Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Rozwój Metarhizium anisopliae jako mykosektycydu: od izolacji do wydajności polowej

21.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/55272

⸱

30 lipca 2017

 ,  , 
1Biochemical Sciences Division, CSIR-National Chemical Laboratory

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj opisujemy różne etapy związane z opartym na wiedzy rozwojem skutecznego środka mykosektycydowego, w tym izolację, identyfikację, badania przesiewowe i wybór "najlepiej dopasowanego" grzyba entomopatogenicznego, Metarhizium anisopliae, do zwalczania szkodników owadzich w rolnictwie.

Streszczenie

Głównym problemem podczas opracowywania komercyjnych mycoinsecticides jest szybkość zabijania w porównaniu do chemicznych insektycydów. Dlatego ważnym krokiem jest izolacja i badania przesiewowe w celu wyboru szybko działającego, wysoce zjadliwego grzyba entomopatogenicznego. Grzyby entomopatogeniczne, takie jak Metarhizium, Beauveria i Nomurea, które działają kontaktowo, są lepiej przystosowane niż Bacillus thuringiensis lub wirus nukleopolihedrozy (NPV), który musi zostać spożyty przez szkodnika owadziego. W niniejszej pracy wyizolowaliśmy 68 szczepów Metarhizium od zakażonych owadów za pomocą metody rozcieńczania gleby i przynęty. Izolaty zidentyfikowano poprzez amplifikację i sekwencjonowanie regionu rDNA ITS1-5.8S-ITS2 i 26S. Najbardziej zjadliwy szczep Metarhizium anisopliae został wybrany na podstawie mediany stężenia śmiertelnego (LC50) i czasu (LT50) uzyskanych w testach biologicznych owadów przeciwko larwom Helicoverpa armigera. Masową produkcję zarodników przez wybrany szczep przeprowadzono za pomocą fermentacji w stanie stałym (SSF) przy użyciu ryżu jako substratu przez 14 dni. Zarodniki wyekstrahowano z zarodnikowanej biomasy przy użyciu 0,1% tween-80 i przygotowano różne formuły zarodników. Próby terenowe preparatów do zwalczania inwazji H. armigera w grochu gołębim przeprowadzono metodą randomizowanego projektowania blokowego. Poziomy kontroli porażenia uzyskane przy użyciu oleju i preparatów wodnych (odpowiednio 78,0% i 70,9%) były lepsze niż 63,4% uzyskane przy użyciu pestycydów chemicznych.

Wprowadzenie

Od czasu wprowadzenia pestycydów chloroorganicznych w latach 40. w Indiach, użycie pestycydów wzrosło wielokrotnie 1, przy czym szkodniki upraw nadal kosztują miliardy rupii2 rocznie pod względem utraty plonów w produkcji rolnej. Powszechne i nierozsądne stosowanie syntetycznych pestycydów stanowi ciągłe zagrożenie dla środowiska i zdrowia ludzkiego1. Masowe stosowanie pestycydów prowadzi do pozostałości w glebie i zubożenia naturalnych drapieżników szkodników. Służy również jako potężna presja selekcyjna do zmiany składu genetycznego populacji szkodnika, prowadząc do rozwoju odporności1. Pomimo ogromnych korzyści płynących z zielonej rewolucji, która wymagała dużych nakładów, takich jak nawozy i pestycydy, szkodniki nadal stanowią poważne ograniczenie biotyczne. Ogólne szacunki odnotowanych rocznych strat w uprawach w Indiach i na całym świecie wynoszą odpowiednio 12 mld USD2 i 2 000 mld USD3.

Gdy chemiczne pestycydy mają szkodliwy wpływ, gdy są używane do zwalczania szkodników owadzich, konieczne staje się poszukiwanie alternatywnych metod, które są ekologiczne, niezawodne, ekonomiczne i zrównoważone. Kontrola biologiczna stanowi odpowiednią alternatywę i obejmuje wykorzystanie pasożytów, drapieżników i patogenów mikrobiologicznych4. Na przykład grzyby są znane z infekowania szerokiej gamy szkodników owadzich, w tym lepidoptera, błonkoskrzydłych, chrząszczy i muchówek, często powodując naturalne epizootia. Ponadto, w przeciwieństwie do innych środków zwalczających owady bakteryjne i wirusowe, sposób działania grzybów chorobotwórczych dla owadów polega na kontaktach5. Grzyby te stanowią niejednorodną grupę ponad 100 rodzajów, z około 750 gatunkami zgłoszonymi wśród różnych owadów. Ważnymi patogenami grzybowymi są: Metarhizium sp., Beauveria sp., Nomuraea rileyi, Lecanicillium lecanii i Hirsutella sp., żeby wymienić tylko kilka6. M. anisopliae (Metchnikoff) Sorokin jest drugim najczęściej stosowanym grzybem entomopatogenicznym w kontroli biologicznej. Wiadomo, że atakuje ponad 200 gatunków owadów7.

