml za pomocą sterylnej pipety serologicznej o pojemności 10 ml.
    10. Dostosować objętość do 50 ml dla każdej probówki ze sterylnym D-PBS.
  2. Rozdzielanie PBMC przez wirowanie w gradicynie gęstości (rysunek 1).
    1. Przygotować cztery probówki o pojemności 50 ml i do każdej probówki odpipetować 15 ml pożywki o gradientowym natężeniu gęstości.
    2. Pobrać 25 ml zebranych komórek/krwi z probówki zbiorczej (krok 1.1.10) i ostrożnie nałożyć na nią podłoże o gradifikacji gęstości.
    3. Umieść probówki w wirówce i wiruj je z prędkością 700 x g przez 30 minut przy RT bez hamulca.
  3. Zbieranie i oczyszczanie PBMC.
    1. Pobrać górną warstwę zawierającą osocze i płytki krwi za pomocą sterylnej pipety serologicznej o pojemności 10 ml, pozostawiając warstwę PBMC nienaruszoną.
    2. Zebrać interfazę PBMC ze wszystkich probówek i połączyć komórki w dwóch sterylnych probówkach o pojemności 50 ml za pomocą sterylnej pipety serologicznej o pojemności 25 ml.
    3. Dostosować objętość do 50 ml dla każdej probówki ze sterylnym D-PBS. Umieścić probówki w wirówce i wirować je z prędkością 400 x g przez 15 minut w temperaturze 4 °C z hamulcem.
    4. Odessać supernatant i ponownie zawiesić komórki w sterylnym D-PBS. Połączyć komórki z obu probówek i dostosować objętość do 50 ml za pomocą sterylnego D-PBS.
    5. Umieścić probówki w wirówce i obracać je w temperaturze 400 x g przez 10 minut w temperaturze 4 °C z hamulcem.
    6. Odessać supernatant i ponownie zawiesić komórki w sterylnym D-PBS. Dostosować objętość do 50 ml za pomocą sterylnego D-PBS i odpipetować 50 μl do probówki o pojemności 1,5 ml zawierającej 450 μl D-PBS.
    7. Energicznie wymieszać probówkę o pojemności 1,5 ml i policzyć komórki w komorze Neubauera lub innym przyrządzie do liczenia komórek.
    8. Umieścić probówki o pojemności 50 ml w wirówce i obracać je w temperaturze 400 x g przez 10 minut w temperaturze 4 °C z hamulcem.

2. Izolacja monocytów przez anty-ludzkie cząstki magnetyczne CD14

  1. Znakowanie PBMC cząstkami magnetycznymi.
    1. Dostosuj stężenie PBMC do 8 x 107 komórek/ml za pomocą buforu izolacyjnego.
    2. Dokładnie wymieszaj anty-ludzkie cząstki magnetyczne CD14 i dodaj 50 μl cząstek na każdy 1 x10 7 PBMC.
    3. Zawiesinę cząstek komórkowych dokładnie wymieszać i inkubować w temperaturze pokojowej przez 30 minut.
  2. Oddzielenie frakcji dodatniej i ujemnej.
    1. Dostosować objętość do 12 ml za pomocą buforu izolacyjnego.
    2. Przygotować sześć sterylnych probówek okrągłodennych i do każdej probówki odpipetować 2 ml zawiesiny cząstek komórek.
    3. Natychmiast umieść rurki na magnesie. Inkubuj je przez 10 minut w temperaturze pokojowej.
    4. Trzymaj rurki na magnesie i ostrożnie odciągnij supernatant. Supernatant zawiera frakcję ujemną.
    5. Wyjmij probówkę z magnesu i dodaj 2 ml buforu izolacyjnego.
    6. Delikatnie zawiesić ogniwa, pipetując w górę i w dół.
    7. Umieść rurki z powrotem na magnesie. Inkubować przez 5 minut w temperaturze pokojowej.
    8. Trzymaj rurki na magnesie i ostrożnie odciągnij supernatant. Supernatant zawiera frakcję ujemną.
    9. Wyjmij probówki z magnesu i dodaj 2 ml buforu izolacyjnego do każdej probówki. Delikatnie zawiesić ogniwa, pipetując w górę i w dół.
