Method Article

Króliczy model przyspieszonej miażdżycy: perspektywa metodologiczna uszkodzenia balonika tętnicy biodrowej

DOI:

10.3791/55295

⸱

October 3rd, 2017

 ,  ,  ,  , 
1Cardiology, Department of Medicine, University of Fribourg

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zwierzęce modele miażdżycy są niezbędne do zrozumienia mechanizmu i zbadania nowszych metod zapobiegania rozwojowi lub pękaniu płytki nazębnej, głównej przyczynie zgonów w uprzemysłowionym świecie. Protokół ten wykorzystuje połączenie uszkodzenia balonu i diety bogatej w cholesterol w celu wywołania blaszek miażdżycowych w tętnicy biodrowej królika.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ostry zespół wieńcowy wynikający z niedrożności naczyń wieńcowych po rozwoju i pęknięciu blaszki miażdżycowej jest główną przyczyną zgonów w uprzemysłowionym świecie. Króliki nowozelandzkie białe (NZW) są szeroko stosowane jako model zwierzęcy do badań nad miażdżycą. Rozwijają się u nich spontaniczne zmiany chorobowe, gdy są karmione dietą miażdżycową; Wymaga to jednak długiego czasu od 4 do 8 miesięcy. Aby jeszcze bardziej wzmocnić i przyspieszyć miażdżycę, często stosuje się połączenie diety miażdżycowej i mechanicznego uszkodzenia śródbłonka. Przedstawiona procedura indukcji blaszek miażdżycowych u królików wykorzystuje cewnik balonowy do przerwania śródbłonka w lewej tętnicy biodrowej królików NZW karmionych dietą aterogenną. Takie mechaniczne uszkodzenia spowodowane przez cewnik balonowy indukują łańcuch reakcji zapalnych inicjujących akumulację lipidów w neonabłonie w sposób zależny od czasu. Blaszka miażdżycowa po urazie balonu wykazuje pogrubienie neodintymiczne z rozległym naciekiem lipidowym, wysoką zawartością komórek mięśni gładkich i obecnością komórek piankowatych pochodzących z makrofagów. Ta technika jest prosta, powtarzalna i wytwarza blaszkę miażdżycową o kontrolowanej długości w tętnicy biodrowej. Cała procedura trwa 20 - 30 minut. Zabieg jest bezpieczny przy niskiej śmiertelności, a także zapewnia wysoki sukces w uzyskiwaniu znacznych zmian w błonie wewnętrznej. Zabieg uszkodzenia tętnic wywołanego cewnikiem balonowym powoduje miażdżycę w ciągu dwóch tygodni. Model ten może być wykorzystany do badania patologii choroby, diagnostyki obrazowej i oceny nowych strategii terapeutycznych.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pęknięcie wrażliwych blaszek miażdżycowych jest jedną z głównych przyczyn zgonów w krajach uprzemysłowionych1. Chociaż badania prowadzone w ciągu ostatnich dziesięcioleci ujawniły kilka mechanizmów molekularnych i komórkowych zaangażowanych w progresję blaszki miażdżycowej, nadal potrzebne są ciągłe wysiłki, nie tylko w celu rozwikłania złożonego mechanizmu progresji choroby, ale także w celu przetestowania nowych podejść terapeutycznych. Zaproponowano kilka modeli zwierzęcych do badania miażdżycy. Manipulacje genetyczne, karmienie cholesterolem lub mechaniczne uszkodzenie śródbłonka to standardowe strategie wspólne dla większości zwierzęcych modeli miażdżycy, w tym myszy, królików lub świnek miniaturowych. Wśród nich króliki nowozelandzkie są wrażliwe na dietę cholesterolową, podczas gdy normalne szczury i myszy nie wchłaniają znacząco cholesterolu w diecie2,3,4. U królików spontanicznie rozwijają się zmiany w aorcie bogate w makrofagi z pewnym składnikiem włóknistym, gdy są karmione dietą bogatą w cholesterol5,6. Jednak długi czas przygotowania wynoszący 4-8 miesięcy do wywołania blaszek miażdżycowych poprzez podawanie samej diety cholesterolowej6,7 jest główną wadą dla większości ustawień eksperymentalnych. W pogoni za wywołaniem zmian chorobowych w stosunkowo krótkim czasie, Baumgarter i Studer8 opracowali kombinację diety wysokocholesterolowej i uszkodzenia balonu. Ogólnym celem tej techniki jest wywołanie blaszek miażdżycowych złożonych z komórek piankowatych (podobnych do smug tłuszczowych u ludzi) u królików z hipercholesterolemią w ciągu 2 tygodni. Niniejsza technika opisuje procedurę uszkodzenia ściany tętnicy w oparciu o metodę Baumgartera z wykorzystaniem cewnika balonowego wprowadzanego do tętnicy biodrowej królików z hipercholesterolemią NZW.

