Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Konfigurowalna komora do pomiaru migracji komórek

10.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/55264

⸱

12 marca 2017

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Bioengineering, Clemson University

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół szczegółowo opisuje konfigurowalną metodę pomiaru migracji komórek w odpowiedzi na chemoatraktanty, które mogą być również użyte do określenia szybkości dyfuzji leku z matrycy polimerowej.

Streszczenie

Migracja komórek jest istotną częścią odpowiedzi immunologicznej, wzrostu i gojenia się ran. Migracja komórek to złożony proces, który obejmuje interakcje między komórkami, macierzą zewnątrzkomórkową oraz rozpuszczalnymi i nierozpuszczalnymi czynnikami chemicznymi (np. chemoatraktantami). Standardowe metody pomiaru migracji komórek, takie jak test z komorą Boydena, działają poprzez liczenie komórek po obu stronach dzielnika. Techniki te są łatwe w użyciu; Oferują jednak niewielką modyfikację geometryczną dla różnych zastosowań. W przeciwieństwie do tego, urządzenia mikroprzepływowe mogą być używane do obserwacji migracji komórek z konfigurowalnymi gradientami stężeń rozpuszczalnych czynników1,2. Jednak metody wykonywania testów opartych na mikrofluidyce mogą być trudne do nauczenia.

Tutaj opisujemy prostą metodę tworzenia komór do hodowli komórkowych w celu pomiaru migracji komórek w odpowiedzi na gradienty stężeń chemicznych. Nasza metoda komory migracji komórek może tworzyć różne liniowe gradienty stężeń w celu badania migracji komórek do różnych zastosowań. Ta metoda jest stosunkowo łatwa w użyciu i jest zwykle wykonywana przez studentów studiów licencjackich.

Komora mikrokanałowa została utworzona poprzez umieszczenie akrylowej wkładki w kształcie końcowej komory mikrokanałowej w szalce Petriego. Następnie poli(dimetylosiloksan) (PDMS) wylano na wierzch wkładki. Pozostawiono PDMS do stwardnienia, a następnie usunięto wkładkę. Pozwoliło to na tworzenie studni w dowolnym pożądanym kształcie i rozmiarze. Komórki mogą być następnie dodawane do komory mikrokanałowej, a środki rozpuszczalne mogą być dodawane do jednej z studzienek poprzez namoczenie bloku agarozy w żądanym środku. Blok agarozy dodaje się do jednej z studzienek i można wykonać zdjęcia poklatkowe komory mikrokanałowej w celu ilościowego określenia migracji komórek. Warianty tej metody można tworzyć dla danej aplikacji, dzięki czemu metoda ta jest wysoce konfigurowalna.

Wprowadzenie

Aby mogły zaistnieć kluczowe procesy, takie jak gojenie się ran, reakcje immunologiczne i rozwój embrionalny, musi nastąpić migracja komórek. Migracja komórek obejmuje interakcję między komórkami a sąsiednimi komórkami, macierzą zewnątrzkomórkową i rozpuszczalnymi sygnałami chemicznymi (atraktantami lub repelentami). Na przykład w procesie gojenia się ran fibroblasty odgrywają integralną rolę w fibrogenezie i kurczeniu się ran, gdzie komórki są rekrutowane do miejsca urazu w celu syntezy kolagenu w celu utworzenia macierzy zewnątrzkomórkowej3. Zbadano liczne mechanizmy stojące za migracją fibroblastów do miejsca rany, w tym różne czynniki mechaniczne, fizyczne, elektryczne i chemotaktyczne4. Fibroblasty szczególnie dobrze reagują na różne gradienty stężeń czynników wzrostu. Te różne czynniki wzrostu współpracują ze sobą, aby zoptymalizować regenerację tkanek5. Obserwując odpowiedź chemotaktyczną fibroblastów na stężenia czynnika wzrostu, można badać wzorzec kierunkowej migracji fibroblastów i sposób, w jaki orientują się one wokół przeszkód fizycznych, aby dotrzeć do celu. Dlatego celem tego badania było po pierwsze opracowanie systemu, w którym wzrost fibroblastów mógłby być śledzony pod kierunkiem barier fizycznych, a po drugie modelowanie wzrostu fibroblastów podczas ich poruszania się w systemie.

