Artykuł metodologiczny

Określanie kinetyki metabolizmu glukozy za pomocą 18F-FDG Micro-PET/CT

DOI:

10.3791/55184

⸱

2 maja 2017

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1School of Medical Sciences, Faculty of Medicine, UNSW Australia, 2Department of Nuclear Medicine, Concord Hospital, 3National Imaging Facility, University of Sydney, 4Brain and Mind Centre, University of Sydney, 5Faculty of Health Sciences, University of Sydney, 6Life Sciences, ANSTO, 7CERMEP

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie opisuje protokół, który wykorzystuje obrazowanie 18F-FDG i pozytonowej tomografii emisyjnej/tomografii komputerowej (PET/CT), wraz z modelowaniem kinetycznym, do ilościowego określenia in vivo, w czasie rzeczywistym wychwytu 18F-FDG do tkanek.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten artykuł opisuje użycie 18obrazowania F-FDG i mikro-PET/CT do określenia kinetyki metabolizmu glukozy in vivo u myszy (i można ją przenieść na szczury). Upośledzony wychwyt i metabolizm glukozy w wielu układach narządowych z powodu insulinooporności jest cechą charakterystyczną cukrzycy typu 2. Zdolność tej techniki do wyodrębnienia funkcji wejściowej pochodzącej z obrazu z żyły głównej przy użyciu iteracyjnej metody dekonwolucji eliminuje konieczność pobierania próbek krwi tętniczej. Dopasowanie krzywych aktywności tkankowej i żyły głównej w czasie do modelu dwutkankowego, trójkompartmentowego pozwala na oszacowanie mikroparametrów kinetycznych związanych z wychwytem 18F-FDG z osocza do przestrzeni wewnątrzkomórkowej, szybkości transportu z przestrzeni wewnątrzkomórkowej do osocza oraz szybkości fosforylacji 18F-FDG. Metodologia ta pozwala na wiele pomiarów wychwytu glukozy i kinetyki metabolizmu w kontekście badań podłużnych, a także zapewnia wgląd w skuteczność interwencji terapeutycznych.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Celem tego badania było opracowanie metodologii opartej na pozytonowej tomografii emisyjnej/tomografii komputerowej (PET/CT) do ilościowego określenia in vivo, w czasie rzeczywistym wychwytu glukozy z krwiobiegu do określonych tkanek u myszy. Osiągnięto to przy użyciu 18fluorodeoksyglukozy znakowanej F (FDG) do pomiaru wychwytu glukozy i modelowania kinetycznego w celu oszacowania szybkości wychwytu 18F-FDG z osocza do przestrzeni wewnątrzkomórkowej, szybkości transportu z przestrzeni wewnątrzkomórkowej do osocza oraz szybkości fosforylacji 18F-FDG.

U gryzoni, 18F-FDG został wykorzystany w przedklinicznej ocenie licznych metod leczenia raka1, badaniach progresji nowotworu2 i metabolizmie nowotworów3 oraz obrazowaniu brązowych magazynów tłuszczu4, neuroinflamation5 i metabolizmie mózgu6.

Tradycyjne metody używane do badania specyficznego dla tkanek wychwytu glukozy u myszy (i szczurów) zazwyczaj obejmują leczenie 2-deoksyglukozą znakowaną radioaktywnie za pomocą 3H lub 14C, a następnie eutanazję, pobranie tkanek i pomiar radioaktywności w każdej tkance7. Zastosowanie PET/CT pozwala na nieinwazyjne określenie wychwytu i metabolizmu glukozy w wielu narządach i regionach jednocześnie u żywych zwierząt. Dodatkowo, ponieważ eutanazja nie jest wymagana, technika ta nadaje się do stosowania w badaniach podłużnych.

Cukrzyca typu 2 (T2DM) charakteryzuje się zaburzonym metabolizmem glukozy i hiperglikemią wtórną do zmniejszonej reakcji tkanek na insulinę (insulinooporność) oraz niezdolnością komórek trzustki do wytwarzania odpowiedniej ilości insuliny8. Analiza kinetyczna wychwytu i metabolizmu glukozy może dostarczyć ważnych informacji na temat mechanizmu działania i skuteczności interwencji terapeutycznych, a także umożliwić zaawansowane monitorowanie postępu choroby.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury opisane w tym badaniu zostały zatwierdzone przez Lokalny Okręg Zdrowia w Sydney i Komitety Etyki Zwierząt Uniwersytetu w Sydney i były zgodne z Przewodnikiem NIH dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych, wydanie ósme (2011).

