Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Bioluminescencja i obrazowanie w bliskiej podczerwieni zapalenia nerwu wzrokowego i zapalenia mózgu w modelu EAE stwardnienia rozsianego u myszy

9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/55321

⸱

1 marca 2017

 , 
1Institute of Clinical Pharmacology, University Hospital Frankfurt

W tym artykule

Podsumowanie

Pokazujemy technikę obrazowania in vivo na żywo bioluminescencji i bliskiej podczerwieni zapalenia nerwu wzrokowego i zapalenia mózgu w eksperymentalnym modelu autoimmunologicznego zapalenia mózgu i rdzenia (EAE) dla stwardnienia rozsianego u myszy SJL/J.

Streszczenie

Eksperymentalne autoimmunologiczne zapalenie mózgu i rdzenia (EAE) u myszy SJL/J jest modelem rzutowo-remisyjnego stwardnienia rozsianego (RRMS). Kliniczne wyniki EAE opisujące deficyty funkcji motorycznych są podstawowymi odczytami zapalenia rdzenia kręgowego o podłożu immunologicznym. Jednak wyniki i masa ciała nie pozwalają na ocenę in vivo zapalenia mózgu i zapalenia nerwu wzrokowego. Ta ostatnia jest wczesną i częstą manifestacją u około 2/3 pacjentów ze stwardnieniem rozsianym. Tutaj pokazujemy metody bioluminescencji i obrazowania na żywo w bliskiej podczerwieni w celu oceny zapalenia nerwu wzrokowego wywołanego przez EAE, zapalenia mózgu i zakłócenia bariery krew-mózg (BBB) u żywych myszy za pomocą systemu obrazowania in vivo. Bioluminescencyjny substrat aktywowany przez oksydazy wykazywał przede wszystkim zapalenie nerwu wzrokowego. Sygnał był specyficzny i pozwalał na wizualizację efektów leków i przebiegów choroby w czasie, które pokrywały się z wynikami klinicznymi. Pegylowane nanocząstki fluorescencyjne, które pozostawały w układzie naczyniowym przez dłuższy czas, wykorzystano do oceny integralności bariery krew-mózg. Obrazowanie w bliskiej podczerwieni ujawniło wyciek z bariery krew-mózg w szczytowym momencie choroby. Sygnał był najsilniejszy w okolicach oczu. Do oceny stanu zapalnego wywołanego przez EAE wykorzystano substrat bliskiej podczerwieni dla metaloproteinaz macierzy. Autofluorescencja interferowała sygnał, wymagając rozmieszania widma w celu określenia ilościowego. Ogólnie rzecz biorąc, obrazowanie bioluminescencyjne było wiarygodną metodą oceny zapalenia nerwu wzrokowego związanego z EAE i efektów leków oraz przewyższało techniki bliskiej podczerwieni pod względem specyficzności sygnału, solidności, łatwości kwantyfikacji i kosztów.

Wprowadzenie

Stwardnienie rozsiane jest spowodowane przez autoimmunologiczny atak i zniszczenie osłonki mielinowej w mózgu i rdzeniu kręgowym1. Z ogólną częstością występowania około 3,6 przypadków na 100 000 osób rocznie u kobiet i około 2,0 u mężczyzn, stwardnienie rozsiane jest drugą najczęstszą przyczyną niepełnosprawności neurologicznej u młodych dorosłych, po urazach urazowych2,3. Do patologii choroby przyczyniają się czynniki genetyczne i środowiskowe4, ale nadal nie jest w pełni poznana. Autoreaktywne limfocyty T dostają się do ośrodkowego układu nerwowego i wywołują kaskadę zapalną, która powoduje ogniskowe nacieki w istocie białej mózgu, rdzenia kręgowego i nerwu wzrokowego. W większości przypadków nacieki te są początkowo odwracalne, ale trwałość wzrasta wraz z liczbą nawrotów. Opracowano szereg modeli gryzoni w celu zbadania patologii choroby. Najpopularniejszymi modelami są rzutowo-remisyjne EAE u myszy SJL / J i pierwotnie postępujące EAE u myszy C57BL6.

