Ten protokół opisuje centralnie cewnikowany mysi model przedłużającej się choroby krytycznej. Łączymy metodę podwiązania jelita ślepego i nakłucia w celu wywołania sepsy z wykorzystaniem centralnej linii żylnej do podawania płynów, leków i składników odżywczych, aby naśladować warunki kliniczne człowieka.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Zastosowanie centralnej linii żylnej do podawania płynów, leków i składników odżywczych w mysim modelu choroby krytycznej
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Ten protokół opisuje centralnie cewnikowany mysi model długotrwałej choroby krytycznej. Łączymy metodę podwiązania jelita ślepego i nakłucia w celu wywołania sepsy z wykorzystaniem centralnej linii żylnej do podawania płynów, leków i składników odżywczych, aby naśladować warunki kliniczne człowieka. Pacjenci w stanie krytycznym wymagają intensywnej pomocy medycznej, aby przeżyć. Podczas gdy większość pacjentów wraca do zdrowia w ciągu kilku dni, około jedna czwarta pacjentów wymaga długotrwałej intensywnej terapii i jest narażona na wysokie ryzyko zgonu z powodu nierozwiązanej niewydolności wielonarządowej. Co więcej, przedłużająca się faza krytycznej choroby charakteryzuje się głębokim osłabieniem mięśni oraz zmianami endokrynologicznymi i metabolicznymi, których patogeneza nie jest obecnie w pełni poznana. Najczęściej stosowanym modelem zwierzęcym w badaniach na oddziale intensywnej terapii jest model podwiązania i nakłucia jelita ślepego w celu wywołania sepsy. Jest to bardzo powtarzalny model, z ostrymi zmianami zapalnymi i hemodynamicznymi podobnymi do ludzkiej sepsy, który ma na celu badanie ostrej fazy krytycznej choroby. Jednak model ten charakteryzuje się wysoką śmiertelnością, która różni się od klinicznej sytuacji człowieka i nie jest rozwijany do badania przedłużonej fazy krytycznej choroby. W związku z tym dostosowaliśmy tę technikę, umieszczając centralny cewnik żylny w żyle szyjnej, co pozwoliło nam na zapewnienie klinicznie istotnej opieki wspomagającej, aby lepiej naśladować ludzką sytuację kliniczną w stanie krytycznym. Ten mysi model wymaga rozległego zabiegu chirurgicznego i codziennej intensywnej opieki nad zwierzętami, ale skutkuje uzyskaniem odpowiedniego modelu ostrej i przedłużającej się fazy krytycznej choroby.
Wprowadzenie
Choroba krytyczna to stan chorobowy, w którym funkcja jednego lub więcej układów narządów jest utrudniona do tego stopnia, że pacjent umrze, chyba że zostanie udzielone intensywne wsparcie medyczne. Podczas gdy początkowa przyczyna przyjęcia na oddział intensywnej terapii (OIOM) może być różna, począwszy od urazu, skomplikowanej operacji, oparzeń, zaostrzeń choroby po sepsę, wszyscy pacjenci w stanie krytycznym cierpią na uszkodzenie komórek, spowodowane między innymi hipoperfuzją, niedotlenieniem i nadmiernym stanem zapalnym, co prowadzi do niewydolności narządów. Większość pacjentów przeżywa ostrą urazę, ale znaczna część pacjentów nie wraca natychmiast do zdrowia i wymaga długotrwałej intensywnej terapii. Są oni narażeni na wysokie ryzyko zgonu z powodu nieustąpienia niewydolności wielonarządowej. Co więcej, przedłużająca się faza krytycznej choroby charakteryzuje się głębokim osłabieniem mięśni oraz zmianami endokrynologicznymi i metabolicznymi, których patogeneza nie jest obecnie w pełni poznana.
