Artykuł metodologiczny

Analiza 3D tkanki mięśnia sercowego całego serca

8.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/54974

⸱

12 kwietnia 2017

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Cardiology, Division Heart and Lungs, University Medical Center Utrecht, 2MIRA Institute, University Twente

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół opisuje nowatorską metodę 3D porównywania tkanki mięśnia sercowego całego serca z MRI. Ma to na celu dokładną ocenę iniekcji domięśniowych w strefie granicznej zawału przewlekłego świńskiego modelu zawału mięśnia sercowego.

Streszczenie

Terapie regeneracyjne serca mają na celu ochronę i naprawę uszkodzonego serca u pacjentów z chorobą niedokrwienną serca. Poprzez wstrzyknięcie komórek macierzystych lub innych środków biologicznych, które nasilają angio- lub waskulogenezę do strefy granicznej zawału (IBZ), poprawia się perfuzja tkanek, a mięsień sercowy może być chroniony przed dalszym uszkodzeniem. Aby uzyskać maksymalny efekt terapeutyczny, przypuszcza się, że substancja regeneracyjna najlepiej jest dostarczana do IBZ. Wymaga to dokładnych iniekcji i doprowadziło do opracowania nowych technik iniekcji. Aby zwalidować te nowe techniki, opracowaliśmy protokół walidacji oparty na analizie tkanki mięśnia sercowego. Protokół ten obejmuje przetwarzanie tkanki mięśnia sercowego w całym sercu, które umożliwia szczegółową dwuwymiarową (2D) i trójwymiarową (3D) analizę anatomii serca oraz iniekcje domięśniowe mięśnia sercowego. U świni zawał mięśnia sercowego powstał w wyniku 90-minutowego zamknięcia lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej. Cztery tygodnie później mieszaninę hydrożelu z superparamagnetycznymi cząstkami tlenku żelaza (SPIO) i kulkami fluorescencyjnymi wstrzyknięto do IBZ przy użyciu minimalnie inwazyjnego dostępu wsierdziowego. 1 godzinę po zabiegu iniekcji świnia została poddana eutanazji, a serce wycięto i zatopiono w agarozie (agarze ). Po zestaleniu się agaru wykonano rezonans magnetyczny (MRI), cięcie serca i obrazowanie fluorescencyjne. Po przetworzeniu obrazu przeprowadzono analizę 3D w celu oceny dokładności celowania IBZ. Protokół ten zapewnia ustrukturyzowaną i powtarzalną metodę oceny dokładności celowania wstrzyknięć domięśniowych do IBZ. Protokół może być z łatwością zastosowany, gdy pożądane jest przetwarzanie tkanki bliznowatej i/lub walidacja dokładności wstrzyknięcia całego serca.

Wprowadzenie

Choroba niedokrwienna serca była główną przyczyną zgonów na świecie przez ostatnie dziesięciolecia1. Ostre leczenie po zawale mięśnia sercowego ma na celu przywrócenie przepływu krwi do mięśnia sercowego poprzez przezskórną interwencję wieńcową lub pomostowanie aortalno-wieńcowe. W ciężkich zawałach duży obszar mięśnia sercowego jest zbliznowaciały, a przypadki te często prowadzą do niewydolności niedokrwiennej serca (HF)2. Obecne możliwości leczenia niewydolności serca koncentrują się na profilaktyce i zachowaniu funkcji serca u pacjentów z niewydolnością serca, ale nie na regeneracji.

W ostatnim dziesięcioleciu terapie regeneracyjne serca były badane jako opcja leczenia HF3. Terapia ta ma na celu dostarczenie substancji biologicznych, takich jak komórki macierzyste lub czynniki wzrostu, bezpośrednio do uszkodzonego mięśnia sercowego w celu wywołania rewaskularyzacji, ochrony kardiomiocytów, różnicowania i wzrostu4. Aby uzyskać optymalny efekt terapeutyczny, przypuszcza się, że substancja biologiczna musi zostać wstrzyknięta do strefy granicznej zawału (IBZ), aby ułatwić dobrą perfuzję tkanek dla przeżycia biologicznej i optymalnego efektu dla strefy docelowej5,6. Opracowano wiele technik identyfikacji i wizualizacji IBZ w celu kierowania iniekcjami domięśniowymi mięśnia sercowego7,8,9,10,11. Oprócz identyfikacji i wizualizacji IBZ, dostawa opiera się również na zastosowanych biomateriałach i cewnikach iniekcyjnych. Aby zweryfikować dokładność wstrzykiwania technik podawania, wymagana jest dokładna i odtwarzalna metoda oznaczania ilościowego.

