Artykuł metodologiczny

Przygotowanie i charakterystyka nowych nanocząstek naśladujących HDL do enkapsulacji czynnika wzrostu nerwów

7.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/55584

⸱

22 maja 2017

 , 
1Department of Pharmaceutical Sciences, College of Pharmacy, University of North Texas Health Science Center

W tym artykule

Podsumowanie

Prosta homogenizacja została wykorzystana do przygotowania nowatorskich, wysokiej gęstości, naśladujących lipoproteiny nanocząsteczek do enkapsulacji czynnika wzrostu nerwów. W artykule opisano wyzwania, szczegółowe protokoły przygotowania nanocząstek, charakterystyki in vitro oraz badań in vivo.

Streszczenie

Celem tego artykułu jest wprowadzenie metod przygotowania i charakterystyki nanocząstek (NP) o wysokiej gęstości i naśladujących lipoproteiny (HDL) naładowanych czynnikiem wzrostu nerwów (NGF). HDL są endogennymi NP i zostały zbadane jako nośniki do dostarczania środków terapeutycznych. Opracowano różne metody przygotowania nanocząsteczek naśladujących HDL. Są one jednak na ogół skomplikowane, czasochłonne i trudne do skalowania na skalę przemysłową. W tym badaniu zastosowano jednoetapową homogenizację w celu wymieszania substancji pomocniczych i utworzenia prototypowych nanocząsteczek. NGF jest rozpuszczalnym w wodzie białkiem o masie 26 kDa. Aby ułatwić enkapsulację NGF w środowisku lipidowym nanocząsteczek naśladujących HDL, zastosowano protaminę USP do utworzenia kompleksu par jonowych z NGF w celu zneutralizowania ładunków na powierzchni NGF. Kompleks NGF/protamina został następnie wprowadzony do prototypowych nanocząsteczek. Apolipoproteina A-I została ostatecznie pokryta na powierzchni nanocząsteczek. Nanocząsteczki naśladujące NGF HDL wykazały korzystne właściwości pod względem wielkości cząstek, rozkładu wielkości, skuteczności uwięzienia, uwalniania in vitro, bioaktywności i biodystrybucji. Dzięki starannemu zaprojektowaniu i zbadaniu homogenizacji w nanocząsteczkach naśladujących HDL, procedura została znacznie uproszczona, a nanocząsteczki stały się skalowalne. Ponadto udało się przezwyciężyć różne wyzwania, takie jak oddzielenie nieobciążonego NGF od nanocząsteczek, przeprowadzenie wiarygodnych badań uwalniania in vitro oraz pomiar bioaktywności nanocząsteczek.

Wprowadzenie

Makrocząsteczki, takie jak białka, peptydy i kwasy nukleinowe, pojawiły się jako obiecujące leki i zyskały znaczną uwagę w ostatnich dziesięcioleciach1,2. Ze względu na wysoką skuteczność i specyficzne tryby działania, wykazują duży potencjał terapeutyczny w leczeniu raka, chorób immunologicznych, HIV i schorzeń pokrewnych3,4. Jednak właściwości fizykochemiczne, takie jak ich duży rozmiar cząsteczkowy, trójwymiarowa struktura, ładunki powierzchniowe i hydrofilowy charakter, sprawiają, że dostarczanie tych makrocząsteczek in vivo jest bardzo trudne. To znacznie utrudnia ich kliniczne zastosowanie4. Niedawne postępy w systemach dostarczania leków, takich jak mikrocząstki, nanocząstki polimerowe (NP), liposomy i nanocząsteczki lipidowe, przezwyciężyły te wyzwania i znacznie poprawiły dostarczanie makrocząsteczek in vivo. Ujawniono jednak pewne wady dotyczące tych ładunków dostawczych, w tym niską zdolność ładowania leków, niską skuteczność chwytania, krótki okres półtrwania, utratę bioaktywności i niepożądane skutki uboczne5,6,7,8. Obszarem zainteresowań badawczych pozostają efektywne systemy nośne. Co więcej, opracowanie metod analitycznych do charakteryzowania nanocząsteczek obciążonych lekami jest trudniejsze w przypadku makrocząsteczek niż w przypadku małych cząsteczek.

