Artykuł metodologiczny

Chirurgia zastawkowa, cewnikowanie prawego serca i morfometria naczyniowa w modelu szczurzym dla tętniczego nadciśnienia płucnego wywołanego przepływem

DOI:

10.3791/55065

⸱

11 lutego 2017

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Center for Congenital Heart Diseases, Department of Pediatric Cardiology, Beatrix Children's Hospital, University Medical Center Groningen, University of Groningen, 2Research and Development Facility, University Medical Center Groningen, University of Groningen

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół opisuje procedurę chirurgiczną mającą na celu stworzenie modelu tętniczego nadciśnienia płucnego wywołanego przepływem (PAH) u szczurów oraz procedury analizy głównych hemodynamicznych i histologicznych punktów końcowych w tym modelu.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym protokole, PAH jest indukowane przez połączenie wstrzyknięcia monokrotaliny (MCT) w dawce 60 mg/kg ze zwiększonym przepływem krwi w płucach przez zastawkę aortalno-kablastyczną (MCT+Flow). Zastawka jest tworzona przez wprowadzenie igły 18-G z aorty brzusznej do sąsiedniej żyły głównej. Wykazano, że zwiększony przepływ w płucach jest niezbędnym czynnikiem wyzwalającym ciężką postać TNP z odrębnymi fazami progresji choroby, charakteryzującymi się wczesnym przerostem przyśrodkowym, a następnie zmianami neointymalnymi i postępującą niedrożnością małych naczyń płucnych. Aby zmierzyć hemodynamikę prawego serca i płuc w tym modelu, cewnikowanie prawego serca wykonuje się poprzez wprowadzenie sztywnej kaniuli zawierającej elastyczny cewnik z końcówką kulkową przez prawą żyłę szyjną do prawej komory. Cewnik jest następnie wprowadzany do głównej i bardziej dystalnej tętnicy płucnej. Histopatologię układu krążenia płuc ocenia się jakościowo, oceniając naczynia przed- i wewnątrzzrazikowe na podstawie stopnia umięśnienia i obecności neointimy, a ilościowo, mierząc grubość ściany, stosunek ściany do światła i wynik zgryzu.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Celem tej metody jest stworzenie powtarzalnego modelu ciężkiego, wywołanego przepływem tętniczego nadciśnienia płucnego u szczurów i zmierzenie jego głównych hemodynamicznych i histopatologicznych punktów końcowych.

Tętnicze nadciśnienie płucne (PAH) to kliniczny zespół, który obejmuje postępujący wzrost oporu naczyniowego płuc, prowadzący do niewydolności prawej komory i śmierci. W spektrum chorób nadciśnieniowych płuc (PH) TNP jest najcięższą postacią i pozostaje bez lekarstwa1. Arteriopatia leżąca u podstaw TNP charakteryzuje się typową formą przebudowy naczyń krwionośnych, która zamyka światło naczynia. Umięśnienie normalnych nieumięśnionych naczyń krwionośnych i przerost warstwy przyśrodkowej naczynia są uważane za wczesne zjawiska chorobowe w TNP, są również obserwowane w innych formach PH2 i są uważane za odwracalne3. Wraz z postępem PAH, warstwa wewnętrzna zaczyna się przebudowywać, ostatecznie tworząc charakterystyczne zmiany w neointymalnym wnętrzu2. Neointimalna przebudowa naczyń płucnych jest wyłączna dla PAH i jest obecnie uważana za nieodwracalną4.

Ponieważ PAH jest rzadką chorobą, postęp w jej patobiologicznym zrozumieniu i rozwój nowych terapii opierał się głównie na modelach zwierzęcych. Model monokrotaliny (MCT) u szczurów jest prostym modelem pojedynczego trafienia, który był i nadal jest często stosowany. MCT to toksyna, która powoduje uszkodzenie tętniczek płucnych i regionalne zapalenie5. 60 mg/kg MCT prowadzi do wzrostu średniego ciśnienia w tętnicy płucnej (mPAP), naczyniowego oporu płuc (PVR) i przerostu prawej komory (RVH) po 3 - 4 tygodniach6. Histomorfologia charakteryzuje się izolowanym przerostem przyśrodkowym bez zmian w obrębie neointimalu5. Model szczurzy MCT reprezentuje zatem umiarkowaną formę PH, a nie PAH, chociaż jest powszechnie przedstawiany jako ten drugi.