Opracowaliśmy protokół przetwarzania tkanek mięśnia sercowego całego serca, który oferuje obrazowanie dwuwymiarowe (2D) i trójwymiarowe (3D), które może być wykorzystane do celów badań jakościowych i ilościowych. Protokół obejmuje proces osadzania i cyfrowej analizy obrazu. W niniejszej pracy przedstawiono protokół oceny dokładności celowania iniekcji domięśniowych w IBZ w dużym świńskim modelu przewlekłego zawału mięśnia sercowego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Eksperyment in vivo przeprowadzono zgodnie z wytycznymi Guide for the Care and Use of Laboratory Animals opracowanymi przez Institute of Laboratory Animal Research. Eksperyment został zatwierdzony przez lokalną Komisję ds. Doświadczeń na Zwierzętach.

1. Przygotowanie roztworu do wstrzykiwania i zatapiania

  1. Przygotowanie żelu do iniekcji.
    1. Przygotować 1 mL żelu ureido-pirymidynonowego (UPy) zgodnie z wcześniej opisanymi protokołami12,13.
    2. Do roztworu dodać superparamagnetyczne cząsteczki tlenku żelaza (SPIOs), aby uzyskać stężenie 15 µg/mL, a następnie mieszać mieszaninę przez 5 min w celu zapewnienia jednorodnego rozkładu.
    3. Do roztworu dodać fluorescencyjne mikrokulki, aby uzyskać stężenie 10 000 beads/mL, i mieszać mieszaninę przez 5 min w celu zapewnienia jednorodnego rozkładu.
    4. Powstałą mieszaninę przechowywać w temperaturze pokojowej w ciemnym miejscu. Przed samą procedurą iniekcji roztwór podgrzać i wymieszać za pomocą wortexa lub mieszadła.
  2. Przygotowanie roztworu do zatapiania.
    1. Wystartować z wody z kranu o temperaturze pokojowej i dodać agarozę (agar) do stężenia 4% wagowo.
    2. Powoli podgrzewać roztwór do punktu wrzenia w kuchence mikrofalowej, często mieszając podczas grzania. Po osiągnięciu punktu wrzenia przechowywać roztwór agaru w temperaturze powyżej 70 °C przez 2 h, aby umożliwić uwolnienie uwięzionego powietrza na powierzchnię.
    3. Pozostawić agar do ostygnięcia w temperaturze pokojowej do temperatury od 50 do 60 °C aż do momentu zatapiania.

2. Procedura wstrzykiwania

  1. Wykonaj premedykację (leki antyarytmiczne, terapię antyagregacyjną oraz leki przeciwbólowe), znieczulenie, dostęp żylny i intubację zgodnie z wcześniejszym opisem14.
  2. Wykonaj iniekcje przy użyciu cewnika do iniekcji domięśniowych (Tabela materiałów). Podczas każdej iniekcji 0,2 mL mieszaniny wstrzykuje się jednorazowo z prędkością około 0,3 mL/min przy użyciu urządzenia do iniekcji. Wykonaj iniekcje w różnych miejscach wzdłuż IBZ12.
  3. Podaj 0,2 mL/kg (1,0 mmol/mL) środka kontrastowego na bazie gadolinu na 15 min przed eutanazją zwierzęcia.
  4. Podaj dożylnie 20 mL 7,5% chlorku potasu w celu eutanazji zwierzęcia.
  5. Zapewnij dostęp do śródpiersia zgodnie z krokami protokołu 8.2 – 8.3, opisanymi przez Koudstaal et al.14. Przetnij żyłę główną dolną 5 cm od prawego przedsionka i usuń wypływającą krew za pomocą ssaka. Wyciśnij serce i wypłucz je 0,9% solą fizjologiczną w temperaturze pokojowej.

