Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Inokulowanie komarów Anopheles gambiae koralikami w celu wywołania i zmierzenia odpowiedzi immunologicznej melanizacji

7.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/55013

⸱

12 stycznia 2017

 ,  ,  , 
1Laboratoire d'écologie et d'épidémioloigie parasitaire, Institut de biologie, Université de Neuchâtel, 2Merkle Lab, Department of Entomology, Pennsylvania State University

W tym artykule

Podsumowanie

Poprzez inokulację koralikami, opisana technika umożliwia stymulację reakcji melanizacji komarów w układzie krążenia hemolimfy. Ilość melaniny pokrywającej koraliki można zmierzyć po rozbiorze jako miarę odpowiedzi immunologicznej.

Streszczenie

Stymulacja odpowiedzi immunologicznych jest powszechnym narzędziem w badaniach na bezkręgowcach w celu zbadania skuteczności i mechanizmów odporności. Stymulacja ta opiera się na wstrzyknięciu niepatogennych cząstek do owadów, ponieważ cząsteczki zostaną wykryte przez układ odpornościowy i wywołają produkcję efektorów immunologicznych. Skupiamy się tutaj na stymulacji reakcji melanizacji u komara Anopheles gambiae. Reakcja melanizacji powoduje zamknięcie obcych cząstek i pasożytów ciemną warstwą melaniny. Aby stymulować tę reakcję, komary są zaszczepiane kulkami w jamie piersiowej za pomocą szklanych rurek mikrokapilarnych. Następnie, po 24 godzinach, komary są preparowane w celu odzyskania koralików. Stopień melanizacji koralika mierzy się za pomocą oprogramowania do analizy obrazu. Koraliki nie mają chorobotwórczego działania pasożytów ani ich zdolności do unikania lub tłumienia odpowiedzi immunologicznej. Zastrzyki te są sposobem pomiaru skuteczności immunologicznej i wpływu stymulacji immunologicznej na inne cechy historii życia, takie jak płodność lub długowieczność. Nie jest to dokładnie to samo, co bezpośrednie badanie interakcji gospodarz-pasożyt, ale jest to interesujące narzędzie do badania odporności i jej ekologii ewolucyjnej.

Wprowadzenie

Owady polegają na odpowiedziach immunologicznych, aby chronić się przed pasożytami i patogenami 1-3, które przenikają przez ich naskórek lub nabłonek jelita środkowego4. U komarów reakcje te są skuteczne przeciwko bakteriom5, wirusom6, nicieniom filarialnym7 i pasożytom malarii1,8,9. U komarów kluczową odpowiedzią immunologiczną jest zamknięcie obcych cząstek w melaninie10-12. Ta enkapsulacja może wystąpić w jelicie środkowym lub w układzie krążenia hemolimfy10-12. Ta reakcja melanizacji jest wynikiem kaskady pro-fenooksydazy10-12 i może prowadzić do śmierci pasożytów lub do ich fagocytozy. U dorosłych komarów, u których liczba komórek hemocytów jest ograniczona, melanizacja jest reakcją humoralną, podobnie jak przeciwko pasożytom Plasmodium lub nicieniom filarialnym 7. U niektórych innych owadów to bezpośrednio komórki hemocytów gromadzą się wokół pasożyta, aby go melanizować7. Poza tym melanina jest również niezbędna w kilku innych procesach fizjologicznych, takich jak produkcja jaj i gojenie się ran naskórka7.

Stymulacja odpowiedzi immunologicznej jest używana jako narzędzie do badania odporności owadów w kilku systemach modelowych rolnictwa i zdrowia publicznego13-18. Jest stosowany u komarów Anopheles gambiae, głównego wektora malarii w Afryce, do badania interakcji gospodarz-pasożyt 14-16,19. Techniki te opierają się na zdolności owadów do wykrywania pasożytów za pomocą ich receptorów rozpoznawania wzorców (PRR)2. Komary mogą również wykrywać inne cząsteczki zakłócające ich biologię, takie jak wzorce molekularne związane z patogenami (PAMP), lub wykrywać własne uszkodzone komórki w wyniku uwalniania kolagenu i kwasów nukleinowych. Komórki odpornościowe komarów, takie jak hemocyty, są używane do wykrywania20-23. Głównymi szlakami sygnalizacji immunologicznej są Imd, Toll, JAK/STAT24 i interferencja kwasu rybonukleinowego (RNAi)25,26. Zarówno szlaki Toll, jak i Imd wpływają na odpowiedź melanizacji i oddziałują z kaskadą pro-fenolooksydazy 10-12.