Kilka modeli gryzoni jest używanych w warunkach intensywnej terapii. Dwa najczęściej stosowane modele to egzogenne podawanie lipopolisacharydu (LPS) oraz podwiązanie i nakłucie jelita ślepego (CLP). Oba modele zostały opracowane w celu naśladowania ostrej fazy sepsy, zdefiniowanej jako zagrażająca życiu dysfunkcja narządu spowodowana rozregulowaną odpowiedzią gospodarza na zakażenie i jeden z głównych powodów przyjęcia na OIOM na całym świecie1,2. Model LPS ma kilka wad, ponieważ tylko przejściowo wpływa na uwalnianie cytokin i stan hemodynamiczny zwierzęcia3. W przeciwieństwie do ludzi, gryzonie są również szczególnie odporne na endotoksyny, a stosowanie "wysokich dawek" endotoksyny jest konieczne do wywołania niedociśnienia i śmiertelności, co dodatkowo budzi obawy co do ważności tej metody4,5. Drugi model, model podwiązania i nakłucia jelita ślepego (CLP), obejmuje podwiązanie części jelita ślepego, a następnie nakłucie igły na wskroś. Zabieg ten powoduje wielobakteryjną infekcję jamy brzusznej z uszkodzeniem tkanek, a następnie translokację bakterii do komory krwi. Spowoduje to ogólnoustrojową reakcję zapalną i rozwój sepsy. Model CLP został szeroko uznany za zwierzęcy model ostrej choroby krytycznej, który odtwarza główne cechy sepsy: hiperzapalenie, rozszerzenie naczyń krwionośnych, niedociśnienie i zwiększony rzut serca6,7. Jednak model ten nie pozwala na badanie nieustępującej niewydolności wielonarządowej, zaniku mięśni oraz zmian endokrynologicznych i metabolicznych, które są typowe dla przedłużonej fazy krytycznej choroby. Co więcej, ostatnio zakwestionowano wiarygodność modeli mysich w odniesieniu do chorób krytycznych, ponieważ wyniki badań na modelach mysich nie zawsze mogą być przełożone na środowisko ludzkie8,9,10. Możliwym wyjaśnieniem może być to, że opieka wspomagająca, która jest zapewniana krytycznie chorym pacjentom, różni się znacznie od opieki zapewnianej krytycznie chorym myszom.
Dlatego, aby bardziej upodobnić się do ludzkiego otoczenia i umożliwić badanie przedłużonej fazy krytycznej choroby, opracowaliśmy model myszy, który naśladuje intensywną terapię ostrą stosowaną u ludzi, taką jak intensywne podawanie płynów dożylnie i antybiotykoterapię, i który pozwala na stosowanie leczenia wspomagającego w celu przetrwania przedłużonej fazy krytycznej choroby, takich jak wsparcie żywieniowe. W tym celu zaadaptowaliśmy mysi model sepsy wywołanej przez CLP, będący złotym standardem dla sepsy i umieściliśmy centralną linię żylną, która umożliwia podawanie płynów, składników odżywczych i leków.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Protokół został zatwierdzony przez Komisję Etyki Badań nad Zwierzętami Uniwersytetu w Leuven.
1. Przygotowanie linii żylnej
- Przygotować końcówkę cewnika żylnego poprzez szybkie zanurzenie środkowej części 60 cm rurki z mikrorenathanu (MRE) w gorącym (> 20 °C) oleju sezamowym. Następnie rozciągnąć środkową część rurki, aby uzyskać wąską średnicę (średnica zewnętrzna (OD) < 0.5 mm), delikatnie oddalając od siebie końce rurki.
- Używając ostrza skalpela, przeciąć rurkę na dwie części po 30 cm każda (patrz Rycina 1, Tabela 1).
- Połączyć rurkę MRE z rurką polietylenową PE10 za pomocą łącznika polietylenowego PE50, a następnie połączyć tę rurkę PE10 z dolną częścią obrotniqy. Górną część obrotnicy połączyć z rurką PE10, a tę z igłą typu Luer stub za pomocą rurki z łącznikiem PE50, zgodnie z Rycina 1.
- Nanieść silny, szybko utwardzający się klej do wszystkich połączeń i sprawdzić szczelność cewnika, przepłukując go powietrzem. Przed użyciem cewnik poddać sterylizacji gazowej.
Rycina 1: Konstrukcja linii żylnej. Linie żylne przygotowuje się poprzez rozciąganie rurek MRE do uzyskania niewielkiej średnicy, a następnie ich połączenie. poprzez przewód polietylenowy do urządzenia obrotowego dla gryzoni. Patrz Tabela 1 w celu uzyskania instrukcji dotyczących długości poszczególnych części. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej figury.
| Legenda | Długość | Objętość |
| 1) Igła z przyłączem Luer 2 G | ||
| 2) PE50 – polietylen 0,023" x 0,038" | 5 cm | 13 µL |
| 3) PE10 – polietylen .01" x .024” | 50 cm | 30 µL |
| 4) Obrotówka dla gryzoni 20 G | ||
| 5) PE-10 | 15 cm | 9 µL |
| 6) PE-50 (łącznik) | 5 cm | 13 µL |
| 7) MRE025 Końcówka z rozciągniętego mikropoliuretanu 0,025" x 0,012" | 30 cm | 27 µL |
| Suma całkowita | 105 cm | 92 µL |
Tabela 1: Konstrukcja linii żylnej.Niniejsza tabela stanowi legendę do Rysunku 1.