3. Procedura zatapiania

  1. Przygotuj serce.
    1. Usunąć osierdzie z serca, zachowując nienaruszone przedsionki i komory. Przeprowadzić sekcję wstępującej aorty. ± 1 cm powyżej zastawki aorty za pomocą nożyczek Klinkenberga. Przeciąć żyłę główną dolną ± 1 cm od przedsionka; tę samą procedurę należy powtórzyć w przypadku żył płucnych.
    2. Przyszyj wierzchołek serca do dna plastikowego pojemnika do zatapiania (17 x 15 x 15 cm, szer. x gł. x wys.), używając szwy 2-0, aby zapobiec wypływaniu serca podczas procesu zatapiania (Rysunek 1A).
    3. Przeszyj pozostałą część aorty do krawędzi pojemnika, używając nici 2-0, upewniając się, że serce jest wyśrodkowane i nie dotyka ścianek pojemnika (Rycina 1B).

figure-protocol-1
Rysunek 1: Schematyczny przegląd i zdjęcie pojemnika do zatapiania. (A) Schemat procesu zatapiania. Serce (czerwone) jest przymocowane w pojemniku (niebieskim) za pomocą szwów. Po wypełnieniu serca roztworem agaru, wypełniana jest przestrzeń wokół niego. Na koniec w pojemniku, obok serca, ale bez kontaktu z nim, umieszcza się dwie sztywne plastikowe rurki (żółte), które służą jako punkt odniesienia podczas rejestracji obrazu. (B) Zdjęcie serca przymocowanego w pojemniku do zatapiania. Szwy są przymocowane do krawędzi pojemnika za pomocą kleszczyków chirurgicznych. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

  1. Zanurz serce w geometrii odpowiadającej końcowemu rozkurczowi.
    UWAGA: Należy zapobiegać powstawaniu pęcherzyków powietrza. Jeśli w roztworze agaru obecne są duże pęcherzyki powietrza, należy utrzymać agar w temperaturze 40 °C, aby umożliwić ich wypłynięcie na powierzchnię.
    1. Zaciśnij żyłę główną dolną za pomocą kleszczyków typu mosquito. Powoli wstrzyknięcie płynnego agaru za pomocą strzykawki 50-mL do prawego przedsionka poprzez żyłę główną górną, aż prawy przedsionek i komora zostaną całkowicie wypełnione.
    2. Zaciśnij żyły płucne za pomocą kleszczyków typu mosquito. Ostrożnie wprowadź strzykawkę 50-mL wypełnioną agarem wstecznie przez zastawki aortalne. Powoli wstrzyknięcie roztworu do lewej komory (LV), aż LV i lewy przedsionek zostaną całkowicie wypełnione. Po wypełnieniu LV zaciśnij aortę, aby zatrzymać agar w LV.
    3. Wlej pozostały agar do pojemnika, aż serce zostanie całkowicie przykryte. Umieść dwa sztywne plastikowe rurki w pojemniku do zatapiania, aby służyły jako struktury referencyjne do późniejszej rejestracji obrazu (Rycina 1A). Upewnij się, że rurki nie dotykają ścianek pojemnika ani serca.
    4. Pozostaw agar do zastygnięcia w temperaturze 2 - 7 °C.