Kliniczne wyniki EAE, które opisują zakres deficytów funkcji motorycznych i masę ciała, są złotymi standardami do oceny ciężkości EAE. Te objawy kliniczne zgadzają się z zakresem infiltracji komórek odpornościowych i niszczenia mieliny w rdzeniu kręgowym i umiarkowanie przewidują skuteczność leczenia farmakologicznego u ludzi5. Jednak objawy te odzwierciedlają głównie zniszczenie brzusznych dróg włóknistych w rdzeniu kręgowym. Obecnie nie ma łatwej, nieinwazyjnej, niezawodnej i powtarzalnej metody oceny infiltracji mózgu in vivo i zapalenia nerwu wzrokowego u żywych myszy.

Obrazowanie in vivo zgadza się z 3 zasadami "R" Russela i Burcha (1959), które twierdzą, że eksperymenty na zwierzętach mają miejsce R, edukację Ri udoskonalenieR6, ponieważ obrazowanie zwiększa odczyty jednego zwierzęcia w kilku punktach czasowych i pozwala na zmniejszenie ogólnej liczby. Obecnie stan zapalny lub stan mieliny jest głównie oceniany ex vivo za pomocą immunohistochemii, analizy FACS lub różnych metod biologii molekularnej7, z których wszystkie wymagają eutanazji myszy w określonych punktach czasowych.

Opracowano wiele sond systemu obrazowania in vivo do oceny stanu zapalnego skóry, stawów i układu naczyniowego. Techniki te opierają się na aktywacji bioluminescencyjnych lub fluorescencyjnych substratów w bliskiej podczerwieni przez peroksydazy tkankowe, w tym mieloperoksydazę (MPO), metaloproteinazy macierzy (MMPs)8 i katepsyny9 lub cyklooksygenazę2. Sondy te zostały głównie zweryfikowane w modelach zapalenia stawów lub miażdżycy9,10. Czuła na katepsynę sonda została również wykorzystana do fluorescencyjnego obrazowania tomograficznego molekularnego EAE11. MMP, szczególnie MMP2 i MMP9, przyczyniają się do zaburzenia BBB za pośrednictwem proteazy w EAE i są regulowane w górę w miejscach infiltracji komórek odpornościowych12, co sugeruje, że te sondy mogą być przydatne do obrazowania EAE. To samo dotyczy sond opartych na peroksydazie lub katepsynach. Technicznie rzecz biorąc, obrazowanie stanu zapalnego w mózgu lub rdzeniu kręgowym jest znacznie trudniejsze, ponieważ czaszka lub kręgosłup pochłaniają sygnały bioluminescencyjne i bliskiej podczerwieni.

Oprócz wskaźników stanu zapalnego, opisano fluorescencyjne substancje chemiczne, które specyficznie wiążą się z mieliną i mogą pozwolić na ilościowe określenie mielinizacji13. Stwierdzono, że sonda fluorescencyjna w bliskiej podczerwieni, jodek 3,3'-dietylotiotrikarbocyjaniny (DBT), specyficznie wiąże się z włóknami mielinowymi i została zwalidowana jako narzędzie ilościowe w mysich modelach pierwotnych defektów mielinizacji oraz w demielinizacji wywołanej miedziizonem14. W EAE sygnał DBT był raczej zwiększony, co odzwierciedlało stan zapalny włókien mielinowych5.

Dodatkowym znakiem rozpoznawczym EAE i MS jest rozpad BBB, co skutkuje zwiększoną przepuszczalnością naczyń krwionośnych i wynaczynieniem komórek krwi, płynu pozakomórkowego i makrocząsteczek do miąższu OUN. Może to prowadzić do obrzęku, stanu zapalnego, uszkodzenia oligodendrocytów i ostatecznie demielinizacji15,16. W związku z tym wizualizacja przecieku BBB za pomocą sond fluorescencyjnych, takich jak albumina surowicy bydlęcej znakowana fluorochromem5, która normalnie rozprowadza się bardzo wolno z krwi do tkanki, może być przydatna do oceny EAE.