    10. Przenieść frakcję dodatnią do sterylnej probówki o pojemności 50 ml i dostosować objętość do 50 ml za pomocą sterylnego D-PBS.

3. Stymulacja izolowanych monocytów za pomocą IL-4 i GM-CSF

  1. Umieścić probówkę w wirówce i wirować ją z prędkością 400 x g przez 10 minut w temperaturze 4 °C z hamulcem.
  2. Odessać supernatant i ponownie zawiesić komórki w 50 ml D-PBS.
  3. Odpipetować 50 μl do probówki o pojemności 1,5 ml zawierającej 450 μl D-PBS. Energicznie przemieszać probówkę o pojemności 1,5 ml i policzyć komórki w komorze Neubauera lub innym przyrządzie do liczenia komórek.
  4. Umieścić probówkę o pojemności 50 ml w wirówce i obracać ją w temperaturze 400 x g przez 10 minut w temperaturze 4 °C z hamulcem.
    UWAGA: Jeśli wymagana jest również frakcja ujemna, zawierająca limfocyty krwi obwodowej (PBL), należy wykonać kroki mycia i liczenia podobne do tych dla frakcji dodatniej (kroki 3.1-3.5).
  5. Dostosuj stężenie komórek do 1 x 106/ml za pomocą wstępnie podgrzanej pożywki hodowlanej (pożywka RPMI 1640 uzupełniona 10% inaktywowanym termicznie FBS i 1% roztworem L-glutaminy) i pipetować 3 ml/dołek do płytek 6-dołkowych.
    UWAGA: W przypadku korzystania z inaktywowanego termicznie osocza autologicznego zastąp 10% FCS 1-5% osoczem autologicznym, zgodnie z konfiguracją eksperymentalną.
  6. Stymulować monocyty rekombinowaną ludzką IL-4 (250 U/ml) i rekombinowaną ludzką GM-CSF (1,000 U/ml) poprzez pipetowanie cytokin bezpośrednio do pożywki hodowlanej. Inkubować w temperaturze 37 °C i 5% CO2 .
  7. Ponownie stymuluj komórki za pomocą IL-4 (250 U/ml) i GM-CSF (1000 U/ml) po 48 godzinach, pipetując cytokiny bezpośrednio do pożywki hodowlanej.
    UWAGA: Jeśli w pożywce widoczne są jakiekolwiek oznaki zakwaszenia widoczne przez wskaźnik pH, zastąp połowę pożywki wstępnie podgrzaną pożywką hodowlaną.
  8. Niedojrzałe komórki dendrytyczne należy pobrać w dniu 5 do dalszych eksperymentów, pipetując wyhodowane komórki z płytki 6-dołkowej do probówki wirówkowej o pojemności 50 ml po kilkukrotnym pipetowaniu pożywki hodowlanej w górę iw dół.
  9. Policz komórki i wybarwić próbkę izolowanych monocytów przeciwciałami anty-ludzkimi przeciwko CD11b, CD11c i DC-SIGN/CD209, wraz z barwnikiem żywotności komórek. Aby uniknąć niespecyficznego wiązania przeciwciał podczas barwienia powierzchniowego, zdecydowanie zaleca się stosowanie odczynników blokujących receptor Fc lub albuminy surowicy bydlęcej (BSA).