Obecnie, test komorowy Boydena jest najczęściej używanym systemem do pomiaru migracji komórek6. Komora Boydena składa się z dwukomorowej płytki wielodołkowej, z której każda może zawierać pożywkę z chemoatraktantami lub bez7. Membrana filtracyjna zapewnia porowaty interfejs między dwiema komorami w każdej studni; Tworzy to barierę, przez którą komórki nie mogą przejść, chyba że odbywa się to przez aktywną migrację. Zazwyczaj w komorze Boydena do dolnej komory dodaje się chemoatraktant, a system może się zrównoważyć, tworząc gradient między górnym i dolnym dołkiem4. Jednym z problemów związanych z testem w komorze Boydena jest to, że strome gradienty tworzą się wzdłuż jednej osi prostopadłej do powierzchni membrany. Powoduje to, że różnica w stężeniu chemoatraktantu między górnym i dolnym dołkiem jest niższa niż pierwotnie oczekiwano. Ze względu na to ograniczenie, test w komorze Boydena utrudnia skorelowanie określonych odpowiedzi komórek z określonymi cechami gradientu, takimi jak nachylenie i różnica stężeń. Bez tych pomiarów trudno jest badać wielogradientową integrację sygnału.

Aby rozwiązać niektóre z ograniczeń tradycyjnego testu komorowego Boydena, opracowano testy mikroprzepływowe, które tworzą konfigurowalne gradienty stężeń1. Standardowe metody tworzenia układów mikroprzepływowych wymagają pomieszczeń czystych dla technik litograficznych. Techniki te mogą być trudne do nauczenia, zwłaszcza w standardowych warunkach klasowych. W związku z tym zaprojektowaliśmy system komorowy do pomiaru migracji komórek, który można wykonać bez użycia pomieszczenia czystego. Korzystając z naszego systemu, studzienki testowe można dostosować do preferowanego rozmiaru i można uzyskać liniowy gradient stężenia o niestandardowym nachyleniu. Pozwala to na dokładny pomiar chemotaksji od ruchu losowego. Konstrukcja jest niedrogim i łatwym w użyciu systemem do modelowania wzrostu komórek w odpowiedzi na różne bodźce chemiczne.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Wykonanie komory z mikrokanałami w celu utworzenia gradientu stężeń

  1. Wycinanie elementu formy akrylowej
    1. Należy przygotować kawałek akrylu o pożądanej szerokości. Zazwyczaj stosuje się arkusze akrylowe o grubości 1/16 cala. Grubsze arkusze są trudne do precyzyjnego wycięcia, natomiast arkusze bardzo cienkie nie posiadają wymaganej wytrzymałości mechanicznej, co powoduje ich pękanie lub odkształcanie się podczas procesu.
    2. Należy utworzyć plik CAD z pożądanym kształtem elementu akrylowego, aby wytworzyć wgłębienie w polidimetylosiloksanie (PDMS). Należy dostosować szerokość i długość kanału, aby uzyskać gradient odpowiedni dla poszczególnych protokołów eksperymentalnych.
      1. W niniejszym przypadku należy użyć elementu akrylowego o następujących wymiarach: dwa kwadraty (0,254 cm x 0,254 cm) połączone kanałem o szerokości 0,127 cm (o długości 0,254 cm) (Rysunek 1).
    3. Należy zaimportować plik CAD do urządzenia do cięcia laserowego i umieścić element akrylowy w wycinarce laserowej zgodnie z protokołem producenta.
      UWAGA: Alternatywnie element można wydrukować w technologii 3D na podstawie projektu CAD. Zaletą tej metody jest możliwość zastosowania innych materiałów do wykonania formy; jednakże rozdzielczość i powtarzalność mogą być niższe w przypadku druku 3D w porównaniu z cięciem laserowym.