2. Znieczulenie i przygotowanie przedoperacyjne
- Użyć 24-tygodniowych samców myszy C57BL/6J (27 - 32 g).
UWAGA: Stosujemy myszy w wieku 24 tygodni (dojrzałe osobniki), ponieważ wiek ten lepiej odpowiada średniemu wiekowi pacjentów oddziałów intensywnej terapii. Używamy wyłącznie samców, aby uniknąć cyklicznego wpływu estrogenów. Technikę tę można stosować również u młodszych zwierząt (przetestowano u myszy 16-tygodniowych) oraz u samic, jeśli jest to preferowane. - Przed użyciem wysterylizować wszystkie instrumenty chirurgiczne. Przepłukać sterylny, wykonany samodzielnie kaniulę żylną solą fizjologiczną, aby usunąć pęcherzyki powietrza oraz sprawdzić drożność i ewentualne nieszczelności.
- Odciąć metalowy drut (średnica 0,8 mm) o długości 80 cm, złożyć go na pół, tworząc pętlę. Nawlec 3 koraliki na podwojony drut w kierunku pętli. Przymocować kaniulę do metalowego drutu, przesuwając końcówkę kaniuli przez 3 koraliki.
UWAGA: Metalowy drut mocujący jest niezbędny do rotacji obrotnicy, do której podłączona jest kaniula. Dzięki temu mysz może poruszać się swobodnie, bez blokowania linii żylnej. - Zznieczulić mysz poprzez doszprycytowe (IP) wstrzyknięcie mieszaniny 0,03 mL ketaminy (10 mg/kg) i 0,02 mL ksylazyny (13 mg/kg). Upewnić się, że znieczulenie jest odpowiednie, sprawdzając brak odruchów. Delikatnie wyciągnąć język myszy pęsetą, aby zapobiec uduszeniu przez zapadnięcie języka.
UWAGA: Jeśli po 10 min mysz nadal próbuje wycofać kończyny, podać dodatkową ketaminę w bolusie 0,01 mL. - Ogolić obszar operacyjny, w tym brzuch, przednią część szyi (trójkąt między brodą, mostkiem a obojczykiem) oraz obszar między łopatkami u podstawy głowy.
- Umieścić mysz w pozycji brzusznej na wstępnie podgrzanej macie grzewczej, zdezynfekować skórę 70% etanolem i nałożyć niewielką ilość lubrykantu okulistycznego, aby chronić oczy przed wysychaniem. Przeprowadzić infiltrację miejsc operacyjnych (brzuch, przód i tył szyi) 0,2 mL ropiwakaínu (0,67 mg/kg).
- Gdy mysz wciąż znajduje się w pozycji brzusznej, wykonać niewielkie nacięcie skalpelem lub nożyczkami u podstawy grzbietowej strony głowy. Odsłonić tylne mięśnie szyi i przywiązać mięsień do pętli drutu mocującego nicią nylonową 3.0, przeprowadzając nić pod mięśniem.
- Położyć mysz na prawym boku. Wykonać niewielkie pionowe nacięcie skóry na brzusznej stronie szyi skalpelem lub nożyczkami. Pod kontrolą wizualną wprowadzić igłę 18G podskórnie przez to nacięcie brzuszne w kierunku wcześniej wykonanego nacięcia na grzbiecie i przeciągnąć kaniulę przez igłę, aby wyprowadzić ją na stronę brzuszną.
- Położyć mysz na grzbiecie. Przeciągnąć nić nylonową 3.0 za górnymi siekaczami myszy i przymocować ją taśmą do maty grzewczej. Zabezpieczyć głowę w masce tlenowej do podawania tlenu (2 L/min). Unieruchomić mysz w pozycji wyprostowanej, przyklejając taśmą ogon oraz dwie przednie kończyny.
UWAGA: Jeśli samo znieczulenie ketaminą i ksylazyną jest niewystarczające, podczas operacji można podawać wziewnie izofluran (0,5 - 1,5%).
3. Umieszczenie chronicznego cewnika indwelacyjnego
- Umieść mysz pod mikroskopem stereotypowym. W wykonanym wcześniej nacięciu na brzusznej stronie szyi delikatnie odsuń pęsetą tkankę tłuszczową i gruczoły, aż do momentu uwidocznienia żyły szyjnej.