Standardowym narzędziem używanym do stymulowania reakcji melanizacji jest zaszczepienie komara małym koralikiem do hemolimfy klatki piersiowej. Stopień enkapsulacji melaniny można następnie zmierzyć19 po pobraniu koralika przez rozwarstwienie komara. W większości badań wstrzyknięto tylko jeden koralik nakomara15,16,27, ale możliwe jest wstrzyknięcie większej liczby koralików w celu zbadania granic odpowiedzi melanizacji19. Kulki te są wstrzykiwane za pomocą roztworu do wstrzykiwań (surowicy fizjologicznej) w celu ograniczenia zaburzeń fizjologii komara i wysuszenia komara15,16,27. Do tego roztworu dodaje się barwnik, aby ułatwić wybór koralików. To samo dotyczy roztworu preparacyjnego używanego do pobierania koralika15,16,27.

Zaletą zaszczepiania owadów bodźcami niepatogennymi jest możliwość skupienia się na bezpośrednim wpływie na odpowiedź immunologiczną. Nie ma żadnych komplikacji spowodowanych patogennością pasożytów28, immunosupresją 29-31 lub unikaniem odporności31-34. Poza tym można również badać wpływ stymulacji na inne cechy historii życia, takie jak długowieczność czy płodność. Tak więc badacze zajmujący się ekologią ewolucyjną mogą potrzebować takich narzędzi2,35,36. Na przykład trzmiele z obniżoną odpornością mają skróconą długość życia w warunkach głodu. Podobne negatywne skutki stymulacji i rozmieszczenia układu immunologicznego zaobserwowano w różnych modelach bezkręgowców, często skutkując krótszą długością życia lub mniejszym sukcesem reprodukcyjnym13,27,37. Takie badania mogą być prowadzone w różnych środowiskach2,4,38. Stymulowanie odporności jest również interesujące dla osób zajmujących się bezpośrednio immunopatologią39,40.

Ten protokół opiera się na inokulacji koralików z komarami, aby stymulować reakcję melanizacji i bezpośrednio mierzyć ilość melaniny. Umożliwia to ilościowe i jakościowe badanie odpowiedzi melanizacji w różnych warunkach eksperymentalnych. Takie narzędzie można rozszerzyć o stymulację innych odpowiedzi immunologicznych, takich jak odpowiedź przeciwbakteryjna na bakterie zabijane termicznie41. Może być również prowadzony w wielu ekologicznych warunkach.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Roztwór soli fizjologicznej do wstrzykiwań i sekcji

  1. Przygotuj roztwór soli, dodając NaCl, KCl i CaCl2 do wody destylowanej, aby uzyskać 1,3 mM NaCl, 0,5 mM KCl i 0,2 mM CaCl2 przy pH = 6,8.
  2. Dodaj 1 ml 0,1% roztworu zieleni metylowej do 99 mililitrów roztworu soli fizjologicznej, aby zabarwić przezroczyste kulki. Jest to 0,001% zielony metylowy "roztwór do wstrzykiwań".
  3. Następnie dodać 5 ml 0,1% roztworu zieleni metylowej do 45 ml roztworu soli fizjologicznej. Ten 0,01% zielony metylowy "roztwór preparacyjny" jest 10 razy bardziej skoncentrowany w zieleni metylowej, aby ułatwić zabarwienie kulek i ich obserwację podczas sekcji.
    UWAGA: W razie potrzeby wysterylizuj bufor z filtra.

2. Przygotowanie kapilar

  1. Szklane rurki mikrokapilarne ciągnące na gorąco w celu uzyskania bardzo cienkiej końcówki nieco większej niż najmniejsze kulki (φ = 40 μm)42.
  2. Otwórz i wyreguluj każdą kapilarę, łamiąc końcówkę pęsetą lub odpiłowując końcówkę.

3. Hodowla komarów

  1. Tył A. gambiae w temperaturze 26 ± 1 °C, wilgotności względnej 70 ± 5% i cyklu światło: ciemność 12:12. Trzymaj dorosłe samice i zapewnij im dostęp do 10% roztworu cukru.

