Artykuł metodologiczny

Model kontuzyjnego uszkodzenia rdzenia kręgowego oparty na przemieszczeniu tkanek u myszy

13.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/54988

⸱

18 czerwca 2017

 ,  ,  ,  ,  , 
1Spinal Cord and Brain Injury Research Group, Stark Neurosciences Research Institute, Department of Neurological Surgery and Goodman and Campbell Brain and Spine, Indiana University School of Medicine, 2Norton Neuroscience Institute, Norton Healthcare, 3Department of Anatomical Sciences and Neurobiology, University of Louisville

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Wprowadzamy model uszkodzenia rdzenia kręgowego oparty na przemieszczeniu tkanki, który może powodować stałe uszkodzenie rdzenia kręgowego u dorosłych myszy.

Streszczenie

Wytwarzanie spójnego i powtarzalnego urazu, w którym dochodzi do uszkodzenia rdzenia kręgowego (SCI), jest kluczowe dla zminimalizowania różnic behawioralnych i histologicznych między zwierzętami doświadczalnymi. Opracowano kilka modeli stłuczeń SCI w celu wywołania urazów przy użyciu różnych mechanizmów. Nasilenie SCI zależy od wysokości, na jaką upuszczony jest dany ciężar, siły urazu lub przemieszczenia rdzenia kręgowego. W obecnym badaniu wprowadzamy nowatorskie urządzenie do stłuczenia SCI u myszy, impaktor Louisville Injury System Apparatus (LISA), który może wytworzyć SCI oparte na przemieszczeniu o dużej prędkości i dokładności urazu. System ten wykorzystuje laserowe czujniki odległości w połączeniu z zaawansowanym oprogramowaniem w celu uzyskania stopniowanych i wysoce powtarzalnych urazów. Przeprowadziliśmy stłuczone SCI na 10.poziomie kręgu piersiowego (T10) u myszy, aby zademonstrować procedurę krok po kroku. Model może być również stosowany na poziomie kręgosłupa szyjnego i lędźwiowego.

Wprowadzenie

Najczęstszym urazem rdzenia kręgowego (SCI) występującym u ludzi jest kontuzjujący SCI1. Aby zbadać mechanizmy urazu i różne strategie terapeutyczne po SCI, potrzebny jest precyzyjny, spójny i powtarzalny model kontuzji SCI u gryzoni

.

Wiele modeli urazów rdzenia kręgowego z różnymi mechanizmami powodującymi urazy zostało wykorzystanych w eksperymentalnych badaniach SCI2,3,4,5,6. Trzy modele SCI oparte na spadku masy ciała - w szczególności oparty na spadku masy ciała New York University (NYU)/ Multicenter Animal Spinal Cord Injury Studies (MASCIS) impactor3,6, Ohio State University (OSU) impactor/elektromagnetyczne urządzenie SCI (ESCID)5,7, oraz impaktor Infinite Horizon (IH)4,8 – są powszechnie akceptowane w dziedzinie badań nad SCI. Impaktor NYU/MASCIS lub jego odpowiednik powoduje obrażenia poprzez upuszczenie stałego ciężaru z różnych wysokości na docelowy rdzeń kręgowy, co powoduje wielokrotne nasilenie urazu3,6. OSU/ESCID powoduje uraz poprzez wywołanie przemieszczenia tkanki5,7. Impaktor IH powoduje obrażenia poprzez przyłożenie różnych sił do rdzenia kręgowego4,8. Każdy impaktor wykorzystuje inną prędkość, co jest ważnym parametrem wpływającym na wyniki urazów. Aparat NYU/MASCIS generuje prędkości w zakresie od 0,33 do 0,9 m/s. Urządzenie IH ma maksymalną prędkość 0,13 m/s4. Impaktor OSU/ESCID ma stałą prędkość 0,148 m/s5. Warto zauważyć, że prędkości tych modeli są niższe niż te obserwowane w prędkościach klinicznych, które zwykle przekraczają 1,0 m/s9.