1. Przygotowanie zwierząt

UWAGA: W tym protokole samce myszy db/db (BKS.Cg-Dock7m +/+ Leprdb/J) były trzymane w pomieszczeniach grupowych z dostępem ad libitum do karmy i wody do 6 tygodnia życia. W momencie obrazowania myszy ważyły ~ 30 g. Wszystkie myszy użyte w tym protokole miały poziom glukozy we krwi na czczo od 10 do 14 mmol/L.

  1. W razie potrzeby pościć myszy. W tym przykładzie myszy poszczą przez 5 godzin przed procedurą eksperymentalną.
  2. Potraktuj myszy pożądanym środkiem (np. lekiem, białkiem, peptydem) przed rozpoczęciem obrazowania. W tym przykładzie należy podać podskórne wstrzyknięcie insuliny (3 j./kg insuliny ludzkiej) lub równoważnej objętości PBS na 30 minut przed rozpoczęciem obrazowania.

2. Konfiguracja przepływu pracy

UWAGA: Ten protokół został zaimplementowany na skanerze PET/CT. Najpierw należy pozyskać dane PET, a następnie dane z tomografii komputerowej.

  1. Ustawienia PET:
    1. Wybierz izotop jako 18F, ustaw czas skanowania na 3,600 s, a dyskryminację energii górnego i dolnego poziomu na 350 keV - 650 keV (domyślnie) z oknem czasowym koincydencji 3,432 ns (domyślnie). Dane w trybie listy histogramu w 16 klatkach (6 × 10 s, 4 × 60 s, 1 × 300 s, 5 × 600 s) przez okres 0 - 60 min po wstrzyknięciu znacznika. Rekonstrukcja sinogramów emisyjnych za pomocą 2D-FBP z zoomem 1.5.
      UWAGA: Zrekonstruowane obrazy składały się z 16 dynamicznych klatek, każda o długości 128 × 128 × 159 wokselach i rozmiarze woksela 0,52 × 0,52 × 0,796mm3.
  2. Ustawienia CT:
    1. W przypadku tomografii komputerowej całego ciała ustaw prąd na 500 A, napięcie na 50 kV, czas ekspozycji 500 ms i 200 projekcji w ciągu obrotu o 360 stopni. Ustaw pole widzenia detektora (FoV) na 30722048, liczbę pozycji łóżka na 3 (aby pokryć pełny zakres PET FoV), nakładanie się pozycji łóżka = 30,234713% i binning detektora na 4,
      UWAGA: Rekonstrukcję tomografii komputerowej wykonano przy użyciu oprogramowania do rekonstrukcji obrazu tomografii wiązki stożkowej z kalibracją HU, interpolacją dwuliniową i filtrem Sheppa-Logana.
  3. 18 F-FDG:
    1. Zamów wystarczającą ilość 18F-FDG (na przykład 450 MBq w 0,5 ml) u lokalnego dostawcy, aby dotrzeć ~ 30 minut przed pierwszym wstrzyknięciem. Podwielokrotność i rozcieńczyć 18F-FDG tak, aby zwierzęta otrzymały ~ 10 MBq z 18F-FDG w końcowej objętości 0,1 ml.