4. Zaznaczanie koralików za pomocą kapilary

  1. Wlać 0,009 g ujemnie naładowanych kulek (o średnicy 40-120 μm) na 5 cm szalkę Petriego i dodać 5 ml roztworu do wstrzykiwań 30 minut wcześniej.
    UWAGA: Celem jest, aby barwnik zabarwił koraliki, aby ułatwić wybór koralików do wstrzyknięcia. Kulki należy sterylizować w autoklawie, jeśli nie znajdują się w sterylnym słoiku.
  2. Za pomocą kapilary zamontowanej w bańce pipety kapilarnej wizualnie wybrać najmniejszą kulkę w 0,1 μl roztworu soli fizjologicznej pod mikroskopem dwuokularowym.
    UWAGA: W przypadku jednoczesnego zaszczepiania kilku kulek należy wybrać trzy kulki z całkowitej objętości 0,1 μl.

5. Postępowanie z komarami i szczepienie

  1. Za pomocą aspiratora do owadów umieść każdego komara w tubce o pojemności 50 ml.
  2. Schłodź krótko każdego komara, umieszczając rurkę w pokruszonym lodzie (2-5 min).
  3. Umieść komara na prawym boku pod mikroskopem lornetkowym.
  4. Pod mikroskopem stereoskopowym zaszczepij komara kapilarną, mocno przebijając lewą stronę naskórka klatki piersiowej, a następnie wstrzykując płyn i koralik.
    UWAGA: Uważaj, aby nie uszkodzić mięśni lotu, trzymając kapilarnę jak najbardziej prostopadle do komara.
  5. Usuń kapilarę.
  6. Używając lekkich jak piórko kleszczy entomologicznych, umieść każdą samicę indywidualnie w plastikowym kubku o pojemności 180 ml pokrytym moskitierą; daj im dostęp do 10% roztworu cukru.
    UWAGA: Należy zachować ostrożność w przypadku roztworu cukru, ponieważ komar może utknąć na kroplach roztworu cukru.

6. Sekcja komarów i fotografia koralików

  1. Sprawdź, czy komary są żywe 24 godziny po szczepieniu. Jeśli tak, sprawdź ich stan i trzymaj tylko te komary, które są w stanie latać.
  2. Zamrozić te komary w temperaturze -20 °C.
    UWAGA: W razie potrzeby można je przechowywać od kilku dni do miesięcy przed preparacją.
  3. Usuń skrzydła komarów za pomocą pęsety pod mikroskopem lornetkowym przy 32-krotnym powiększeniu. Przymocuj skrzydła do szkiełek za pomocą przezroczystej taśmy. Zapisz kod używany dla każdego komara z osobna.
  4. Umieść szkiełka w skanerze i zeskanuj je w rozdzielczości 1 200 dpi.
    UWAGA: Sprawdź, czy kod jest czytelny dla każdego komara z osobna.
  5. Na szklanym szkiełku mikroskopowym i w roztworze preparacyjnym użyj kleszczy, aby oddzielić klatkę piersiową od głowy i brzucha.
  6. Otwórz klatkę piersiową za pomocą kleszczy, aby pobrać koraliki.
    UWAGA: Koraliki, które nie przemieszczają się do brzucha, nie stykają się ze sobą i większość z nich swobodnie unosi się w hemolimfie. Uważaj, aby nie złamać koralika kleszczami, ponieważ niemelanizowany koralik może być trudny do znalezienia. Odczekaj od 1 do 5 minut, aż koraliki nabiorą koloru.
  7. Przenieś koraliki w kropli roztworu preparacyjnego na szklane szkiełko mikroskopowe przed wykonaniem zdjęcia.
    UWAGA: Nie ma potrzeby mycia koralików.
  8. Za pomocą mikroskopu wyposażonego w kamerę wykonaj cyfrowy obraz każdego koralika przy standardowym oświetleniu i 400-krotnym powiększeniu.
    UWAGA: Nie zmieniaj oświetlenia między różnymi obrazami, aby umożliwić ich porównanie.