Tutaj wprowadzamy nowatorskie urządzenie SCI oparte na przemieszczeniu, zwane Louisville Injury System Apparatus (LISA), do wytwarzania SCI u myszy o dużej prędkości uderzenia10. System ten zawiera stabilizator kręgów, który mocno stabilizuje kręg w miejscu urazu, umożliwiając wytwarzanie stałego, powtarzalnego SCI. Czujnik laserowy urządzenia zapewnia precyzyjne określenie przemieszczenia tkanki i wynikającego z niego nasilenia SCI. Prędkość tłoka w miejscu styku z rdzeniem kręgowym można regulować w zakresie od 0,5 do 2 m/s. Te parametry urazu ściśle odwzorowują urazowe SCI obserwowane klinicznie.

Protokół

Wszystkie procedury chirurgiczne i związane ze zwierzętami zostały wykonane zgodnie z Przewodnikiem po opiece i użytkowaniu zwierząt laboratoryjnych (National Research Council) oraz wytycznymi Indiana University School of Medicine Institutional Animal Care and Use Committee.

1. Przygotowanie zwierzęcia i wykonanie laminektomii rdzeniowej T10

  1. Wysterylizuj narzędzia chirurgiczne i metalowy stabilizator kręgosłupa w autoklawie. Wyczyść chirurgiczny stół operacyjny. Podgrzej poduszkę grzewczą do temperatury 37 °C. Umieść poduszkę grzewczą na stole operacyjnym i przykryj ją sterylnymi obłożeniami chirurgicznymi. Używaj sterylnej techniki przez cały czas trwania operacji.
  2. Do tego badania wykorzystano samice młodych dorosłych myszy C57/6J w wieku 10 tygodni. Znieczulić każde zwierzę za pomocą dootrzewnowego wstrzyknięcia mieszaniny ketaminy (87,7 mg/kg) i ksylazyny (12,3 mg/kg). Potwierdź całkowite znieczulenie, wywołując brak reakcji na stymulację nocycepcji wywołaną szczypnięciem łapy.
    1. Podskórnie podawać buprenorfinę (0,01-0,05 mg/kg), środek przeciwbólowy oraz karprofen (5 mg/kg), niesteroidowy lek przeciwzapalny.
  3. Ogol włosy nad odcinkiem piersiowo-lędźwiowym kręgosłupa za pomocą elektrycznej maszynki do strzyżenia. Peeluj skórę roztworem betadyny i chusteczkami nasączonymi 70% alkoholem.
  4. Nałóż maść okulistyczną na rogówkę, aby chronić oczy przed wysuszeniem podczas zabiegu.
  5. Za pomocą skalpela wykonaj 1,5 cm nacięcie skóry w linii środkowej na grzbiecie zwierzęcia, aby odsłonić blaszki kręgów piersiowych od 9 do 11. Wypchnij podskórną tkankę tłuszczową rostrally. Wypreparuj mięśnie przykręgosłupowe z dala od wyrostków kolczystych i blaszek, w kierunku bocznych fasetek po każdej stronie.
  6. Umieść mysz na rynnie stabilizatora w kształcie litery U (Rysunek 2A i 2B). Obustronnie zaciśnij ramiona ze stali nierdzewnej pod odsłoniętymi ściankami kręgu T10 (Rysunek 4A) i dokręć za pomocą skrzydełkowych przymocowanych do ramion (Rysunek 2A).
  7. Usuń wyrostek kolczysty T10 i blaszkę (laminektomia) za pomocą mikro-rongeur, który odsłania oponę twardą pokrywającą rdzeń kręgowy (Ryc. 4B).