- Przeprowadź tępe rozczłonkowanie, aby uwolnić żyłę szyjną z tkanki łącznej i podskórnej znajdującej się powyżej i wokół naczynia; w tym celu umieść końcówkę pęsety między żyłą a tkanką łączną i wielokrotnie otwieraj pęsetę równolegle do żyły. Dzięki temu uniknie się uszkodzenia naczynia.
- Izoluj żyłę szyjną, umieszczając pod nią tępą pęsetę. Przełóż pod żyłą trzy fragmenty nici jedwabnej 3.0; jeden fragment umieść proksymalnie w stosunku do rozwidlenia żyły szyjnej (podwiązanie kranialne), a drugi blisko mięśnia mostkowo-obojczykowo-sutkowatego (podwiązanie kaudalne). Zaciśnij podwiązanie kranialne i kaudalne, aby napiąć żyłę i zapobiec nadmiernemu krwawieniu podczas wprowadzania cewnika. Wykonaj luźne podwiązanie środkową nicią, aby zapewnić łatwe zabezpieczenie cewnika w późniejszym etapie.
- Za pomocą mikronożyczek wykonaj wzdłuż żyły nacięcie między podwiązaniem kranialnym a kaudalnym, wystarczająco duże, aby móc wprowadzić cewnik. Chwyć cewnik pęsetą i wprowadź go na 1 mm do wnętrza żyły. Luźno zabezpiecz cewnik, zawiązując podwiązanie środkowe i potwierdź prawidłowe umiejscowienie, delikatnie przepłukując cewnik sterylną solą fizjologiczną.
- Zabezpiecz cewnik, mocno zawiązując podwiązanie środkowe i kaudalne wokół naczynia i cewnika. Zwiąż końce podwiązania kaudalnego i środkowego, aby trwale ustabilizować cewnik. Upewniając się, że węzły nie zamykają światła żyły, przepłukuj cewnik po każdym zawiązanym węźle. Na koniec zawiąż podwiązania kaudalne i kranialne. Zamknij nacięcie szwami z nici jedwabnej 5.0.
4. Podwiązanie i nakłucie kąbnicy
- Wykonać 1-cm nacięcie w linii środkowej przez skórę dolnej połowy brzucha za pomocą skalpela lub nożyczek; należy uważać, aby nie przebić się do jamy otrzewnej.
- Zidentyfikować linea alba mięśni brzucha i wykonać nacięcie międzymięśniowe, aby uzyskać dostęp do jamy otrzewnej. Zlokalizować kątnicę, a następnie za pomocą tępych kleszczy anatomicznych wyizolować ją i wyciągnąć na zewnątrz.
- Przewiązać kątnicę w połowie jej długości za pomocą szwów jedwabnych 3.0. Należy upewnić się, że zastawka kicienszowa nie została podwiązana, aby zachować ciągłość jelita.
- Perforować kątnicę igłą 18G za pomocą pojedynczego nakłucia na wylot w połowie odległości między miejscem podwiązania a końcem kątnicy. Po wyjęciu igły należy usunąć niewielką ilość kału przez otwór, aby zapewnić jego drożność.
- Wprowadzić jelito z powrotem do jamy brzusznej, a następnie zamknąć otrzewną i skórę szwami jedwabnymi 5.0.
UWAGA: Średnio nowy stażysta potrzebuje od 10 do 15 zwierząt, aby móc sprawnie wprowadzić cewnik żylny i przeprowadzić procedurę CLP w ciągu 45 min. Po okresie szkolenia można spodziewać się 10% śmiertelności związanej z anestezją/operacją.
5. Leczenie pooperacyjne i płynoterapia
- Umieść mysz w pozycji grzbietowej i przymocuj kaniulę do drutu mocującego za pomocą taśmy. Przenieś mysz do osobnej klatki. Użyj statywu z regulowanym zaciskiem, aby utrzymać urządzenie obrotowe (swivel) 25 cm nad myszą, a następnie mocno przyklej wolną część metalowego drutu mocującego do punktu obrotowego urządzenia.
- Podłącz do linii żylnej strzykawkę zawierającą mieszaninę koloidów i krystaloidów zrównoważonych (1:4), aby rozpocząć resuscytację płynową.