3. Protokół obrazowania

  1. Przetrzyj komorę indukcyjną i stół obrazowania 80% (v/v) etanolem, aby utrzymać warunki aseptyki. Umieść mysz w komorze indukcyjnej i znieczulenie 5% izofluranem w tlenie.
  2. Umieść mysz na stole do obrazowania wyposażonym w elektryczną poduszkę grzewczą do utrzymywania temperatury ciała i precyzyjny stożek nosowy parownika, który dostarcza izofluran (utrzymanie, 1,5 - 2%) z szybkością przepływu 1 l/min. Nałóż maść okulistyczną na oczy, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia.
  3. Ustaw mysz w pozycji leżącej na podkładce sensorycznej, aby monitorować oddech i zapewnić utrzymanie odpowiedniej płaszczyzny znieczulenia.
  4. Ogrzej ogon za pomocą okładu grzewczego przez 1-2 minuty, aby rozszerzyć boczną żyłę ogonową. Cewnikować boczną żyłę ogonową, wprowadzając igłę o rozmiarze 30 do bocznej żyły ogonowej. Zabezpiecz igłę na miejscu za pomocą kleju chirurgicznego i zabezpiecz cewnik.
  5. Załaduj łóżko do obrazowania do skanera i przesuń łóżko przez urządzenie tak, aby dostęp do cewnika był możliwy z tyłu urządzenia.
  6. Podłączyć cewnik do strzykawki 18F-FDG w sterowniku strzykawkowym. Obliczyć dokładną dawkę 18F-FDG (10 MBq) na podstawie aktywności w strzykawce przed wstrzyknięciem i objętości do podania (< 100 μl, wstrzykiwana przez 10 sekund).
  7. Aby zminimalizować wpływ znieczulenia na zmienność wychwytu glukozy, należy zapewnić stały czas między indukcją znieczulenia a wstrzyknięciem 18F-FDG (na przykład 30 minut).
  8. Badanie PET należy rozpocząć bezpośrednio przed wstrzyknięciem 18F-FDG. Po zakończeniu badania PET (3 600 s) należy wykonać tomografię komputerową (~ 10 min), aby umożliwić jednoczesną rejestrację wychwytu radioznacznika z tkankami.
  9. Przesuń stół obrazowania do pozycji wyjściowej, wyjmij zwierzę z łóżka.
  10. W tym momencie poddaj zwierzę eutanazji lub pozwól mu wyzdrowieć:
    1. W przypadku eutanazji należy wykonać zwichnięcie szyjki macicy jeszcze pod narkozą i pobrać interesujące nas narządy do późniejszej analizy.
    2. Jeśli pozwalasz myszy na powrót do zdrowia, umieść mysz w pojedynczej obudowie na poduszce grzewczej lub przed lampą grzewczą. Monitoruj mysz, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą mostka. Pozwól myszy dojść do siebie przez 1 godzinę przed powrotem do pomieszczenia grupowego.

4. Przetwarzanie obrazu PET

UWAGA: Rekonstrukcja obrazu została przeprowadzona przy użyciu oprogramowania do akwizycji w miejscu pracy v1.5.0.28 i analizy w oprogramowaniu do badań w wersji 4.2.

  1. Jednoczesna rejestracja obrazów CT i PET oraz upewnienie się, że wyrównanie jest prawidłowe we wszystkich 3 wymiarach.
    1. W menu "Plik" wybierz "Wyszukiwanie folderów/Importuj" i wybierz folder zawierający dane. Wybierz żądane dane PET i CT i kliknij zakładkę "Analiza ogólna".
    2. Posortuj dane tak, aby CR był oznaczony jako "Źródło", a PET był oznaczony jako "Cel". W menu "Workflow" wybierz "Rejestracja". Jeśli obrazy wymagają korekty, aby zostały poprawnie zarejestrowane, użyj narzędzi w menu "Rejestracja".
  2. W menu "Workflow" (Przepływ pracy) wybierz opcję "Quantification ROI" (Kwantyfikacja zwrotu z inwestycji).
    1. Użyj funkcji "Przesuń" i "Powiększenie" w zakładce "Obraz", aby zlokalizować żądany region. W menu "Narzędzia" wybierz zakładkę "Utwórz" i kliknij ikonę pędzla. Narysuj ROI na obrazie
  3. Wyodrębnij krzywe czasowo-aktywne, wybierając opcję "Zapisz kwantyfikację zwrotu z inwestycji" z menu "Zapisz". Zapisz dane jako plik CSV.
  4. Określić ilościowo wychwyt radioaktywności jako Bq nacm3 tkanki. Przelicz wartości na procent wstrzykniętej dawki nacm3 (% ID/ cm3), ładując plik CSV do arkusza kalkulacyjnego.

5. Funkcja wejściowa

  1. Aby skorygować systemową funkcję rozpiętości punktów, zdekonwolucjonizuj szacowaną systemową wartość PSF dla 5 iteracji za pomocą ponownie rozmytej metody dekonwolucji Van Citterta, jak opisano wcześniej9.
    UWAGA: Jest to wymagane ze względu na mały rozmiar żyły głównej u myszy.
  2. Użyj obrazów po dekonwolucji, aby wygenerować krzywą czasowo-aktywność funkcji wprowadzania krwi, jak opisano powyżej.