2. Wykonywanie urazów kontuzyjnych T10 za pomocą impaktora LISA

  1. Przekręć pokrętło regulatora ciśnienia na zbiorniku azotu, aby ustawić sprężony azot na 20 PSI lub 138 kPa (Rysunek 1A) dla tego badania.
    UWAGA: Ciśnienie można regulować w zakresie 10-120 PSI. Wyższe ciśnienie spowoduje uderzenie o większej prędkości. Końcówka urządzenia SCI o średnicy 1,2 mm przeznaczona jest dla myszy, a końcówka o średnicy 2,2 mm przeznaczona jest dla szczurów. Podczas zmiany z myszy na szczury, końcówkę o większej średnicy można uformować, dodając pierścień do metalowej końcówki (średnica wewnętrzna 1,2 mm / średnica zewnętrzna 2,2 mm). Użyliśmy końcówki 1,2 mm w tym badaniu SCI na myszach. Wysterylizuj końcówkę SCI przed użyciem.
  2. Włącz komputer, aby uruchomić oprogramowanie. Naciśnij przycisk 1 (Rysunek 1B), aby aktywować końcówkę impaktora do pozycji całkowicie wysuniętej (Rysunek 3A-1).
    UWAGA: Funkcją przycisku 1 jest ręczne włączanie lub wyłączanie siłownika pneumatycznego.
  3. Umieść pojemnik w kształcie litery U za pomocą myszy na scenie (Rysunek 2B). Zamocuj stolik na miejscu, dokręcając skrzydełkowe mocowania (Rysunek 2B).
  4. W strefie "SET ZERO LEVEL" (zielonej) ustaw poziom zerowy za pomocą czujnika laserowego mierzącego odległość do całkowicie wysuniętej końcówki tłoka, klikając przycisk "ROZPOCZNIJ CZYTANIE" (Rysunek 3A). Odległość zostanie pokazana w parametrze "Range" w tej strefie (Rysunek 3A). Kliknij przycisk "USTAW ZERO" (Rysunek 3A), a liczba w mm pojawi się w polu parametru "Zero" (np. 8,951 mm, pokazana w Rysunek 3A).
  5. Naciśnij przycisk 1 (Rysunek 1B), aby wyjąć końcówkę impaktora (Rysunek 3B-1, oznaczony górną strzałką) i odblokować mocującą 1 (Rysunek 2B). Pociągnij do właściwej pozycji (Rysunek 3B-1, oznaczony boczną strzałką), aby odsunąć końcówkę od ścieżki wiązki laserowej i obróć o 90° zgodnie z ruchem wskazówek zegara, aby zablokować.
  6. Przesuń stolik, regulując przednie i boczne mikrosterowniki (Rysunek 1C), aby skierować wiązkę lasera na środek odsłoniętego grzbietowego rdzenia kręgowego. Po ustaleniu miejsca urazu zmierz odległość tkanki, klikając przycisk "ROZPOCZNIJ CZYTANIE" w strefie "USTAW POZIOM URAZU" (niebieski) (Rysunek 3B i 3B-1).
  7. Powoli wyreguluj odległość między czujnikiem a rdzeniem kręgowym za pomocą pionowego mikrosterownika (Rysunek 1C), aby osiągnąć żądany parametr przemieszczenia (np. 0,500 mm, pokazany w polu parametru "Uraz") w strefie "USTAW POZIOM URAZU" (niebieski) (Rysunek 3B).
    1. Po osiągnięciu pożądanego przemieszczenia urazu zapisz odległość tkanki (np. 8,451 mm, pokazaną w polu parametru "Zakres") (Rysunek 3B). Zdefiniuj pożądane przemieszczenie (Uraz) = odległość końcówki (Zero) - odległość tkanki (Zakres) (Rysunek 3B). Po osiągnięciu pożądanego urazu (np. przemieszczenia tkanki o 0,500 mm) (Rysunek 3B), kliknij przycisk "USTAW URAZ" w strefie "USTAW POZIOM URAZU", aby ustawić uraz.
  8. Obróć 1 o 90° w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara, aby odblokować, wepchnij końcówkę uderzenia z powrotem na trajektorię wiązki laserowej (Rysunek 3C-1, kierunek wskazany przez strzałkę) i zablokuj 1, obracając ją o 90° zgodnie z ruchem wskazówek zegara.
  9. Kliknij przycisk Uruchom w czerwonej strefie "URUCHOM EKSPERYMENT" (Rysunek 3C), aby wykonać uderzenie. Pola parametrów pod tą strefą pokażą czas kontuzji (s), siłę (mV), prędkość (m/s) i przemieszczenie urazu (mm) (Rysunek 3C).
  10. Po zarejestrowaniu i zapisaniu wszystkich danych dotyczących urazów, usuń rynnę w kształcie litery U za pomocą myszy ze sceny. Wizualnie potwierdź uszkodzenie rdzenia kręgowego pod mikroskopem chirurgicznym (Ryc. 4C).
  11. Zszyj mięśnie przykręgosłupowe, powięź powierzchowną i skórę za pomocą ciągłego szwu z jedwabiu 3-0 (Henry Schein, 776-SK).
  12. Wstrzyknij zwierzęciu 1 ml 0,9% soli fizjologicznej podskórnie w celu nawodnienia i umieść je na podkładce o kontrolowanej temperaturze, aż do odzyskania pełnej świadomości. Umieść mysz w klatce z dostępnym jedzeniem i wodą.
  13. W przypadku opieki pooperacyjnej należy ręcznie odciągać pęcherz moczowy, aż do powrotu samoistnego opróżniania pęcherza. W przypadku analgezji należy wstrzyknąć buprenorfinę (0,05-2,0 mg/kg, SQ) 8-12 godzin/dobę przez 2 dni. Jeśli dojdzie do zakażenia pęcherza moczowego, należy wstrzyknąć Baytril (SQ, 5-10 mg/kg w 0,1 ml, 1 dawka dziennie) przez 7-10 dni. Jeśli dojdzie do zakażenia regionalnego/ogólnoustrojowego, należy wstrzykiwać gentamycynę (SQ, 5-8 mg/kg, rozcieńczoną w 1 ml sterylnego roztworu soli fizjologicznej, co 8-12 godzin) przez 4 dni.
  14. Usuń nici szwu po 14 dniach od SCI.
  15. W 42 dniu po urazie myszy zostaną złożone w ofierze przez perfuzję. Po odpowiednim znieczuleniu, jak 1,2, zostaną one perfuzjone 30 ml (0,01 M) soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS) i 30 ml 4% paraformaldehydu w 0,01 M PBS. Jeden centymetr rdzenia kręgowego, w tym epicentrum zmiany, zostanie pobrany i przetworzony w celu przekroju i analizy histologicznej.