W obecnym badaniu oceniliśmy przydatność różnych sond w EAE i pokazaliśmy procedurę dla najbardziej niezawodnej i solidnej techniki bioluminescencyjnej. Ponadto omawiamy zalety i wady sond bliskiej podczerwieni pod kątem aktywności MMP i integralności BBB.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Indukcja EAE u myszy SJL/J

  1. Myszy
    1. Użyj 11-tygodniowych samic myszy SJL/J i pozwól im przyzwyczaić się do pomieszczenia eksperymentalnego przez około 7 dni. Użyj n = 10 myszy na grupę.
    2. W celu oceny działania leku, lek i placebo należy podawać grupie kontrolnej w sposób ciągły przez wodę do picia lub granulki żywności, począwszy od 3 lub 5 dni po szczepieniu (n = 10 na grupę). W szczytowym okresie choroby podawaj leki lub placebo z mlekiem lub płatkami kukurydzianymi nasączonymi 3% cukrem.
  2. Materiał uodparniający
    1. Użyć zestawu indukcyjnego EAE składającego się z antygenu (peptyd białka proteolipidowego, PLP139-151, emulsja 1 mg/ml) w emulsji z kompletnym adiuwantem Freunda (CFA, zabijane termicznie Mycobacterium tuberculosis H37 Ra) i 2 fiolkami (po 5 μg każda) liofilizowanej toksyny krztuśca (PTX).
    2. Rozpuścić PTX (2 μg/ml) w 1x soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS; tj. dodać 1,5 ml PBS do każdej probówki PTX, dobrze wymieszać, usunąć tą samą końcówką pipety i dodać do 1 ml PBS w probówce o pojemności 50 ml); Dobrze wymieszaj.
  3. immunizacja
    1. Wstrzyknąć PLP/CFA podskórnie w 2 porcjach, każda po 100 μl, obie u podstawy ogona. Nie należy wstrzykiwać leku w tylną część szyi, ponieważ jakiekolwiek reakcje immunologiczne w skórze w górnej części pleców lub szyi mogą zakłócić obrazowanie głowy i rdzenia kręgowego.
    2. Wstrzyknąć 100 μl PTX dootrzewnowo (i.p.), dwa razy na mysz, pierwsze 1-2 godziny po szczepieniu, a drugie po 24 godzinach.
    3. W przypadku myszy kontrolnych wstrzyknąć CFA bez PLP (2 porcje po 100 μl) oraz PTX bez PLP.
  4. Postępowanie z myszami po szczepieniu
    1. Waż myszy co drugi dzień do 7 dnia, a następnie waż je codziennie.
      UWAGA: Myszy tracą około 1 - 2 g masy ciała podczas EAE. Spadek ten oznacza początek EAE.
    2. Oceniaj objawy kliniczne codziennie od 7 dnia zgodnie ze standardowymi systemami punktacji (tj. Wynik 0: brak oczywistych zmian w funkcjach motorycznych; wynik 0,5: dystalny paraliż ogona; wynik 1: całkowity paraliż ogona; wynik 1,5: łagodny niedowład jednej lub obu tylnych nóg; wynik 2: ciężki niedowład tylnych nóg; wynik 2,5: całkowity paraliż jednej tylnej nogi; wynik 3: całkowity paraliż obu tylnych nóg; Wynik 3,5: całkowity paraliż tylnych nóg i niedowład jednej przedniej nogi. Eutanazja myszy z wynikiem 3,5 lub wyższym przez > 12 godzin.
  5. Przebieg EAE i czas obrazowania
    1. Pierwsze obrazowanie należy wykonać na początku choroby, gdy myszy osiągną wynik > 1, co nastąpi około 10 - 12 dnia po szczepieniu.
    2. Drugie obrazowanie należy wykonać w szczytowym momencie, który zostanie osiągnięty 1 lub 2 dni po wystąpieniu początkowych objawów i będzie utrzymywał się przez 1 - 3 dni.
      UWAGA: Następnie myszy w pełni wyzdrowieją w ciągu 7 do 10 dni. Obrazowanie w odstępach czasu może nadal wykazywać przecieki naczyniowe, ale wskaźniki stanu zapalnego powinny być ujemne.