U dzieci z PAH związanym z wrodzonym zastawką od lewej do prawej (PAH-CHD), zwiększony przepływ krwi w płucach jest uważany za główny czynnik powodujący rozwój zmian w obrębie neointimal7,8,9. U szczurów zwiększony przepływ krwi w płucach może być wywołany przez utworzenie zastawki między aortą brzuszną a żyłą główną, technika opisana po raz pierwszy w 199010. Alternatywą dla zwiększenia przepływu w płucach jest jednostronna pneumonektomia lub zespolenie podobojczykowe z tętnicą płucną11. Wady koncepcyjne tych modeli polegają na potencjalnym kompensacyjnym wzroście pozostałego płuca i aktywacji szlaku adaptacyjnego indukowanej przez pneumonektomię lub jatrogennym uszkodzeniu naczyń płucnych z powodu zespolenia tętnicy płucnej, przy czym oba te czynniki zakłócają skutki zwiększonego przepływu krwi w płucach.

Gdy powstaje zastawka aortalno-kawałowa i indukowany jest zwiększony przepływ krwi w płucach jako drugie uderzenie u szczurów leczonych MCT, pojawiają się charakterystyczne zmiany w neointimalen, a ciężka forma PAH i związana z nią niewydolność prawej komory (RVF) rozwijają się 3 tygodnie po zwiększonym przepływie12. Hemodynamiczna progresja PAH w tym modelu może być oceniana in vivo za pomocą echokardiografii i cewnikowania prawego serca. Histomorfologia naczyń, grubość ścianki naczynia, stopień niedrożności tętniczek i parametry niewydolności prawej komory stanowią filary charakterystyki ex vivo PAH.

Ta metoda opisuje szczegółowe protokoły operacji zastawki aortalno-kawitalnej (AC-shunt), cewnikowania prawego serca oraz jakościowej i ilościowej oceny histomorfologii naczyniowej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Procedury z udziałem zwierząt zostały zatwierdzone przez Holenderski Centralny Komitet ds. Eksperymentów na Zwierzętach oraz Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami w Uniwersyteckim Centrum Medycznym w Groningen (NL). Wykorzystano zarówno szczury rasy Wistar, jak i Lewis o wadze od 180 do 300 g.

1. Zakwaterowanie i aklimatyzacja

  1. Po przybyciu do centralnego obiektu dla zwierząt, szczury trzymane są w grupach po 5 sztuk w klatce. Podczas 7-dniowego okresu aklimatyzacji należy przyzwyczaić szczury do obchodzenia się z nimi przez człowieka, ale nie wykonuj żadnych procedur eksperymentalnych.

2. Przygotowanie i wstrzyknięcie sterylnego monocrotalinu

  1. Na 1 ml roztworu monokrotaliny (MCT) o stężeniu 60 mg/ml należy odważyć 60 mg monokrotaliny w probówce o pojemności 2 ml. Dodać 700 μl 0,9% NaCl. Dodać 200 μl 1 M HCl. Ogrzać roztwór w probówce pod gorącą bieżącą wodą z kranu i przemieszać go wirowo. Użyj 6 N NaOH, aby doprowadzić pH do 7,0. Stosować sterylną technikę przygotowania MCT do wstrzykiwań gryzoniom.
  2. Wstrzyknąć 1 ml sterylnego roztworu MCT 60 mg/ml na kg mct podskórnie w szyję (0,3 ml 60 mg/ml MCT dla szczura o wadze 300 g). UWAGA: Wolimy nie stosować mniejszych objętości ze względu na większe prawdopodobieństwo, że wstrzykiwana dawka nie będzie odpowiednia.