Wyniki

Urządzenie to składa się z pięciu głównych komponentów: (1) korpusu z końcówką uderzeniową (Rycina 1C), (2) komputera z oprogramowaniem (Rycina 1B), (3) skrzynki sterowania elektrycznego (Rycina 1B), (4) stabilizatora kręgów (Rycina 2A) oraz (5) sprężonego powietrza dla pneumatycznego systemu sterowania (Rycina 1A). Aby wywołać precyzyjne przemieszczenie tkanek, system wykorzystuje czujnik laserowy do pomiaru odległości między całkowicie wysuniętą końcówką tłoka a docelową powierzchnią grzbietową rdzenia kręgowego. Oprogramowanie uwzględnia 4-mm grubość końcówki ze względu na to, że wiązka lasera dociera jedynie do powierzchni odbijającej uderzacza (Rycina 2B oraz Rycina 3A-1). Końcówkę tłoka można umieścić w dwóch pozycjach: (1) na drodze wiązki lasera (Rycina 3A-1) lub (2) w pozycji bocznej, poza drogą wiązki lasera (Rycina 3B-1). Gdy tłok znajduje się na drodze wiązki lasera (Rycina 3A-1), system mierzy odległość od końcówki uderzacza i monitoruje prędkość końcówki uderzacza podczas ruchu wysuwania i cofania. Gdy tłok znajduje się w pozycji bocznej poza drogą wiązki lasera (Rycina 3B-1), mierzona jest odległość między laserem a rdzeniem kręgowym.

Stabilizacja kręgu T10 przy użyciu naszego stabilizatora kręgów jest integralnym elementem procedury (Rycina 2A)10,11. Niezawodność pomiarów odległości za pomocą czujnika laserowego zależy od stabilności celu, który może ulec zniekształceniu w przypadku wystąpienia ruchu. Aby określić dokładność i spójność tego systemu, 8 myszy poddano urazom z przesunięciem o 0,5 mm. Zwierzęta te wykazały zmienność przesunięcia na poziomie ± 0,001 mm (± SD), co wskazuje na wysoką dokładność i powtarzalność systemu. Rycina 4 przedstawia unieruchomione kręgi docelowe w stabilizatorze (Rycina 4A) oraz odsłonięty rdzeń kręgowy na poziomie T10 przed (Rycina 4B) i po (Rycina 4C) stłuczeniu pod mikroskopem chirurgicznym.