4. Pozyskiwanie obrazów

  1. Wykonaj poprzeczne skany MRI ex vivo serca osadzonego w pojemniku.
    1. Umieść pojemnik z osadzonym sercem w cewce głowowej (Tabela Materiałów).
    2. Ustaw kąt nachylenia warstw równolegle do dna pojemnika. Stosuj tę samą orientację i kąt nachylenia w każdej sekwencji MRI ex vivo.
    3. W celu wizualizacji mięśnia sercowego wykonaj sekwencję FLAIR (fluid-attenuated inverse recovery) z następującymi parametrami: czas repetycji [TR]/czas echa [TE] = 10 s/140 ms, kąt odchylenia = 90°, rozmiar piksela = 0,5 x 0,5 mm, pole widzenia [FOV] = 169 x 169 mm, macierz 320 x 320 oraz grubość warstwy 3 mm.
    4. W celu wizualizacji zawału mięśnia sercowego wykonaj sekwencję LGE (late-gadolinium enhanced) z następującymi parametrami: [TR]/[TE] = 5,53 ms/1,69 ms, kąt odchylenia = 25°, rozmiar piksela = 1,0 x 1,0 mm, [FOV] = 169 x 169 mm, macierz 176 x 176 oraz grubość warstwy 3 mm.
    5. W celu wizualizacji SPIO wykonaj sekwencję gradientowego echa ważoną T2* z następującymi parametrami: [TR]/[TE] = 88,7 ms/15 równomiernie rozłożonych czasów TE w zakresie 1,9 – 24,6 ms, kąt odchylenia = 15°, rozmiar piksela = 0,5 x 0,5 mm, [FOV] = 169 x 169 mm, macierz 320 x 320 oraz grubość warstwy 3 mm.
  2. Obróbka tkanek
    1. Odwróć pojemnik do góry dnem i pozwól powietrzu przedostać się między agarem a ściankami pojemnika, aby usunąć z niego utwardzony agar wraz z sercem. Wyjmij plastikowe pręty z agaru.
    2. Pokrój blok agaru zawierający serce na plastry o grubości 5 mm od wierzchołka do podstawy serca, używając krojaki do mięsa. Zachowaj ten sam kąt nachylenia warstw co w uzyskanych obrazach MR, tnąc równolegle do dna bloku agaru.
    3. Barw plastry agaru (wraz z sercem) przez 15 min w 1% (mas.) roztworze chlorku 2,3,5-trifenylotetrazolium (TTC) rozpuszczonego w 0,9% soli fizjologicznej w temperaturze 37 °C, a następnie sfotografuj obie strony plastrów z widoku prostopadłego (Rysunek 2A). Następnie ostrożnie opłucz plastry w 0,9% soli fizjologicznej.
      UWAGA: W tej badaniu wykorzystano zestaw dSLR z odpowiednim obiektywem, statyw i jednorodne oświetlenie. Ponieważ jednak fotografie służyły jedynie jako kontrola do oceny obszaru blizny, można było zastosować inny zestaw.
  3. Obrazowanie fluorescencyjne
    UWAGA: W zależności od długości fali wzbudzenia i emisji fluorescencyjnych mikrokulek wybierz odpowiedni blok filtracyjny i lasery wzbudzające (np. czerwone mikrokulki użyte w tym badaniu mają długości fal wzbudzenia i emisji odpowiednio 580 nm i 605 nm; dlatego wybrany laser wzbudzający i filtry przepustowe ustawiono odpowiednio na 532 nm, 580/30 nm i 610/30 nm).
    1. W skanerze wieltrybowym wybierz tryb obrazowania fluorescencyjnego. Ustaw fotopowielacz na 430 V lub wartość równoważną, a rozmiar piksela na 100 x 100 µm. Wybierz laser wzbudzający (532 nm) najbliższy długości fali wzbudzenia fluorescencyjnych mikrokulek.
    2. Dla pierwszego bloku filtracyjnego wybierz filtr przepustowy (580/30 nm), który pokrywa się z długością fali emisji wstrzykniętych kulek fluorescencyjnych (kanał 1). Dla drugiego bloku filtracyjnego wybierz filtr przepustowy (610/30) poza zakresem długości fali emisji (kanał 2).
      UWAGA: Drugi blok filtracyjny służy jako kontrola negatywna oraz do usunięcia autofluorescencji przy zachowaniu nienaruszonych miejsc wstrzyknięcia.
    3. Zeskanuj obie strony plastrów agaru w trybie fluorescencyjnym wieltrybowego skanera laserowego, korzystając z dwóch kanałów. Upewnij się, że każdy plaster został całkowicie zeskanowany, wliczając w to otwory referencyjne.

5. Przetwarzanie końcowe

UWAGA: Pierwszym krokiem w postprocesingu obrazów jest manualna segmentacja mięśnia sercowego przy użyciu opracowanych wewnętrznie skryptów w celu wyznaczenia granic endokardium i epikardium, a także miejsc iniekcji. Procedura ta jest identyczna zarówno dla skanów MRI, jak i fluorescencyjnych.