W tym badaniu przedstawiono różne etapy związane z opartym na wiedzy rozwojem mykopestycydu z wykorzystaniem M. anisopliae. Obejmuje to: 1) identyfikację źródła (tj. gleby lub grzybicowych owadów) zjadliwych entomopatogenów, 2) identyfikację i selekcję entomopatogenów, 3) strategie utrzymania ich zjadliwego charakteru i skuteczności w laboratoryjnym teście biologicznym i w terenie, 4) opłacalne formułowanie zakaźnych rozpędów, 5) opracowanie unikalnych parametrów kontroli jakości zjadliwego preparatu, oraz 6) poszukiwania biologiczne i tworzenie wartości dodanej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Izolacja grzybów entomopatogenicznych

  1. Metoda rozcieńczania gleby
    1. Zbierz próbki gleby i grzybicze owady z różnych pól uprawnych (tabela 1). Wyizoluj grzyby entomopatogeniczne z próbek gleby za pomocą metody rozcieńczania gleby8.
      Uwaga: W tym badaniu próbki pobrano z dystryktów Pune (18°31'13''N; 73°51'24''E) i Buldhana (19°58'36''N 76°30'30''E) w stanie Maharasztra w Indiach.
    2. Zważyć 10 g każdej próbki gleby i dodać je oddzielnie do 90 ml sterylnego 0,1% (w/v) Tween-80.
    3. Dokładnie wymieszaj próbki za pomocą mieszadła magnetycznego przez 60 minut, aby uwolnić zarodniki przylegające do cząstek gleby.
    4. Po wymieszaniu rozprowadzić od 100 do 200 μl podwielokrotności z każdej próbki na selektywnej pożywce zawierającej (g/L): pepton, 10; glukoza, 20; agar, 18; streptomycyna, 0,6; tetracyklina, 0,05; cykloheksamid, 0,05; i dodyna, 0,1 ml; pH 7,09. Inkubować płytki w temperaturze 28 °C przez 3-7 dni.
    5. Wybierz i subkulturuj poszczególne kolonie zarodnikujące na tym samym podłożu, aby uzyskać czyste kultury.
  2. Od grzybicowych owadów
    1. Zbierz grzybicze owady z pola.
      Uwaga: Twarde ciało larwalne może być zakażone grzybem entomopatogenicznym. W przypadku infekcji bakteryjnej lub wirusowej ciało martwego owada jest miękkie.
    2. Zbieraj żywe owady o nieprawidłowym zachowaniu, słabej koordynacji i gwałtownych ruchach.
    3. Trzymaj owady aż do śmierci, a następnie przenieś je do wilgotnych komór w celu dalszego rozwoju grzybicy i zarodnikowania, jeśli występuje, w temperaturze 28 °C i wilgotności względnej 70-80%.
    4. Zarodniki ze zwłok zarodnikujących należy rozbić na wyżej wymienionej pożywce selektywnej i uzyskać czyste kultury przez dalszą hodowlę 2-3 razy na tym samym pożywce.
  3. Metoda przynęty
    1. Do fiolki (3,85 x 6,0 cm) zawierającej 60 g próbki gleby dodać 4 larwy ryżowej (Corcyra cephalonica) i przechowywać fiolki w temperaturze 25 ± 2 °C przez okres 14 dni.
    2. Codziennie należy odwracać fiolki do góry dnem. Po 14 dniach należy przesiać próbki gleby pod kątem obecności larw grzybicy ryżowej. Wyizoluj grzyba entomopatogenicznego, rozpylając zarodniki ze zwłok zarodnikujących na selektywnej pożywce.
    3. Po uzyskaniu czystych kultur przenieść izolaty na skosy z agatorem z dekstrozą ziemniaczaną (PDA) i inkubować w temperaturze 28 °C i 70-80% wilgotności względnej przez 7 dni, aby umożliwić zarodnikowanie. Po zarodnikowaniu należy utrzymywać kultury mateczne w temperaturze 8 °C do momentu użycia.