Ciśnienie sprężonego powietrza kontroluje prędkość impaktora w momencie urazu. Nasze dane wykazują, że prędkość uderzenia wynosi 0.81 ± 0.0345 m/s (średnia ± SD) przy ciśnieniu 138 kPa. Pokrętło (Rycina 1B) na skrzynce elektrycznej kontroluje czas kontaktu końcówki ze sznurkiem (czas przebywania) po urazie i można go regulować w zakresie od 0 do 5 000 ms. Czas przebywania końcówki w większości eksperymentów jest ustawiony na 0.32 ± 0.0147 s (średnia ± SD) (Rycina 5). Przy użyciu tego urządzenia u dorosłych myszy można wywołać kontuzyjne urazy o różnym stopniu nasilenia, z przemieszczeniem tkanek wynoszącym 0 mm (grupa kontrolna sham), 0.2 mm (uraz lekki), 0.5 mm (uraz umiarkowany) oraz 0.8 mm (uraz ciężki) (Rycina 6).

System impaktora z sprężonym powietrzem; interfejs sterowania, czujnik laserowy; schemat układu eksperymentalnego.
Rysunek 1: Aparatura Louisville Injury System (LISA). (A) System składa się z impaktora, systemu sterowania oraz źródła sprężonego powietrza. (B) System sterowania obejmuje skrzynkę sterującą i komputer przenośny. Oprogramowanie oraz przyciski sterujące skrzynki pozwalają użytkownikowi na ustalenie parametrów urazu. (C) Czujnik laserowy jest kluczowym elementem urządzenia i mierzy pozycję celu urazu, odległość od rdzenia kręgowego do czujnika oraz prędkość urazu. Szybki ruch w dół i w górę końcówki impaktora jest napędzany sprężonym powietrzem. Lokalizacja urazu oraz stopień przemieszczenia tkanki są regulowane za pomocą mikronapędów, które sterują ruchem w trzech wymiarach. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Układ do operacji stereotaktycznej z wyrównaniem laserowym dla precyzyjnego pozycjonowania czaszki w badaniach nad gryzoniami.
Rysunek 2: Stabilizator i uchwyt dla myszy. (A) Stabilizator kręgosłupa składa się z rynny w kształcie litery U i dwóch metalowych ramion służących do unieruchomienia kręgów myszy. (B) Następnie stabilizator jest montowany na urządzeniu do zadawania urazu (impactor). Czerwona linia wskazuje ścieżkę wiązki lasera. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Konfiguracja systemu Louisville Impactor do pomiaru urazu; etapy odczytu danych od A do C widoczne w interfejsie oprogramowania.
Rycina 3: Metoda wywoływania kontuzyjnego SCI. (A-C) Przedstawiono graficzny interfejs użytkownika (GUI) z trzema parametrami/strefami urazu. (A, A-1) Zielona strefa (SET ZERO LEVEL) służy do kalibracji odległości końcówki tłoka. Czerwona linia wskazuje drogę wiązki lasera. (B, B-1) Niebieska strefa jest wykorzystywana do ustawienia poziomu urazu (SET INJURY LEVEL). Impaktor zostaje uniesiony i przesunięty bocznie w prawą stronę, aby umożliwić wiązce lasera dotarcie do powierzchni grzbietowej rdzenia kręgowego w celu ustawienia poziomu zero. Czerwona linia wskazuje drogę wiązki lasera. (C, C-1) Przed uderzeniem końcówka zostaje przesunięta z powrotem na drogę wiązki lasera w celu wykonania urazu (RUN). Parametry urazu znajdują się w czerwonej strefie (RUN EXPERIMENT). Czerwona linia wskazuje drogę wiązki lasera. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Dekompresja rdzenia kręgowego; kręgi T9-T11, mikroskopia chirurgiczna, procedura ortopedyczna, badanie medyczne.
Rysunek 4: Ekspozycja i ocena urazu. (A) Metalowe ramiona stabilizatora kręgosłupa stabilizują kręg T10. (B) Laminektomia T10 w celu odsłonięcia rdzenia kręgowego, z wyraźnie widocznymi naczyniami grzbietowymi. (C) Stłuczenie wywołane uderzeniem (strzałka) na powierzchni grzbietowej rdzenia kręgowego potwierdza uraz. Pasek skali = 2 mm. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Wykres danych równowagi statycznej z zmiennymi przemieszczenia, prędkości i czasu przebywania.
Rycina 5: Parametry urazu. Spójne parametry urazu obejmują przemieszczenie tkanki (mm), prędkość urazu (m/s) oraz czas przebywania końcówki (s). N = 8, średnia ± SD. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Tkanka mózgowa barwiona fioletem krezylowym i eozyną, schemat, analiza zmienności grubości, badanie histologiczne.
Rysunek 6: Ocena histologiczna. Reprezentatywne przekroje poprzeczne rdzeni kręgowych, barwione fioletem krezylowym i eozyną, wykazują obrażenia zależne od stopnia przemieszczenia po (A) zabiegu pozorowanym (0 mm), (B) lekkim stłuczeniu (0.2 mm), (C) umiarkowanym stłuczeniu (0.5 mm) oraz (D) ciężkim stłuczeniu (0.8 mm) rdzenia kręgowego na poziomie T10 przy użyciu urządzenia LISA. Zdjęcia wykonano w centrum urazu. Pasek skali = 500 µm. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Dyskusja