2. Bioluminescencyjne i w bliskiej podczerwieni obrazowanie zapalenia nerwu wzrokowego i zapalenia mózgu

  1. Konfiguracja systemu obrazowania
    1. Wykonuj obrazowanie in vivo za pomocą dowolnego sprzętu, który pozwala na analizę sygnałów bioluminescencyjnych i bliskiej podczerwieni.
    2. Utrzymuj myszy poniżej 2 - 2,5% znieczulenia izofluranem podczas wszystkich procedur obrazowania.
    3. Umieść jedną lub dwie myszy obok siebie w aparacie, korzystając ze środkowego dopływu gazu. Ustaw górny kręgosłup pośrodku.
    4. Użyj dwóch myszy jednocześnie, po jednej na grupę, do oceny efektów leków w celu porównania par. Jest to ważne dla obrazowania bioluminescencyjnego.
    5. Osłoń miejsce szczepienia czarną szmatką i zrób zdjęcie oraz obraz bazowy, aby ocenić prawidłowe ułożenie myszy/myszy. W przypadku wszystkich zdjęć należy używać ostrości B z odległością 6.5 cm od aparatu.
  2. Iniekcja i obrazowanie bioluminescencyjnej sondy zapalnej
    1. Użyj ustawień systemu obrazowania in vivo: Epi-BLI, filtr Em otwarty, blok filtra Ex, fstop 1, binning 8, ostrość B = 6,5 cm, ekspozycja ad 120 s; wykonaj zdjęcie bazowe.
    2. Wstrzyknąć 100 μl i.p. gotowego do użycia odczynnika chemiluminescencyjnego (40 mg/ml). Dobrze wymieszać przed napełnieniem strzykawki.
    3. Uchwyć obrazy bioluminescencji 5, 10 i 15 minut po wstrzyknięciu. Przebieg w czasie piku bioluminescencyjnego różni się u poszczególnych zwierząt.
      UWAGA: Szczyt nastąpi 5 - 10 minut po wstrzyknięciu; Spadek po 15 minutach oznacza, że nie są wymagane żadne dalsze obrazy. Użyj par myszy w grupach kontrolnych i leczonych, aby wyeliminować drobne odchylenia wynikające z różnych przebiegów czasowych.
    4. Uzupełnij opisy związane z eksperymentem. Obserwuj, jak automatycznie pojawia się wyskakujące okno dialogowe; Zawiera informacje, takie jak szczep myszy, płeć, punkt czasowy, czas wstrzyknięcia sondy, grupa itp. Zapisz wszystkie pliki w jednym folderze; Będą one zawierały znaczniki czasu i wszystkie opisy.
  3. Wstrzykiwanie i obrazowanie nanocząstek fluorescencyjnych w bliskiej podczerwieni w celu zapewnienia integralności BBB
    1. Użyj obrazowania epifluorescencji w bliskiej podczerwieni w ognisku B (odległość: 6,5 cm). Maksima wzbudzenia/emisji pegylowanych nanocząstek fluorescencyjnych wynoszą 675/690 nm. Uchwyć dwa obrazy na różnych długościach fal, przy Ex640/Em700 i Ex675/Em720; Użyj ekspozycji 2-s, binningu 8 i fstop 2. Wykonaj obraz linii bazowej.
    2. Wstrzyknij 70 μl pegylowanych fluorescencyjnych nanocząstek podczerwieni dożylnie przez żyłę ogonową i wyobraź sobie myszy 3 godziny i 24 godziny po wstrzyknięciu, korzystając z powyższych ustawień. Dobrze wymieszać roztwór przed napełnieniem strzykawki.
    3. Wstrzyknij 0,9% chlorku sodu myszom kontrolnym, który będzie potrzebny do oceny swoistości sygnału.
  4. Wstrzykiwanie i obrazowanie sondy fluorescencyjnej w bliskiej podczerwieni pod kątem aktywności MMP
    1. Ostrożnie ogol lub wypiluj okolicę głowy i górnego odcinka kręgosłupa na dzień przed wykonaniem zdjęcia podstawowego. Skóra nie może być uszkodzona.
    2. Użyj obrazowania epifluorescencji w bliskiej podczerwieni w ognisku B (odległość: 6,5 cm). Maksima wzbudzenia/emisji sondy aktywowanej MMP wynoszą 680/700 nm. Uchwyć dwa obrazy na różnych długościach fal, przy Ex640/Em700 i Ex675/Em720; Użyj ekspozycji 1-S, binningu 8 i fstop 2. Wykonaj obraz linii bazowej.
    3. Dodaj 200 μl 1x PBS do 1,5 ml probówki gotowego do użycia roztworu (20 nmol/1,5 ml w 1x PBS), tak aby wystarczyło dla 10 myszy; dobrze wymieszaj przed napełnieniem strzykawki.
      UWAGA: Podana objętość nie uwzględnia faktu, że część objętości jest tracona podczas napełniania strzykawki i wstrzykiwania.
    4. Wstrzyknąć 150 μl sondy dożylnie przez żyłę ogonową 24 godziny przed obrazowaniem. PBS należy wstrzykiwać tylko zwierzętom kontrolnym w celu oceny swoistości sygnału.
    5. Po 24 godzinach od wstrzyknięcia wykonaj zdjęcia Epi-FL co najmniej na dwóch długościach fali, Ex640/Em700 i Ex 675/Em720, z ustawieniami opisanymi powyżej (ekspozycja 1 s, ostrość B, binning 8 i fstop 2).
      UWAGA: Zastosowanie dwóch długości fal pozwala na rozmieszanie widma poprzez odjęcie sygnału niespecyficznego.