3. Chirurgia zastawki aorty i kastawki

  1. znieczulenie.
    1. Napełnij komorę indukcyjną 5% izofluranem/100%O2 (przepływ: 1 l/min) i umieść szczura w komorze. Sprawdź, czy znieczulenie jest wystarczająco głębokie, wykonując uszczypnięcie tylnego palca. Zważ szczura.
    2. Ogol i oczyść brzuch na obszarze o długości około 8 cm i szerokości 3 cm. Ułóż szczura na plecach na macie grzewczej (37 °C) przykrytej sterylną matą.
    3. Umieść pysk w masce/kapturze wentylacyjnym z 2 - 3% izofluranem/100%O2 (przepływ: 1 l/min). Sprawdź głębokość znieczulenia, wykonując uszczypnięcie tylnego palca. Nałóż maść na oczy, aby zapobiec wysuszeniu pod narkozą.
  2. Chirurgia zastawki.
    1. Wyszoruj skórę chlorkiem-heksydyną w celu dezynfekcji. Wstrzyknąć podskórnie 0,01 mg/kg buprenorfiny w celu znieczulenia pooperacyjnego.
    2. Używaj sterylnych narzędzi do operacji. Wykonaj nacięcie ostrzem skalpela #10 w brzuchu na linii środkowej, zaczynając 1 cm poniżej przepony i rozciągając się w dół tuż nad narządami płciowymi.
    3. Podnieś jelito bawełnianym wacikiem, przykryj jelita sterylną, mokrą gazą (0,9% NaCl) i umieść je po lewej stronie zwierzęcia.
    4. Użyj bawełnianych wacików, aby oddzielić błony łączące aortę brzuszną i żyłę główną poniżej otaczających tkanek.
      UWAGA: Nie należy preparować błon między aortą a żyłą główną.
    5. Za pomocą kleszczy odłamkowych usuń tłuszcz okołonaczyniowy aorty tuż nad rozwidleniem, tylko po prawej stronie aorty i tylko w miejscu, w którym zostanie wprowadzona igła.
    6. Za pomocą bawełnianych wacików oddzielić aortę i żyłę główną od odległości 2 mm powyżej miejsca, w które zostanie wprowadzona igła, aby zrobić miejsce na zacisk Biemera.
    7. W tym obszarze najpierw umieść luźną ligaturę (szew 5-0) wokół aorty. Stwórz napięcie na ligaturze, umieszczając na niej zacisk Kocher, a następnie umieść Kocher powyżej nacięcia (ryc. 1A). Umieść zacisk Biemera tuż nad ligaturą (rysunek e 1A).
    8. Za pomocą bawełnianego wacika ściśnij żyłę główną tak dystalnie, jak to możliwe, aby zablokować przepływ (ryc. 1A). Zegnij igłę (18 G w tym protokole) pod kątem 45 stopni, z otworem skierowanym na zewnątrz (rysunek 1A).
    9. Pod kątem 90 stopni włóż igłę do aorty, tuż nad rozwidleniem, tak aby otwór igły był skierowany w lewo (ryc. 1A). Manipuluj końcówką igły w lewo i włóż ją do żyły głównej.
      UWAGA: Końcówka igły powinna być teraz widoczna w żyle głównej (Rysunek 1B).
    10. Użyj drugiego bawełnianego wacika, aby wypchnąć pozostałą krew w aorcie z miejsca wkłucia, aby zapobiec zakrzepicy. Osusz obszar wokół bocznika sterylną gazą, aby klej odpowiednio się przykleił.
    11. Wyciągnij całą igłę z aorty i natychmiast nałóż kroplę kleju tkankowego na miejsce nakłucia w aorcie. Uważaj, aby nie przykleić bawełnianego wacika do chusteczki. Zwolnij aortę.
    12. Sprawdź zastawkę ręcznie, pociągając i zwalniając więzadło na aorcie proksymalnie do zastawki. Poluzowanie powinno zabarwić żyłę główną dystalnie do zastawki na jaskrawoczerwono i wywołać turbulencje w miejscu zastawki.
      UWAGA: Dokręcenie sprawi, że krew w żyle głównej powróci do koloru ciemnoczerwonego.
    13. Umieść jelita z powrotem w zwierzęciu. Zamknij warstwę mięśniową i skórę za pomocą wchłanialnych szwów 4-0. Przewietrzyć zwierzę 100%O2, aby dojść do siebie po znieczuleniu.
      UWAGA: Nie pozostawiaj zwierzęcia bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą na mostku.
  3. Chirurgia pozorowana.
    1. Wykonaj wszystkie powyższe procedury z wyjątkiem wprowadzenia igły do aorty.
  4. Opieka pooperacyjna.
    1. Umieścić szczura w pojedynczej klatce i w inkubatorze w temperaturze 37 °C do następnego ranka.
    2. Około 6 godzin po zabiegu należy wstrzyknąć podskórnie 0,01 mg/kg buprenorfiny w celu znieczulenia pooperacyjnego. Powtórz następnego ranka, jeśli szczur wykazuje oznaki dyskomfortu.
      UWAGA: Przez pierwsze 3 dni po zabiegu szczury mają tendencję do mniejszego jedzenia i picia (jest to szczególnie ważne, gdy karma lub woda pitna są mieszane z lekami). Większość szczurów wykazuje normalne zachowanie 3 dni po zabiegu. Jeśli nie, uważnie monitoruj. Utrata masy ciała przekraczająca 15% w ciągu 1 tygodnia jest uważana za nienormalną, a takie szczury powinny zostać poddane eutanazji poprzez ekstrakcję objętości krwi krążącej pod narkozą.