Schemat modelowania 3D przedstawiający wymiary geometryczne komponentu strukturalnego.
Rysunek 1: Reprezentacja w systemie wspomagania projektowania komputerowego (CAD) komory mikrokanałowej. Na obrazie przedstawiono rysunek CAD akrylowej wkładki niezbędnej do stworzenia komory mikrokanałowej. 1A) Widok z góry rysunku CAD, 1B) Widok z boku rysunku CAD z wymiarami w calach, 1C) Widok z góry rysunku CAD z wymiarami w calach Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

  1. Wlewanie polidimetylosiloksanu (PDMS)
    1. W łódzce wagowej wymieszać 10 części wagowych komercyjnej bazy elastomerowej (np. Sylgard 184) z 1 częścią wagową komercyjnego utwardzacza elastomerowego (np. Sylgard 194). Zazwyczaj miesza się 10 g bazy elastomerowej z 1 g utwardzacza elastomerowego.
    2. Mieszać bazę i utwardzacz za pomocą mikropipety przez 5 min do połączenia składników.
    3. Przygotować dzwon próżniowy i umieścić łódzkę wagową z PDMS w próżni na 30 min w celu usunięcia uwięzionych pęcherzyków powietrza.
    4. Wyłączyć próżnię i wyjąć łódzkę wagową. Wlać PDMS na akrylowy wycinek w małej szalce Petriego. Upewnić się, że PDMS całkowicie pokrywa wkładkę.
    5. Pozostawić PDMS do utwardzenia przez noc (przynajmniej 18 h) w temperaturze pokojowej.
  2. Usuwanie wkładki z PDMS
    1. Po utwardzeniu PDMS usunąć wkładkę, ostrożnie wycinając PDMS wokół akrylowego elementu za pomocą skalpela.

2. Wysiewanie komórek do komory mikrokanałowej

  1. Sterylizacja komory przed wysiewem komórek.
    UWAGA: Chociaż PDMS można sterylizować tlenkiem etylenu lub innymi technikami, szybka obróbka promieniami UV jest szybka, niedroga i wystarczająca dla badań hodowli komórkowych. Krótki czas naświetlania UV nie upośledził struktury ani integralności mechanicznej elementu z PDMS.
    1. W standardowej komorze do hodowli komórek całkowicie pokryć komorę 70% etanolem.
    2. Umieścić szalkę Petriego w dygestorium z laminarnym przepływem powietrza bez przykrywek.
    3. Zamknąć dygestorium i włączyć lampę UV. Naświetlać promieniami UV przez 1-2 h.
    4. Otworzyć dygestorium i odczekać 15 min do przywrócenia przepływu powietrza.
    5. Usunąć 70% etanol.
    6. Przemyć komory dwukrotnie sterylnym roztworem soli fizjologicznej z buforem fosforanowym (PBS). Do każdego przemycia użyć 1 mL PBS. Usunąć PBS i pozostawić komory do wyschnięcia przez noc bez przykrywek.
      UWAGA: Alternatywnie, zamiast dygestorium z laminarnym przepływem powietrza, można użyć komory UV do sterylizacji, jeśli jest dostępna. Komorę UV można wykonać, umieszczając źródło światła UV z tyłu kartonowego pudełka wyłożonego folią aluminiową. Folia aluminiowa odbija światło, co zapewnia równomierne naświetlenie próbki.
  2. Wysiew komórek do komory
    1. Policzyć komórki przy użyciu błękitu trypanu i hemocytometru.
      1. Dodać 100 µL zawiesiny komórkowej do 400 µL 0,4% błękitu trypanu i delikatnie wymieszać. Nanieść 100 µL tego roztworu na hemocytometr, delikatnie wypełniając obie komory pod szkiełkiem nakrywnym.
      2. Użyć mikroskopu z obiektywem 10X, aby ustawić ostrość na siatkę hemocytometru. Użyć ręcznego licznika do zliczenia żywych, niebarwionych komórek w jednym zestawie 16 pól na hemocytometrze.
      3. Policzyć komórki we wszystkich 4 zestawach po 16 pól. Obliczyć średnią liczbę komórek z 4 zestawów 16 pól i pomnożyć ją przez 5x104. Otrzymana liczba stanowi liczbę komórek/mL w zawiesinie komórkowej.
    2. Dodać 2 500 komórek do jednego dołka w każdej komorze. Odpowiada to gęstości komórek bliskiej konfluencji na poziomie ~30 000/cm2.
    3. Pozostawić komórki w komorze na 60 min przed dodaniem pożywki (Dulbecco's Modified Eagle's Medium, 10% płodowej surowicy bydlęcej, 1% penicyliny-streptomycyny).

