Artykuł metodologiczny

Wykorzystanie modelu prosiąt do badania neurotoksyczności rozwojowej wywołanej znieczuleniem (AIDN): podejście neurologiczne translacyjne

DOI:

10.3791/55193

11 czerwca 2017

W tym artykule

Podsumowanie

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Streszczenie

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Znieczulenia nie da się uniknąć w wielu przypadkach, gdy wymagana jest operacja, szczególnie u dzieci. Ostatnie badania na zwierzętach wzbudziły obawy, że narażenie na znieczulenie może prowadzić do apoptozy neuronów, znanej jako neurotoksyczność rozwojowa wywołana znieczuleniem (AIDN). Co więcej, niektóre badania kliniczne na dzieciach sugerują, że ekspozycja na znieczulenie może prowadzić do deficytów neurorozwojowych w późniejszym życiu. Niemniej jednak idealny model zwierzęcy do badań przedklinicznych nie został jeszcze opracowany. Nowonarodzone prosięta stanowią cenny model do badań przedklinicznych, ponieważ mają uderzającą liczbę podobieństw rozwojowych do ludzi.

Anatomia i fizjologia prosiąt pozwala na wdrożenie rygorystycznych warunków okołooperacyjnych zarówno w procedurach przeżycia, jak i nieprzeżycia. Cewnikowanie tętnicy udowej pozwala na ścisłe monitorowanie, umożliwiając w ten sposób szybką korektę wszelkich odchyleń parametrów życiowych i chemicznych prosiąt. Ponadto istnieje wiele podobieństw rozwojowych między prosiętami a ludzkimi noworodkami. Techniki wymagane do wykorzystania prosiąt do eksperymentów będą wymagały doświadczenia do opanowania. Anestezjolog dziecięcy jest kluczowym członkiem zespołu dochodzeniowego. Opisujemy, w ogólnym sensie, właściwe wykorzystanie modelu prosiąt do badań neurorozwojowych.

Wprowadzenie

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Każdego roku miliony dzieci w USA otrzymują znieczulenie ogólne, wiele z nich poniżej 4 roku życia1. Neurotoksyczność rozwojowa wywołana znieczuleniem (AIDN) stała się przedmiotem badań nad anestezjologią dziecięcą, ponieważ konieczne stało się zrozumienie wpływu znieczulenia na niedojrzałe mózgi. Wcześniejsze badania wykazały, że powszechnie stosowane środki znieczulające, takie jak izofluran, mogą powodować zwiększoną apoptozę neuronów w mózgach młodych zwierząt. Badania na dzieciach przyniosły niejednoznaczne wyniki2. Zrozumienie patogenezy AIDN, identyfikacja potencjalnych celów terapeutycznych w celu jej zapobiegania lub poprawy oraz opisanie najbezpieczniejszych dostępnych schematów znieczulenia stały się pilnymi celami społeczności anestezjologicznej dziecięcej. Głównym celem tego badania było opracowanie optymalnego modelu zwierzęcego i metody ilościowego określania wpływu środków znieczulających na rozwijający się mózg oraz stymulowanie starannie zaprojektowanych badań nad bezpieczeństwem obecnie powszechnie stosowanych środków znieczulających.

W niedawnym systematycznym przeglądzie aktualnej literatury przedklinicznej na temat AIDN, autorzy zauważyli znaczącą niejednorodność metodologiczną w ponad 900 badaniach3. Wielu uznało to za wezwanie do stworzenia klinicznie istotnego, dobrze zaprojektowanego modelu przedklinicznego, który jeszcze nie istnieje pomimo kilku lat badań na ten temat. Większość modeli gryzoni, z konieczności, stosuje podejście, które nie pozwala na rygorystyczne monitorowanie fizjologiczne, pobieranie próbek krwi lub wentylację mechaniczną. Ponieważ mózg jest wyjątkowo wrażliwy na zaburzenia fizjologiczne, trudno jest polegać na wynikach takich modeli. Podstawowym celem opracowania tego modelu było zaprojektowanie go w taki sposób, aby wszystkie zmienne fizjologiczne, takie jak parametry gazometryczne krwi, temperatura ciała, parametry oddechowe itp. są monitorowane i korygowane w razie potrzeby.

Dodatkowo, ponieważ neurotoksyczność znieczulenia prawdopodobnie zależy od postępu rozwojowego mózgu w momencie ekspozycji, powinien zostać wybrany model zwierzęcy, który najlepiej naśladuje rozwój i strukturę ludzkiego mózgu noworodka, aby zmaksymalizować translacyjne znaczenie wyników4. Translacyjny model prosiąt zapewnia poziom znaczenia klinicznego poszukiwany w tych przeglądach i artykułach redakcyjnych, ponieważ został zaprojektowany w celu zaspokojenia zapotrzebowania na odpowiednie dane przedkliniczne, które mogą stanowić podstawę przyszłych badań klinicznych.

Izofluran, agonista receptora GABA typu A (GABAA) i słaby antagonista receptora NMDA, jest powszechnie stosowanym wziewnym środkiem znieczulającym w praktyce klinicznej na całym świecie. Środki znieczulające, takie jak izofluran, zostały uznane za bezpieczne, o ile nie wywołują niedociśnienia lub niedotlenienia; Mogą jednak wystąpić bardziej subtelne efekty. Kiedy mózg jest wystawiony na znieczulenie ogólne, równowaga agonizmu GABA i antagonizmu NMDA zostaje zakłócona, co powoduje zmiany w architekturze komórkowej, łączności i funkcji. Ponadto, podczas gdy GABA jest na ogół neuroprzekaźnikiem hamującym, wiadomo, że jest pobudzający w niedojrzałych mózgach5. Dokładnie to, kiedy następuje przejście GABA od pobudzającego do hamującego, nie jest dobrze poznane i prawdopodobnie zależy od gatunku.

Gdy podczas tak zwanego "zrywu wzrostu mózgu" dochodzi do braku równowagi między bodźcem pobudzającym i hamującym w mózgu, wynikająca z tego ekscytotoksyczna dysregulacja krytycznych szlaków molekularnych może prowadzić do nieprawidłowego rozwoju neurologicznego, takiego jak neurodegeneracja apoptozy. Oprócz zwiększonej apoptozy może być również wywołany stres oksydacyjny i stan zapalny, podczas gdy proliferacja komórek neuronalnych, migracja neuronów i arboryzacja aksonów zostają stłumione lub rozregulowane6. Wynikiem netto są zaburzenia neurokognitywne, które mogą utrzymywać się do wieku dorosłego2.

Do bezpośredniego pomiaru neurotoksycznego wpływu izofluranu na młode ssaki, wykorzystuje się nowonarodzone prosięta. Prosięta mają więcej podobieństw do OUN z ludźmi niż jakikolwiek inny ssak, a zatem ich podobieństwa neurorozwojowe i neuroanatomiczne sprawiają, że są idealnym zwierzęciem dla klinicznie istotnego ssaczego modelu AIDN. Zarówno ludzie, jak i prosięta posiadają mózgi gyrencefaliczne, dzielące podobieństwa w charakterze i rozmieszczeniu zakrętów mózgowych, istoty szarej i istoty białej. Hipokamp prosiąt, zwoje podstawy i pień mózgu są również topograficznie podobne do ludzkich7. Pod względem rozwojowym prosięta są jednymi z niewielu ssaków innych niż ludzie, które przechodzą okołoporodowy wzrost mózgu i mielinizację8. W życiu płodowym zarówno mózgi ludzkie, jak i prosięcia ulegają znacznemu wzrostowi w późnym trymestrze ciąży. W korelacji, po urodzeniu, mózgi ludzi i prosiąt stanowią odpowiednio 27% i 25% mózgów dorosłych. Rezonans magnetyczny wykazał, że mózg tygodniowego prosiąt jest w przybliżeniu równoważny miesięcznemu mózgowi ludzkiemu pod względem dojrzewania neuronów i arboryzacji dendrytycznej9. Ponadto prosięt i ludzki mózg mają wiele podobieństw pod względem wzorców rozwoju neurologicznego. Na przykład ekspresja i sekwencja mRNA reelin10, topograficzna dystrybucja neuronów 5-HT 11 i zamknięcie cewy nerwowej 12 są równoległe do tego, co obserwuje się u ludzi. Ponadto istnieje rozległa homologia między genomami prosiąt i ludzi13.