4. Rozwój WWA

UWAGA: W tym protokole, zwierzę jest poddawane eutanazji poprzez pobranie objętości krwi krążącej pod narkozą.

  1. Poświęć 1 dzień po operacji (MF8) na wczesne odpowiedzi komórkowe i funkcjonalne na zwiększony przepływ krwi w płucach (np. regulacja w górę genów lub wczesne czynniki transkrypcyjne).
  2. Ofiara 1 tydzień po operacji (MF14) w przypadku wczesnego stadium fenotypu naczyniowego PAH (przerost przyśrodkowy bez zmian w neointimalnie).
  3. Poświęć 2 tygodnie po operacji (MF21) na zaawansowany fenotyp naczyniowy PAH (wyraźny przerost przyśrodkowy i tworzenie się neointimalu) z łagodnym podwyższeniem RVP i mPAP.
  4. Poświęć 3 tygodnie po operacji (MF28) na schyłkowy fenotyp naczyniowy PAH (wyraźna niedrożność neointimalu) i silne podwyższenie RVP i mPAP. Objawy kliniczne niewydolności prawej komory są powszechne na tym etapie.
  5. Poświęcenie po 28 dniu (MF-RVF) z powodu niewydolności prawej komory związanej z PAH (RVF), klinicznie zdefiniowanej jako duszność, ciężki letarg i utrata masy ciała (< 10% w ciągu 1 tygodnia). Zakończ szczury, gdy występuje jeden z tych objawów. Często szczury rozwijają te objawy między 28 a 35 dniem i, jeśli nie są pilnowane, umierają samoistnie w tym czasie.

5. Cewnikowanie prawego serca

  1. znieczulenie.
    1. Napełnij komorę indukcyjną 5% izofluranem/100%O2 (przepływ: 1 l/min) i umieść szczura w pudełku. Sprawdź, czy znieczulenie jest wystarczająco głębokie, wykonując uszczypnięcie tylnego palca. Zważ szczura.
    2. Ogolić i oczyścić szyję po prawej brzusznej stronie szczura oraz, w przypadku protokołu echokardiografii, klatkę piersiową i górną część brzucha.
    3. Ułóż szczura na plecach na macie grzewczej (37 °C) i umieść pysk w masce/kapturze wentylacyjnym z 2 - 3% izofluranem/100%O2 (przepływ: 1 l/min). Pysk powinien być skierowany w stronę badacza.
    4. Sprawdź głębokość znieczulenia. Uważaj na szczury o ciężkim PH. Jeśli tętno spada, zmniejsz głębokość znieczulenia. Najlepiej wykonać wszystkie pomiary w ciągu 20 minut. Nałóż maść na oczy, aby zapobiec wysuszeniu pod narkozą.
  2. Protokół echokardiografii.
    1. Wykonaj echokardiografię zgodnie z protokołem opisanym przez Brittaina i wsp. w JoVE13.
  3. Protokół cewnikowania.
    UWAGA: W tym protokole wykorzystuje sztywną kaniulę z uformowaną końcówką wygiętą pod kątem 20 stopni do prowadzenia 15-centymetrowego cewnika silikonowego z kulką w odległości 2 mm od końcówki. Igła 20-G z otworem lekko wygiętym do wewnątrz służy do wprowadzania kaniuli do prawej żyły szyjnej (patrz lista materiałów). W tym protokole można wykorzystać szczury w dowolnej fazie progresji i kontroli PAH.
    1. Zdezynfekuj szyję chlorkiem-heksydyną. Wykonaj 1,5-centymetrowe nacięcie ostrzem skalpela #10 w prawej brzusznej stronie szyi, od prawego obojczyka do kości żuchwy.