7. Analiza obrazu: Melanizacja koralików

  1. Otwórz oprogramowanie do analizy obrazu. Kliknij "plik", a następnie "otwórz", aby znaleźć obraz koralika.
  2. Kliknij "analizuj". Kliknij "ustaw pomiary". Zaznacz pole "średnia wartość szarości" w oknie "ustaw pomiary".
  3. Kliknij ikonę narzędzia do zaznaczania okręgu. Wybierz obwód ściegu; Pozostań wewnątrz koralika i unikaj otaczającej go świetlistej aureoli.
  4. Kliknij menu "analizuj". Kliknij "zmierz". Uzyskaj średnią wartość szarości i rozmiar pola przekroju poprzecznego ściegu.
    1. Aby uzyskać wartość melanizacji każdego koralika, wykonaj następującą operację za pomocą kalkulatora lub oprogramowania kalkulatora: "256 - średnia wartość szarości". Miara melanizacji to wartość z zakresu od 0 do 256, gdzie 0 oznacza całkowicie biały obraz.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Komary nie melanizowały koralików w ten sam sposób, ponieważ niektóre z nich były pokryte melaniną w mniejszym stopniu niż inne (Rysunek 1). Rzeczywiście, niektóre koraliki pozostały niebieskie z powodu braku melanizacji, podczas gdy inne były całkowicie ciemne (Rysunek 1). Wartość melanizacji została znormalizowana poprzez interpolację liniową do wartości od 0 (co odpowiadało niebieskiemu i niemelanizowanemu koralikowi) do 100 (odpowiadającej ciemnemu i ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Ta technika iniekcji jest przydatna do stymulowania i badania reakcji melanizacji u komarów. Na przykład tutaj badaliśmy wpływ obciążenia bodźcami immunologicznymi.

Krytycznym krokiem w tej procedurze jest prawidłowe zaszczepienie komara. Wszelkie nadmierne uszkodzenia mięśni lotu lub samego komara mogą uniemożliwić komarowi żerowanie lub zabić go przed rozbiorem. Drugim kluczowym krokiem jest utrzymanie komarów na lodzie wystarczająco długo, aby je znokautować bez zabijania. Mały pojemnik uła...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

Te badania były możliwe dzięki finansowaniu z Uniwersytetu w Neuchâtel. Chcielibyśmy podziękować wszystkim uczniom, którzy pomogli w doskonaleniu tej techniki, a konkretnie naszemu koledze Kevinowi Thieventowi. Chcielibyśmy również podziękować członkom Thomas Lab za udostępnienie swojego laboratorium. Chcielibyśmy podziękować Janet Teeple za jej pomoc w hodowli komarów. Chcielibyśmy również podziękować Loyal Hall w laboratorium Pr. Toma Bakera za jego pomoc w przygotowaniu szklanych probówek mikrokapilarnych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Szklane rurki mikrokapilarne GB120TF-10science-products.comGB120TF-10http://www.science-products.com/Products/CatalogG/Glass/Glass.html
Microcaps Żarówka do pipet kapilarnychDrumond1-000-9000
naładowana ujemnie Koraliki Sephadex CM C-25Sigma-Aldrich, Steinheim, NiemcyC25120 SIGMApotrzebuje niewielu, aby rozpocząć
ZieleńmetylowaSigma-Aldrich323829 ALDRICHpotrzebują niewielu, aby uruchomić
oprogramowanie ImageJopensourcew wersji 1.47f7 lub nowszej