Znaczenie modelu zwierzęcego musi być rozumiane w kontekście ludzkiej patologii, szczególnie w odniesieniu do dojrzałości mózgu i patobiologii ludzkiego niemowlęcia. Większość istniejących badań toksyczności anestezjologicznej wykorzystuje model gryzonia, a kilka z nich wykorzystuje modele naczelnych innych niż ludzie. Jednak gryzonie i naczelne mogą nie być idealnymi zwierzętami do badania AIDN.

Chociaż powszechnie stosowane, mózgi gryzoni bardzo różnią się od mózgów ludzi na przestrzeni całego rozwoju. Przede wszystkim gryzonie posiadają mózgi lissencefaliczne (lub gładkie). W mózgu gryzonia brakuje zakrętów i bruzd, które są charakterystyczne dla bardziej złożonych neurologicznie organizmów. Mózg gryzonia również przechodzi poporodowy gwałtowny wzrost mózgu14, w przeciwieństwie do ludzi i prosiąt. Zaobserwowano, że istnieją różnice w podatności różnych obszarów mózgu na wziewne znieczulenie15. Dlatego ważne jest, aby model zwierzęcy do badania AIDN posiadał mózg, który jest neurorozwojowo i neuroanatomicznie podobny do ludzkiego, tak aby jak najlepiej modelować zmiany w mózgu wywołane znieczuleniem, które mogą być obserwowane u pacjentów pediatrycznych. Jak opisano wcześniej, prosięta posiadają mózg, który znacznie lepiej nadaje się do tej roli. Co więcej, powszechne formy testów neurokognitywnych gryzoni, takie jak uczenie się przestrzenne i pamięć oceniane w labiryncie wodnym Morrisa, nie są bezpośrednio istotne ani porównywalne z ocenami neurokognitywnymi u małych dzieci16. Jedną z zalet wykorzystywania prosiąt do neuronauki rozwojowej jest to, że są one niezwykle podatne na testy neurokognitywne, nawet w młodym wieku. Liczne testy neurokognitywne, które są uważane za przydatne dla innych gatunków ssaków, zostały z powodzeniem wykorzystane i zatwierdzone u świń. Chociaż wciąż jest to rozwijająca się dziedzina, ocena neurokognitywna u prosiąt obejmuje bardziej złożone testy, które lepiej naśladują ludzkie deficyty, takie jak test motoryczny pochylonej wiązki17,18 i lustrzany test świadomości przestrzennej19. Badanie motoryczne z nachyloną belką, w ramach badania urazowego uszkodzenia mózgu u prosiąt, wykazuje wysoką wiarygodność w ocenie funkcji motorycznych. Test lustra demonstruje pamięć otaczającego środowiska oraz rozpoznawanie i wykorzystanie odbitego obrazu w celu poszukiwania nagrody w postaci jedzenia.

Z drugiej strony, naczelne mogą być bardziej odpowiednim modelem do badań anestezjologicznych u dzieci, ale istnieje wiele czynników utrudniających, w tym koszt i trudność użycia. Ponadto są niezwykle wrażliwe na warunki wczesnego odchowu, szczególnie stres i separację matki20. Czynniki ważne dla badania AIDN, takie jak modulatory allosteryczne, powinowactwo receptor-ligand, modyfikacje potranslacyjne, skład podjednostek receptora i alternatywne warianty splicingu, są nieznane w przypadku naczelnych. Dzieje się tak dlatego, że geny istotne dla takich koncepcji nie zostały sklonowane. W przeciwieństwie do tego, zostały sklonowane u świń. W związku z tym przeprowadzono tylko ograniczoną pracę na naczelnych innych niż ludzie21,22.

Model prosiąt wykorzystuje zalety modeli gryzoni i naczelnych innych niż ludzie: jest opłacalny, łatwy w użyciu w porównaniu do badań na naczelnych innych niż ludzie, i jest neuroanatomicznie i neurofizjologicznie podobny do ludzkiego mózgu pediatrycznego. Zastosowanie prosiąt w badaniach neurobiologicznych wzrosło w ostatnich latach, w tym w wielu badaniach, które dotyczyły dziecięcych stanów neurozapalnych. Wpływ wirusowej infekcji układu oddechowego na hipokamp i uczenie się przestrzenne23, zmniejszenie śmierci komórek mózgowych po udarze24, neurogeneza po urazowym uszkodzeniu mózgu25 oraz aktywność enzymów podczas napadów26 to tylko niektóre z badań, w których wykorzystano nowonarodzone prosięta. Ta obszerna i stale rosnąca literatura potwierdza przydatność i trwałość klinicznie istotnego i wysoce odtwarzalnego modelu prosiąt do badania neurotoksyczności wywołanej znieczuleniem.

Protokół

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zdrowe, domowe prosięta (Sus scrofa) pochodzą z gospodarstwa zatwierdzonego przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Stanowego Ohio (IACUC). Wszystkie eksperymenty na zwierzętach są przeprowadzane zgodnie z polityką IACUC Uniwersytetu Stanowego Ohio, po zatwierdzeniu przez protokół.

1. Zwierzęta i obchodzenie się ze zwierzętami

  1. W tym eksperymencie wykorzystaj samce prosiąt, aby wyeliminować potencjalne zakłócające skutki seksu. UWAGA: Jeśli celem eksperymentu jest ocena wpływu eksperymentu na zwierzęta w okresie maksymalnego wzrostu mózgu, nie należy używać prosiąt starszych niż 14 dni.
  2. Zaplanuj przybycie prosiąt do wiwarium co najmniej 24 godziny przed eksperymentami, aby umożliwić aklimatyzację do środowiska.
    UWAGA: Przeszkoleni technicy weterynaryjni nadzorowani przez licencjonowanych weterynarzy zapewniają rutynową opiekę nad zwierzętami.
    1. Trzymaj prosięta w indywidualnych klatkach o kontrolowanej temperaturze i podawaj im pełnowartościowy, dostępny w handlu preparat mlekozastępczy dla prosiąt ad libitum. Zaopatrz zwierzęta w kocyk i zabawkę. Stale monitoruj temperaturę w pomieszczeniach dla zwierząt.
  3. Do tego wstępnego studium wykonalności wykorzystano 18 prosiąt w ramieniu izofluranu i 22 prosięta w ramieniu kontrolnym. Jeśli to możliwe, wykonaj obliczenia wielkości próby w oparciu o projekt badania. Losowo przydziel dostępne prosięta do grupy kontrolnej lub grupy narażenia na odpowiednią długość ekspozycji. Z doświadczenia, nawet przy wielu badaczach, spodziewaj się, że będziesz w stanie przeprowadzić nie więcej niż 2 eksperymenty dziennie (w sumie 2 zwierzęta).