    2. Rozprowadź tkankę za pomocą nożyczek. Za pomocą pęsety delikatnie rozsuń tkankę, aż pojawi się żyła szyjna. Wypreparuj błony wokół żyły szyjnej za pomocą kleszczy odłamkowych.
    3. Napnij żyłę szyjną, umieszczając luźną ligaturę (szew 5-0) wokół naczynia. Zwiększ napięcie i przyklej ligaturę do maski wentylacyjnej (Rysunek 2A).
    4. Za miejscem wprowadzenia umieść luźną ligaturę wokół naczynia, aby zacisnąć ją po tym, jak kaniula jest na miejscu, aby zapobiec wyciekowi i utracie ciśnienia.
    5. Za pomocą uchwytów kleszczy lekko zegnij końcówkę igły 20-G z otworem do wewnątrz, aby przeprowadzić kaniulę z cewnikiem.
    6. Wprowadzić końcówkę igły 20-G do żyły i szybko umieścić kaniulę zawierającą cewnik w naczyniu. Wyciągnąć igłę, a następnie zamknąć ligaturę, która została przygotowana w kroku 5.3.4.
    7. Przeprowadź kaniulę zawierającą cewnik do żyły szyjnej. Końcówka kaniuli jest nachylona pod kątem 20 stopni (patrz krok 5.3.5). Manewruj kaniulą pod obojczykiem i przesuń się nieco, aby wejść do prawego przedsionka (ryc. 2C).
    8. Aby wejść do prawej komory, skieruj końcówkę kaniuli w lewo, w kierunku serca (ryc. 2D). Na monitorze przyłóżkowym powinna pojawić się krzywa ciśnienia w układzie chłodniczym RV, zgodna z rysunkiem 2D.
    9. Gdy krzywa ciśnienia RV jest stała, zapisz skurczowe i rozkurczowe ciśnienie w prawej komorze 1 (sRVP1/dRVP1).
    10. Manipuluj końcówką kaniuli w lewo i w górę. Przesunąć cewnik w obrębie kaniuli (ryc. 2E).
    11. Wsuń cewnik do głównej tętnicy płucnej (PA). Podczas przechodzenia przez zastawkę płucną nie powinien być odczuwalny żaden opór.
      UWAGA: Gdy cewnik wejdzie do głównej tętnicy płucnej, ciśnienie rozkurczowe wzrośnie. Na monitorze przyłóżkowym powinna pojawić się krzywa ciśnienia PA zgodna z rysunkiem 2E.
    12. Gdy krzywa ciśnienia PA jest stała, zapisz ciśnienie skurczowe, rozkurczowe i średnie ciśnienie PA 1 (sPAP1, dPAP1, mPAP1).
    13. Dalej przesuwaj cewnik w kaniuli, aż kulka na końcu cewnika zaklinuje się w tętnicy płucnej. Obserwuj spadek krzywej ciśnienia na monitorze przyłóżkowym i dopasuj krzywą nacisku klina na rysunku 2F.
    14. Gdy krzywa nacisku klina jest stała, zapisz skurczowe, rozkurczowe i średnie ciśnienie klinowe.
    15. Powoli odciągnij cewnik, a następnie zmierz i zapisz wartości sPAP2, dPAP2, mPAP2, sRVP2 i dRVP2, zgodnie z wyświetlaniem na monitorze przyłóżkowym.
    16. W kamperze lekko odciągnij kaniulę i cewnik, aby zmierzyć średnie ciśnienie w prawym przedsionku (RAP). Krzywa powinna być zgodna z krzywą RAP na rysunku 2A.
      UWAGA: W tym protokole szczury są poddawane eutanazji po protokole cewnikowania poprzez ekstrakcję objętości krwi krążącej pod narkozą.