  10. Przeanalizować próbkę przy użyciu barwnika żywotności komórek, zgodnie z protokołem producenta, wykonując cytometrię przepływową w celu oceny czystości i żywotności wygenerowanych iDC.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Po wirowaniu krwi przeciwkrzepliwej z wykorzystaniem poduszki sacharozowej, mononuklearne komórki krwi obwodowej (PBMCs) ulegają wzbogaceniu w interfazie nad medium do gradientu gęstości (Rysunek 1). Po pobraniu PBMCs przeprowadzana jest analiza FACS w celu charakterystyki różnych populacji komórkowych w ramach PBMCs z wykorzystaniem markerów linii (np. CD3 dla limfocytów T, CD14 dla monocytów i CD19 dla limfocytów B). Rysunek 2A przedstawia wyni...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Protokół ten opisuje wytwarzanie komórek dendrytycznych pochodzących z monocytów (MDDC) poprzez izolację ludzkich monocytów z antykoagulowanej krwi przy użyciu testu magnetycznego opartego na nanocząstkach. W tym protokole etapy wirowania są przeprowadzane przed procedurą izolacji komórek, co prowadzi do wzbogacenia frakcji PBMC. Chociaż komórki są tracone podczas wirowania, nałożenie zawartości pakietu krwi pełnej na podłoże o gradiencie gęstości wymagałoby 200-300 ml pożywki o gradiencie gęstości i dlatego nie można go...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Chcielibyśmy podziękować naszej technice Karolin Thurnes, Wydziałowi Higieny i Mikrobiologii Medycznej, oraz dr Annelies Mühlbacher i dr Paulowi Hörtnaglowi z Centralnego Instytutu Transfuzji Krwi i Oddziału Immunologicznego, za ich cenną pomoc i wsparcie dotyczące tego manuskryptu. Dziękujemy Austriackiemu Funduszowi Naukowemu za wsparcie tych prac (P24598 do DW, P25389 do WP).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Mysz APC Anti-Human CD19 Klon HIB19BD Biosciences555415
Mysz APC Anti-Human CD83 Klon HB15eBD Biosciences551073
BD Imag Anty-ludzkie cząstki magnetyczne CD14BD Biosciences557769
BD ImagnetBD Biosciences552311
BSA (Frakcja albuminy V)Carl RothEG-Nr 2923225
Costar 6 Well Clear Płytki wielodołkowe poddane działaniu TCCostar3506
Gradient gęstości podłoża: Ficoll-Paque PremiumGE Healthcare Bio-Sciences17-5442-03
Dulbecco' s Sól fizjologiczna buforowana fosforanami (D-PBS)Sigma-AldrichD8537
Falcon 10  ml Pipeta serologicznaCorning357551
Falcon 25  ml Pipeta serologicznaCorning357525
Falcon 50  ml Probówka wirówkowa PP o wysokiej przejrzystościCorning352070
Okrągłe probówki FalconCorning352054
FITC Mysz anty-ludzka CD3 Klon HIT3aBD Biosciences555339
Ghost Dye Violet 510 (odczynnik żywotności komórek)Tonbo biosciences13-0870
GM-CSFMACS Miltenyi Biotec130-093-862
Inaktywowana termicznie FBS (płodowa surowica bydlęca), zatwierdzone przez UE pochodzenie (Ameryka Południowa)Gibco10500-064
Hettich Rotanta 460RHettich---
IL-4 CCPromoKineC-61401
Bufor izolacyjny: BD IMag Buffer (10x)BD Biosciences552362
roztwór L-glutaminySigma-AldrichG7513
Probówki do mikrowirówek, 1,5 ml, SuperSpinVWR211-0015
PE Mysz Anti-Human CD14 Klon M5E2BD Biosciences555398
PE Mysz Anti-Human CD209 Klon DCN46BD Biosciences551265
RPMI-1640Sigma-AldrichR0883
UltraPure 0,5 M EDTA, pH 8,0Invitrogen15575020
średni

Bibliografia

  1. Banchereau, J., Steinman, R. M. Dendritic cells and the control of immunity. Nature. 392, 245-252 (1998).
  2. Steinman, R. M., Hemmi, H. Dendritic cells: translating innate to adaptive immunity. Curr Top Microbiol Immunol. 311, 17-58 (2006).