3. Analizy obrazów

  1. Analiza bioluminescencyjna (BLI)
    1. Kliknij dwukrotnie oprogramowanie, aby je otworzyć.
    2. Na górnym pasku menu kliknij ikonę przeglądarki plików, przejdź do katalogu folderu eksperymentu i wybierz go; spowoduje to otwarcie wszystkich plików w folderze w tabeli.
    3. Skonfiguruj kolumny z opisami istotnymi dla eksperymentu.
    4. W celu kontroli jakości kliknij dwukrotnie plik myszy bez odpowiedzi bez objawów EAE i/lub myszy naiwnej, aby sprawdzić specyficzność sygnałów EAE.
      UWAGA: U myszy nieleczonych wcześniej nie powinno być sygnału, a u myszy niereagujących na sygnał powinien być minimalny.
      1. Sprawdź obraz linii bazowej przed wstrzyknięciem sondy dla każdej myszy jako dalszą kontrolę specyficzności sygnału; powinien być negatywny.
    5. Aby wybrać obraz, kliknij dwukrotnie pierwszy plik pierwszej myszy EAE i sprawdź intensywność bioluminescencji (zakres pasków LUT) oraz lokalizację. Sprawdź wszystkie obrazy jeden po drugim. Zamknij plik z najniższą intensywnością dla każdej myszy (tj. zachowaj 2 z 3 obrazów dla każdej myszy).
    6. Regulacja i eksport obrazu
      1. Kliknij dwukrotnie pierwszy plik, który ma zostać określony ilościowo. Obserwuj, jak pojawia się nowe wyskakujące okienko. W sekcji "opcje" (górne menu) dostosuj etykiety, które mają być wyświetlane na każdym obrazie.
      2. W prawej palecie narzędzi przejdź do "dopasowania obrazu". Domyślnie minimalne i maksymalne intensywności są ustawione na "auto" i wyświetlane w pseudokolorze tęczy. Wybierz "ręcznie", aby w razie potrzeby zmienić ustawienia.
        UWAGA: Na przykład wszystkie eksportowane obrazy mogą mieć identyczne paski LUT (identyczne minima i maksima), aby można je było łatwo porównać. Korekta minimów i maksimów nie ma wpływu na wyniki ilościowe.
      3. Kliknij eksport obrazu, wybierz png, katalog i nazwę obrazu
    7. Kwantyfikacja regionów zainteresowania (ROI)
      1. Przejdź do narzędzia "ROI" w palecie narzędzi. Wybierz metodę ROI (okrągła, prostokątna, automatyczna lub odręczna) oraz liczbę ROI. Obserwuj, jak w oknie obrazu pojawia się okno ROI.
      2. Za pomocą myszy dostosuj rozmiar i położenie. Użyj identycznych progów ROI dla wszystkich obrazów, jeśli używane jest narzędzie do automatycznego zwrotu z inwestycji. Użyj identycznych obszarów dla wszystkich obrazów, jeśli rozmiary i pozycje ROI są definiowane ręcznie (np. okrągłe ROI).
      3. Kliknij "zmierz RO.I. Obserwuj, jak pojawia się nowe okno. Dostosuj kolumny (np. nazwa pliku, liczba zwierząt, grupa, eksperyment, obszar, całkowita liczba, średnia liczba, liczba SD, minimalna i maksymalna liczba, obszar, punkt czasowy, czas wstrzyknięcia sondy itp.). Zapisz dostosowane ustawienia. Gdy wszystko będzie gotowe, zaznacz wszystko (Ctrl + A), a następnie skopiuj i wklej tabelę do arkusza kalkulacyjnego.