6. Ocena morfologii i morfometria

UWAGA: W tym protokole, zwierzę jest poddawane eutanazji poprzez pobranie objętości krwi krążącej podczas znieczulenia. W tym protokole można wykorzystać szczury w dowolnej fazie progresji i kontroli PAH.

  1. Po złożeniu ofiary należy usunąć płuca, przecinając tchawicę około 5 mm powyżej rozwidlenia oskrzeli i naczyń łączących płuca z sercem. Umieść płuca w zimnej soli fizjologicznej. Wypreparuj lewe płuco. Przetnij lewe oskrzela główne w rozwidleniu.
  2. Napełnij strzykawkę o pojemności 50 ml 4% paraformaldehydem, przymocuj rurkę z kaniulą do strzykawki i zawieś strzykawkę około metra nad stołem roboczym. Zamontuj kaniulę w lewym oskrzelu głównym, aby biernie wypełnić płuco paraformaldehydem. Z paraformaldehydem należy obchodzić się ostrożnie.
  3. Inkubować lewe płuco w paraformaldehydzie przez 48 godzin.
  4. Odwodnić lewe płuco, inkubując je kolejno w 70% etanolu (1 godzina), 80% etanolu (1 godzina), 90% etanolu (1 godzina), 100% etanolu (3 godziny), ksylolu (2 godziny) i parafinie (2 godziny).
  5. Zanurz lewe płuco w parafinie, tak aby wnęka płuca była skierowana w stronę kasety.
  6. Zabarwić zatopione w parafinie skrawki płuc o grubości 4 μm za pomocą barwnika Verhoeff lub Elastica-van Gieson, zgodnie z instrukcjami producenta29. Upewnij się, że blaszki elastyczne są dobrze zróżnicowane (jak na rysunku 3). Zeskanuj poplamione sekcje w 40-krotnym powiększeniu.
  7. Podziel płuca na 4 ćwiartki. W każdym kwadrancie znajdź 10 naczyń o średnicy zewnętrznej < 50 μm (wewnątrzworkowej) i 10 naczyń o średnicy zewnętrznej > 50 μm (pre-acinar). Zrób zdjęcie (2 x 40 zdjęć na płuco). Powiększaj losowo do 20-krotnego powiększenia i fotografuj każde naczynie w tym polu widzenia, aby zminimalizować błąd wyboru.
  8. Z wyłączeniem naczyń o stosunku najdłuższej/najkrótszej średnicy wynoszącym > 2, niekompletnym okrągłym kształcie lub zapadnięciu się więcej niż jednej czwartej ścianki naczynia.
    UWAGA: Przykład wykluczonego naczynia pokazano na >rysunku 3b Wykonaj każde zdjęcie w tym samym powiększeniu (40X) i dołącz pasek skali.
  9. Otwórz ImageJ i pierwsze zdjęcie. Narysuj linię prostą na pasku skali na obrazku, aby ustawić skalę za pomocą opcji "Analizuj" i "Ustaw skalę". W polu "znana odległość" użyj wartości na pasku skali obrazu. Użyj mikrometrów (μm) jako jednostki długości. Ustaw skalę na globalną.
  10. Korzystając z "zaznaczeń odręcznych", narysuj linię na wewnętrznej granicy obszaru światła (Rysunek 3) i użyj "miary" (crtl m), aby zmierzyć ten obszar. Następnie narysuj linię wokół zewnętrznej elastycznej blaszki (ryc. 3), aby zmierzyć całkowitą powierzchnię naczynia.
  11. Oblicz średnicę światła i średnicę zewnętrzną (Teoria mnogości, symbol zbioru pustego (∅), notacja matematyczna, diagram pojęciowy) za pomocą Równanie do obliczania średnicy z powierzchni: 2 × √(powierzchnia/π)..
  12. Oblicz grubość ścianki za pomocą Wzór na grubość rury (Ø zewnętrzna - Ø lumenu)/2; koncepcja równowagi statycznej, schemat inżynierski..
  13. Oblicz stosunek ściany/strumienia świetlnego za pomocą Wzór na stosunek grubości ścianki do średnicy światła, stosowany w analizie anatomii roślin..
  14. Oblicz wynik okluzji za pomocą Równanie do obliczania procentowej grubości ścianki na wykresie; Stosowany w analizie inżynierii materiałowej..
  15. Oceń naczynie pod kątem muskularizacji (brak, częściowa lub całkowita muskularyzacja ) (ryc. 3B).
    UWAGA: Naczynia z podwójną elastyczną blaszką powyżej połowy obwodu określa się jako całkowicie umięśnione. Naczynia z podwójną elastyczną blaszką mniejszą niż połowa obwodu określa się jako częściowo umięśnione.
  16. Naciąć naczynie na obecność neointima (tak lub nie) (ryc. 3C).
    UWAGA: Naczynia bez wyraźnie zaznaczonej wewnętrznej blaszki elastycznej w połączeniu z (często ekscentryczną) okluzją światła określa się jako zmiany neointimalne.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Reprezentatywne wyniki przedstawiono na rysunku 4. Przedstawione wyniki wskazują na charakterystykę MCT+FLOW u szczurów Lewisa w następujących grupach: Control (n = 3), MF8 (n = 5), MF14 (n = 5), MF28 (n = 5) i MF-RVF (n = 10). Analizy statystyczne przeprowadzono przy użyciu jednoczynnikowej ANOVA z poprawką Bonferroniego.

60 mg/kg MCT i zwiększony przepływ krwi w płucach prowadzą do średniego wzrostu skurczoweg...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Metoda ta opisuje zabieg chirurgiczny zastawki aortalno-kawstawnej u szczurów wstępnie leczonych MCT w celu wytworzenia TNP indukowanego przepływem oraz techniki oceny głównych hemodynamicznych i histopatologicznych punktów końcowych, które charakteryzują TNP i ten model.