Bibliografia

  1. Dong, Y., Aguilar, R., Xi, Z., Warr, E., Mongin, E., Dimopoulos, G. Anopheles gambiae immune responses to human and rodent Plasmodium parasite species. PLoS pathog. 2 (6), e52(2006).
  2. Sadd, B. M., Schmid-Hempel, P. PERSPECTIVE: Principles of ecological immunology. Evolutionary Appl. 2 (1), 113-121 (2008).
  3. Crompton, P. D., Moebius, J., et al. Malaria Immunity in Man and Mosquito: Insights into Unsolved Mysteries of a Deadly Infectious Disease*. Annu Rev Immuno. 32 (1), 157-187 (2014).
  4. Schmid-Hempel, P. EVOLUTIONARY ECOLOGY OF INSECT IMMUNE DEFENSES. Annu Rev Entomol. 50 (1), 529-551 (2005).
  5. Hillyer, J. F., Schmidt, S. L., Christensen, B. M. Rapid phagocytosis and melanization of bacteria and Plasmodium sporozoites by hemocytes of the mosquito Aedes aegypti. J parasito. 89 (1), 62-69 (2003).
  6. Carissimo, G., Pondeville, E., et al. Antiviral immunity of Anopheles gambiae is highly compartmentalized, with distinct roles for RNA interference and gut microbiota. PNAS. 112 (2), E176-E185 (2015).
  7. Christensen, B. M., Li, J., Chen, C. -C., Nappi, A. J. Melanization immune responses in mosquito vectors. Trends parasito. 21 (4), 192-199 (2005).
  8. Collins, F., Sakai, R., et al. Genetic selection of a Plasmodium-refractory strain of the malaria vector Anopheles gambiae. Science. 234 (4776), 607-610 (1986).
  9. Warr, E., Lambrechts, L., Koella, J. C., Bourgouin, C., Dimopoulos, G. Anopheles gambiae immune responses to Sephadex beads: Involvement of anti-Plasmodium factors in regulating melanization. Insect Biochem Molec. 36 (10), 769-778 (2006).
  10. Fuchs, S., Behrends, V., Bundy, J. G., Crisanti, A., Nolan, T. Phenylalanine metabolism regulates reproduction and parasite melanization in the malaria mosquito. PloS one. 9 (1), e84865(2014).
  11. Cerenius, L., Söderhäll, K. The prophenoloxidase-activating system in invertebrates. Immuno Rev. 198, 116-126 (2004).
  12. Cerenius, L., Lee, B. L., Söderhäll, K. The proPO-system: pros and cons for its role in invertebrate immunity. Trend Immuno. 29 (6), 263-271 (2008).
  13. Moret, Y., Schmid-Hempel, P. Survival for immunity: the price of immune system activation for bumblebee workers. , Science. New York, N.Y. 1166-1168 (2000).
  14. Suwanchaichinda, C., Paskewitz, S. M. Effects of Larval Nutrition, Adult Body Size, and Adult Temperature on the Ability of Anopheles gambiae(Diptera: Culicidae) to Melanize Sephadex Beads. J Med Entomol. 35 (2), 157-161 (1998).
  15. Chun, J., Riehle, M., Paskewitz, S. M. Effect of Mosquito Age and Reproductive Status on Melanization of Sephadex Beads in Plasmodium-Refractory and -Susceptible Strains of Anopheles gambiae. J Invertebr Pathol. 66 (1), 11-17 (1995).
  16. Schwartz, A., Koella, J. C. Melanization of Plasmodium falciparum and C-25 Sephadex Beads by Field-Caught Anopheles gambiae (Diptera: Culicidae) from Southern Tanzania. J Med Entomol. 39 (1), 84-88 (2002).
  17. Zahedi, M., Denham, D. A., Ham, P. J. Encapsulation and melanization responses of Armigeres subalbatus against inoculated Sephadex beads. J Invertebr Pathol. 59 (3), 258-263 (1992).
  18. Laughton, A. M., Garcia, J. R., Altincicek, B., Strand, M. R., Gerardo, N. M. Characterisation of immune responses in the pea aphid, Acyrthosiphon pisum. J insect physiol. 57 (6), 830-839 (2011).
  19. Barreaux, A. M. G., Barreaux, P., Koella, J. C. Overloading the immunity of the mosquito Anopheles gambiae with multiple immune challenges. Parasite Vector. 9 (1), 210(2016).
  20. Lazzaro, B. P., Rolff, J. Danger, Microbes, and Homeostasis. Science. 332 (6025), 43-44 (2011).
  21. Arrighi, R. B. G., Faye, I. Plasmodium falciparum GPI toxin: a common foe for man and mosquito. Acta trop. 114 (3), 162-165 (2010).
  22. Michel, K., Kafatos, F. C. Mosquito immunity against Plasmodium. Insect Biochem Molec. 35 (7), 677-689 (2005).