2. Identyfikacja grzybów entomopatogenicznych

  1. Identyfikuj grzyby entomopatogeniczne, obserwując cechy morfologiczne (tj. wielkość i kształt bezpłciowych zarodników oraz rozmieszczenie zarodników na konidioforach); można zidentyfikować izolaty 3 głównych rodzajów: Metarhizium, Beauveria i Nomuraea.
  2. W celu identyfikacji molekularnej szczepów Metarhizium, należy wyekstrahować genomowe DNA z biomasy grzybni za pomocą zestawu do izolacji DNA; postępować zgodnie z instrukcjami producenta (patrz Tabela Materiałów). Sprawdź jakość genomowego DNA, wykonując elektroforezę na 0,8% żelu agarozowym.
    1. Amplifikacja PCR regionu rDNA ITS1-5.8S-ITS2 i 26S. Użyj genomowego DNA jako szablonu, z starterami ITS1 do przodu (TCCGTAGGTGAACCTGCGG) i ITS4 do tyłu (TCCTCCGCTTATTGATATGC)10.
    2. Eluować żel i oczyścić amplikony o oczekiwanej wielkości za pomocą zestawu do ekstrakcji żelu; postępuj zgodnie z instrukcjami producenta (patrz Tabela materiałów). Określić ilościowo oczyszczony amplikon i sekwencję.
    3. Przeczytaj i edytuj sekwencje za pomocą oprogramowania i przeprowadź wyszukiwanie BLAST sekwencji nukleotydowych w bibliotece danych NCBI GenBank, aby przeanalizować bliską homologię11.
    4. Zdeponuj sekwencje zidentyfikowanych izolatów entamopatogennych w bazie danych NCBI GenBank w celu pobrania numerów dostępu.

3. Badania przesiewowe izolatów Metarhizium przeciwko H. armigera

  1. Hodowla owadów
    1. Ustal początkową kulturę H. armigera, zbierając zdrowe larwy i poczwarki owada z pola.
    2. Do hodowli larwy hoduj pojedynczo w sterylnych fiolkach polipropylenowych (3,85 x 6,0 cm, pojemność 50 ml) zawierających kawałki okry zdezynfekowane 0,5% (v/v) podchlorynem sodu przez 10 min12.
    3. Zbierz jaja owadów złożone podczas chowu i wysterylizuj je powierzchniowo 0,5% (v/v) podchlorynem sodu.
    4. Utrzymuj larwy w temperaturze 25 ± 2 °C i wilgotności względnej od 65 ± 5%.
  2. Test biologiczny owadów
    Uwaga: Do testu biologicznego owadów, produkcji zarodników i badań wydajności w terenie wykorzystano pierwsze subkultury szczepów Metarhizium z larw grzybicy H. armigera, chyba że zaznaczono inaczej.
    1. Do testów biologicznych owadów należy użyć larw H. armigera w stadium III.
    2. Zanurz zestaw 30 larw w trzech próbach pojedynczo w 10-mililitrowej zawiesinie zarodników izolatów Metarhizium (1 x 107 zarodników/ml, chyba że zaznaczono inaczej; żywotność > 90%) przez 5 s.
    3. Po leczeniu każdą larwę należy przenieść indywidualnie do oddzielnej, sterylnej fiolki, aby uniknąć kanibalizmu. Do każdej fiolki dodaj wilgotną bibułę filtracyjną Whatmann nr 1 i kawałek zdezynfekowanej okry jako paszę. Zmień papier i podawaj co drugi dzień.
    4. Utrzymuj larwy w temperaturze 25 ± 2 °C, wilgotności względnej 65 ± 5% i jasności 16:8: ciemne przez 14 dni lub do śmierci.
    5. Przenieść martwe larwy na sterylne płytki Petriego zawierające wilgotne waciki bawełniane i przechowywać je w temperaturze 28 °C i 70-80% wilgotności względnej przez 3-7 dni, aby umożliwić tworzenie się grzybni i zarodników na zwłokach.
    6. W celu kontroli należy potraktować zestaw 30 larw w trzech egzemplarzach 0,1% (w/v) Tween-80 w sterylnej wodzie destylowanej.
    7. Przeprowadzić wszystkie eksperymenty w trzech egzemplarzach, używając świeżo przygotowanych zawiesin zarodników. Zbierz i połącz dane dotyczące procentowej śmiertelności z trzech eksperymentów, aby uzyskać średnie wartości. Oblicz skorygowany procent śmiertelności, korzystając ze wzoru Abbotta13.
    8. Wykonaj eksperymenty przy użyciu randomizowanego układu pełnego bloku (RCBD), przy czym każdy zabieg zawiera zestaw 30 larw w trzech egzemplarzach. Na podstawie procentowej śmiertelności w stosunku do H. armigera, wybierz izolaty Metarhizium do dalszych badań przesiewowych najlepszego izolatu do produkcji komercyjnej.
    9. Wybrać izolaty wykazujące >90% śmiertelność wobec larw H. armigera III-instarvale.
      Uwaga: W tym przypadku wybrano 12 izolatów.
    10. Określ LT50 tych izolatów i wybierz izolaty wykazujące najszybsze zabijanie (w krótszym czasie).
      Uwaga: Tutaj wybrano 5 izolatów z 12 najsilniejszych izolatów.
    11. Oznaczyć wartości LC50 wybranych izolatów przy użyciu czterech różnych stężeń (tj. 1 ×10 3, 1 × 105, 1 × 107 i 1 × 109 zarodników/ml) zawiesiny przetrwalników.
    12. Określić LC50 izolatów Metarhizium w stosunku do larw H. armigera w stadium III, aby zwiększyć możliwość zidentyfikowania różnicy w zjadliwości izolatów o wysokich wartościach śmiertelności, które mogą pozostać niewykryte, jeśli zostanie zastosowana tylko jedna dawka.