      4. Wyeksportuj obraz jako png z ustawionymi zwrotami akcji. Zapisz i zamknij plik obrazu.
    8. Powtórz procedurę (kroki 3.1.6 - 3.1.7) dla wszystkich plików obrazów, które wymagają ilościowego określenia. Skopiuj wszystkie kwantyfikacje zwrotu z inwestycji do arkusza kalkulacyjnego.
      UWAGA: Tutaj wyniki można sortować według grupy, punktu czasowego itp. i analizować statystycznie. Do analiz statystycznych należy wykorzystać łączną liczbę sygnałów bioluminescencyjnych w ROI.
  2. Analiza nanocząstek fluorescencyjnych w bliskiej podczerwieni (NIR)
    1. Korzystając z elementów sterujących w oprogramowaniu, dostosuj próg obrazu.
      UWAGA: Nie ma to wpływu na wynik ilościowy.
    2. Porównaj wizualnie obrazy zarejestrowane w Ex/Em 675/720 i Ex/Em 640/700, aby ocenić specyficzność sygnału.
    3. Do analizy ilościowej należy wykorzystać obrazy wykonane w Ex/Em 675/720 (maksimum wzbudzenia: 680 nm). Zdefiniuj ROI, dla których można użyć narzędzia do automatycznego zwrotu z inwestycji. Dostosuj próg automatycznego zwrotu z inwestycji i używaj go dla wszystkich obrazów. Określ ilościowo całkowitą wydajność promieniowania w ROI (patrz krok 3.1).
  3. Analiza w bliskiej podczerwieni (NIR) sondy czułej na proteazę
    1. Korzystając z elementów sterujących oprogramowania, dostosuj próg obrazu.
      UWAGA: Nie ma to wpływu na wynik ilościowy. Wykonaj demieszanie widmowe autofluorescencji. Narzędzie do rozłączania jest zaimplementowane w Living Image. Automatyczne rozmieszawanie wykorzystuje Ex/Em 640/700 jako obraz specyficzny i 675/720 jako obraz autofluorescencyjny.
    2. Wybierz niezmieszany obraz i zdefiniuj ROI, jak opisano powyżej. Wykorzystaj całkowitą wydajność promieniowania w ROI do analiz ilościowych i statystycznych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Przebieg czasowy bioluminescencji w zapaleniu nerwu wzrokowego

Sygnał bioluminescencji sondy stanu zapalnego był najsilniejszy w okolicach oczu i występował wyłącznie u myszy z EAE z zapaleniem nerwu wzrokowego. Sygnał nie wystąpił ani u myszy bez EAE, ani u myszy, którym nie wstrzyknięto sondy stanu zapalnego. Sygnał zanikł w miarę powrotu myszy do zdrowia. Zatem sygnał jest specyficzny dla zapalenia nerwu wzro...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Prezentowany film przedstawia techniki obrazowania bioluminescencji i fluorescencji w bliskiej podczerwieni in vivo EAE u myszy SJL/J. Pokazujemy, że obrazowanie bioluminescencyjne przy użyciu sondy wrażliwej na stan zapalny pokazuje głównie zapalenie nerwu wzrokowego, a kwantyfikacja zgadza się z kliniczną oceną ciężkości EAE i skutków leków. Jednak metoda obrazowania bioluminescencyjnego nie była w stanie wykryć stanu zapalnego lędźwiowego rdzenia kręgowego, który jest głównym miejscem manifestacji EAE