W 1911 roku Allen opisał pierwszy model spadku masy ciała wykorzystujący stały ciężar do wywoływania urazów na odsłoniętych rdzeniach kręgowych psów. Podobne modele spadku masy zostały opracowane w oparciu o model Allena, w tym impaktor NYU/MASCIS 3,6,13,14. Oprócz modelu spadku masy stworzono inne urządzenia SCI. Model OSU/ESCID 5,7 wykorzystuje mechanizm przemieszczenia tkanki do kontrolowania ciężkości urazu, a model IH 4,8 wykorzystuje siłę do stworzenia stopniowanego SCI. W tych systemach stabilizację kręgów uzyskuje się poprzez zaciśnięcie wyrostków kolczystych rostralnych i ogonowych do miejsca urazu. Urządzenia te wykorzystują niskie prędkości obrażeń, w szczególności 0,33 - 0,9 m/s (NYU/MASCIS), 0,148 m/s (OSU/ESCID) i 0,13 m/s (IH). Stabilizacja wyrostków kolczystych rostralnych i ogonowych może powodować elastyczność kręgosłupa i ruch kręgosłupa podczas uderzenia, co może wpłynąć na dokładność urazu.

Metoda LISA ma na celu przezwyciężenie niedociągnięć istniejących modeli, szczególnie w odniesieniu do niestabilności kręgosłupa i niskiej prędkości urazów. Metoda ta wykorzystuje obustronną stabilizację fasetową i pozwala uniknąć artefaktów ruchowych związanych z urazem. To urządzenie wykorzystuje dużą prędkość uderzenia, którą można ustawić w zakresie 0,5-2 m/s11,15. Czujnik laserowy jest bardziej zaawansowany niż wibrator Ling zastosowany w modelu ESCID i precyzyjnie mierzy odległość od powierzchni rdzenia kręgowego bez konieczności kontaktu z tkanką. Model został pierwotnie opracowany w celu wytworzenia SCI u szczura, a obecnie został przystosowany do wytwarzania SCI u myszy i naczelnych16 z modyfikacjami.

Stabilizacja kręgosłupa zmniejsza zmienność we wszystkich eksperymentalnych metodach SCI, szczególnie w modelach przemieszczenia tkanek. Laserowy czujnik odległości określa wielkość przemieszczenia tkanki rdzenia kręgowego podczas ruchów oddechowych. Ważne jest, aby punkt rdzenia kręgowego, na którym skupia się laser, był identyczny z punktem, w który uderzył impaktor. Ten krok jest wykonywany podczas etapu kalibracji (rysunek 3), gdy końcówka impaktora i wiązka laserowa są wyrównane. Potencjalną słabością tego modelu jest to, że wielkość przemieszczenia tkanki jest mierzona od powierzchni opony twardej. Chociaż grubość opony twardej stanowi znikomą różnicę między zwierzętami, znaczna zmienność może występować w przestrzeni podpajęczynówkowej wypełnionej płynem mózgowo-rdzeniowym (CSF). Zmienność wyników urazu może wystąpić w przypadku bardzo łagodnego urazu spowodowanego stłuczeniem przy użyciu małego przemieszczenia tkanki. Ogólnie rzecz biorąc, konsystencja urazu zależy głównie od dokładności przemieszczenia tkanki, a także od prędkości i czasu kontaktu tłoka z tkanką.