2. Zwierzęta kontrolne

  1. Nie przeprowadzać interwencji doświadczalnej na zwierzętach kontrolnych.
  2. Wywołaj głębokie znieczulenie ogólne za pomocą maski stożkowej na twarz w celu procedury perfuzji i pobrania tkanek. W szczególności, po 24-godzinnym okresie aklimatyzacji, znieczulenie prosiąt 5% izofluranu lub 8% sewofluranu w 100% tlenu za pomocą maski stożkowej na twarz. Nie należy stosować desfluranu do indukcji.
    UWAGA: Czas pomiędzy indukcją znieczulenia a założeniem zimnej perfuzji PBS powinien być jak najkrótszy. Doświadczeni technicy mogą wykonać ten proces w mniej niż 5 minut.
    1. Potwierdzić odpowiednią głębokość znieczulenia poprzez brak odruchu wilczego szczypania pazurów za pomocą klamry chirurgicznej.
    2. Aby uniknąć niedotlenienia/niedokrwiennego uszkodzenia mózgu, monitoruj prosięt za pomocą pulsoksymetru, aby zapewnić utrzymanie odpowiedniego natlenienia, wentylacji i pojemności minutowej serca do momentu rozpoczęcia perfuzji zimnego roztworu soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS).
      UWAGA: Aby zapewnić dodatkową ochronę przed uszkodzeniem tkanek, po indukcji znieczulenia należy zapakować zwierzę (w tym głowę) w lód.
  3. Wykonaj perfuzję przezsercową.
    UWAGA: ponieważ stosowany jest paraformaldehyd, procedura perfuzji powinna być wykonywana pod wyciągiem lub na stole zstępującym.
    1. Wykonaj nacięcie czaszkowo-ogonowe wzdłuż mostka za pomocą skalpela. Głębokość nacięcia powinna być wystarczająca do odsłonięcia mostka.
    2. Ostrożnie wykonaj sternotomię linii środkowej za pomocą ostrych, ciężkich nożyczek, unikając uszkodzenia serca, płuc lub przepony. W razie potrzeby umieść palec umieszczony między tylną częścią mostka a treścią klatki piersiowej, aby uniknąć obrażeń. Wmanewruj palec w śródpiersie, wykonując małe (wielkości palca) nacięcie w przeponie.
    3. Po wejściu do klatki piersiowej należy utrzymać klatkę piersiową otwartą za pomocą samopodtrzymującego się zwijacza.
    4. Naciąć osierdzie za pomocą kleszczy i nożyczek, odsłaniając bijące serce. Zachowaj ostrożność, aby nie zranić serca.
    5. Zidentyfikuj lewą komorę i ostrożnie umieść kaniulę (taką jak angiocewnik 14 G) przez wierzchołek komory. Wyjąć igłę, pozostawiając cewnik na miejscu.
      UWAGA: Zachowaj ostrożność, aby nie przebić tylnej ściany komory. Pulsujący powrót krwi z cewnika wskazuje, że jest on prawidłowo umieszczony. W tym momencie można łatwo pobrać krew od zwierzęcia.
    6. Po zidentyfikowaniu prawego przedsionka należy wykonać atiotomię, wykonując nożyczkami duże nacięcie w przedsionku, aby umożliwić wykrwawienie i ucieczkę perfuzatu.
      UWAGA: Podawanie izofluranu w inhalacji należy kontynuować do momentu potwierdzenia zgonu sercowego. Zgon sercowy potwierdza się bezpośrednio obserwowanym brakiem pojemności minutowej serca.
  4. Przeprowadzić perfuzję prosiąt za pomocą perfuzatu składającego się z zimnego (4 °C) roztworu soli fizjologicznej buforowanej fosforanem (PBS) zawierającego heparynę w stężeniu 5 jednostek na ml. Ukrwić w ilości 300 ml na minutę przez 5 minut lub do momentu, gdy roztwór będzie klarowny.
    1. Należy uważać, aby kaniula perfuzyjna nie uległa przemieszczeniu podczas perfuzji. Do tej i wszystkich innych perfuzji należy użyć dostępnej w handlu pompy perystaltycznej.
  5. Wykonaj hemikraniektomię, aby usunąć jedną półkulę mózgu w celu analizy świeżych tkanek.
    UWAGA: Protokół ten pozwala na pobranie jednej półkuli świeżej tkanki mózgowej. Druga półkula jest nieruchoma. Jeśli świeża tkanka nie jest wymagana, przejdź do kroku 2.6.
    1. Podczas tej procedury kontynuuj krążenie lodowatego PBS w tempie 50 ml na godzinę, aby upewnić się, że mózg pozostaje zimny.
    2. Wykonaj podłużne nacięcie w skórze głowy wzdłuż szwu strzałkowego aż do otworu wielkiego za pomocą skalpela. Podczas tego procesu użyj mocnego nacisku, aby utworzyć nacięcie w czaszce. Odbij skórę głowy, aby odsłonić całą czaszkę.
    3. Używając rongeurs i zaczynając od otworu wielkiego, usuń czaszkę z jednej strony, wkładając rongeurs między czaszkę a oponę twardą, zachowując ostrożność, aby nie uszkodzić leżącej poniżej tkanki mózgowej. Usuń kość na kawałki, używając rongeurs, aby podważyć ją od miąższu mózgu.
    4. Po usunięciu czaszki naciąć i usunąć oponę twardą za pomocą kleszczy i nożyczek, ponownie zachowując ostrożność, aby nie uszkodzić leżącej poniżej tkanki mózgowej.
    5. Umieść ostrze skalpela między dwiema półkulami, aby ostrożnie podzielić ciało modzelowate.
    6. Za pomocą płaskiego narzędzia, takiego jak szeroki koniec kleszczy, delikatnie cofnij płat czołowy, stopniowo przecinając nerwy czaszkowe, pracując od przodu do tyłu. W najbardziej tylnej części półkuli użyj skalpela, aby przeciąć rdzeń kręgowy. Usuń półkulę en bloc.
      UWAGA: Nieutrwalona tkanka mózgowa jest delikatna. Zachowaj ostrożność podczas usuwania półkuli, aby zapobiec zakłóceniom dopływu krwi do pozostałej półkuli.
    7. Przekrój usuniętą półkulę. Jeśli jest to wskazane, należy natychmiast błyskawicznie zamrozić w 2-metylobutanie schłodzonym do temperatury -160 °C w kąpieli ciekłego azotu, aby uniknąć rozpadu tkanek, i natychmiast przechowywać w temperaturze -80 °C do późniejszej analizy.
      UWAGA: Zalecamy cięcie mózgu koronalnie w odstępach co 2 mm przy użyciu matrycy, ale konkretne szczegóły cięcia będą zależeć od konkretnych celów eksperymentalnych.
  6. Zmień perfuzat na 4% paraformaldehydu (PFA). Kontynuować perfuzję PFA w tempie 300 ml na minutę przez co najmniej 5 minut
    OSTROŻNOŚĆ! PFA jest toksyczny, należy unikać kontaktu ze skórą, oczami lub błonami śluzowymi. Nie wdychać oparów PFA.
  7. Spodziewaj się, że ciało prosiącia usztywni się z powodu tworzenia się wiązań krzyżowych aldehydowych tworzonych w mięśniach. Po zakończeniu perfuzji PFA usuń pozostałą półkulę w identyczny sposób, jak opisano w kroku 2.5.5.
    UWAGA: Prawidłowo wykonany mózg będzie blady i całkowicie wykrwawiony.
    1. Umieść pozostałą półkulę w małym pojemniku ze świeżym 4% PFA w temperaturze 4 °C. Trzymaj półkulę w PFA przez 24-48 godzin, aby zakończyć proces utrwalania.
    2. Po 24-48 godzinach przenieś unieruchomiony mózg do roztworu PBS zawierającego 0,1% azydku sodu, ponieważ jest to niezbędne, aby zapobiec nadmiernemu utrwaleniu. Nadmierna fiksacja może skutkować maskowaniem epitopu lub silnym niespecyficznym barwieniem tła. Dodatek azydku sodu zapobiega rozwojowi bakterii.
      UWAGA: Tkanka może być przechowywana przez okres do jednego miesiąca w temperaturze 4 °C.