  1. Wykonaj segmentację mięśnia sercowego na skanach MRI.
    1. Wyznacznij granice wsierdzia i osierdzia LV na obrazach z sekwencji MRI FLAIR.
    2. Skopiuj segmentację LV z kroku 5.1.1 do zbioru danych LGE-MRI i wyznacz obszar blizny na sekwencji MRI LGE.
    3. Skopiuj segmentację mięśnia sercowego z kroku 5.1.1 do zbioru danych T2*-weighted i wyznacz osady SPIO w mięśniu sercowym LV.
  2. Przetwórz obrazy fluorescencyjne i wykonaj segmentację.
    1. Wczytaj pliki uzyskane ze skanera w trybie zmiennym i utwórz osobny obraz dla każdego przekroju poprzecznego serca.
    2. Odwróć plastry, które zostały zeskanowane w orientacji od podstawy do wierzchołka, a następnie uporządkuj obrazy fluorescencyjne w stos dla obu kanałów w orientacji od wierzchołka do podstawy.
    3. Wyznacz granice wsierdzia i osierdzia LV na obrazach fluorescencyjnych.
    4. Wykonaj ręczną segmentację blizny na obrazach fluorescencyjnych i wykorzystaj skany LGE-MRI oraz fotografie do potwierdzenia morfologii blizny.
    5. Odejmij stos obrazów z kanału 2 od stosu obrazów z kanału 1 w celu wyeliminowania autofluorescencji. Wykonaj ręczną segmentację osadów fluorescencyjnych mikrokulek i wykorzystaj obrazy T2* do potwierdzenia.
  3. Aby stworzyć anatomicznie poprawną geometrię 3D, wykonaj sztywną rejestrację plastrów w stosie obrazów w oparciu o struktury referencyjne (otwory utworzone przez sztywne rurki). Oblicz i zapisz zastosowane przesunięcie oraz obrót każdego obrazu.
  4. Zastosuj zapisane transformacje do stosów obrazów i segmentacji. Wykonaj interpolację liniową segmentacji obu stron plastrów, aby zrekonstruować oryginalną grubość plastra i stworzyć trójwymiarowy model danych.

6. Analiza

  1. Przeprowadź pomiary 2D i/lub 3D odległości między środkami miejsc wstrzyknięcia a IBZ w celu oceny dokładności iniekcji. Odległość należy mierzyć wzdłuż granicy wsierdzia w segmentacji LV. Na Rysunku 2C i 2F przykład pomiarów 2D i 3D zaznaczono czerwoną linią.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Zatapianie tkanek

Dzięki procesowi zatapiania ustanowiono geometrię odpowiadającą końcowemu rozkurczowi. Agar skutecznie przylgnął do tkanki serca, co umożliwiło pocięcie tkanki pod pożądanym kątem przy zachowaniu jednakowej grubości plastrów (Rysunek 2A oraz 2C).

Ocena blizn i miejsca wstrzyknięcia

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Przetwarzanie tkanek mięśnia sercowego 3D całego serca zgodnie z tym protokołem zapewnia ustrukturyzowaną metodę, która umożliwia analizę 3D zawału, IBZ i wykonanych iniekcji w odniesieniu do anatomii serca. Objętość wypełnienia serca zależy od pożądanej analizy. W tym badaniu, aby ocenić dokładność iniekcji, staraliśmy się wypełnić serce tak, aby jak najbardziej przypominało geometrię końcoworozkurczową. Aby to wyegzekwować, wierzchołek lewej komory jest przymocowany do dna pojemnika, a LV jest wypełniany agarem, podcza...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy chcieliby podziękować Marlijn Jansen, Joyce Visser i Martijnowi van Nieuwburgowi za pomoc w eksperymentach na zwierzętach. Bardzo dziękujemy Martijnowi Froelingowi i Anke Wassink za ich pomoc w obrazowaniu MRI.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,9% sól fizjologicznaBraun
AgarozaRoche DiagnosticsWielofunkcyjny agar klasy naukowej
Skaner fluorescencji biomolekularnej Typhoon 9410 GE Healthcare
PojemnikPlastik, wymiary 17 x 14,5 x 14 cm
FluoSpheres Mikrosfery polistyrenoweInvitrogenF8834czerwony, 10 i mikro;
m GadoliniumGadovist1.0 mmol/mL
dS 32-kanałowa cewka głowicyPhilipsLub podobny
MatlabMathworksAby zapewnić kompatybilność 2015a lub nowszy
Krajalnica do mięsaBerkel
MyostarBiosense Webster
Super paramagnetyczne cząstki tlenku żelazaSinerem
Chlorek trifenylotetrazoluMerck
UPy-PEG10k
Vicryl 2-0Ethicon
do zatapiania Cewnik iniekcyjne