Razem z dietą bogatą w cholesterol, uraz wynikający z deśródbłonka wywołanego balonem doprowadzi do miażdżycy. Uszkodzenie balonu przyspiesza powstawanie zmian miażdżycowych i wytwarza płytkę nazębną o jednolitej wielkości i rozmieszczeniu. Pogrubienie błony wewnętrznej nasila się z czasem, a infiltracja komórek błony wewnętrznej rozpoczyna się w ciągu kilku dni po urazie. Smugi tłuszczowe ze znacznymi makrofagami zaczynają pojawiać się po 7 - 10 dniach od uszkodzenia balonu i są reprezentowane jako zmiana typu II zgodnie z klasyfikacją American Heart Association. Uszkodzenie balonu u królika jest często wykonywane w aorcie w celu zbadania składu płytki nazębnej. Śródbłonek neintimy wyraża wysoki poziom cząsteczki adhezji międzykomórkowej. Blaszki są związane z rozwarstwieniem przyśrodkowym i zmianami przybyszowymi. Zmiany miażdżycowe zbudowane są z lipidów, proliferujących komórek mięśni gładkich (SMC), włókien kolagenowych i komórek zapalnych, które gromadzą się pod zregenerowanym śródbłonkiem i mają głównie charakter typu II. Rozkład topologiczny blaszek króliczych był podobny do tego zgłaszanego w aorcie ludzkim 9,10 Zasadniczo aorta ma większy rozmiar w porównaniu z tętnicami biodrowymi i wytwarza blaszkę miażdżycową o większej długości. Jednak główną zaletą stosowania tętnicy biodrowej jako miejsca miażdżycy u królików jest jej dostępność, podobieństwo w zawartości mięśni do ludzkiej tętnicy wieńcowej11, równomierny rozwój zmian12, wysoka aktywność czynnika tkankowego13 oraz stały wymiar naczynia porównywalny z ludzką tętnicą wieńcową, co pozwala na ocenę komercyjnie produkowanych urządzeń do morfometrycznych i angiograficznych punktów końcowych. Metody inwazyjne i nieinwazyjne zostały zbadane w celu analizy blaszek miażdżycowych w tętnicach biodrowych królika u żywego zwierzęcia. Poprzednie doniesienia opisują zastosowanie obrazowania metodą rezonansu magnetycznego (MRI) za pomocą systemu MR o natężeniu 2,35 tesli 14 Ponadto cewniki do ultrasonografii wewnątrznaczyniowej (IVUS) lub optycznej tomografii koherentnej (OCT) mogą być odpowiednio stosowane do obrazowania blaszek miażdżycowych w tętnicach biodrowych królika. Tętnica biodrowa jest dostępna do obrazowania ultrasonograficznego przy użyciu echografii o wysokiej rozdzielczości, a za pomocą tej techniki można również badać aortę.

W ciągu ostatniej dekady, ten króliczy model uszkodzenia balonu pomógł lepiej zrozumieć mechanizmy progresji płytki nazębnej15i regresji płytki16. Ponadto model został wykorzystany do zbadania wpływu nowych środków terapeutycznych, takich jak statyny, standardowe leki przeciwpłytkowe, środki przeciwutleniające17,18 i stentów uwalniających leki, takich jak ewerolimus lub stent uwalniający zotarolimus19,20 na pogrubienie neointimal. Model ten został również wykorzystany do badania wewnątrznaczyniowego obrazowania fluorescencyjnego w bliskiej podczerwieni cewnik21.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten eksperymentalny protokół został zatwierdzony przez Kantonalny Urząd Weterynaryjny we Fryburgu i Szwajcarski Federalny Urząd Weterynaryjny w Szwajcarii (FR 2015/58).