3. Bloki agarozy nasączone dekstranem

  1. Przygotowanie bloku agarozy
    1. Wlej 3% agarozę do wydrukowanej w technologii 3D formy (2 mm x 2 mm x 2 mm).
    2. Pozostaw agarozę do stężenia w komorze próżniowej przez 30 min w celu usunięcia pęcherzyków powietrza.
    3. Wyjmij blok agarozy z formy.
      UWAGA: Alternatywnie można wlać 3% agarozę do małej szalki Petriego, tworząc warstwę o grubości 2 mm. Następnie należy wyciąć blok o wymiarach 2 mm x 2 mm x 2 mm za pomocą skalpela lub innego narzędzia tnącego. Metoda ta jest mniej precyzyjna niż system z formą, ale może być nieco łatwiejsza do wykonania.
  2. Całkowicie zanurz blok agarozy w roztworze czynnika chemotaktycznego o pożądanym stężeniu. Aby ocenić tworzenie się gradientu stężeń, należy najpierw przepłukać komorę fluorescencyjnym dekstranem. Stężenie i masa cząsteczkowa dekstranu powinny odpowiadać stężeniu i masie cząsteczkowej badanego czynnika rozpuszczalnego lub leku.
  3. Namaczaj blok agarozy przez noc.

4. Time-lapse dyfuzji dekstranu w celu oceny gradientu stężeń czynnika rozpuszczalnego

  1. Umieść blok agarozy nasączony dekstranem w małym kwadratowym dołku komory mikrokanałowej.
  2. Umieść komorę mikrokanałową w systemie obrazowania komórek lub użyj innego mikroskopu fluorescencyjnego z funkcją time-lapse. Rozpocznij rejestrację time-lapse zgodnie z instrukcjami producenta.
    UWAGA: Przedstawione wyniki uzyskano przy użyciu filtra GFP, 50% natężeniu światła, pH 4/10 oraz 4-krotnym powiększeniu.