- Umieść klatkę w szafie dla zwierząt z kontrolowaną temperaturą (27 °C) i 12-godzinnym cyklem światła i ciemności, a następnie rozpocznij dożylną resuscytację płynową (10 mL/kg/h) za pomocą precyzyjnej pompy infuzyjnej sterowanej strzykawką. Zapewnij wzbogacenie środowiska klatki, np. materiał do gniazdowania i drewniany klocek.
6. Intensywna terapia
- 6 h po operacji podać podskórnie leki przeciwbólowe i antybiotyki (0,3 mL buprenorfiny (0,15 mg/kg) oraz 0,2 mL imipenemu (16,67 mg/kg)). UWAGA: Zgodnie ze standardową praktyką medycyny zwierząt laboratoryjnych, pierwszą dawkę leków przeciwbólowych podaje się przed pierwszym nacięciem chirurgicznym, a następnie zgodnie z wytycznymi weterynaryjnymi danej instytucji. Iniekcje podskórne należy wykonywać ostrożnie w przestrzeń podskórną.
- Po 20–24 h resuscytacji płynowej zastąpić krystaloidy/koloidy całkowitym żywieniem pozajelitowym (6,67 mL/kg/h).
UWAGA: Podawane całkowite żywienie pozajelitowe (5,8 kcal/24 h) pokrywa około 40% dziennego zapotrzebowania kalorycznego myszy, co odpowiada wczesnemu spożyciu kalorii u pacjentów na oddziale intensywnej terapii. - Podawać podskórnie leki przeciwbólowe i antybiotyki (0,6 mL buprenorfiny (0,3 mg/kg) oraz 0,2 mL imipenemu (16,67 mg/kg)) co 12 h przez cały okres choroby krytycznej.
- Kontrolować zwierzęta co najmniej co 3 h w ciągu dnia. Oceniać cierpienie, przypisując punktację bólową w oparciu o zwalidowaną skalę grymasów u myszy1. Zintensyfikować monitorowanie zwierząt z wysoką punktacją bólową.
7. Zakończenie eksperymentu
UWAGA: Zatwierdzenie oraz rekomendacje dotyczące stopnia dotkliwości modelu, a także wytyczne i zasady dotyczące punktów końcowych dla ludzi powinny zostać uzgodnione z lokalną Instytucjonalną Komisją Etyczną ds. Badań na Zwierzętach.
UWAGA: W przypadku niedrożności linii żylnej, takiej jak zablokowany cewnik, przemieszczenie cewnika lub problemy z pompą strzykawkową, zwierzę zostaje wykluczone z badania i poddane eutanazji.
- Po zakończeniu okresu eksperymentalnego podaj myszy głęboką narkozę, stosując mieszaninę 0,03 mL ketaminy (10 mg/kg) i 0,02 mL ksylazyny (13 mg/kg). Uśmierć zwierzę poprzez pobranie krwi metodą punkcji serca. Próbki wybranych tkanek zamroź błyskawicznie i przechowuj w temperaturze -80 °C.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Myszy C57BL/6 wprowadzono w stan krytyczny zgodnie z powyższym opisem. Przeprowadzono dwa eksperymenty w celu oceny przeżywalności po CLP do dwóch punktów czasowych: przeżywalności do 5. dnia (n = 15) i przeżywalności do 7. dnia (n = 22) po CLP. Krzywe przeżywalności z obu eksperymentów nie różniły się istotnie (porównane do 5. dnia), co wskazuje na powtarzalność układu eksperymentalnego. Zwierzęta, które nie przeżyły, znaleziono martwe lub poddano eutanazji po osiągnięciu punktów końcowy...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Opracowaliśmy bardziej istotny klinicznie mysi model krytycznej choroby, łącząc metodę podwiązania jelita ślepego i nakłucia w celu wywołania sepsy za pomocą centralnej linii żylnej do podawania płynów, leków i składników odżywczych. Ten układ eksperymentalny jest powtarzalny, pozwala na badanie przedłużonej fazy krytycznej choroby i skutkuje stabilnym wskaźnikiem śmiertelności, naśladując w ten sposób sytuację kliniczną u ludzi1.