UWAGA: Wykorzystano samce królików NZW o wadze od 2,8 do 3,2 kg. Zwierzęta trzymano w konwencjonalnych warunkach (12-godzinny cykl światła i ciemności, dostarczany ad libitum woda i pożywienie). Przed denudacją balonową zwierzęta aklimatyzowano przez 1 tydzień, podczas którego karmiono je normalną dietą żywieniową. Po 1 tygodniu aklimatyzacji króliki przestawiono na dietę aterogenną składającą się z diety wysokotłuszczowej (8,6%) i nasyconej kwasami tłuszczowymi z 205 mg/kg cholesterolu (1%) przez cały czas trwania badania. Uszkodzenie balonu w lewej tętnicy biodrowej wykonywano 1 tydzień po rozpoczęciu diety, a zwierzęta uśmiercano po 2 tygodniach lub 4 tygodniach od uszkodzenia balonu.

1. Procedury przedoperacyjne

  1. Wysterylizuj wszystkie narzędzia chirurgiczne przed użyciem za pomocą sterylizatora z kulkami szklanymi lub innego odpowiedniego narzędzia.
  2. Przygotuj i sprawdź zespół cewnika balonowego.
    1. Podłączyć strzykawkę typu luer lock o pojemności 1 ml wypełnioną solą fizjologiczną do części cewnika balonowego typu luer-lock. Uważnie monitoruj, czy nie ma uwięzionego powietrza. Sprawdź szczelności i upewnij się, że balon jest prawidłowo napompowany, naciskając tłok strzykawki.
  3. Zważ królika i włącz podkładkę termiczną do temperatury 37 °C.
  4. Należy użyć roztworu buprenorfiny o stężeniu 0,3 mg/ml. Dawkę 0,01 mg/kg należy wstrzyknąć podskórnie.
  5. Znieczulić królika 5% izofluranem i 5 l/minO2 w komorze indukcyjnej przez 10 - 15 minut.
  6. Umieść znieczulonego królika na poduszce grzewczej umieszczonej na platformie operacyjnej. Umieść plaster i klipsy, aby monitorować temperaturę, oddech i elektrokardiogram.
  7. Przymocuj pysk królika do maski na twarz podłączonej do odpowiedniego aparatu do znieczulania. Utrzymać znieczulenie izofluranem (4,0% przy 2,5 l/minO2). Potwierdź prawidłowe znieczulenie (wskazane brakiem napięcia mięśniowego oraz utratą odruchów wymiotnych i małżowin usznych).
  8. Nałóż maść okulistyczną na oba oczy, aby zapobiec wysuszeniu rogówki. Ułóż królika sterylnym prześcieradłem chirurgicznym, tak aby odsłonięta była tylko kończyna dolna.