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

Te badania były wspierane przez Deutsche Forschungsgemeinschaft (CRC1039 A3) oraz program finansowania badań "Landesoffensive zur Entwicklung wissenschaftlich-ökonomischer Exzellenz" (LOEWE) kraju związkowego Hesja, Centrum Badawcze Medycyny Translacyjnej i Farmakologii TMP oraz Fundację Else Kröner-Fresenius (EKFS), Research Training Group Translational Research Innovation - Pharma (TRIP).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
AngioSpark-680Perkin Elmer, Inc., Waltham, Stany ZjednoczoneNEV10149Sonda obrazująca, pegylowane nanocząstki, przydatne do obrazowania integralności bariery krew-mózg
MMP-sense 680Perkin Elmer, Inc., Waltham, Stany ZjednoczoneNEV10126Sonda do obrazowania, aktywowana przez metaloproteinazy macierzy, przydatna do obrazowania stanu zapalnego
Sonda zapalna XenoLight RediJectPerkin Elmer, Inc., Waltham, Stany Zjednoczone760535Sonda obrazująca, aktywowana przez oksydazy, przydatna do obrazowania stanu zapalnego
Emulsja PLP139-151/CFA Hooke Labs, St Lawrence, MAEK-0123Zestaw indukcyjny EAE
Toksyna krztuścaHooke Labs, St Lawrence, MAEK-0123Zestaw indukcyjny EAE
IVIS Lumina SpectrumPerkin Elmer, Inc., Waltham, USASystem obrazowania bioluminescencji i podczerwieni
Oprogramowanie LivingImage 4.5 Perkin Elmer, Inc., Waltham, Stany ZjednoczoneCLS136334Oprogramowanie do analizy IVIS
IsofluraneAbbott Labs, Illinois, USA26675-46-7Znieczulenie