4. Produkcja zarodników izolatu metarhizium do badań terenowych

  1. Produkcja zarodników Metarhizium przez SSF
    1. Dla SSF przygotuj inokulum, dodając 2 x 107 zarodników izolatów Metarhizium do 200 ml pożywki YPG (0,3% ekstraktu drożdżowego, 0,5% peptonu i 1,0% glukozy). Inkubować kolby w temperaturze 28 °C z wytrząsaniem (180 obr./min) przez 48 godzin.
    2. Do masowej produkcji zarodników przezSSF, użyj ryżu jako substratu, chyba że zaznaczono inaczej.
    3. W przypadku SSF napełnij worki autoklawu (typ / 14 pojedynczym filtrem mikrowentylacyjnym 0,5 μm; pojemność 2 kg; 64 × 36 cm) 2 kg ryżu. Dodaj 1,000 ml wody destylowanej do ryżu w torebkach i moczyć przez noc14. Torebki z namoczonym ryżem należy sterylizować w autoklawie w temperaturze 121 °C przez 45 min15.
    4. Zaszczepić torebki 48-godzinnym inokulum grzybni (10% inokulum, 200 ml na 2 kg ryżu) i inkubować w temperaturze 28 °C i wilgotności względnej 70-80% przez 14 dni.
    5. Zbierz zarodniki przez ekstrakcję płynem przy użyciu 0,1% Tween-80. W tym celu dodaj zawartość torebki do 0,1% Tween-80 (3 l na 1 kg ryżu), dokładnie wymieszaj, oddziel zarodniki od płynu przez odwirowanie i susz w temperaturze 37 °C przez 2 dni.
    6. Alternatywnie, suszyć worki zawierające ryż z zarodnikami i odrobiną grzybni w temperaturze 37 °C przez 2 dni, aby zmniejszyć zawartość wilgoci (<20%). Zbierz zarodniki za pomocą kombajnu myko-kombajnów lub przesiewacza wibracyjnego.
  2. Badania wykonalności
    1. Określ procentową żywotność zebranych zarodników za pomocą różnych metod15. W tym celu przygotuj zawiesiny zarodników w 0,1% (w/v) Tween-80 i dostosuj liczbę do 1 × 103 zarodników/ml.
    2. Rozprowadzić zawiesiny przetrwalników (0,1 ml) na płytkach PDA w trzech egzemplarzach i inkubować w temperaturze 28 °C i wilgotności względnej 70–80% przez 72 godziny.
    3. Ręcznie policz izolowane kolonie i określ całkowitą liczbę żywotnych dla odpowiedniej próbki.
  3. Szybkość sedymentacji zarodników
    1. Aby uzyskać jednolitą dawkę, wymagana jest jednorodna zawiesina zarodników; określić tempo sedymentacji zarodników dla izolatów Metarhizium zgodnie z opisem16. Sprawdź tempo sedymentacji zarodników w 0,2 M siarczanie amonu i 0,1% Tween-80.
    2. Dostosuj liczbę zawiesiny zarodników do ~7 × 107 zarodników/ml, aby uzyskać początkową absorbancję 0,6 przy 540 nm. Pozostaw kuwety w spokoju na 6 godzin, aby zarodniki opadły.
    3. Rejestrować absorbancję przez okres do 6 godzin. Wyrazić szybkość sedymentacji w procentach i obliczyć czas potrzebny do 50% sedymentacji (ST50). Powtórz eksperyment trzy razy, używając świeżo przygotowanych zawiesin zarodników.