5. Time-lapse wzrostu komórek

  1. Wysiej komórki w komorze mikrokanału na jednym z jego końców. W tym przypadku należy użyć fibroblastów 3T3. Do jednej studni w komorze mikrokanału dodaj 2 500 komórek. Policz komórki zgodnie z opisem w punkcie 2.2.1.
    1. Pozostaw komórki w komorze na 60 min przed dodaniem pożywki (Dulbecco's Modified Eagle's Medium, 10% fetal bovine serum, 1% penicillin-streptomycin). Przechowuj komorę mikrokanału z wysianymi komórkami w temperaturze 37 °C w 5% CO2. Migrację komórek przez kanał można obserwować za pomocą mikroskopu.
    2. Dodaj znacznik lub wykorzystaj mikroskopijną wadę w komorze jako znacznik, aby służył on jako punkt startowy do ilościowego określenia dystansu, o jaki przesuwa się front komórek.
  2. Ustanów gradient, umieszczając blok żelu agarozowego (8 mm3) zawierający skoncentrowany czynnik wzrostu, chemoatraktant, lek lub inny testowany czynnik (tutaj jako przykład użyto 40% FBS) na jednym z końców komory mikrokanału.
  3. Wykonaj obrazy time-lapse przesuwającego się frontu komórek. W tym przypadku wyniki przedstawiają obrazy frontu komórek wykonane co 12 h przy użyciu systemu obrazowania.
  4. Wykorzystaj zdjęcia frontu komórek do ilościowego określenia szybkości wzrostu komórek. Oblicz szybkość wzrostu, używając najpierw funkcji polyfit w programie MATLAB (roipoly), aby utworzyć maskę wielokąta zdefiniowaną przez front komórek, ściany kanału i znacznik referencyjny. Wymiary tej maski dają dystans migracji frontu, z którego obliczana jest średnia prędkość frontu komórek. Podobna metoda była stosowana w innych badaniach8.
    UWAGA: Porównaj krawędź frontu wzrostu komórek na każdej klatce z stężeniem rozpuszczalnego czynnika w tej samej odległości. Gradient stężenia czynnika rozpuszczalnego jest obliczany przy użyciu przybliżonego modelu dyfuzji 1D.
  5. Wykonaj obrazy fluorescencyjne komórek przy użyciu barwienia falloidyną i DAPI.
    1. Utrwal komórki przed barwieniem falloidyną.
      1. Podgrzej 4% paraformaldehyd do 37 °C.
      2. Dodaj wystarczającą ilość 4% paraformaldehydu, aby pokryć komórki. Pozostaw komórki w paraformaldehydzie na 10 min.
      3. Przepłucz dwukrotnie PBS, za każdym razem przez 15 min. Użyj wystarczającej ilości PBS, aby pokryć komórki.
    2. Usuń PBS z komórek i dodaj wystarczającą ilość roztworu permeabilizującego (0,1% Triton X-100 w PBS), aby pokryć komórki. Pozostaw roztwór na 10 min.
    3. Przemyj dwukrotnie PBS, za każdym razem przez 5 min. Użyj wystarczającej ilości PBS, aby pokryć komórki.
    4. Usuń PBS z komórek i dodaj roztwór blokujący (1% bovine serum albumin w PBS) na 20 min.
    5. Usuń roztwór blokujący i przemyj 2 razy PBS, za każdym razem przez 5 min. Użyj wystarczającej ilości PBS, aby pokryć komórki.
    6. Od tego momentu chroń komórki przed światłem za pomocą folii aluminiowej, gdy nie są używane. Usuń PBS z komórek i dodaj Phalloidin 488 rozcieńczoną 1:50 w PBS na 1 h.
    7. Przemyj 2 razy w PBS przez 5 min podczas każdego mycia. Użyj wystarczającej ilości PBS, aby pokryć komórki. Następnie usuń PBS z komórek.
    8. Dodaj do komórek DAPI (4',6-diamidino-2-phenylindole) rozcieńczony 1:1 000 w PBS na 15 min.
    9. Usuń DAPI i przemyj komórki dwukrotnie PBS, za każdym razem przez 5 min.
    10. Usuń ostatni płukanie i dodaj wystarczającą ilość PBS, aby pokryć komórki. Komórki można teraz obrazować za pomocą mikroskopu fluorescencyjnego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Rycina 2 przedstawia ruch czoła komórek przez kanał w odpowiedzi na gradient płodowej surowicy bydlęcej umieszczony na przeciwległym końcu kanału względem miejsca wysiania komórek. Czoło komórek pokazano w 48 h (Rycina 2A), 72 h (Rycina 2B), 96 h (Rycina 2C) i 120 h (Rycina 2D) po wysianiu. Ruch czoła komórek śledzono za pomocą tych obrazów time-lapse, a dystans migracji i tempo wzrostu obliczono za pomoc...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Nasza komora mikrokanałowa może być wykorzystywana do wielu celów, w tym do określania szybkości migracji komórek w odpowiedzi na czynniki wzrostu i chemoatraktanty oraz pomiaru szybkości dyfuzji leku z matrycy polimerowej. Możliwe jest wykorzystanie naszej komory mikrokanałowej do hodowli komórek i umieszczenia chemoatraktantu na jednym końcu komory. Komórki rosną w odpowiedzi na chemoatraktant, a migrację komórek można określić ilościowo, wykonując zdjęcia poklatkowe, które można analizować w celu określenia szybkości ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy dziękują programowi Creative Inquiry Uniwersytetu Clemson oraz CBET1254609 NSF za zapewnienie finansowania tego projektu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Sylgard 184 Zestaw elastomerów silikonowychSigma-Aldrich7610362-częściowy zestaw z poli(dimetylosiloksanem) zawierający bazę z elastomeru silikonowego i utwardzacz z elastomeru silikonowego
Arkusze akryloweUS Plastic44200
Jednorazowe szalki Petriego Sokół 25373-041
Izotiocyjanian fluoresceiny– dekstranSigma-AldrichFD20s-100MG
Agaroza, typ I, niska EEOSigma-AldrichA6013-100G
Zmodyfikowany Eagle's Medium firmy DulbeccoFisher Scientific11965092Składniki pożywki komórkowej
Surowica bydlęcapłodu Fisher Scientific16000036Składniki pożywki komórkowej
Penicylina-streptomycynaFisher Scientific15140148Składniki pożywki komórkowej
Sól fizjologiczna buforowana fosforanami (PBS)Fisher ScientificBP24384
EVOS XL System obrazowania komórekThermo Fisher ScientificAME3300Przyrząd służący do wykonywania zdjęć poklatkowych
Versa LaserUniversal Laser Systems, Inc. Numer modelu VLS2.30Wycinarka laserowa służąca do cięcia tworzyw sztucznych