Lipoprotein o wysokiej gęstości (HDL) to naturalny NP składający się z rdzenia lipidowego, który jest pokryty apolipoproteinami i monowarstwą fosfolipidową. Endogenny HDL odgrywa kluczową rolę w transporcie lipidów, białek i kwasów nukleinowych poprzez interakcję z docelowymi receptorami, takimi jak SR-BI, ABCAI i ABCG1. Został zbadany jako narzędzie do dostarczania różnych środków terapeutycznych9,10,11,12. Opracowano różne metody przygotowania nanocząsteczek naśladujących HDL. Dializa jest popularnym podejściem. W tej metodzie NP powstają przez uwodnienie filmu lipidowego za pomocą roztworu cholanu sodu. Sól jest następnie usuwana przez 2-dniową dializę z trzema13. Metody sonikacji wytwarzają nanocząsteczki poprzez sonikację mieszaniny lipidów przez 60 minut w warunkach ogrzewania; Nanocząsteczki są dalej oczyszczane za pomocą chromatografii żelowej14. Mikrofluidyka generuje nanocząsteczki za pomocą urządzenia mikroprzepływowego, które miesza fosfolipidy i roztwory apolipoproteiny A-I (APO A-I), tworząc mikrowiry we wzorze ogniskowania15. Oczywiście metody te mogą być czasochłonne, surowe i trudne do skalowania na skalę przemysłową.

W tym artykule przedstawiamy przygotowanie i charakterystykę nowych nanocząsteczek naśladujących HDL do enkapsulacji czynnika wzrostu nerwów (NGF). NGF jest homodimerem polipeptydowym związanym z dwusiarczkiem zawierającym dwa monomery polipeptydowe o masie 13,6 kDa. Opracowano nowatorską procedurę przygotowania nanocząsteczek poprzez homogenizację, a następnie enkapsulację NGF w nanocząsteczkach. Nanocząsteczki naśladujące HDL NGF scharakteryzowano pod kątem wielkości cząstek, rozkładu wielkości, potencjału zeta i uwalniania in vitro. Ich bioaktywność oceniano pod kątem wzrostu neurytów w komórkach PC12. Biodystrybucję nanocząsteczek naśladujących HDL NGF porównano z dystrybucją wolnego NGF po wstrzyknięciu dożylnym u myszy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

UWAGA: Badania na zwierzętach zawarte we wszystkich procedurach zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Wykorzystania w Centrum Nauk o Zdrowiu Uniwersytetu Północnego Teksasu.

1. Przygotowanie nanocząstek naśladujących HDL NGF

  1. Rozpuścić substancje pomocnicze, fosfatydylocholinę (PC), sfingomielinę (SM), fosfatydyloserynę (PS), oleinian cholesterolu (CO) i bursztynian glikolu polietylenowego D-α-tokoferylu (TPGS), w etanolu w celu przygotowania roztworów podstawowych o stężeniu 1 mg/ml.
    UWAGA: Roztwory podstawowe podzielono na porcje i przechowywano w temperaturze -20 °C. Oleinian cholesterolu był przechowywany w ciemnych butelkach. Roztwory podstawowe PC, SM, PS i CO były stabilne odpowiednio do 6, 3, 12 i 12 miesięcy w temperaturze -20 °C. Roztwór TPGS był stabilny przez co najmniej 12 miesięcy w temperaturze -20 °C.
  2. Wymieszaj 10 μl NGF (1 mg/ml w wodzie) z 10 μl protaminy USP (1 mg/ml w wodzie) w probówce mikrowirówki o pojemności 1,5 ml i odstaw na 10 minut w temperaturze pokojowej, aby utworzyć kompleks.
    UWAGA: Roztwory podstawowe NGF i protaminy podawano na porcje i przechowywano w temperaturze -20 °C. Nie zaleca się wielokrotnego zamrażania i rozmrażania w przypadku roztworu NGF.
  3. Do szklanej fiolki dodać 59 μl PC, 11 μl SM, 4 μl PS, 15 μl CO i 45 μl TPGS. Wymieszać i odparować etanol pod delikatnym strumieniem azotu przez około 5 minut; Wszystkie substancje pomocnicze powinny tworzyć oleisty, cienki film na dnie szklanej fiolki.
  4. Dodać 1 ml ultraczystej (typu 1) wody do fiolki i homogenizować przy 9 500 obr./min (8 600 x g) przez 5 minut w temperaturze pokojowej, aby utworzyć prototypowe nanocząsteczki.
  5. Dodać kompleks przygotowany w kroku 1.2 do prototypowych nanocząsteczek i inkubować w temperaturze 37 °C przez 30 minut, mieszając, używając małego pręta mieszającego w szklanej fiolce.
    1. Schłodzić NP, mieszając w temperaturze pokojowej przez kolejne 30 minut. Po ostygnięciu dodaj 106 μl Apo A-I (1,49 mg / ml) i mieszaj w temperaturze pokojowej przez noc, aby utworzyć końcowe NP naśladujące HDL NGF.