6. Modelowanie kinetyczne

UWAGA: Model dwutkankowy FDG (Rysunek 1) wymaga funkcji wprowadzania plazmy.

  1. Przekonwertuj funkcję wprowadzania krwi w pliku CSV na funkcję wprowadzania osocza, używając następującego równania10: Input_plasma = Input_blood × (0,386e−0,191t + 1,165).
  2. W narzędziu do modelowania kinetycznego kliknij przycisk "Kinetyczny". Zaimportuj pliki CSV z całkowitą liczbą aktywności tkanek i osocza do narzędzia do modelowania kinetycznego, wybierając opcję "Krzywa aktywności w czasie ładowania" z "Menu".
  3. W menu "Model" wybierz 2 przedziały tkankowe. Upewnij się, że pole obok k4 nie jest zaznaczone i wprowadź wartość 0. W przypadku pierwszego dopasowania odznacz pole vB (frakcja objętości krwi) i wprowadź wartość 2%.
  4. Kliknij przycisk "Dopasuj do bieżącego regionu". Popraw wyodrębniony obszar zainteresowania pod kątem dyspersji11,12. Osiągnij to, minimalizując wartość chi-kwadrat dla modelu FDG dla różnych czasów dyspersji.
  5. Wykonaj drugie dopasowanie, używając zmiennej wartości vB (zaznacz pole obok pola vB) i zoptymalizowanej wartości dyspersji, aby obliczyć regionalne stałe szybkości (k1-k 3). Oblicz regionalną stałą napływu jako Ki = (k1 × k3) / (k2 + k3).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wcześniej korzystaliśmy z mysiego modelu db/db do zbadania wpływu wzrostu poziomu apoA-I w osoczu na kinetykę wychwytu glukozy i metabolizmu13. W tym badaniu wykorzystaliśmy myszy db / db leczone insuliną, aby zademonstrować użyteczność obrazowania PET / CT do monitorowania wychwytu 18F-FDG z osocza do mięśnia brzuchatego łydki w czasie rzeczywistym.

Sześciotygodniowe myszy db/db zostały zniecz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisany tutaj protokół stanowi solidną, nieinwazyjną metodologię określania kinetyki wychwytu glukozy z krwiobiegu do tkanek i późniejszego metabolizmu u myszy.

Mysz db / db jest dobrze ugruntowanym zwierzęcym modelem cukrzycy typu 214 , który był szeroko stosowany do badania insulinooporności i odpowiednich interwencji. Jednak wcześniejsze badania określały ilościowo tylko wychwyt punktu końcowego wsercu15 oraz mięśniach sercowych i szkieletowyc...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez National Imaging Facility Subsydiowany Grant Dostępu dla BJC, grant programu National Health and Medical Research Council of Australia (482800) dla KAR i PJB. Autorzy pragną podziękować Andrew Arthurowi, Hasarowi Hazme i Marie-Claude Gregoire za wsparcie w opracowaniu tej metody.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Skaner PET/CTSiemensInveon 
18F-FDGPETNET Solutions
IsofluranePharmachem
30 gauge igłaBD305106
oprogramowanie do modelowania PMODTechnologies
BKS. Cg-Dock7m +/+  Leprdb/J myszyJackson Laboratory000642
Insulina ludzkaSigma-Aldrich