3. Izofluran (eksperymentalny) Zwierzęta

UWAGA: Można zastosować dowolny środek znieczulający lub interwencję, ale nie zalecamy stosowania desfluranu do indukcji inhalacyjnej.

  1. Indukcja i utrzymanie znieczulenia:
    1. Znieczulenie należy wykonać przy użyciu stanowiska do anestezjologii klinicznej wyposażonego w respirator pediatryczny i urządzenia monitorujące.
    2. Po 24-godzinnym okresie aklimatyzacji znieczulić prosięta 8% sewofluranem w 100%O2 za pomocą maski stożkowej na twarz.
    3. Stale monitoruj pulsoksymetrię, nieinwazyjne ciśnienie krwi, elektrokardiografię i temperaturę w okresie indukcji i przez cały czas trwania procedury badania.
    4. Po indukcji należy miareczkować sewofluran lub izofluran do stężenia, które pozwala na odpowiednią głębokość znieczulenia, zapewniając jednocześnie trwałe oddychanie spontaniczne (zwykle w stężeniu 3-4%).
    5. Umieścić obwodowy cewnik dożylny o sile 24 G w żyle ucha brzeżnego (Rysunek 1).
    6. Umieść prosię w pozycji grzbietowej leżącej w celu intubacji tchawicy (Rysunek 2, panel A). Użyj ostrza Miller #1 lub #1.5, aby ułatwić oprzyrządowanie gardła dolnego i intubację tchawicy. UWAGA: Podczas laryngoskopii potrzebny jest doświadczony operator i asystent.
      1. Niech asystent przesunie język zwierzęcia za pomocą suchej gazy, aby ułatwić odsłonięcie krtani i wizualizację strun głosowych (Rysunek 2B).
        UWAGA: Nagłośnia prosiąt jest morfologicznie podobna do nagłośni u ludzi (Ryc. 2C). Struny głosowe prosiąt mogą być trudne do uwidocznienia, ponieważ znajdują się one na głębokości kilku milimetrów we wlocie krtani (Ryc. 2D).
      2. Przemieszczenie nagłośni: umieść końcówkę ostrza laryngoskopu pod nagłośnią i unieś ostrze do góry, aby odsłonić krtań.
      3. Przed umieszczeniem rurki w tchawicy spryskaj struny głosowe 0,5 ml 2% lidokainy, aby zapobiec skurczowi krtani podczas przechodzenia rurki dotchawiczej, ponieważ prosięta są szczególnie podatne na skurcz krtani.
    7. Umieść i zabezpiecz rurkę dotchawiczą z mankietem 3.0 mm.
      1. Zapewnij obustronne szmery oddechowe i utrzymujący się końcowy oddech dwutlenku węgla za pomocą osłuchiwania klatki piersiowej za pomocą stetoskopu i monitorowania EtCO2 .
      2. Napompować płuca prosiąt do stałego ciśnienia w drogach oddechowych wynoszącego 20 cm H2O. Następnie napompuj mankiet rurki dotchawiczej do minimalnego ciśnienia wymaganego do zapobieżenia wyciekowi powietrza pod ciśnieniem 20 cmH2O, nasłuchując przez tchawicę, aby zidentyfikować wyciek powietrza, jeśli jest obecny.
        UWAGA: Jest to ważne, aby zapobiec niedokrwieniu błony śluzowej podczas przerywanej wentylacji nadciśnieniowej.
      3. Normoksja i normokarbia utrzymują się podczas znieczulenia.
    8. Rozpocznij podawanie 2% izofluranu w 50% tlenu/50% powietrza. Miareczkować tlen, aby utrzymać PaO2 na poziomie 90 - 100 mmHg. Kontynuuj przez 3 godziny (lub żądany czas trwania eksperymentu).
    9. Nałóż maść okulistyczną na oczy, aby zapobiec wysuszeniu na czas znieczulenia.
  2. Cewnikowanie tętnicy udowej należy rozpocząć po rozpoczęciu podawania 2% izofluranu.
    1. Antybiotyki o szerokim spektrum działania należy podawać przed nacięciem (cefazolina, 25 mg/kg) przez obwodową linię dożylną, aby zapobiec zakażeniu miejsca operowanego.
    2. Wysterylizuj obie pachwiny za pomocą barwionej chlorheksydyny, aby zapewnić odpowiednie sterylne pole, i umieść odpowiednią sterylną serwetę (Rysunek 3B). Personel biorący udział w operacji przetrwania powinien nosić co najmniej czepek chirurgiczny, maskę, sterylne rękawiczki i ochronę oczu.
    3. Zbadaj palpacyjnie puls kości udowej w zgięciu pachwinowym za pomocą palca wskazującego i środkowego.
    4. Wykonaj powierzchowne, 1,5 cm, nacięcie czaszkowo-ogonowe za pomocą skalpela (Rysunek 3C).
    5. Rozwiń dwie głowy mięśnia gracilis za pomocą narzędzia, takiego jak hemostat chirurgiczny lub nożyczki z końcówką (Rysunek 3D).
      UWAGA: Pęczek nerwowo-naczyniowy kości udowej zwykle znajduje się pomiędzy tymi dwoma mięśniami i tylko głęboko. (Rysunek 4A).
    6. Za pomocą pętli naczyniowych lub jedwabnych opasek odizoluj tętnicę na bliższym i dalszym końcu. Użyj pętli, aby podciągnąć tętnicę do poziomu dystalnie skóry (Rysunek 4B).
    7. Umieszczając trakcję na bliższym krawacie na tyle, aby przerwać przepływ krwi, wykonaj małą arterytomię za pomocą nożyczek do tenotomii.
      1. Zachowaj ostrożność, aby nie przeciąć tętnicy. Wystarczy niewielka arteriotomia. Alternatywnie, użyj metody igły i drutu, aby uzyskać dostęp do tętnicy (Rysunek 4C).
      2. Delikatne pociągnięcie za proksymalny krawat zapobiegnie nadmiernej utracie krwi w dowolnym momencie tej części zabiegu. W przypadku korzystania z metody igły i drutu, przełóż prowadnik (dostarczony z zestawem lub otrzymany osobno) przez igłę i do tętnicy na głębokość do 5 cm.
      3. Uważaj, aby nie przesuwać drutu dalej, ponieważ może to spowodować ektopię komorową. W takim przypadku natychmiast wyciągnij drut na 1-2 cm.
    8. Wyjąć igłę z naczynia, uważając, aby pozostawić drut doprowadzający w naczyniu. Delikatnie przełóż cewnik przez drut i wejdź do naczynia (Rysunek 4D).
      1. Użyj 3-francuskiego, 8-centymetrowego cewnika do cewnikowania tętnicy udowej. Spodziewaj się łagodnego oporu, gdy końcówka cewnika po raz pierwszy wejdzie w powierzchowną ścianę naczynia.
    9. W przypadku korzystania z metody arteriotomii należy wsunąć cewnik lub rurkę polietylenową bezpośrednio do naczynia. Należy natychmiast zaobserwować powrót krwi.
    10. Natychmiast podłącz cewnik podłączony do przetwornika ciśnienia. Przepłukać cewnik zwykłą solą fizjologiczną, aby utrzymać drożność cewnika.
      1. Umieść szwy, aby zabezpieczyć cewnik na miejscu. Przykryj nacięcie sterylną gazą, aby zapobiec zanieczyszczeniu. Zastosuj przezskórne podejście do cewnikowania tętnicy udowej.
        UWAGA: Upewnij się, że USG jest wykonywane przez doświadczonego technika.
  3. Warunki śródoperacyjne i monitorowanie:
    1. Aktywnie ogrzej prosię za pomocą urządzenia grzewczego z wymuszonym obiegiem powietrza i stale monitoruj temperaturę w odbycie (Rysunek 3A).
    2. Podawać w infuzji płyn izotoniczny zawierający dekstrozę (5% dekstrozy w mleczanie Ringera lub soli fizjologicznej) z szybkością podtrzymującą (4-krotność wagi prosięcia w kilogramach, ml / godz.).
    3. Monitorowanie parametrów życiowych pod kątem zaburzeń (niedociśnienie, arytmia, hipo/hipertermia, niedotlenienie)
      UWAGA: Normalne zakresy parametrów życiowych i odpowiadające im sugerowane postępowanie w przypadku nieprawidłowości podsumowano w Tabeli 1.
    4. Korzystając z dostępnego na rynku systemu analizy krwi, mierz gazometrię krwi tętniczej (pH tętnicze, pCO2, pO2), elektrolity (wodorowęglan, nadmiar/deficyt zasady, sód, potas, zjonizowany wapń), hemoglobinę i glukozę co najmniej raz na godzinę w okresie eksperymentalnym. Pobrać próbkę krwi tętniczej z cewnika do tętnicy udowej.
      UWAGA: Normalne wartości kwasowo-zasadowe i elektrolitowe wraz z zaleceniami dotyczącymi korekty w przypadku zaobserwowania nieprawidłowości podsumowano w Tabeli 1.
  4. Po 3 godzinach ekspozycji na izofluran należy usunąć cewnik do tętnicy udowej.
    1. Ostrożnie zwiąż proksymalny jedwab naczyniowy, aby trwale zamknąć tętnicę udową, aby zapobiec krwawieniu. Alternatywnie użyj klipsa naczyniowego.
    2. Upewnij się, że pełna hemostaza jest pełna przed zamknięciem nacięcia. Przepłukać nacięcie 10-20 ml sterylnego roztworu soli fizjologicznej, aby zapobiec infekcji.
  5. Na zakończenie eksperymentu zamknij nacięcie skóry prostymi, przerywanymi szwami za pomocą niewchłanialnego materiału szwowego 3-0.
    1. Naciekać ranę za pomocą 0,5-1 ml/kg 0,25% bupiwakainy z 1:200 000 epinefryny w celu kontroli bólu. Pokryj nacięcie sterylnym, chirurgicznym klejem do skóry.
      UWAGA: Nie jest wymagany opatrunek.
  6. Przerwij znieczulenie i pozwól prosięciu się obudzić.
  7. Usuń rurkę dotchawiczą po oznakach przebudzenia (otwarcie oczu, próby wstania, kopanie oraz otwieranie i zamykanie ust), z oznakami stabilnej hemodynamiki, odpowiedniego natlenienia i odpowiedniej wentylacji.
  8. Po ekstubacji należy dostarczyć dodatkowy tlen przez stożek twarzowy, aż do zapewnienia odpowiedniego natlenienia i wentylacji.
  9. Buprenorfinę należy podawać podskórnie w dawce 0,05 mg/kg mc. w celu dodatkowej kontroli bólu. Alternatywnie można zastosować fentanyl transdermalny.
  10. W razie potrzeby należy umieścić prosię z powrotem w klatce domowej. Nie pozostawiaj prosięcia bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą mostka. Nie należy umieszczać zwierzęcia w klatce z innymi zwierzętami, dopóki w pełni nie wyzdrowieje ze znieczulenia.
    1. Aktywnie ogrzej prywatną klatkę domową za pomocą rozgrzewającego światła.
    2. Ściśle monitoruj zwierzę po znieczuleniu przez przeszkolony personel weterynaryjny lub badawczy. Zapewnij preparat mlekozastępczy dla prosiąt
    3. .
  11. Pozwól prosiętom dojść do siebie przez 48-72 godziny, w zależności od celów eksperymentalnych.
    1. Prosiąt należy wstrzykiwać buprenorfinę podskórnie w odpowiedniej dawce, co trzy godziny, w zależności od potrzeb w celu zapewnienia kontroli bólu, według uznania personelu zajmującego się opieką nad zwierzętami doświadczonego w kontrolowaniu dyskomfortu pooperacyjnego u zwierząt.
    2. Monitoruj prosięta co godzinę przez pierwsze 6 godzin po zabiegu, a następnie co 4 godziny. Dokonywać składania ofiar ze zwierząt i pobierania tkanek w identyczny sposób, jak w przypadku zwierząt kontrolnych, opisanego powyżej.