2. Protokół chirurgiczny

  1. Usuń włosy z obszaru brzusznego tuż pod stawami kolanowymi za pomocą maszynki do strzyżenia włosów zwierzęcych.
  2. Przetrzyj obszar odpowiednim środkiem dezynfekującym, aby oczyścić skórę i usunąć luźne włosy.
  3. Zlokalizuj tętnicę odpiszczelową i wykonaj małe nacięcie skóry o długości około 1,5 cm za pomocą skalpela.
  4. Odsłoń niewielką część tętnicy odpiszczelowej za pomocą małych zakrzywionych kleszczy, nie uszkadzając żyły udowej i nerwu udowego.
  5. Umieść dwie luźne pętle ligatury (jedwab 5-0) pod tętnicą odpiszczelową i zawiąż jedną pętlę ligatury w kierunku dystalnego końca tętnicy. Umieść zacisk mikronaczyniowy nad ligaturą, aby zatrzymać przepływ krwi z tętnicy biodrowej.
  6. Stosować miejscowo jedną kroplę papaweryny, aby rozszerzyć tętnicę i zapobiec skurczowi naczyń krwionośnych.
  7. Podnieś tętnicę odpiszczelową za pomocą zawiązanej ligatury i wykonaj małe nacięcie arterotomii za pomocą igły o rozmiarze 24.
  8. Podnieś płaty nacinające za pomocą cienkich kleszczyków i powoli wprowadź wytrych, wytrych, żylny lub igłę prowadzącą do światła tętnicy.
  9. Wprowadzić 2-francuski cewnik do embolektomii tętniczej Fogarty'ego do tętnicy odpiszczelowej. Usuń wytrych żylnych i zaciski mikronaczyniowe.
  10. Przesuń cewnik do szóstego znaku (20 - 25 cm) odpowiadającego pozycji około 2-5 cm powyżej rozwidlenia biodrowego.
  11. Napełnij balon 0,1 ml soli fizjologicznej za pomocą strzykawki o pojemności 1 ml lub przy nominalnym ciśnieniu 6 atm za pomocą regulowanego inflatora ręcznego, jak opisano w 16,22.
  12. Przytrzymaj cewnik balonowy kleszczami i przeciągnij do tyłu o 6 cm przez tętnicę biodrową w kierunku punktu wprowadzenia, jednocześnie obracając cewnik.
  13. Opróżnić balon, odciągając tłok strzykawki.
  14. Powtórz kroki od 2.10 do 2.13 trzy razy, aby zapewnić całkowite obnażenie śródbłonka.
  15. Usuń cewnik i natychmiast zawiąż pętlę więzadła tuż nad miejscem arteriotomii, aby zatrzymać krwawienie.
  16. Nałóż odpowiedni środek antyseptyczny na całym obwodzie rany i usuń skrzepy krwi. Zamknij nacięcie skóry szwem 5-0 i zdezynfekuj miejsce operacji roztworem jodu powidonu.
  17. Powtórz kroki od 2.1 do 2.16 na biodrze przeciwległym, używając nowego cewnika.
  18. Wymaz maść okulistyczną z oczu.

3. Opieka pooperacyjna

  1. Sulfadoksynę w dawce 40 mg/kg mc. i trimetoprim w dawce 8 mg/kg mc. lub inny odpowiedni antybiotyk należy podać bezpośrednio po zabiegu chirurgicznym.
  2. W okresie rekonwalescencji po znieczuleniu trzymaj królika nad poduszką rozgrzewającą umieszczoną w czystej klatce z autoklawy.
  3. Usuń łatkę monitorującą i klipsy.
  4. Po wyzdrowieniu króliki należy umieścić z powrotem w ich domowych klatkach. Buprenorfinę należy wstrzykiwać podskórnie w dawce 0,05 - 0,1 mg/kg mc. po operacji co 6 - 12 godzin przez 48 godzin. Kontynuuj dietę miażdżycową przez kolejne dwa tygodnie lub cztery tygodnie.