Zakres przemieszczenia tkanki jest szeroki (dokładność: 0-10 ± 0,005 mm). Na podstawie wcześniejszych danych pilotażowych i opublikowanych informacji na gryzoniach i naczelnych innych niż ludzie, przemieszczenie 20% przednio-tylnej średnicy SC powoduje łagodne SCI, przemieszczenie 30-40% powoduje umiarkowane SCI, a przemieszczenie >50% powoduje ciężkie SCI przy prędkości 1 m/s. Będą niewielkie różnice w zależności od gatunku zwierząt. Czas przebywania można regulować w zakresie od 0 do 5 s za pomocą przekaźnika czasowego. W naszym badaniu czas przebywania ustalono na 300 ms. Można to łatwo dostosować, aby odtworzyć czasy przebywania innych urządzeń SCI, w tym modeli NYU i IH.

Podsumowując, opracowaliśmy oparty na przemieszczeniu model stłuczonego rdzenia kręgowego u dorosłych myszy. Model wykorzystuje stabilizator w kształcie litery U do stabilizacji obustronnych fasetek kręgosłupa, unikając artefaktów ruchu rdzenia związanego z laserowym pomiarem powierzchni rdzenia. Model ten może powodować urazy sznura o dużej prędkości od 0,5 do 2 m/s. Czujnik laserowy jest dokładniejszy niż konwencjonalna metoda określania prędkości i odległości od powierzchni uderzenia. Model może powodować urazy rdzenia kręgowego na wszystkich poziomach, od łagodnych do ciężkich. Po zmodyfikowaniu urządzenie to może również powodować obrażenia u szczurów i dużych zwierząt, takich jak naczelne inne niż ludzie.

Oświadczenia

Christopher B. Shields, M.D. jest właścicielem Louisville Injury System Apparatus (LISA) produkowanego przez Louisville Impactor System, LLC.

Podziękowania

Ta praca była częściowo wspierana przez NIH NS059622, NS073636, DOD CDMRP W81XWH-12-1-0562; Nagroda Merit Review Award I01 BX002356 przyznana przez Departament ds. Weteranów Stanów Zjednoczonych; Fundacja Craiga H. Neilsena 296749; Indiana Spinal Cord and Brain Injury Research Foundation oraz Mari Hulman George Endowment Funds (XMX); Norton Healthcare, Louisville, Kentucky (YPZ); stan Indiana ISDH 13679 (XW); oraz Fundacja NeuroCures.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Ketamina (7,2 mg / ml) / Ksylazyna (0,475 mg / ml) / AcepromazynaPatterson Veterinary07-890-8598 / 07-869-7632 / 07-808-1947Środek znieczulający
Buprenorfina (0,03 mg / ml)Patterson Veterinary07-891-9756Środek przeciwbólowy
CarprofenPatterson Veterinary07-844-7425Antybiotyk
Purdue Products Betadine Peelrical ScrubFisher Scientific19-027132do sterylizacji skóry
Gąbki z gazy DukalFisher Scientific22-415-490do sterylizacji skóry
Decon Ethanol 200 ProofFisher Scientific04-355-450do sterylizacji skóry
1 mL NORM-JECTHENKE SASS WOLFD-78532do znieczulenia/uśmierzania bólu/antybiotyku do wstrzykiwań
10 ml StrzykawkaTERUMOREF SS-10Ldo wstrzykiwań soli fizjologicznej
Maść do oczu ze sztucznymi łzamiWebster Veterinary07-870-5261prowanewne oczy z suchej
maści antybiotykowejWebster Veterinary07-877-0876operacja prowansalska odcięta od infekcji
Aplikatory z bawełnianą końcówkąFisher Scientific1006015zatrzymać krwawienie
Sterylizator narzędziNarzędzia do18000-50do sterylizacji narzędzia chirurgicznego
Drobne kleszczeFine Science Tools11223-20tkanka chwytająca
SkalpelFine Science Tools10003-12cięcie skóry
Ostrze skalpela #15Fisher Scientific10015-00cięcie skóry
HemostatFine Science Tools13004-14zatrzymanie krwawienia
RongeurFine Science Tools16021-14laminektomia
Retraktor AgricolaFine Science Tools17005-04utrzymuj otwarty widok operacji
Cienkie nożyczkiFine Science Tools14040-10do mięśni oddzielonych od kręgosłupa
Sterylne szwyFine Science Tools12051-10zamknięcie skóry
Mysz Stabilizator kręgówLouisville Impactor SystemN/AUstabilizuj i odsłoń kręg
LISALouisville Impactor SystemN/AWywołaj eksperymentalne uszkodzenie rdzenia kręgowego u myszy
nauki