5. Terenowe badania zdolności wybranego izolatu M. anisopliae do zwalczania H. armigera w grochu gołębim

  1. Preparat zarodników M. anisopliae M 34412 w postaci zwilżalnego proszku
    1. Przygotuj preparat w postaci 2,5-5% zwilżalnego proszku, mieszając zarodniki z talkiem.
    2. Dostosuj końcową liczbę żywotnych (TVC) do 1 x 1012 zarodników na kg preparatu.
  2. Terenowe badania wydajności zarodników M. anisopliae M 34412
    1. Do badań terenowych zdolności wybranego izolatu M. anisopliae do zwalczania inwazji H. armigera w grochu gołębim należy użyć RCBD z czterema powtórzeniami.
      Uwaga: Tutaj wykonane w Mahatma Phule Krushi Vidyapeeth (MPKV), Rahuri (19.3927° N, 74.6488° E).
    2. Stosować dwie różne formuły w sprayu: preparat olejowy z zarodników (5 x 1012 zarodników/3 l oleju napędowego: olej słonecznikowy, 7:3) i preparat wodny w Tween-80 (0,1%). Spryskać preparat olejowy opryskiwaczem o bardzo małej objętości (ULV) (70 min; 3 l/ha), preparat wodny opryskiwaczem plecakowym (5 x 1012 zarodników, 500 l/ha).
      Uwaga: W tym przypadku populacje larw rejestrowano dzień przed opryskiem oraz 3 i 7 dni po zastosowaniu każdego oprysku na 5 losowo wybranych roślinach. Całkowita populacja została przekształcona na pierwiastek kwadratowy z n + 1 na potrzeby analizy statystycznej.
      1. Zgodnie z praktykami rolniczymi dotyczącymi uprawy grochu gołębiego, pierwsze opryskiwanie należy wykonać między 10 a 15 dni po złożeniu jaj i jeszcze 2 razy w odstępie 14 dni. Oprysk należy wykonać między godziną 16:00 a 18:00 czasu polskiego. Monitoruj kierunek wiatru i, jeśli to konieczne, używaj zasłon z tkaniny, aby uniknąć przedostania się zarodników na sąsiednie działki.
    3. Dla porównania, spryskaj chemiczne środki owadobójcze ręcznym opryskiwaczem plecakowym.
    4. Określić trwałość inokulum w terenie, zbierając larwy H. armigera 0, 3, 5, 7 i 14 dni po oprysku.
    5. Larwy te należy obserwować przez okres 14 dni, a po śmierci przenieść je do plastikowej fiolki zawierającej wilgotną bibułę filtracyjną. Inkubować w temperaturze 25 ± 2 °C i wilgotności względnej 70 ± 10%, aby zaobserwować grzybicę.
    6. Określić trwałość inokulum w populacji larw na podstawie danych dotyczących procentowej śmiertelności larw zebranych z pola po oprysku.
    7. Oceń badania terenowe na podstawie procentowej skuteczności17, procentu uszkodzenia strąków i procentu plonów18.
      Uwaga: W tym przypadku dane dotyczące parametrów, takich jak temperatura, wilgotność, prędkość wiatru (km/h), nasłonecznienie (h), opady deszczu (mm), dni deszczowe i parowanie (mm), zostały zarejestrowane podczas próby na uniwersytecie rolniczym (Mahatma Phule Krushi Vidyapeeth, Rahuri, 19.3927° N, 74.6488° E).
  3. Program partycypacyjny dla rolników
    1. Wybierz liczbę rolników, którzy mają wziąć udział w próbach demonstracyjnych. Dostarcz rolnikom nasiona grochu gołębiego (BSMR - 736) wraz z nawozem.
      Uwaga: W badaniu wzięło udział 20 rolników. Miejscowość: Deolali Pravara, (19.473° N 74.6° E).
    2. Stosować te same preparaty do opryskiwania i taką samą liczbę oprysków, jak w kroku 5.2.