Bibliografia

  1. Sia, S. K., Whitesides, G. M. Microfluidic devices fabricated in poly (dimethylsiloxane) for biological studies. Electrophoresis. 24 (21), 3563-3576 (2003).
  2. Lin, F., et al. Generation of dynamic temporal and spatial concentration gradients using microfluidic devices. Lab Chip. 4 (3), 164-167 (2004).
  3. Darby, I., Hewitson, T. Fibroblast Differentiation in Wound Healing and Fibrosis. Int Rev Cytol. 257, 143-179 (2007).
  4. Thampatty, B. P., Wang, J. H. -C. A new approach to study fibroblast migration. Cell Motil Cytoskel. 64, 1-5 (2007).
  5. Discher, D., Mooney, D., Zandstra, P. Growth Factors, Matrices, and Forces Combine and Control Stem Cells. Science. 324, 1673-1677 (2009).
  6. Zengel, P., et al. µ-Slide Chemotaxis: A new chamber for long-term chemotaxis studies. BMC Cell Biol. , (2011).
  7. Chen, H. Boyden Chamber Assay. Methods Molec Biol. 2, 15-22 (2005).
  8. Safferling, K., et al. Wound healing revised: A novel reepithelialization mechanism revealed by in vitro and in silico models. JCB. 203 (4), 691-709 (2013).
  9. Saadi, W., et al. Generation of stable concentration gradients in 2D and 3D environments using a microfluidic ladder chamber. Biomed Microdevices. 9, 627-635 (2007).
  10. Cammer, M., Cox, D. Chemotactic Responses by Macrophages to a Directional Source of a Cytokine Delivered by a Micropipette. Methods Mol Biol. , 125-135 (2014).
  11. Zicha, D., Dunn, G. A., Brown, A. F. A new direct-viewing chemotaxis chamber. J Cell Sci. 99 (4), 769-775 (1991).
  12. Wells, C. M., Ridley, A. J. Analysis of cell migration using the Dunn chemotaxis chamber and time-lapse microscopy. Methods Mol Biol. , 31-41 (2005).
  13. Liang, C. C., Park, A. Y., Guan, J. L. In vitro scratch assay: a convenient and inexpensive method for analysis of cell migration in vitro. Nat. Protoc. 2, 329-333 (2007).
  14. Chen, Y. C., et al. Single-cell migration chip for chemotaxis-based microfluidic selection of heterogeneous cell populations. Sci. Rep. 5, (2015).
  15. Wright, G. A., et al. On-chip open microfluidic devices for chemotaxis studies. Microsc. Microanal. 18 (04), 816-828 (2012).
  16. Adler, M., Polinkovsky, M., Gutierrez, E., Groisman, A. Generation of oxygen gradients with arbitrary shapes in a microfluidic device. Lab Chip. 10 (3), 388-391 (2010).
  17. Huang, Y., Agrawal, B., Sun, D., Kuo, J. S., Williams, J. C. Microfluidics-based devices: New tools for studying cancer and cancer stem cell migration. Biomicrofluidics. 5 (1), 013412(2011).
  18. Taylor, A. M., Rhee, S. W., Jeon, N. L. Microfluidic chambers for cell migration and neuroscience research. Microfluid Tech: Rev Protoc. , 167-177 (2006).
  19. Tang, S. K., Whitesides, G. M. Basic microfluidic and soft lithographic techniques. Optofluidics: Fundamentals, Devices and Applications. Fainman, Y., Lee, L., Psaltis, D., Yang, C. , McGraw-Hill, 2010. (2010).
  20. Taylor, A. M., et al. Microfluidic multicompartment device for neuroscience research). Langmuir. 19 (5), 1551-1556 (2003).
  21. Aidelberg, G., Goldshmidt, Y., Nachman, I. A Microfluidic Device for Studying Multiple Distinct Strains. JoVE. (69), (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

komora do migracji komórekkomora mikroprzepływowaformowanie PDMSgradient agarozytest chemotaktycznyobrazowanie time-lapseliczenie komór w komorze Bürkeracięcie laseroweodgazowanie próżniowesterylizacja UV
Konfigurowalna komora do pomiaru migracji komórek
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.