Bibliografia

  1. Young, W. Spinal cord contusion models. Prog. Brain Res. 137, 231-255 (2002).
  2. Gale, K., Kerasidis, H., Wrathall, J. R. Spinal cord contusion in the rat: behavioral analysis of functional neurologic impairment. Exp. Neurol. 88 (1), 123-134 (1985).
  3. Gruner, J. A. A monitored contusion model of spinal cord injury in the rat. J. Neurotrauma. 9 (2), 126-128 (1992).
  4. Scheff, S. W., Rabchevsky, A. G., Fugaccia, I., Main, J. A., Lumpp, J. E. Experimental modeling of spinal cord injury: Characterization of a force-defined injury device. J. Neurotrauma. 20 (2), 179-193 (2003).
  5. Stokes, B. T. Experimental spinal cord injury: a dynamic and verifiable injury device. J. Neurotrauma. 9 (2), 129-134 (1992).
  6. Young, W. MASCIS spinal cord contusion model. Animal Models of Acute Neurological Injuries. Chen, J., Xu, X. M., Xu, Z. C., Zhang, J. H. , Humana Press. 411-422 (2009).
  7. Jakeman, L. B., McTigue, D. M., Walters, P., Stokes, B. T. The Ohio State University ESCID spinal cord contusion model. Animal Models of Acute Neurological Injuries. Chen, J., Xu, X. M., Xu, Z. C., Zhang, J. H. , Humana Press. 433-448 (2009).
  8. Scheff, S., Roberts, K. N. Infinite Horizon spinal cord contusion model. Animal Models of Acute Neurological Injuries. Chen, J., Xu, X. M., Xu, Z. C., Zhang, J. H. , Humana Press. 423-433 (2009).
  9. Sances, A., et al. The biomechanics of spinal injuries. Crit. Rev. Biomed. Eng. 11 (1), 1-76 (1984).
  10. Zhang, Y. P., et al. Spinal cord contusion based on precise vertebral stabilization and tissue displacement measured by combined assessment to discriminate small functional differences. J. Neurotrauma. 25 (10), 1227-1240 (2008).
  11. Walker, M. J., et al. A novel vertebral stabilization method for producing contusive spinal cord injury. J. Vis. Exp. (95), (2015).
  12. Allen, A. R. Surgery of experimental lesion of spinal cord equivalent to crush injury of fracture dislocation of spinal column. A preliminary report. J. A. M. A. 57, 878-880 (1911).
  13. Jakeman, L. B., et al. Traumatic spinal cord injury produced by controlled contusion in mouse. J. Neurotrauma. 17 (4), 299-319 (2000).
  14. Rivlin, A. S., Tator, C. H. Effect of duration of acute spinal cord compression in a new acute cord injury model in the rat. Surg. Neurol. 10 (1), 38-43 (1978).
  15. Zhang, Y. P., et al. Controlled cervical laceration injury in mice. J. Vis. Exp. (75), (2013).
  16. Ma, Z., et al. A controlled spinal cord contusion for the rhesus macaque monkey. Exp. Neurol. 279, 261-273 (2016).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Model kontuzyjnego SCILouisville Injury Systemimpaktor LISAlaserowe czujniki odleg o ciuraz stopniowalnypoziom piersiowy T10procedura chirurgicznapowtarzalny uraz
Model kontuzyjnego uszkodzenia rdzenia kręgowego oparty na przemieszczeniu tkanek u myszy
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.