Bibliografia

  1. Compston, A., Coles, A. Multiple sclerosis. Lancet. 372 (9648), 1502-1517 (2008).
  2. Dunn, J. Impact of mobility impairment on the burden of caregiving in individuals with multiple sclerosis. Expert Rev Pharmacoecon Outcomes Res. 10 (4), 433-440 (2010).
  3. Dutta, R., Trapp, B. D. Mechanisms of neuronal dysfunction and degeneration in multiple sclerosis. Prog Neurobiol. 93 (1), 1-12 (2011).
  4. Sawcer, S., et al. Genetic risk and a primary role for cell-mediated immune mechanisms in multiple sclerosis. Nature. 476 (7359), 214-219 (2011).
  5. Schmitz, K., et al. R-flurbiprofen attenuates experimental autoimmune encephalomyelitis in mice. EMBO Mol Med. 6 (11), 1398-1422 (2014).
  6. Balls, M. The origins and early days of the Three Rs concept. Altern Lab Anim. 37 (3), 255-265 (2009).
  7. Barthelmes, J., et al. Induction of Experimental Autoimmune Encephalomyelitis in Mice and Evaluation of the Disease-dependent Distribution of Immune Cells in Various Tissues. J Vis Exp. (111), (2016).
  8. Leahy, A. A., et al. Analysis of the trajectory of osteoarthritis development in a mouse model by serial near-infrared fluorescence imaging of matrix metalloproteinase activities. Arthritis Rheumatol. 67 (2), 442-453 (2015).
  9. Scales, H. E., et al. Assessment of murine collagen-induced arthritis by longitudinal non-invasive duplexed molecular optical imaging. Rheumatology (Oxford). 55 (3), 564-572 (2016).
  10. Nahrendorf, M., et al. Dual channel optical tomographic imaging of leukocyte recruitment and protease activity in the healing myocardial infarct. Circ Res. 100 (8), 1218-1225 (2007).
  11. Eaton, V. L., et al. Optical tomographic imaging of near infrared imaging agents quantifies disease severity and immunomodulation of experimental autoimmune encephalomyelitis in vivo. J Neuroinflammation. 10, (2013).
  12. Kandagaddala, L. D., Kang, M. J., Chung, B. C., Patterson, T. A., Kwon, O. S. Expression and activation of matrix metalloproteinase-9 and NADPH oxidase in tissues and plasma of experimental autoimmune encephalomyelitis in mice. Exp Toxicol Pathol. 64 (1-2), 109-114 (2012).
  13. Wang, C., et al. In situ fluorescence imaging of myelination. J Histochem Cytochem. 58 (7), 611-621 (2010).
  14. Wang, C., et al. Longitudinal near-infrared imaging of myelination. J Neurosci. 31 (7), 2382-2390 (2011).
  15. Engelhardt, B. Molecular mechanisms involved in T cell migration across the blood-brain barrier. J Neural Transm. 113 (4), 477-485 (2006).
  16. Badawi, A. H., et al. Suppression of EAE and prevention of blood-brain barrier breakdown after vaccination with novel bifunctional peptide inhibitor. Neuropharmacology. 62 (4), 1874-1881 (2012).
  17. Simmons, S. B., Pierson, E. R., Lee, S. Y., Goverman, J. M. Modeling the heterogeneity of multiple sclerosis in animals. Trends in immunology. 34 (8), 410-422 (2013).
  18. Lin, T. H., et al. Diffusion fMRI detects white-matter dysfunction in mice with acute optic neuritis. Neurobiol Dis. 67, 1-8 (2014).
  19. Knier, B., et al. Neutralizing IL-17 protects the optic nerve from autoimmune pathology and prevents retinal nerve fiber layer atrophy during experimental autoimmune encephalomyelitis. J Autoimmun. 56, 34-44 (2015).
  20. Schellenberg, A. E., Buist, R., Yong, V. W., Del Bigio, M. R., Peeling, J. Magnetic resonance imaging of blood-spinal cord barrier disruption in mice with experimental autoimmune encephalomyelitis. Magn Reson Med. 58 (2), 298-305 (2007).
  21. Mori, Y., et al. Early pathological alterations of lower lumbar cords detected by ultrahigh-field MRI in a mouse multiple sclerosis model. Int Immunol. 26 (2), 93-101 (2014).
  22. Bittner, S., et al. Endothelial TWIK-related potassium channel-1 (TREK1) regulates immune-cell trafficking into the CNS. Nat Med. 19 (9), 1161-1165 (2013).
  23. Theien, B. E., et al. Differential effects of treatment with a small-molecule VLA-4 antagonist before and after onset of relapsing EAE. Blood. 102 (13), 4464-4471 (2003).
  24. Hawkins, B. T., Davis, T. P. The blood-brain barrier/neurovascular unit in health and disease. Pharmacol Rev. 57 (2), 173-185 (2005).
  25. Coisne, C., Mao, W., Engelhardt, B. Cutting edge: Natalizumab blocks adhesion but not initial contact of human T cells to the blood-brain barrier in vivo in an animal model of multiple sclerosis. J Immunol. 182 (10), 5909-5913 (2009).
  26. Andresen, V., et al. High-resolution intravital microscopy. PLoS One. 7 (12), e50915(2012).
  27. Bukilica, M., et al. Stress-induced suppression of experimental allergic encephalomyelitis in the rat. Int J Neurosci. 59 (1-3), 167-175 (1991).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Obrazowanie bioluminescencyjnemyszy z stwardnieniem rozsianymbariera krew m zgobrazowanie in vivokliniczne oceny EAEnaciek kom rek odporno ciowych
Bioluminescencja i obrazowanie w bliskiej podczerwieni zapalenia nerwu wzrokowego i zapalenia mózgu w modelu EAE stwardnienia rozsianego u myszy
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.