Wyniki

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przebadano czterdzieści prosiąt (18 izofluranów, 22 kontrolne). Procedury badawcze były dobrze tolerowane przez wszystkie zwierzęta. Wszystkie badane prosięta były płci męskiej. Nie stwierdzono istotnej różnicy między grupami pod względem wieku lub masy ciała (Tabela 2, Ryc. 5). Średnie wyniki badań laboratoryjnych uzyskane podczas doświadczeń w grupie izofluranu podano w tabeli 3. Wartości te pokazują, że protokół eksperymentalny ma wewnętrzną spójność i odtwarzalność, ponieważ w ciągu dwóch lat operację wykonywało wielu techników. Nie wspomina się o wielu korektach i korektach, które musieliśmy wykonać podczas operacji, aby utrzymać fizjologiczną hemostazę. Retencja CO2, niska temperatura ciała i hipoglikemia to tylko niektóre z wielu czynników zakłócających, którym zapobiżeliśmy dzięki kompleksowemu monitorowaniu i dostosowaniu w razie potrzeby.

figure-results-1
Rysunek 1:. Umieszczenie obwodowej linii dożylnej. Cewnik dożylny o sile 24 G umieszcza się w żyle ucha brzeżnego. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-2
Rycina 2: Sekwencja zdarzeń podczas intubacji prosiąt.(A) Prosięta umieszcza się w bocznej pozycji leżącej w celu intubacji. Umieszczone są standardowe monitory. (B) Asystent przemieścił język z jamy ustnej, podczas gdy laryngoskopista wykonuje laryngoskopię. (C) Nagłośnia jest morfologicznie podobna do ludzkiej. Na tej grafice czubek ostrza znajduje się w zastawce. (D) Anatomia krtani świń wyraźnie różni się od anatomii człowieka; Struny głosowe znajdują się na głębokości kilku milimetrów do wlotu krtani. Na tej grafice czubek ostrza przesunął nagłośnię, odsłaniając krtań. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-3
Rycina 3: Dostęp do tętnicy udowej. (A) Temperatura zwierzęcia jest utrzymywana za pomocą urządzenia do podgrzewania z wymuszonym obiegiem powietrza. Monitorowanie jest stosowane przez cały czas trwania procedury. Szerokie sterylne pole przygotowuje się z barwionej chlorheksydyny, a zwierzę przykrywa się sterylną serwetą z fenestracją. (B) Badanie palpacyjne w zgięciu pachwinowym ujawnia puls kości udowej. (C) Nacięcie skóry czaszkowo-ogonowej, mniej więcej prostopadłe do bruzdy pachwinowej i o długości około 1,5 cm, wykonuje się nad tętnem udowym. (D) Uzyskuje się rozwarstwienie w celu odsłonięcia pęczka nerwowo-naczyniowego kości udowej. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-4
Rycina 4: Kaniulacja tętnicy udowej. (A) Od bocznego do przyśrodkowego pęczek nerwowo-naczyniowy zawiera nerw udowy, tętnicę i żyłę. (B) Tętnicę udową izoluje się za pomocą pętli naczyń i/lub szwu. Utrzymujące się napięcie na bliższym krawatu zapobiega nadmiernej utracie krwi podczas przebicia tętnicy (patrz wybielanie naczynia). (C) Igła służy do nakłucia tętnicy udowej, unikając perforacji tylnej ściany tętnicy. Kiedy krew wraca, prowadnik jest wprowadzany do tętnicy przez igłę. (D) Igła jest usuwana, a cewnik jest przesuwany przez prowadnik do tętnicy udowej. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-5
Rycina 5: Porównanie średniej masy ciała i wieku prosiąt z grupy kontrolnej i prosięt leczonych izofluranem. Słupki błędu reprezentują +/- 1 odchylenie standardowe, przy czym wartość odchylenia standardowego jest podana nad każdym słupkiem błędu.