Krytyczne kroki w ramach protokołu i rozwiązywanie problemów

Zabiegi chirurgiczne i pooperacyjne. Podczas operacji zastawki aortalno-kawowej najważniejszym etapem jest rozwarstwienie aorty i żyły głów...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie było wspierane przez Holenderską Inicjatywę Badań nad Układem Sercowo-Naczyniowym, Holenderską Fundację Serca, Holenderską Federację Uniwersyteckich Centrów Medycznych, Holenderską Organizację Badań i Rozwoju Zdrowia oraz Królewską Holenderską Akademię Nauk (CVON nr. 2012-08, PHAEDRA, The Sebald fund, Stichting Hartekind).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Shunt Surgery
Sterylne rękawiczki
Duratears Maść do oczuAlcon10380
Chlorko-heksydyna
Waciki
Klej do tkanek histoakrylowychB. Braun Medical1050052
Silkam 5-0 szwy czarne niewchłanialneB. Braun MedicalF1134027
Safil 4-0 szwy fioletowe wchłanialneB. Braun Medical
18 G igłaLuerNN1838R końcówka BDwygięta pod kątem 45 stopni
Gazy 10 x 10 cmPaul Hartmann407825
Temgesic BuprenorphineRB Pharmaceuticals5429podskórne iniekcja
Chlorek sodu 0,9%
Maska wentylacyjna Ostrze
Szczura Skalpel
Biemer zacisk 18 mm, 5 mm otwór AgnTho64-562
Mata
Zacisk
Kocher Maszynka do
MikroskopLeica
Cewnikowanie prawego serca
Sterylne rękawiczkichirurgiczne
Maść do oczuDuratears
Chlorek-Heksydyna
Waciki
Gazy 10 x 10 cmPaul Hartmann407825
Silkam 5-0 szwy czarne niewchłanialneB. Igła do F1134027
Braun 20 GLuerKońcówka lekko wygięta do wewnątrz
Kaniula 20 GLuerdo wprowadzenia cewnika, końcówka wstępnie uformowana w 20 stopniach
Cewnik silastyczny o długości 15 cm kulka0,5 mm 2 mm od końcówki
Przetwornik ciśnieniaAiltech
Monitor przyłóżkowy Cardiocap/5Datex-Ohmeda Maszynka
golenia
10 ml Strzykawka
Chlorek sodu 0,9%do płukania
Morphology
50 mL Strzykawka
4% Formaldehyd
18 G kaniula z rurką
Zestaw do barwienia VerhoefSigma-AldrichHT254http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/ht254?lang=en®ion=US
Cyfrowy skaner slajdówHamamatsuC9600
ImageJ
Elastyczny (barwienie tkanki łącznej) Abcamab150667http://www.abcam.com/elastic-connective-tissue-stain-ab150667.html
http://www.abcam.com/ps/products/150/ab150667/documents/ab150667-Elastic%20Stain%20Kit%20(strona internetowa).pdf
chirurgicznebawełniane kryza na zewnątrz grzewczagoleniabawełnianemedycznejdo