6. Wpływ na organizmy niebędące przedmiotem zwalczania

  1. Obserwuj wpływ sprayu mycoinsecticide, jeśli występuje, na liście grochu gołębiego.
  2. Stawonogi żyjące w glebie i owady zasiedlające liście należy zbierać 1 dzień po każdym zabiegu na poletkach niepoddanych działaniu środka oraz na poletkach, na których podawano M. anisopliae.
  3. W ciągu 24 godzin po podaniu działaniu środka należy zebrać stawonogi żyjące w glebie z pułapkami, a owady zasiedlające liście za pomocą siatki zamiatającej następnego ranka po podaniu działaniu (tj. około 15-18 godzin po zabiegu).
  4. Przechowuj je pojedynczo w cylindrycznych plastikowych pudełkach o średnicy 3,5 cm i wysokości 4,0 cm. Codziennie sprawdzaj owady pod kątem infekcji i karm je odpowiednim pokarmem.
  5. Zarejestruj obecność M. anisopliae, jeśli w ogóle, i wyizoluj grzyba.

7. Identyfikacja parametrów kontroli jakości

  1. Sprawdzić żywotność zarodników, mierząc zdolność kiełkowania zarodników na PDA w temperaturze 28 °C.
  2. Zmierz aktywność enzymów rozkładających naskórek, takich jak chitynaza, deacetylaza chitynowa, chitozanaza, proteaza i lipaza, wytwarzanych w pożywkach YPG i chitynowych, jak opisano wcześniej15.
  3. Określ procentową śmiertelność H. armigera w laboratoryjnym teście biologicznym15.
  4. Użyj markerów molekularnych, takich jak wzór PCR-RFLP genów chitynaz (Chit 1, 2 i 4) i proteazy (Pr1A), jako atrybutów wirulencji M. anisopliae.
    1. Wyekstrahuj genomowe DNA z biomasy grzybni za pomocą zestawu do izolacji DNA15. Amplifikacja PCR fragmentów genów Chit1 i Chit2 przy użyciu genomowego DNA jako matrycy, z parami starterów Chit1F/Chit1R (CTCTGCAGGCCACTCTCGGT/AGCCATCTGCTTCCTCATAT) i Chit2F/Chit2R (GACAAGCACCCGGAGCGC/GCCTTGCTTGACACATTGGTAA). W przypadku Chit4 użyj pary starterów Chit4F/Chit4R (ATCCGGCAGCACGGCTAC/CTTGGATC CGTCCCAGTTG).
    2. Do amplifikacji genu Pr1A należy użyć pary starterów METPR2 i METPR5 (AGGTAGGCAGCCAGACCGGC/TGCCACTATTGGGGGGGGGCGG).
    3. Wykonaj trawienie restrykcyjne19 genu Chit1 z BsaJI, BstUI i ScrFI; genu Chit2 z AluI, HpyCH4IV i HpyCH4V oraz genu Chit4 z BstUI, HaeIII i MboI. Do trawienia genu Pr1A użyj RsaI, DdeI i MspI20.
    4. Obserwuj wzorzec polimorfizmu długości fragmentu restrykcyjnego (RFLP) na 1,5% żelu agarozowym za pomocą elektroforezy dla każdego genu dla większości zjadliwych szczepów (>90% śmiertelności); można go użyć jako markera wirulencji do selekcji M. anisopliae.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Podczas badań, różne szczepy Metarhizium, Beauveria i Nomuraea zostały wyizolowane różnymi metodami izolacji (dane nie pokazane)6,14 Ponieważ stwierdzono, że szczepy Metarhizium są bardziej skuteczne w zwalczaniu H. armigera, straszliwego szkodnika roślin strączkowych6,14, dalsze izolacje były celem izolacji.Szczepy Metarhizium z różnych pól uprawnych i owadów ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W latach osiemdziesiątych XIX wieku podjęto pierwszą próbę wykorzystania Metarhizium do zwalczania skarabeusza (Anisoplia austriaca) i buraka cukrowego (Cleonis punctiventris21). W tym protokole jednym z warunków wstępnych było wyizolowanie zjadliwego szczepu z gleby lub z zakażonych owadów. Rzeczywiście, inne parametry, takie jak LC50, LT50 i ST50, w znacznym stopniu przyczyniły się do opłacalności produktu22,23