figure-results-6
Tabela 1: Podsumowanie prawidłowych parametrów życiowych prosiąt, gazometrii krwi tętniczej i wartości elektrolitów w surowicy wraz z sugerowanymi metodami korekcji. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej tabeli.

figure-results-7
Tabela 2: Podsumowanie średniej masy ciała i wieku kontrolnego w porównaniu z prosiętami leczonymi izofluranem. Przeprowadzono niesparowany dwustronny test T, który nie wykazał istotnej różnicy między obiema grupami. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej tabeli.

figure-results-8
Tabela 3: Średnie parametry życiowe i wartości laboratoryjne zwierząt leczonych izofluranem. W trakcie operacji odchylenia parametrów życiowych i wartości laboratoryjnych od normalnych zakresów są natychmiast korygowane. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej tabeli.

Dyskusja

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Krytyczne kroki protokołu/Rozwiązywanie problemów

Na początku eksperymentu monitorowanie nieinwazyjnych parametrów życiowych należy rozpocząć od indukcji. Ciśnienie krwi, tętno, nasycenie tlenem i temperaturę w odbycie można łatwo uzyskać i monitorować. Prosię powinno znajdować się pod urządzeniem ogrzewającym powietrze, aby utrzymać odpowiednią temperaturę ciała, ponieważ zwierzęta te mogą szybko stać się hipotermiami w znieczuleniu ogólnym. Szybkie umieszczenie obwodowego cewnika dożylnego pozwala na leczenie nagłych przypadków, jeśli pojawią się one podczas indukcji. Ważne jest, aby stale monitorować prosię, nieinwazyjnie lub inwazyjnie, zarówno podczas procedury izofluranu, jak i procedury uśmiercania. Prosięt może bardzo szybko doświadczyć desaturacji tlenu w tętnicach podczas wielu etapów całego protokołu, zwłaszcza podczas udrażniania dróg oddechowych i intubacji. Używamy 8% sewofluranu do wywołania znieczulenia w celu odtworzenia praktyki pediatrycznej u ludzi i przyspieszenia indukcji. Jednak 5% izofluran jest stosowany z powodzeniem i jest odpowiedni. Biorąc pod uwagę różnice w anatomii i predyspozycje do skurczu krtani, prosię może być trudne do zaintubowania. Jeśli prosięt zacznie desaturować się podczas indukcji i/lub udrażniania dróg oddechowych, należy natychmiast podać 100% tlenu i sewofluranu przez stożek twarzowy w celu przywrócenia bezpiecznego poziomu nasycenia tlenem i odpowiedniej głębokości znieczulenia. Należy pamiętać, że chociaż płaszczyzna znieczulenia musi być wystarczająco głęboka, aby umożliwić intubację, nadmierne znieczulenie może prowadzić do bezdechu. Wymagana jest ciągła czujność w odniesieniu do wentylacji i natleniania zwierzęcia, wraz z odpowiednim dozowaniem wziewnego środka znieczulającego. Intubację można następnie powtórzyć po przywróceniu natlenienia i uzyskaniu odpowiedniego znieczulenia. Można próbować wentylacji nadciśnieniowej przez stożek twarzowy, ale zwykle kończy się to niepowodzeniem. Jeśli wystąpi skurcz krtani, wskazane jest zastosowanie roztworu lidokainy bezpośrednio na struny głosowe, aby umożliwić intubację tchawicy.

Leki stosowane w nagłych wypadkach powinny być zawsze dostępne i powinny być podawane w razie potrzeby podczas krytycznych części protokołu w celu skorygowania zaburzeń fizjologicznych. Podczas gdy dokładna dyskusja na temat stosowania środków znieczulających i leków w nagłych wypadkach u prosiąt wykracza poza zakres tego manuskryptu, "Świnie w laboratorium: chirurgia, znieczulenie, obrazowanie i techniki eksperymentalne" Swindle'a jest doskonałym źródłem informacji. 27 Rozdział 27

Podobnie, prosię może zacząć gwałtownie desaturować się podczas składania ofiary, po otwarciu jamy klatki piersiowej podczas sternotomii linii środkowej. Operator powinien pracować szybko, ale bezpiecznie, aby odsłonić serce i wprowadzić angiocewnik, aby uruchomić zimny PBS. Dokładna perfuzja PBS na zimno (i szybkie utrwalenie za pomocą PFA, jeśli jest to wskazane), jest potrzebna, aby zapobiec niedokrwiennemu uszkodzeniu mózgu.

Po zaintubowaniu prosiąt rozpoczyna się śledzenie częstości oddechów i dwutlenku węgla pod koniec oddechu (Tabela 1). Ustabilizuj natlenienie i wentylację końcowo-oddechową prosiącia, miareczkując wsparcie respiratora przy zachowaniu odpowiedniego znieczulenia. Stosujemy wentylację mechaniczną, aby jak najwierniej naśladować to, co jest stosowane u ludzi. Należy unikać hiperoksji, aby zminimalizować ryzyko stresu oksydacyjnego.

Prosięta izofluranu przechodzą kaniulację tętnicy udowej z 2 powodów: w celu ciągłego monitorowania ciśnienia tętniczego krwi; oraz pobieranie próbek krwi tętniczej w celu oceny stanu kwasowo-zasadowego, gazometrii krwi i elektrolitów podczas całej procedury. Kaniulacja tętnicy udowej może być wyzwaniem. Zobacz film, aby uzyskać szczegółowe informacje. W przypadku eksperymentów mających na celu przeżycie, procedura ta powinna być wykonywana w sterylnym środowisku operacyjnym w sterylnych warunkach. Po kaniulacji tętnicy udowej należy rozpocząć godzinowe monitorowanie gazometrii krwi tętniczej i elektrolitów w surowicy, korygując w razie potrzeby w celu utrzymania homeostazy (Tabela 1). Prosięt powinien otrzymywać ciągły płyn izotoniczny zawierający dekstrozę w celu utrzymania odpowiedniego poziomu glukozy we krwi. Przez cały czas trwania eksperymentu zwierzę powinno być stale monitorowane pod kątem normotermii, a w razie potrzeby należy zapewnić ogrzewanie wymuszonym powietrzem. Równie ważne jest unikanie hipotermii i hipertermii.

Chociaż protokół ten zapewnia jedną półkulę "świeżego" mózgu i jedną półkulę utrwalonej tkanki nerwowej, można ją łatwo dostosować do alternatywnych projektów badań. Od prosiąt można również pobrać dodatkowe próbki. Płyn mózgowo-rdzeniowy można uzyskać po znieczuleniu prosiaka, pod kontrolą fluoroskopii lub bez. Krew może być również pobierana od prosiąt na różnych etapach protokołu, w tym z cewnika do tętnicy udowej, a także bezpośrednio z lewej komory przez angiocewnik bezpośrednio przed perfuzją. Okres rekonwalescencji może być również wydłużony lub skrócony, w celu zbadania odpowiednio przewlekłej lub ostrej odpowiedzi.