4. Pobieranie tkanek i analiza składu płytki nazębnej

  1. Po dwóch tygodniach (w przypadku wczesnej cienkiej płytki nazębnej) lub trzech tygodniach uszkodzenia balonu, znieczulij królika za pomocą izofluranu w podobny sposób, jak opisano powyżej.
  2. Otwórz klatkę piersiową i poddaj króliki eutanazji przez wykrwawienie wewnątrzsercowe.
  3. Odizoluj tętnice biodrowe zgodnie z opisem w 23.
    1. Krótko otwórz brzuch i odsłoń zaotrzewnową. Prześledź aortę w kierunku rozwidlenia biodrowego i zawiąż ją powyżej rozwidlenia. Ostrożnie usuń otaczające tkanki, aby odsłonić i wyizolować obie tętnice biodrowe.
  4. Wypreparuj obie tętnice biodrowe i zanurz je w lodowatym roztworze soli fizjologicznej buforowanym fosforanami. Usuń skrzepy za pomocą kleszczy. Podziel każdą tętnicę biodrową na 4-6 segmentów, aby scharakteryzować grubość blaszki miażdżycowej w całej tętnicy.
  5. Natychmiast zatopić odcinki tętnicze w formie zawierającej związek o optymalnej temperaturze cięcia, zamrozić za pomocą ciekłego azotu i utrzymać w temperaturze -70 °C. Przygotować skrawki o grubości 5 μm za pomocą kriostatu zgodnie z opisem w 24.
  6. Wykonaj barwienie histologiczne, immunofluorescencyjne lub immunohistochemiczne pod kątem morfometrii, zawartości lipidów płytki nazębnej i komórek zgodnie z opisem w 10,25.
    UWAGA: Krótko przepłukać odcinki tętnic solą fizjologiczną buforowaną fosforanami (PBS) i przepuścić powietrze za pomocą 0,2% Tritonu. Przepłukać skrawki PBS i zablokować niespecyficzne miejsca 2% albuminą surowicy bydlęcej przez 30 minut. Inkubować skrawki przez 1 godzinę w temperaturze 37 °C z aktyną anty α-SM (1:200) lub przeciwciałem RAM11 (1:200). Przepłukać skrawki PBS i inkubować je z odpowiednim przeciwciałem drugorzędowym przez 30 minut w temperaturze 37 °C. Przemyć ponownie PBS i dodawać Hoechst (5 μg/ml) przez 10 minut w celu wykrycia jąder.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Uszkodzenie tętnicy biodrowej metodą balonową przebiegło pomyślnie bez komplikacji (Rysunek 1). Całkowity czas operacji wynosił od 20 do 30 minut w przypadku urazów wykonywanych tylko na jednej tętnicy biodrowej oraz od 35 do 45 minut w przypadku urazów obu tętnic. Królik wyzdrowiał w ciągu 1 godziny po urazie balonu. Wszystkie zwierzęta wydawały się zdrowe, bez znacznej utraty wagi. Nie stwierdzono zakażenia, obrzęku ani zakrzepicy tętniczej. Obszar rany był normalny,...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Model miażdżycy tętnicy biodrowej królika jest szeroko stosowany w badaniach nad miażdżycą. Dzięki temu protokołowi u królików szybko rozwinęły się poważniejsze i bardziej zaawansowane blaszki miażdżycowe w porównaniu z spontanicznymi zmianami powstałymi przy diecie opartej wyłącznie na cholesterolu. Co ważne, zwierzęta szybko wracają do zdrowia po operacji.