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy doceniają wkład współpracowników z programu Indo-Swiss Collaboration in Biotechnology (ISCB) Departamentu Biotechnologii w New Delhi oraz Szwajcarskiej Agencji Rozwoju i Współpracy w Bernie w Szwajcarii. Docenia się wkład studentów i pracowników projektu zaangażowanych w rozwój mycoinsecticide, w tym Vandany Ghormade, Pallavi Nahar, Priya Yadav, Shuklangi Kulkarni, Manisha Kapoor, Santosh Chavan, Ravindra Vidhate, Shamala Mane i Abhijeet Lande. EKP i SGT dziękują odpowiednio Komisji ds. Grantów Uniwersyteckich w Indiach oraz Radzie Badań Naukowych i Przemysłowych (CSIR) w Indiach za stypendia badawcze. MVD dziękuje za wsparcie ze strony Rady Badań Przemysłowych i Naukowych w New Delhi dla programu dla Emeritus Scientist Scheme. Autorzy są wdzięczni Departamentowi Biotechnologii w New Delhi w Indiach za wsparcie finansowe w ramach programów ISCB i SBIRI. Jesteśmy wdzięczni recenzentom za ich wkład.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
AgarHi-MediaRM666Odczynnik
Siarczan amonu Thomas Baker11645Analizator DNA odczynnika
 Biosystem zastosowanyPryzmat ABI 3730   instrument
Zestaw do izolacji DNAQiagen69104Odczynnik
DodineSigma45466Odczynnik
Zestaw do ekstrakcji żeluQiagen28604Odczynnik
GlukozaHi-MediaGRM077Odczynnik
Knapsac sparyerKaypeeHY-16L (1004)Instrument
PeptoneHi-MediaRM006-500GOdczynnik
Fiolki z polipropylenu LaxbroSV-50Plastikowe wyroby
Agar z dekstrozą ziemniaczaną (PDA) Odczynnik Hi-MediaM096-500G
Tween-80SRL28940Odczynnik
Ultra niskoobjętościowy sparyerMatabiINSECDISKInstrument
Worki jednorożców JednorożecUP-140024-SMBTorba autoklalawowa do
ekstraktu drożdżowegoHi-MediaRM027-500GReagent
Chromas 2.1
SSF Oprogramowanie