Ograniczenia techniki

Ten protokół i model są technicznie trudne. Wymagany jest wykwalifikowany badacz i w pełni wyposażona sala operacyjna, szczególnie w przypadku eksperymentów dotyczących przetrwania. Badacz (i asystent w przypadku niektórych części protokołu) musi czuć się komfortowo zarówno z chirurgicznymi, jak i anestezjologicznymi elementami tego protokołu, których opanowanie może wymagać szkolenia i doświadczenia. Inne ograniczenia obejmują koszt prosiąt w porównaniu z modelami gryzoni, chociaż model prosiąt jest znacznie mniej kosztowny niż w przypadku naczelnych innych niż ludzie. Chociaż koszt prosiąt będzie się różnić w zależności od regionu i gospodarstwa, z którego pozyskiwane są zwierzęta, można oczekiwać, że koszt na zwierzę będzie mniejszy niż 500 USD, podczas gdy naczelne mogą wynosić tysiące dolarów za zwierzę. Z naszego doświadczenia wynika, że średni koszt na zwierzę wynosi zazwyczaj około 200 USD.

Wreszcie, ponieważ celem modelu prosiąt jest naśladowanie rozwijającego się ludzkiego mózgu, należy używać tylko nowonarodzonych prosiąt. Ośrodkowy układ nerwowy jest najbardziej wrażliwy w okresie szybkiego wzrostu, a u prosiąt okres ten trwa od sześciu tygodni przed urodzeniem do pięciu tygodni po urodzeniu8. Wykorzystywanie starszych prosiąt bardziej odległych od daty ich porodu niesie ze sobą ryzyko osłabienia klinicznego znaczenia modelu prosiąt. Chociaż istnieją poważne kontrowersje w odniesieniu do "równoważności" rozwoju mózgu prosiąt z rozwojem ludzkiego noworodka, istnieją uderzające podobieństwa, gdy porówna się wczesny pourodzeniowy rozwój mózgu między ludźmi a świniami. Po urodzeniu mózgi ludzi i świń stanowią odpowiednio 27% i 25% masy dorosłego osobnika. 14 Na podstawie prac Johnsona i współpracowników możemy wywnioskować, że jeden tydzień dla prosiąt odpowiada mniej więcej jednemu ludzkiemu miesiącowi. 9 Wyniki te, oparte na danych dotyczących objętości całego mózgu, zostały potwierdzone przez Workmana i jego współpracowników. 28 Wybraliśmy prosięta w wieku 7-14 dni, aby w przybliżeniu zbliżyć się do człowieka w wieku 1-2 miesięcy. Jednak rozsądne może być wykorzystanie młodszych zwierząt (w wieku 1-5 dni), jeśli celem eksperymentalnym jest naśladowanie zenitu gwałtownego wzrostu mózgu prosiąt. Jest to wykonalne, ponieważ prosięta mogą być odsadzone od matki po urodzeniu. Nasze zastosowanie modelu prosiąt będzie dostosowywane w miarę pojawiania się nowych danych w odniesieniu do podobieństw między pourodzeniowym rozwojem mózgu u ludzi i świń.

Znaczenie techniki w odniesieniu do alternatywnych/istniejących metod

Prosię wykazuje uderzające podobieństwa do ludzkich noworodków, w tym krytyczne podobieństwa w rozwoju mózgu i reakcjach patofizjologicznych. Jest to zatem klinicznie istotny model ssaków, a badanie potwierdzające słuszność koncepcji wskazuje, że prosięt jest odpowiednim modelem do badania neurotoksyczności anestezjologicznej29,30. Można go również łatwo dostosować do innych rodzajów badań neurobiologicznych dotyczących rozwoju. Model został zaprojektowany w celu zbadania, z autorytetem naukowym, zakresu i mechanizmu AIDN, minimalizując obawy, że czynniki zakłócające, takie jak niedotlenienie lub hiperkarbia, powodują uszkodzenia neurologiczne, które mogą być błędnie interpretowane jako wywołane znieczuleniem. Aby to osiągnąć, prosię jest leczone tymi samymi okołooperacyjnymi warunkami chirurgicznymi i anestezjologicznymi oraz monitorowaniem, jak pacjenci pediatryczni.

Przyszłe kierunki i zastosowania po opanowaniu techniki

Idąc dalej, prosięta są również bardzo podatne na testy neurokognitywne17. Atrybut ten pozwoli na złożoną, kompleksową ocenę wyników neurokognitywnych po ekspozycji na środek znieczulający w przyszłych eksperymentach. Należy również podkreślić, że w warunkach klinicznych dzieci najczęściej poddawane są znieczuleniu do fizjologicznie stresującego zabiegu (operacji). Interakcje między znieczuleniem a stanem zapalnym po operacji, a także wynikające z tego uszkodzenie neuronów i/lub toksyczność (obserwowane u gryzoni i naczelnych) zasługują na dalsze badania i znaczące rozważenie. Nowonarodzone prosięt stanowi unikalny, klinicznie istotny model wyjściowy dla wpływu środków znieczulających na rozwijający się mózg bez zakłócającego wpływu operacji (naśladując typowe scenariusze kliniczne u dzieci). Wpływ różnych rodzajów operacji lub innych czynników zakłócających (niedokrwienie, uszkodzenie mózgu, predyspozycje genetyczne itp.) można teraz wiarygodnie przetestować przy użyciu tego modelu.

W laboratorium planujemy wykorzystać wiele metod elektrofizjologicznych i elektrochemicznych do dalszego badania mechanizmów znieczulenia i AIDN w nienaruszonych obwodach neuronalnych. Techniki te obejmują pomiar in vivo aktywności neuroprzekaźników, zapisy klamry krosowej całej komórki, neuroobrazowanie i badania neurofizjologiczne w wycinkach mózgu. Jeśli chodzi o neurobiologię w niedojrzałym mózgu, prosięta są bardziej istotne dla ludzi niż modele mysie z bardzo niewielkimi wadami obecnymi u naczelnych innych niż ludzie. Dzięki dalszemu rozwojowi prosięta mogą być idealnym modelem do badań neurobiologicznych nad rozwojem człowieka.

Oświadczenia

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy oświadczają, że nie mają sprzecznych interesów.

Podziękowania

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy chcieliby podziękować za wkład Centrum Zasobów Zwierzęcych Uniwersytetu Stanowego Ohio (ULAR).

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Specjały z mlekaliqui-westor454836
Maska do znieczulenia twarzy dla prosiątVetEquip921428
Pompa perystaltyczna Masterflex L/SCole-ParmerEW-77916-20Można stosować alternatywne pompy perystaltyczne, o ile można osiągnąć stałą i wystarczającą szybkość perfuzji
Rurka pompy Masterflex L/S, 25 stópCole-ParmerEW-96410-24
14 G angiocewnikBecton-Dickson381164
10x PBSThermo-Fisher Scientific
Paraformaldehyd w proszkuSigma-AldrichP6148-5KGNasze laboratorium wytwarza ten odczynnik z proszku, ponieważ jest znacznie bardziej opłacalny. Można również kupić przygotowany paraformaldehyd.
2-metylobutanSigma-AldrichM32631-4L
Uchwyt na igłęTeleflex152720
Zacisk kątowyTeleflex496217
RongeursTeleflex028120
Nożyczki do tenotomiiTeleflex423480
Nożyczki do ściegówTeleflex423440
Kleszcze do wiązania McPhersonTeleflex425200
Kleszcze do tkanek AdsonNicze nylonowe szwy Teleflex181223
3-0MedlineETH627H
Integra SL Stacja anestezjologicznaDRE Veterinary2350Ta stacja anestezjologiczna została wybrana tak, aby jak najlepiej naśladować monitorowanie kliniczne doświadczane przez pacjentów pediatrycznych na sali operacyjnej. Można użyć dowolnego urządzenia do znieczulenia, o ile pozwala na wystarczające monitorowanie fizjologiczne i interwencję.
Uchwyt do laryngoskopuTeleflex8710000
Miller 1 Ostrze laryngoskopuTeleflex2216100
Bair Hugger3M750
Bair Hugger Koc tułowia3M540
iStat RęcznyAbbott Point of Care300Alternatywne urządzenia do analizy gazometrii krwi tętniczej w miejscu opieki mogą być używane
iStat WkładyAbbott Point of CareCG8 +
Dermabond Advanced Topic Klej do skóryEthiconDNX6
LMA Urządzenie do atomizacji krtani i tchawicyTeleflexMAD720Można również użyć aplikatora z bawełnianą końcówką nasączonego środkiem znieczulającym
Sheridan CF 3.0 Rurka dotchawicza z mankietemTeleflex5-10106Ten model ETT został wybrany, ponieważ ma oko Murphy'ego, co jest ważne, aby zapobiec niedrożności ETT podczas eksperymentu
Pediatric Intubation StyletSmiths Medical100/120/100
24 G angiocatheterBecton-Dickson381112
#10 Jednorazowy skalpelTed Pella, Inc549-9-10
Zestaw do monitorowania ciśnienia tętniczego
(3 francuskie, cewnik 8 cm)
Cook MedicalC-PMSY-300-FAMożna również stosować proste rurki polietylenowe z adapterem luer-lock
Rurka polietylenowa Intramedic PE90 FisherScientific14-170-12D
Monoject Blunt CannulaVWR International15141-144
miejscowo