Głównym bodźcem do miażdżycy jest mechaniczne uszkodzenie spowodowane przez cewnik balonowy, który uszkadza śródbłonek i rozszerza ścianę...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy deklarują brak sprzecznych interesów finansowych.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez Szwajcarską Narodową Fundację Nauki Grant 150271.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Nowa Zelandia Białe królikiCharles River laboratories, FrancjaCre:KBL(NZW)
Dieta bogata w cholesterolSsniff spezialdiä dziesięćSsniff EF K Sterylizator kulek szklanych o wysokiej zawartości tłuszczu i cholesterolu
- Germinator 500VWR, Leicestershire, Wielka Brytania101326-488
Cewniki do embolektomii balonowej Fogarty, 2 francuskieEdwards Lifesciences, Szwajcaria120602FTylko do jednorazowego użytku
Strzykawka Luer LockBecton, Dickinson and Company, USA309628
Thermopad Typ 226Solis, Szwajcaria AG397387
Buprenorfina- TemgesicReckitt Benckiser AG, Szwajcaria7.68042E+12
IsofluranePiramal Critical Care, Inc, Betlejem, PA 180172667-46-7
Maszyna anestezjologiczna-combi-vet Podstawowy system anestezjologicznyRothacher Medical GmbH, SzwajcariaCV 30-301-A
Weterynaryjny monitor parametrów życiowych Cardell touchMidmark, Ohio, Stany Zjednoczone8013-001
Maść okulistyczna - HumigelVirbac, Francja
Maszynki do strzyżenia włosów dla zwierzątAesculap AG, NiemcyGT420
Środek dezynfekująco-roztwór betadynyMundipharmaMedicalCompany, Szwajcaria14671-1203
Dumont #7 KleszczeFST Niemcy11274-20
Średnie i małe mikronożyczkiMedline International Szwajcaria Sà rlUC4337
Zaciski mikronaczynioweFST, Niemcy18051-28
PapaverineESCA chemicals, SzwajcariaRE 356 803
Vein PickHarvard Apparatus, Cambridge, Wielka Brytania72-4169Tylko do jednorazowego użytku
SalineLaboratorium Dr. G. Bichsel AG, , Szwajcaria1330055
SzewPolysorb 5-0Covidien AG, SzwajcariaUL 202Monofilament
Sulfadoxine i trimetoprim-trimetazolWerner Stricker AG, SzwajcariaSwissmedic Nr. 50'361
Środek antyseptyczny- OcteniseptSchü lke & Mayr AG, SzwajcariaGTIN: 4032651214068
Sól fizjologiczna buforowana fosforanemRoth1058.1
Isobutanol-2-methylbutaneSigma-Aldrich, SzwajcariaM32631-1L
Optymalna temperatura cięcia compound-Tissue-TekVWR Chemicals, Belgia25608-930
CryostatLeica, Glattbrugg, SzwajcariaLeica CM1860 UV
Szkiełko szklane Superfrost PlusThermo Scientific4951PLUS4
Mayer's HaematoxylinSigma-Aldrich, SzwajcariaMHS32-1L
Eozyna 0,5% aq.Sigma-Aldrich, SzwajcariaHT110232-1L
Oil Red OSigma-Aldrich, SzwajcariaO0625-25G
α-przeciwciało aktynowe mięśni gładkichAbcam, Wielka Brytania.ab7817
Klon makrofagów Przeciwciało RAM11DAKO, SzwajcariaM063301
HoechstAbcam, Wielka Brytania.ab145596
Przeciwciało wtórne poliklonalne kozy (Chromeo 546)Abcam, Wielka Brytania.ab60316
Alexa Fluor 488/547Abcam, Wielka Brytania.
Podłoże montażowe glicerynowe, wodneDAKO, SzwajcariaC056330
Hematoksylina do barwienia pentachromem MovatSigma-Aldrich, SzwajcariaH3136-25G
Chlorek żelaza do barwienia pentachromem MovatSigma-Aldrich, Szwajcaria157740-100G
Jod do barwienia MovatSigma-Aldrich, Szwajcaria207772-100G
Jodek potasu do barwienia pentachromem MovatSigma-Aldrich, Szwajcaria60400-100G-F
Błękit alcki do barwienia MovatSigma-Aldrich, SzwajcariaA5268-10G
Silny amoniak do barwienia pentachromem MovatSigma-Aldrich, Szwajcaria320145-500ML
Brylantowa croceina MOO do barwienia pentachromem MovatSigma-Aldrich, Szwajcaria210757-50G
Kwas kwasowy do barwienia pentachromem MovatSigma-Aldrich, SzwajcariaF8129-50G
Tiosiarczan sodu do barwienia pentachromemMovat Sigma-Aldrich, Szwajcaria72049-250G
Kwas fosfatungsowy do barwienia pentachromem MovatSigma-Aldrich, Szwajcaria79690-100G
Crocin do pentachromu Movat barwienieSigma-Aldrich, Szwajcaria17304-5G
EUKITT do barwienia pentachromem MovatSigma-Aldrich, Szwajcaria03989-100ML