Bibliografia

  1. Nowbar, A. N., Howard, J. P., Ja Finegold,, Asaria, P., Francis, D. P. 2014 global geographic analysis of mortality from ischaemic heart disease by country, age and income: statistics from World Health Organisation and United Nations. Int J Cardiol. 174 (2), 293-298 (2014).
  2. Kannel, W. B., Belanger, A. J. Epidemiology of heart failure. Am Heart J. 121 (3), 951-957 (1991).
  3. Ibáñez, B., Heusch, G., Ovize, M., Van De Werf, F. Evolving therapies for myocardial ischemia/reperfusion injury. J Am Coll Cardiol. 65 (14), 1454-1471 (2015).
  4. Bartunek, J., Vanderheyden, M., Hill, J., Terzic, A. Cells as biologics for cardiac repair in ischaemic heart failure. Heart. 96 (10), 792-800 (2010).
  5. Orlic, D., Kajstura, J., et al. Bone marrow cells regenerate infarcted myocardium. Nature. 410 (6829), 701-705 (2001).
  6. Nguyen, P. K., Lan, F., Wang, Y., Wu, J. C. Imaging: Guiding the Clinical Translation of Cardiac Stem Cell Therapy. Circ Res. 109 (8), 962-979 (2011).
  7. Psaltis, P. J., Worthley, S. G. Endoventricular electromechanical mapping-the diagnostic and therapeutic utility of the NOGA XP Cardiac Navigation System. J Cardiovasc Transl Res. 2 (1), 48-62 (2009).
  8. Tomkowiak, M. T., Klein, A. J., et al. Targeted transendocardial therapeutic delivery guided by MRI-x-ray image fusion. Catheter Cardiovasc Interv. 78 (3), 468-478 (2011).
  9. Dauwe, D. F., Nuyens, D., et al. Three-dimensional rotational angiography fused with multimodal imaging modalities for targeted endomyocardial injections in the ischaemic heart. Eur Heart J Cardiovasc Imaging. 15 (8), 900-907 (2014).
  10. van Slochteren, F. J., van Es, R., et al. Multimodality infarct identification for optimal image-guided intramyocardial cell injections. Neth Heart J. 22 (11), 493-500 (2014).
  11. van Slochteren, F. J., van Es, R., et al. Three dimensional fusion of electromechanical mapping and magnetic resonance imaging for real-time navigation of intramyocardial cell injections in a porcine model of chronic myocardial infarction. Int J Cardiovasc Imaging. 32 (5), 833-843 (2016).
  12. Pape, aC. H., Bakker, M. H., et al. An Injectable and Drug-loaded Supramolecular Hydrogel for Local Catheter Injection into the Pig Heart. J Vis Exp. (100), (2015).
  13. Bastings, M. M. C., Koudstaal, S., et al. A fast pH-switchable and self-healing supramolecular hydrogel carrier for guided, local catheter injection in the infarcted myocardium. Adv Healthc Mater. 3 (1), 70-78 (2014).
  14. Koudstaal, S., Jansen of Lorkeers, S. J., et al. Myocardial infarction and functional outcome assessment in pigs. J. Vis. Exp. (86), (2014).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Tr jwymiarowe przetwarzanie tkanek ca ego sercacelowanie w stref przyzawa owobrazowanie rezonansem magnetycznymobrazowanie fluorescencyjnezatapianie w agaroziekrojenie tkanekpostprocesowanie obrazurekonstrukcja modelu 3Docena dok adno ci wstrzykni cia

Powiązane artykuły