Bibliografia

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Buie, V. C., Owings, M. F., DeFrances, C. J., Golosinskiy, A. National hospital discharge survey: 2006 annual summary. Vital Health Stat 13. (168), 1-79 (2010).
  2. Hays, S. R., Deshpande, J. K. Newly postulated neurodevelopmental risks of pediatric anesthesia. Curr Neurol Neurosci Rep. 11, 205-210 (2011).
  3. Disma, N., Mondardini, M. C., Terrando, N., Absalom, A. R., Bilotta, F. A systematic review of methodology applied during preclinical anesthetic neurotoxicity studies: important issues and lessons relevant to the design of future clinical research. Paediatr Anaesth. 26, 6-36 (2016).
  4. Loepke, A. W., Vutskits, L. What lessons for clinical practice can be learned from systematic reviews of animal studies? The case of anesthetic neurotoxicity. Paediatr Anaesth. 26, 4-5 (2016).
  5. Cherubini, E., Rovira, C., Gaiarsa, J. L., Corradetti, R., Ben Ari, Y. GABA mediated excitation in immature rat CA3 hippocampal neurons. International journal of developmental neuroscience. 8, 481-490 (1990).
  6. Kaindl, A. M., et al. Brief alteration of NMDA or GABAA receptor-mediated neurotransmission has long term effects on the developing cerebral cortex. Mol Cell Proteomics. 7, 2293-2310 (2008).
  7. Glauser, E. M. Advantages of piglets as experimental animals in pediatric research. Exp Med Surg. 24, 181-190 (1966).
  8. Dickerson, J., Dobbing, J. Prenatal and postnatal growth and development of the central nervous system of the pig. Proceedings of the Royal Society of London B: Biological Sciences. 166 (1005), 384-395 (1967).
  9. Conrad, M. S., Johnson, R. W. The domestic piglet: an important model for investigating the neurodevelopmental consequences of early life insults. Annu Rev Anim Biosci. 3, 245-264 (2015).
  10. Nielsen, K. B., et al. Reelin expression during embryonic development of the pig brain. BMC Neuroscience. 11, 75(2010).
  11. Niblock, M. M., et al. Comparative anatomical assessment of the piglet as a model for the devleoping human medullary serotonergic system. Brain Res Brain Res Rev. 50 (1), Netherlands. 169-183 (2005).
  12. van Straaten, H. W., Peeters, M. C., Hekking, J. W., van der Lende, T. Neurulation in the pig embryo. Anat Embryol (Berl). 202 (2), 75-84 (2000).
  13. Goureau, A., et al. Conserved synteny and gene order difference between human chromosome 12 and pig chromosome 5. Cytogenetics and cell genetics. 94 (1-2), 49-54 (2001).
  14. Dobbing, J., Sands, J. Comparative aspects of the brain growth spurt. Early Human Development. 3 (1), 79-83 (1979).
  15. Istaphanous, G. K., et al. Characterization and quantification of isoflurane-induced developmental apoptotic cell death in mouse cerebral cortex. Anesth Analg. 116 (4), 845-854 (2013).
  16. Loepke, A. W., et al. The effects of neonatal isoflurane exposure in mice on brain cell viability, adult behavior, learning, and memory. Anesth Analg. 108 (1), 90-104 (2009).
  17. Sullivan, S., et al. Improved behavior, motor, and cognition assessment in neonatal piglets. J Neurotrauma. 30 (20), 1770-1779 (2013).
  18. Gieling, E. T., Nordquist, R. E., van der Staay, F. J. Assessing learning and memory in pigs. Anim Cogn. 14 (12), 151-173 (2011).
  19. Broom, D. M., Sena, H., Moynihan, K. L. Pigs learn what a mirror image represents and use it to obtain information. Animal Behaviour. 78 (5), 1037-1041 (2009).
  20. Martin, L. J., Spicer, D. M., Lewis, M. H., Gluck, J. P., Cork, L. C. Social deprivation of infant rhesus monkeys alters the chemoarchitecture of the brain: I. Subcortical regions. The Journal of neuroscience. 11 (11), 3344-3358 (1991).
  21. Rizzi, S., Ori, C., Jevtovic-Todorovic, V. Timing versus duration: determinants of anesthesia-induced developmental apoptosis in the young mammalian brain. Annals of the New York Academy of Sciences. 1199, 43-51 (2010).
  22. Brambrink, A. M., et al. Isoflurane-induced neuroapoptosis in the neonatal rhesus macaque brain. Anesthesiology. 112 (4), 834-841 (2010).
  23. Elmore, M. R., et al. Respiratory viral infection in neonatal piglets causes marked microglia activation in the hippocampus and deficits in spatial learning. J Neurosci. 34 (6), 2120-2129 (2014).
  24. Alonso-Alconada, D., et al. Brain cell death is reduced with cooling by 3.5 degrees C to 5 degrees C but increased with cooling by 8.5 degrees C in a piglet asphyxia model. Stroke. 46 (1), 275-278 (2015).
  25. Costine, B. A., et al. The subventricular zone in the immature piglet brain: anatomy and exodus of neuroblasts into white matter after traumatic brain injury. Developmental neuroscience. 37 (2), Switzerland. 115-130 (2015).
  26. Holtzman, D., et al. In vivo phosphocreatine and ATP in piglet cerebral gray and white matter during seizures. Brain research. 783 (1), 19-27 (1998).
  27. Swindle, M. M. Swine in the Laboratory. , 2nd ed, CRC Press. (2007).
  28. Workman, A. D., Charvet, C. J., Clancy, B., Darlington, R. B., Finlay, B. L. Modeling transformations of neurodevelopmental sequences across mammalian species. J Neurosci. 33 (17), 7368-7383 (2013).
  29. Lunney, J. K. Advances in swine biomedical model genomics. International journal of biological sciences. 3 (3), 179-184 (2007).
  30. Nemzek, J. A., Hugunin, K. M., Opp, M. R. Modeling sepsis in the laboratory: merging sound science with animal well-being. Comparative medicine. 58 (2), 120-128 (2008).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Neurotoksyczno indukowana anestetykamikaniulacja t tnicy udowejhomeostaza fizjologicznaekspozycja na rodki znieczulaj cem zg noworodkamonitorowanie funkcji yciowychprocedura chirurgicznaanaliza sk adu chemicznego krwi

Powiązane artykuły