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Mozaffarian, D., et al. Heart disease and stroke statistics--2015 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 131, e29-e322 (2015).
  2. Boone, L. R., Brooks, P. A., Niesen, M. I., Ness, G. C. Mechanism of resistance to dietary cholesterol. J Lipids. 2011, 101242(2011).
  3. Kapourchali, F. R., et al. Animal models of atherosclerosis. World J Clin Cases. 2, 126-132 (2014).
  4. Carter, C. P., Howles, P. N., Hui, D. Y. Genetic variation in cholesterol absorption efficiency among inbred strains of mice. J Nutr. 127, 1344-1348 (1997).
  5. Kolodgie, F. D., et al. Hypercholesterolemia in the rabbit induced by feeding graded amounts of low-level cholesterol. Methodological considerations regarding individual variability in response to dietary cholesterol and development of lesion type. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 16, 1454-1464 (1996).
  6. Singh, V., Tiwari, R. L., Dikshit, M., Barthwal, M. K. Models to study atherosclerosis: a mechanistic insight. Curr Vasc Pharmacol. 7, 75-109 (2009).
  7. Dornas, W. C., Oliveira, T. T., Augusto, L. E., Nagem, T. J. Experimental atherosclerosis in rabbits. Arq Bras Cardiol. 95, 272-278 (2010).
  8. Baumgartner, H. R., Studer, A. [Effects of vascular catheterization in normo- and hypercholesteremic rabbits]. Pathol Microbiol (Basel). 29, 393-405 (1966).
  9. Tanaka, H., et al. Sustained activation of vascular cells and leukocytes in the rabbit aorta after balloon injury. Circulation. 88, 1788-1803 (1993).
  10. Phinikaridou, A., Hallock, K. J., Qiao, Y., Hamilton, J. A. A robust rabbit model of human atherosclerosis and atherothrombosis. J Lipid Res. 50, 787-797 (2009).
  11. Nakazawa, G., et al. Drug-eluting stent safety: findings from preclinical studies. Expert Rev Cardiovasc Ther. 6, 1379-1391 (2008).
  12. Aikawa, M., et al. Lipid lowering by diet reduces matrix metalloproteinase activity and increases collagen content of rabbit atheroma: a potential mechanism of lesion stabilization. Circulation. 97, 2433-2444 (1998).
  13. Jeanpierre, E., et al. Dietary lipid lowering modifies plaque phenotype in rabbit atheroma after angioplasty: a potential role of tissue factor. Circulation. 108, 1740-1745 (2003).
  14. Durand, E., et al. Magnetic resonance imaging of ruptured plaques in the rabbit with ultrasmall superparamagnetic particles of iron oxide. J Vasc Res. 44, 119-128 (2007).
  15. Stadius, M. L., et al. Time course and cellular characteristics of the iliac artery response to acute balloon injury. An angiographic, morphometric, and immunocytochemical analysis in the cholesterol-fed New Zealand white rabbit. Arterioscler Thromb. 12, 1267-1273 (1992).
  16. Khanna, V., et al. Cholesterol diet withdrawal leads to an initial plaque instability and subsequent regression of accelerated iliac artery atherosclerosis in rabbits. PLoS One. 8, e77037(2013).
  17. Zou, J., et al. Effect of resveratrol on intimal hyperplasia after endothelial denudation in an experimental rabbit model. Life Sci. 68, 153-163 (2000).
  18. Li, M., Zhang, Y., Ren, H., Zhang, Y., Zhu, X. Effect of clopidogrel on the inflammatory progression of early atherosclerosis in rabbits model. Atherosclerosis. 194, 348-356 (2007).
  19. Nakazawa, G., et al. Evaluation of polymer-based comparator drug-eluting stents using a rabbit model of iliac artery atherosclerosis. Circ Cardiovasc Interv. 4, 38-46 (2011).
  20. Van Dyck, C. J., et al. Resolute and Xience V polymer-based drug-eluting stents compared in an atherosclerotic rabbit double injury model. Catheter Cardiovasc Interv. 81, E259-E268 (2013).
  21. Abran, M., et al. Validating a bimodal intravascular ultrasound (IVUS) and near-infrared fluorescence (NIRF) catheter for atherosclerotic plaque detection in rabbits. Biomed Opt Express. 6, 3989-3999 (2015).