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Hoeper, M. M., Bogaard, H. J., Condliffe, R., et al. Definitions and diagnosis of pulmonary hypertension. J Am Coll Cardiol. 62, D42-D50 (2013).
  2. Stacher, E., Graham, B. B., Hunt, J. M., et al. Modern age pathology of pulmonary arterial hypertension. Am J Respir Crit Care Med. 186 (3), 261-272 (2012).
  3. Levy, M., Maurey, C., Celermajer, D. S., et al. Impaired apoptosis of pulmonary endothelial cells is associated with intimal proliferation and irreversibility of pulmonary hypertension in congenital heart disease. J Am Coll Cardiol. 49 (7), 803-810 (2007).
  4. Sakao, S., Tatsumi, K., Voelkel, N. F. Reversible or irreversible remodeling in pulmonary arterial hypertension. Am J Respir Cell Mol Biol. 43 (6), 629-634 (2010).
  5. Gomez-Arroyo, J. G., Farkas, L., Alhussaini, A. A., et al. The monocrotaline model of pulmonary hypertension in perspective. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 302 (4), L363-L369 (2012).
  6. Jones, J. E. Serial noninvasive assessment of progressive pulmonary hypertension in a rat model. Am J Physiol - Heart Circ Physiol. 283 (1), 364-371 (2002).
  7. Hoffman, J. I., Rudolph, A. M., Heymann, M. A. Pulmonary vascular disease with congenital heart lesions: Pathologic features and causes. Circulation. 64 (5), 873-877 (1981).
  8. van Albada, M. E., Berger, R. M. Pulmonary arterial hypertension in congenital cardiac disease--the need for refinement of the evian-venice classification. Cardiol Young. 18 (1), 10-17 (2008).
  9. Dickinson, M. G., Bartelds, B., Borgdorff, M. A., Berger, R. M. The role of disturbed blood flow in the development of pulmonary arterial hypertension: Lessons from preclinical animal models. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 305 (1), L1-L14 (2013).
  10. Garcia, R., Diebold, S. Simple, rapid, and effective method of producing aortocaval shunts in the rat. Cardiovasc Res. 24 (5), 430-432 (1990).
  11. Okada, K., Tanaka, Y., Bernstein, M., Zhang, W., Patterson, G. A., Botney, M. D. Pulmonary hemodynamics modify the rat pulmonary artery response to injury. A neointimal model of pulmonary hypertension. Am J Pathol. 151 (4), 1019-1025 (1997).
  12. van Albada, M. E., Schoemaker, R. G., Kemna, M. S., Cromme-Dijkhuis, A. H., van Veghel, R., Berger, R. M. The role of increased pulmonary blood flow in pulmonary arterial hypertension. Eur Respir J. 26 (3), 487-493 (2005).
  13. Brittain, E. Echocardiographic assessment of the right heart in mice. JVis Exp. (e81), (2013).
  14. Dickinson, M. G., Bartelds, B., Molema, G., et al. Egr-1 expression during neointimal development in flow-associated pulmonary hypertension. Am J Pathol. 179 (5), 2199-2209 (2011).
  15. Borgdorff, M. A., Bartelds, B., Dickinson, M. G., Steendijk, P., de Vroomen, M., Berger, R. M. Distinct loading conditions reveal various patterns of right ventricular adaptation. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 305 (3), H354-H364 (2013).
  16. Ruiter, G., de Man, F. S., Schalij, I., et al. Reversibility of the monocrotaline pulmonary hypertension rat model. Eur Respir J. 42 (2), 553-556 (2013).
  17. van Albada, M. E., Bartelds, B., Wijnberg, H., et al. Gene expression profile in flow-associated pulmonary arterial hypertension with neointimal lesions. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 298 (4), L483-L491 (2010).
  18. Dickinson, M. G., Kowalski, P. S., Bartelds, B., et al. A critical role for egr-1 during vascular remodelling in pulmonary arterial hypertension. Cardiovasc Res. 103 (4), 573-584 (2014).
  19. van der Feen, D. E., Dickinson, M. G., Bartelds, M. G., et al. Egr-1 identifies neointimal remodeling and relates to progression in human pulmonary arterial hypertension. Jheart lung transplant. 35 (4), 481-490 (2016).
  20. Rungatscher, A. Chronic overcirculation-induced pulmonary arterial hypertension in aorto-caval shunt. Microvasc Res. 94, 73-79 (2014).
  21. O'Blenes, S. B., Fischer, S., McIntyre, B., Keshavjee, S., Rabinovitch, M. Hemodynamic unloading leads to regression of pulmonary vascular disease in rats. J Thorac Cardiovasc Surg. 121 (2), 279-289 (2001).
  22. Sakao, S., Taraseviciene-Stewart, L., Lee, J. D., Wood, K., Cool, C. D., Voelkel, N. F. Initial apoptosis is followed by increased proliferation of apoptosis-resistant endothelial cells. FASEB J. 19 (9), 1178-1180 (2005).
  23. Spiekerkoetter, E. FK506 activates BMPR2, rescues endothelial dysfunction, and reverses pulmonary hypertension. J Clin Invest. 123 (8), 3600-3613 (2013).
  24. Nickel, N. P., Spiekerkoetter, E., Gu, M., et al. Elafin reverses pulmonary hypertension via caveolin-1-dependent bone morphogenetic protein signaling. Am J Respir Crit Care Med. 191 (11), 1273-1286 (2015).
  25. Meloche, J., Potus, F., Vaillancourt, M., et al. Bromodomain-containing protein 4: The epigenetic origin of pulmonary arterial hypertension. Circ Res. 117 (6), 525-535 (2015).
  26. Happé, C. M. Pneumonectomy combined with SU5416 induces severe pulmonary hypertension in rats. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 310 (11), L1088-L1097 (2016).
  27. Ranchoux, B., Antigny, F., Rucker-Martin, C., et al. Endothelial-to-mesenchymal transition in pulmonary hypertension. Circulation. 131 (11), 1006-1018 (2015).
  28. de Raaf, M. A. SuHx rat model: Partly reversible pulmonary hypertension and progressive intima obstruction. Eur Respy J. 44 (1), 160-168 (2014).
  29. Elastic (Connective Tissue Stain) Instructions for Use. , Available from: http://www.abcam.com/ps/products/150/ab150667/documents/ab150667-Elastic%20Stain%20Kit%20(website).pdf (1506).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Przeszczep aorto kawalnywstrzykni cie monokrotalinyanaliza hemodynamicznaocena histopatologicznapomiar grubo ci cianystopie okluzji

Powiązane artykuły