Podwiązanie i nakłucie jelita ślepego z...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
GVdB, za pośrednictwem Uniwersytetu w Leuven (KU Leuven), otrzymuje długoterminowe wsparcie badań strukturalnych z programu Methusalem finansowanego przez rząd flamandzki (METH08/07) i posiada Advanced Grant Europejskiej Rady ds. Badań Naukowych AdvG-2012-321670 z programu Ideas siódmego programu ramowego Unii Europejskiej. SET otrzymał stypendium Research Foundation-Flanders (FWO) Research Assistant Fellowship.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Buprenorfina | Ecuphar | Vetergesic 0,3 mg/ml | |
| C57BL/6 | Janvier labs | C57BL/6JRj | |
| koloidy | Fresenius Kabi | Volulyte 6% | |
| krystaloidy | Baxter | Plasmalyte i viaflo | |
| Ethilon 3.0 | Ethicon | F3211 | |
| Imipenem | MSD | Tienam 500 mg proszek do wstrzykiwań płynu | |
| Isoflurane | Eurovet | Iso-vet | |
| Ketamina | Eurovet | Nimatek 100 mg/ml | |
| LocTite Super glue3 wszystkie tworzywa sztuczne | Rectavit | 119818 | |
| Mersilk 3.0 | Ethicon | L192 | |
| Mersilk 5.0 | Ethicon | F682 | |
| Microrenathane .025" O.D. x .012" I.D. | Bioseb | MRE-025 | |
| olimel N7E | Baxter | ||
| PE10 - Polietylen .011" x .024" | Instech Solomon | BTPE-10 | |
| PE-50 rurka .023" x.038" | Instech Solomon | BTPE-50 | |
| krętlik gryzoni 20 G | Bioseb | RS-20G | |
| Ropivacaï przez | Astrazenica | Naropin 2 mg/ml | |
| Ksylazyna | VMD | Chlorowodorek ksylazyny 2% |
Bibliografia
- Angus, D. C., van der Poll, T. Severe sepsis and septic shock. N Engl J Med. 369 (9), 840-851 (2013).
- Singer, M., et al. The Third International Consensus Definitions for Sepsis and Septic Shock (Sepsis-3). JAMA. 315 (8), 801-810 (2016).
- Remick, D. G., Newcomb, D. E., Bolgos, G. L., Call, D. R. Comparison of the mortality and inflammatory response of two models of sepsis: lipopolysaccharide vs. cecal ligation and puncture. Shock. 13 (2), 110-116 (2000).
- Copeland, S., et al. Acute inflammatory response to endotoxin in mice and humans. Clin Diagn Lab Immunol. 12 (1), 60-67 (2005).
- Seok, J., et al. Genomic responses in mouse models poorly mimic human inflammatory diseases. Proc Natl Acad Sci U S A. 110 (9), 3507-3512 (2013).
- Rittirsch, D., Huber-Lang, M. S., Flierl, M. A., Ward, P. A. Immunodesign of experimental sepsis by cecal ligation and puncture. Nat Protoc. 4 (1), 31-36 (2009).
- Zolfaghari, P. S., Pinto, B. B., Dyson, A., Singer, M. The metabolic phenotype of rodent sepsis: cause for concern. Intensive Care Med Exp. 1 (1), 25(2013).
- Radermacher, P., Haouzi, P. A mouse is not a rat is not a man: species-specific metabolic responses to sepsis - a nail in the coffin of murine models for critical care research. Intensive Care Med Exp. 1 (1), 26(2013).
- Dyson, A., Singer, M. Animal models of sepsis: why does preclinical efficacy fail to translate to the clinical setting. Crit Care Med. 37 (1 Suppl), S30-S37 (2009).
- Osuchowski, M. F., et al. Abandon the mouse research ship? Not just yet. Shock. 41 (6), 463-475 (2014).
- Langford DJ1, B. A., Chanda, M. L., Clarke, S. E., Drummond, T. E., Echols, S., Glick, S., Ingrao, J., Klassen-Ross, T., Lacroix-Fralish, M. L., Matsumiya, L., Sorge, R. E., Sotocinal, S. G., Tabaka, J. M., Wong, D., van den Maagdenberg, A. M., Ferrari, M. D., Craig, K. D., Mogil, J. S. Coding of facial expressions of pain in the laboratory mouse. Nat Methods. 7, (2010).
- Hollenberg, S. M., et al. Characterization of a hyperdynamic murine model of resuscitated sepsis using echocardiography. Am J Respir Crit Care Med. 164 (5), 891-895 (2001).
- Heuer, J. G., et al. Cecal ligation and puncture with total parenteral nutrition: a clinically relevant model of the metabolic, hormonal, and inflammatory dysfunction associated with critical illness. J Surg Res. 121 (2), 178-186 (2004).
- Conti, M., Merlani, P., Ricou, B. Prognosis and quality of life of elderly patients after intensive care. Swiss Med Wkly. 142, (2012).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