  22. Kanamasa, K., et al. Recombinant tissue plasminogen activator prevents intimal hyperplasia after balloon angioplasty in hypercholesterolemic rabbits. Jpn Circ J. 60, 889-894 (1996).
  23. Pai, M., et al. Inhibition of in-stent restenosis in rabbit iliac arteries with photodynamic therapy. Eur J Vasc Endovasc Surg. 30, 573-581 (2005).
  24. Fischer, A. H., Jacobson, K. A., Rose, J., Zeller, R. Cryosectioning tissues. CSH Protoc. 2008, (2008).
  25. Chaytor, A. T., Bakker, L. M., Edwards, D. H., Griffith, T. M. Connexin-mimetic peptides dissociate electrotonic EDHF-type signalling via myoendothelial and smooth muscle gap junctions in the rabbit iliac artery. Br J Pharmacol. 144, 108-114 (2005).
  26. Zhang, W., Trebak, M. Vascular balloon injury and intraluminal administration in rat carotid artery. J Vis Exp. (94), (2014).
  27. Maillard, L., et al. Effect of percutaneous adenovirus-mediated Gax gene delivery to the arterial wall in double-injured atheromatous stented rabbit iliac arteries. Gene Ther. 7, 1353-1361 (2000).
  28. Sharif, F., et al. Gene-eluting stents: adenovirus-mediated delivery of eNOS to the blood vessel wall accelerates re-endothelialization and inhibits restenosis. Mol Ther. 16, 1674-1680 (2008).
  29. Lee, J. M., et al. Development of a rabbit model for a preclinical comparison of coronary stent types in-vivo. Korean Circ J. 43, 713-722 (2013).
  30. Tulis, D. A. Rat carotid artery balloon injury model. Methods Mol Med. 139, 1-30 (2007).
  31. Asada, Y., et al. Effects of inflation pressure of balloon catheter on vascular injuries and subsequent development of intimal hyperplasia in rabbit aorta. Atherosclerosis. 121, 45-53 (1996).
  32. Dornas, W. C., Oliveira, T. T., Augusto, L. E., Nagem, T. J. Experimental atherosclerosis in rabbits. Arq Bras Cardiol. 95, 272-278 (2010).
  33. Waksman, R., et al. PhotoPoint photodynamic therapy promotes stabilization of atherosclerotic plaques and inhibits plaque progression. J Am Coll Cardiol. 52, 1024-1032 (2008).
  34. Fernandez-Parra, R., et al. Pharmacokinetic Study of Paclitaxel Concentration after Drug-Eluting Balloon Angioplasty in the Iliac Artery of Healthy and Atherosclerotic Rabbit Models. J Vasc Interv Radiol. 26, 1380-1387 (2015).
  35. Dussault, S., Dhahri, W., Desjarlais, M., Mathieu, R., Rivard, A. Elsibucol inhibits atherosclerosis following arterial injury: multifunctional effects on cholesterol levels, oxidative stress and inflammation. Atherosclerosis. 237, 194-199 (2014).
  36. Manderson, J. A., Mosse, P. R., Safstrom, J. A., Young, S. B., Campbell, G. R. Balloon catheter injury to rabbit carotid artery. I. Changes in smooth muscle phenotype. Arteriosclerosis. 9, 289-298 (1989).
  37. Miyake, T., et al. Prevention of neointimal formation after angioplasty using nuclear factor-kappaB decoy oligodeoxynucleotide-coated balloon catheter in rabbit model. Circ Cardiovasc Interv. 7, 787-796 (2014).
  38. Fulcher, J., Patel, S., Nicholls, S. J., Bao, S., Celermajer, D. Optical coherence tomography for serial in vivo imaging of aortic plaque in the rabbit: a preliminary experience. Open Heart. 2, e000314(2015).
  39. Abela, O. G., et al. Plaque Rupture and Thrombosis: the Value of the Atherosclerotic Rabbit Model in Defining the Mechanism. Curr Atheroscler Rep. 18, 29(2016).
  40. Yamashita, A., Asada, Y. A rabbit model of thrombosis on atherosclerotic lesions. J Biomed Biotechnol. 2011, 424929(2011).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Rabbit Atherosclerosis ModelIliac Artery Balloon InjuryAtherogenic Diet FeedingEndothelial Disruption TechniquePlaque Formation AnalysisNeointimal Thickening AssessmentLipid Infiltration MeasurementSmooth Muscle Cell StainingMacrophage Foam Cell DetectionMorphometric Quantification Methods

Related Articles