2. Charakterystyka nanocząstek naśladujących HDL NGF

  1. Zmierz wielkość cząstek i potencjał zeta za pomocą analizatora cząstek (patrz tabela materiałów) zgodnie z instrukcjami producenta.
  2. Użyj usieciowanej kolumny chromatografii filtracyjnej z żelem agarozowym, aby oddzielić nieobciążony NGF od nanocząsteczek naśladujących HDL NGF i określić skuteczność uwięzienia NGF.
    1. W celu przygotowania kolumny przenieść 15 ml zawiesiny Sepharose 4B-CL do zlewki o pojemności 50 ml. Wymieszaj zawiesinę z koralików za pomocą szklanego pręta i wlej trochę do kolumny (30 cm długości × 1 cm średnicy, z frytą szklaną na dole). Delikatnie dotknij kolumny, aby pozbyć się bąbelków. Pozwól rozpuszczalnikowi spłynąć, a kulki osiądą na kilka minut.
    2. Kontynuuj dodawanie pozostałego zawieszenia. Opłucz wewnętrzną ścianę kolumny, aby wyczyścić koraliki. Opróżnij rozpuszczalnik do momentu, gdy poziom rozpuszczalnika znajdzie się nieco powyżej górnej krawędzi fazy stacjonarnej. Przemyć i kondycjonować kolumnę 20 ml 1x soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS, zawierającej 137 mM NaCl, 2,7 mM KCl, 8 mM Na2HPO4 i 2 mM KH2PO4).
    3. Aby oznaczyć frakcje zawierające nieobciążony NGF, należy załadować 200 μl roztworu NGF (10 μg/ml) na żelową kolumnę filtracyjną (25 cm długości x 1 cm średnicy) i eluować 1x PBS.
    4. Zbierz w sumie 12 frakcji (1 ml na każdą frakcję) i zmierz stężenie NGF w każdej frakcji za pomocą zestawu Sandwich ELISA dla NGF.
    5. Wykrywanie NGF od frakcji od 6 do 10 za pomocą zestawu Sandwich ELISA. Uzyskać chromatogram nieobciążonego NGF na kolumnie. Przemyć kolumnę 20 ml PBS.
    6. Aby określić frakcje zawierające nanocząsteczki naśladujące NGF HDL, należy załadować 200 μl nanocząsteczek na kolumnę i eluować 1x PBS. Zbierz w sumie 12 frakcji (1 ml dla każdej frakcji) i zmierz intensywność cząstek w każdej frakcji za pomocą analizatora wielkości cząstek. Wykrywanie nanocząsteczek NGF od frakcji 2 do 4,
      UWAGA: Intensywność jest parametrem mierzonym przez analizator cząstek, który mówi, ile nanocząstek może znajdować się w roztworze testowym. Im więcej nanocząsteczek znajduje się w roztworze, tym wyższa jest intensywność. Dzięki takiemu podejściu możemy potwierdzić, że kolumna może oddzielać NP NGF od nieobciążonego NGF.
    7. Aby zmierzyć skuteczność uwięzienia NGF, załaduj 200 μl nanocząsteczek naśladujących NGF HDL na kolumnę i eluuj 1x PBS. Zbierz w sumie 12 frakcji (1 ml na każdą frakcję).
    8. Zmierz stężenie niezaładowanego NGF od frakcji 6 do 10 za pomocą zestawu Sandwich ELISA.
    9. Dodać ilości NGF zmierzone od frakcji 6 do 10 razem jako nieobciążony NGF i obliczyć skuteczność uwięzienia NGF, korzystając z następującego równania:
      %EE = (1 - niezaładowany NGF/całkowity NGF dodany do NP) x 100% Równanie (1)