  23. Osta, M. A., Christophides, G. K., Vlachou, D., Kafatos, F. C. Innate immunity in the malaria vector Anopheles gambiae: comparative and functional genomics. J Exp Biol. 207 (15), 2551-2563 (2004).
  24. Christophides, G. K., Vlachou, D., Kafatos, F. C. Comparative and functional genomics of the innate immune system in the malaria vector Anopheles gambiae. Immunol Rev. 198 (1), 127-148 (2004).
  25. Blair, C. D. Mosquito RNAi is the major innate immune pathway controlling arbovirus infection and transmission. Future microbiol. 6 (3), 265-277 (2011).
  26. Fragkoudis, R., Attarzadeh-Yazdi, G., Nash, A. A., Fazakerley, J. K., Kohl, A. Advances in dissecting mosquito innate immune responses to arbovirus infection. J Gen Virol. , (2009).
  27. Schwartz, A., Koella, J. C. The cost of immunity in the yellow fever mosquito, Aedes aegypti depends on immune activation. J evol biol. 17 (4), 834-840 (2004).
  28. Lambrechts, L., Vulule, J. M., Koella, J. C. Genetic correlation between melanization and antibaterial immune responses in a natural population of the malaria vector Anopheles gambiae. Evolution. 58 (10), 2377(2004).
  29. Boete, C., Paul, R. E. L., Koella, J. C. Direct and indirect immunosuppression by a malaria parasite in its mosquito vector. P Roy Soc B-Biol Sci. 271 (1548), 1611-1615 (2004).
  30. Sacks, D., Sher, A. Evasion of innate immunity by parasitic protozoa. Nat immunol. 3 (11), 1041-1047 (2002).
  31. Zambrano-Villa, S., Rosales-Borjas, D., Carrero, J. C., Ortiz-Ortiz, L. How protozoan parasites evade the immune response. Trend Parasito. 18 (6), 272-278 (2002).
  32. Damian, R. T. Parasite immune evasion and exploitation: reflections and projections. Parasitology. 115, S169-S175 (1997).
  33. Schmid-Hempel, P. Parasite immune evasion: a momentous molecular war. Trend ecol evol. 23 (6), 318-326 (2008).
  34. Schmid-Hempel, P. Immune defence, parasite evasion strategies and their relevance for "macroscopic phenomena" such as virulence. P Roy Soc B-Biol Sci. 364 (1513), 85-98 (2009).
  35. Stearns, S. C., Koella, J. C. The evolution of phenotypic plasticity in life history traits- predictions of reaction norms for age and size at maturity. Evolution. 40 (5), 893-913 (1986).
  36. Stearns, S. C. Life-history tactics: a review of the ideas. Q rev biol. 51 (1), 3-47 (1976).
  37. Valtonen, T. M., Kleino, A., Ramet, M., Rantala, M. J. Starvation Reveals Maintenance Cost of Humoral Immunity. Evol Biol. 37 (1), 49-57 (2010).
  38. Sheldon, B. C., Verhulst, S. Ecological immunology: costly parasite defences and trade-offs in evolutionary ecology. Trend Ecol Evo. 11 (8), 317-321 (1996).
  39. Graham, A. L., Allen, J. E., Read, A. F. Evolutionary causes and consequences of immunopathology. Annu Rev Ecol Evol S. 36, 373-397 (2005).
  40. Best, A., Long, G., White, A., Boots, M. The implications of immunopathology for parasite evolution. P Roy Soc B-Biol Sci. 279 (1741), 3234-3240 (2012).
  41. Cator, L. J., George, J., et al. 34;Manipulation" without the parasite: altered feeding behaviour of mosquitoes is not dependent on infection with malaria parasites. P Roy Soc B-Biol Sci. 280 (1763), 20130711(2013).
  42. Voordouw, M. J., Lambrechts, L., Koella, J. No maternal effects after stimulation of the melanization response in the yellow fever mosquito Aedes aegypti. Oikos. 117 (8), 1269-1279 (2008).
  43. Paskewitz, S., Riehle, M. A. Response of Plasmodium refractory and susceptible strains of Anopheles gambiae to inoculated Sephadex beads. Dev comp immunol. 18 (5), 369-375 (1994).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Odpowiedź melanizacyjnainokulacja koralikamimikrokapilarna iniekcjajama klatki piersiowejanaliza obrazuśrednia wartość szarościroztwór zieleni metylowejsekcja komarastymulacja odpornościowa
Inokulowanie komarów Anopheles gambiae koralikami w celu wywołania i zmierzenia odpowiedzi immunologicznej melanizacji
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.