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Jensen, M. M., Kjaer, A. Monitoring of anti-cancer treatment with (18)F-FDG and (18)F-FLT PET: a comprehensive review of pre-clinical studies. Am J Nucl Med Mol Imaging. 5, 431-456 (2015).
  2. Duncan, K., et al. (18)F-FDG-PET/CT imaging in an IL-6- and MYC-driven mouse model of human multiple myeloma affords objective evaluation of plasma cell tumor progression and therapeutic response to the proteasome inhibitor ixazomib. Blood Cancer J. 3, e165(2013).
  3. Wang, Y., Kung, A. L. 18F-FDG-PET/CT imaging of drug-induced metabolic changes in genetically engineered mouse lung cancer models. Cold Spring Harb Protoc. 2015, 176-179 (2015).
  4. Wang, X., Minze, L. J., Shi, Z. Z. Functional imaging of brown fat in mice with 18F-FDG micro-PET/CT. Journal of visualized experiments : JoVE. , (2012).
  5. Radu, C. G., Shu, C. J., Shelly, S. M., Phelps, M. E., Witte, O. N. Positron emission tomography with computed tomography imaging of neuroinflammation in experimental autoimmune encephalomyelitis. Proc Natl Acad Sci U S A. 104, 1937-1942 (2007).
  6. Toba, S., et al. Post-natal treatment by a blood-brain-barrier permeable calpain inhibitor, SNJ1945 rescued defective function in lissencephaly. Sci Rep. 3, 1224(2013).
  7. Halseth, A. E., Bracy, D. P., Wasserman, D. H. Overexpression of hexokinase II increases insulinand exercise-stimulated muscle glucose uptake in vivo. Am J Physiol. 276, E70-E77 (1999).
  8. Defronzo, R. A. Banting Lecture. From the triumvirate to the ominous octet: a new paradigm for the treatment of type 2 diabetes mellitus. Diabetes. 58, 773-795 (2009).
  9. Tohka, J., Reilhac, A. Deconvolution-based partial volume correction in Raclopride-PET and Monte Carlo comparison to MR-based method. NeuroImage. 39, 1570-1584 (2008).
  10. Wu, H. M., et al. et al. In vivo quantitation of glucose metabolism in mice using small-animal PET and a microfluidic device. J Nucl Med. 48, 837-845 (2007).
  11. Oikonen, V. Model equations for the dispersion of the input function in bolus infusion PET studies. , Available from: http://www.turkupetcentre.net/reports/tpcmod0003.pdf (2002).
  12. Iida, H., et al. Error analysis of a quantitative cerebral blood flow measurement using H2(15)O autoradiography and positron emission tomography, with respect to the dispersion of the input function. J Cereb Blood Flow Metab. 6, 536-545 (1986).
  13. Cochran, B. J., et al. In vivo PET imaging with [18F]FDG to explain improved glucose uptake in an apolipoprotein A-I treated mouse model of diabetes. Diabetologia. 59, 1977-1984 (2016).
  14. Kobayashi, K., et al. The db/db mouse, a model for diabetic dyslipidemia: molecular characterization and effects of Western diet feeding. Metabolism. 49, 22-31 (2000).
  15. Yue, P., et al. Magnetic resonance imaging of progressive cardiomyopathic changes in the db/db mouse. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 292, H2106-H2118 (2007).
  16. Hagberg, C. E., et al. Targeting VEGF-B as a novel treatment for insulin resistance and type 2 diabetes. Nature. 490, 426-430 (2012).
  17. Alf, M. F., et al. Quantification of brain glucose metabolism by 18F-FDG PET with real-time arterial and image-derived input function in mice. J Nucl Med. 54, 132-138 (2013).
  18. Tantawy, M. N., Peterson, T. E. Simplified [18F]FDG image-derived input function using the left ventricle, liver, and one venous blood sample. Molecular imaging. 9, 76-86 (2010).
  19. Thorn, S. L., et al. Repeatable noninvasive measurement of mouse myocardial glucose uptake with 18F-FDG: evaluation of tracer kinetics in a type 1 diabetes model. J Nucl Med. 54, 1637-1644 (2013).
  20. Wagner, R., Zimmer, G., Lacko, L. An interspecies approach to the investigation of the red cell membrane glucose transporter. Biochim Biophys Acta. 771, 99-102 (1984).
  21. Flores, J. E., McFarland, L. M., Vanderbilt, A., Ogasawara, A. K., Williams, S. P. The effects of anesthetic agent and carrier gas on blood glucose and tissue uptake in mice undergoing dynamic FDG-PET imaging: sevoflurane and isoflurane compared in air and in oxygen. Mol Imaging Biol. 10, 192-200 (2008).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Obrazowanie in vivodwutkankowy model trzykomorowyfunkcja wej ciowa y y g wnejiteracyjna metoda dekonwolucjiregionalne sta e szybko ciobliczanie sta ej nap ywubadania pod u neskuteczno interwencji terapeutycznej

Powiązane artykuły