  3. Steinman, R. M., Inaba, K., Turley, S., Pierre, P., Mellman, I. Antigen capture, processing, and presentation by dendritic cells: recent cell biological studies. Hum Immunol. 60, 562-567 (1999).
  4. Schwarz, J., Sixt, M. Quantitative Analysis of Dendritic Cell Haptotaxis. Methods Enzymol. 570, 567-581 (2016).
  5. Weber, M., Sixt, M. Live cell imaging of chemotactic dendritic cell migration in explanted mouse ear preparations. Methods Mol Biol. 1013, 215-226 (2013).
  6. Sixt, M., Lammermann, T. In vitro analysis of chemotactic leukocyte migration in 3D environments. Methods Mol Biol. 769, 149-165 (2011).
  7. Randolph, G. J., Angeli, V., Swartz, M. A. Dendritic-cell trafficking to lymph nodes through lymphatic vessels. Nat Rev Immunol. 5, 617-628 (2005).
  8. Wilflingseder, D., Banki, Z., Dierich, M. P., Stoiber, H. Mechanisms promoting dendritic cell-mediated transmission of HIV. Mol Immunol. 42, 229-237 (2005).
  9. Pope, M., Gezelter, S., Gallo, N., Hoffman, L., Steinman, R. M. Low levels of HIV-1 infection in cutaneous dendritic cells promote extensive viral replication upon binding to memory CD4+ T cells. J Exp Med. 182, 2045-2056 (1995).
  10. McDonald, D., et al. Recruitment of HIV and its receptors to dendritic cell-T cell junctions. Science. 300, 1295-1297 (2003).
  11. Pruenster, M., et al. C-type lectin-independent interaction of complement opsonized HIV with monocyte-derived dendritic cells. Eur J Immunol. 35, 2691-2698 (2005).
  12. Wilflingseder, D., et al. IgG opsonization of HIV impedes provirus formation in and infection of dendritic cells and subsequent long-term transfer to T cells. J Immunol. 178, 7840-7848 (2007).
  13. Kapsenberg, M. L. Dendritic-cell control of pathogen-driven T-cell polarization. Nat Rev Immunol. 3, 984-993 (2003).
  14. Mills, K. H. TLR-dependent T cell activation in autoimmunity. Nat Rev Immunol. 11, 807-822 (2011).
  15. Banki, Z., et al. Complement as an endogenous adjuvant for dendritic cell-mediated induction of retrovirus-specific CTLs. PLoS Pathog. 6, e1000891(2010).
  16. Posch, W., et al. Antibodies attenuate the capacity of dendritic cells to stimulate HIV-specific cytotoxic T lymphocytes. J Allergy Clin Immunol. 130, e1362 1368-1374 (2012).
  17. Posch, W., et al. Complement-Opsonized HIV-1 Overcomes Restriction in Dendritic Cells. PLoS Pathog. 11, e1005005(2015).
  18. Wilflingseder, D., et al. Immediate T-Helper 17 Polarization Upon Triggering CD11b/c on HIV-Exposed Dendritic Cells. J Infect Dis. 212, 44-56 (2015).
  19. Grassi, F., et al. Monocyte-derived dendritic cells have a phenotype comparable to that of dermal dendritic cells and display ultrastructural granules distinct from Birbeck granules. J Leukoc Biol. 64, 484-493 (1998).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Izolacja monocytówróżnicowanie komórek dendrytycznychkulki magnetyczne CD14wirowanie w gradiencie gęstościwzbogacanie PBMCcytometria przepływowainterleukina 4stymulacja GM-CSFniedojrzałe komórki dendrytyczneprezentacja antygenu
Wytwarzanie ludzkich komórek dendrytycznych pochodzących z monocytów z krwi pełnej
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.