Bibliografia

  1. Aktar, M. W., Sengupta, D., Chowdhury, A. Impact of pesticides use in agriculture: their benefits and hazards. Interdisciplinary Toxicology. 2 (1), 1-12 (2009).
  2. Dhaliwal, G. S., Jindal, V., Mohindru, B. Crop losses due to insect pests: Global and Indian scenario. Indian J Entomol. 77 (2), 165-168 (2015).
  3. Popp, J., Peto, K., Nagy, J. Pesticide productivity and food security. A review. Agronomy for Sustainable Development. 33 (1), 243-255 (2015).
  4. van Lenteren, J. C., Manzaroli, G. Evaluation and use of predators and parasitoids for biological control of pests in greenhouses. Integrated pest and disease management in greenhouse crops. Albajes, R., Gullino, M. L., van Lenteren, J. C., Elad, Y. , Kluwer. Dordrecht, The Netherlands. 183-201 (1999).
  5. Charnley, A. K., Collins, S. A. Entomopathogenic fungi and their role in pest control. The Mycota IV: Environmental and Microbial Relationships. Kubicek, C. P., Druzhinina, I. S. , 2nd, Springer-Verlag. Berlin. 159-187 (2007).
  6. Deshpande, M. V., et al. Comparative evaluation of indigenous fungal isolates, Metarhizium anisopliae M34412, Beauveria bassiana B3301 and Nomuraea rileyi N812 for the control of Helicoverpa armigera (Hüb.) on pulses. Proceeding of the international workshop on entomopathogenic fungi - a valuable alternative to fight against insect pests. MV, D. eshpande , National Chemical Laboratory. Pune, India. 51-59 (2004).
  7. Roberts, D. W., Hajek, A. E. Entomopathogenic fungi as bioinsecticides. Frontiers in industrial mycology. Leathan, G. F. , Chapman & Hall. New York, NY. 144-159 (1992).
  8. Goettel, M., Inglis, G. D. Fungi: Hyphomycetes. Manual of techniques in insect pathology. Lacey, L. A. , Academic Press. USA. 213-245 (1996).
  9. Keller, S., Kessler, P., Schweizer, C. Distribution of insect pathogenic soil fungi in Switzerland with special reference to Beauveria brongniartii and Metharhizium anisopliae. BioControl. 48 (3), 307-319 (2003).
  10. White, T. J., Bruns, T., Lee, S., Taylor, J., et al. Amplification and direct sequencing of fungal ribosomal RNA genes for phylogenetics. PCR-Protocols: A guide to methods and applications. Innis, M. A., et al. , Academic Press, Inc. San Diego. USA. 315-322 (1990).
  11. Basic Local Alignment Search Tool. , http://www.ncbi.nlm.nih.gov/BLAST (2017).
  12. Ignoffo, C. M., Futtler, B., Marston, N. L., Hostetter, D. L., Dickerson, W. A. Seasonal incidence of the entomopathogenic fungus Spicaria rileyi associated with noctuid pests of soybeans. J Invertebr Pathol. 25 (1), 135-137 (1975).
  13. Abbott, W. S. A method for computing the effectiveness of an insecticide. J Econ Entomol. 18 (2), 265-267 (1925).
  14. Nahar, P. Development of biocontrol agents for the control of pests in agriculture using chitin metabolism as target. , PhD thesis submitted to Department of Microbiology, University of Pune 137(2004).
  15. Kulkarni, S. A., et al. Comparison of Metarhizium isolates for biocontrol of Helicoverpa armigera (Lepidoptera: Noctuidae) in chickpea. Biocontrol Sci Tech. 18 (8), 809-828 (2008).
  16. Jeffs, L. B., Khachatourians, G. G. Estimation of spore hydrophobicity for members of the genera Beauveria, Metarhizium, and Tolypocladium by salt-mediated aggregation and sedimentation. Can J Microbiol. 43 (1), 23-28 (1997).
  17. Henderson, C. F., Tilton, E. W. Tests with acaricides against the brow wheat mite. J Econ Entomol. 48 (2), 157-161 (1955).
  18. Hassani, M. Development and proving of biocontrol methods based on Bacillus thuringiensis and entamopathogenic fungi against the cotton pests Spodoptera littoralis, Helicoverpa armigera (Lepidoptera: Noctuidae) and Aphis gossypii (Homoptera: Aphididae). , PhD thesis submitted to Justus-Liebig-University Giessen, Germany (2000).
  19. Enkerli, J., Ghormade, V., Oulevey, C., Widmer, F. PCR-RFLP analysis of chitinase genes enable efficient genotyping of Metarhizium anisopliae var. anisopliae. J Invert Pathol. 102 (2), 185-188 (2009).
  20. Bidochka, M. J., Melzer, M. J. Genetic polymorphism in three subtilisin-like protease isoforms (Pr1A, Pr1B and Pr1C) from Metarhizium strains. Can. J. Microbiol. 46 (12), 1138-1144 (2000).
  21. McCoy, C. W., Samson, R. A., Boucias, D. G. Entomogenous fungi. Handbook of natural pesticides, Microbial insecticides, Part A. Entomogenous protozoa and fungi. Ignoffo, C. M., Mandava, N. B. , CRC Press. Boca Raton, FL. 151-236 (1988).
  22. Nahar, P. B., et al. Effect of repeated in vitro sub-culturing on the virulence of Metarhizium anisopliae against Helicoverpa armigera (Lepidoptera Noctuidae). Biocontrol Sci Tech. 18 (4), 337-355 (2008).
  23. Kapoor, M., Deshpande, M. V. Development of mycoinsecticide for the control of insect pests: Issues and challenges in transfer of technology from laboratory to field. Kavaka. 40, 45-56 (2013).
  24. Deshpande, M. V. Mycopesticide Production by Fermentation: Potential and Challenges. Crit Rev Microbiol. 25 (3), 229-243 (1999).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Opracowanie bioinsektycydu grzybowegobioassay owad wfermentacja w stanie sta ymprodukcja zarodnik wmetoda rozcie cze w glebiewyznaczanie LC50pomiar LT50ocena w badaniach polowychparametry kontroli jako ci
Rozwój Metarhizium anisopliae jako mykosektycydu: od izolacji do wydajności polowej
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.