3. Uwalnianie in vitro nanocząstek naśladujących HDL NGF

  1. Badaj równolegle wolne NGF (10 μg / ml w wodzie; n = 4) i nanocząsteczki naśladujące HDL NGF (10 μg / ml; n = 4).
  2. Poddać wstępnej obróbce 8 probówek dializacyjnych (granica masy cząsteczkowej: 300 kDa), postępując zgodnie z instrukcjami producenta.
  3. Przygotować 5% albuminę surowicy bydlęcej (BSA) w PBS jako pożywkę antyadhezyjną. Dodać 30 ml pożywki antyadhezyjnej do probówki wirówkowej o pojemności 50 ml i podgrzać ją do temperatury 37 °C w wytrząsarce o prędkości wytrząsania 135 obr./min. Umieść kolejne 50 ml pożywki antyadhezyjnej w wytrząsarce w celu wymiany.
  4. Dodać 400 μl pożywki antyadhezyjnej do rurki dializacyjnej i szybko dodać 200 μl badanej próbki, aby uzyskać objętość wystarczającą do dializy.
  5. Zamknąć probówkę i szybko umieścić rurkę dializacyjną w pożywce antyadhezyjnej (probówce wirówkowej). Szybko pobrać 100 μl pożywki antyadhezyjnej z zewnętrznej rurki dializacyjnej jako próbkę dla czasu 0. Natychmiast umieścić próbkę w temperaturze -20 °C do późniejszej analizy. Dodać 100 μl świeżej pożywki o świeżym uwalnianiu do probówki wirówkowej w celu zastąpienia pobranej próbki. Uruchom minutnik.
  6. Po 1, 2, 4, 6, 8, 24, 48 i 72 godzinach pobrać 100 μl pożywki antyadhezyjnej i zastąpić ją 100 μl świeżej pożywki. Pobrane próbki należy natychmiast umieścić w temperaturze -20 °C w celu późniejszej analizy.
  7. Po 72 godzinach wyjąć wszystkie próbki o temperaturze od -20 °C i rozmrozić je w temperaturze pokojowej. Zmierzyć stężenia NGF w uwalnianych próbkach za pomocą zestawu Sandwich ELISA.

4. Bioaktywność nanocząstek naśladujących HDL NGF (badanie wzrostu neurytu)

  1. Hodowla komórek PC12 w pożywce RPMI-1640 uzupełniona 10% inaktywowaną termicznie surowicą końską, 5% płodową surowicą bydlęcą, 100 μg/ml streptomycyny i 100 jednostek/ml penicyliny. Utrzymuj komórki w nawilżonym inkubatorze w temperaturze 37 °C i przy 5% CO2 .
  2. Gdy komórki osiągną ~70-80% konfluencji, usuń pożywkę hodowlaną i umyj komórki 1x PBS (około 2 ml na 10 cm2 powierzchni hodowli). Usuń roztwór myjący. Trypsynizować komórki, dodając 0,25% roztwór trypsyny-EDTA (0,25% trypsyny i 1 mM EDTA; 0,5 ml na 10cm2 powierzchni hodowli) do kolby i inkubować w temperaturze 37 °C aż do odłączenia większości komórek.
  3. Dodać dwie objętości pożywki hodowlanej i wirować w temperaturze 180 x g przez 5 minut. Usunąć supernatant i ponownie zawiesić osad komórkowy w 5 ml pożywki hodowlanej. Przefiltruj komórki przez igłę o gramaturze 22 G, 1/2 cala, aby rozbić skupiska komórek.
  4. Podzielić komórki w stosunku 1:3 do nowej kolby do hodowli komórkowych. Po inkubacji przez noc usuń nieprzyłączone komórki PC12. Pozwól przyczepionym komórkom pozostać do dalszego wzrostu.
  5. Powtórz tę procedurę dla 3 pasaży, aby wybrać subkulturę PC12, która ma silne właściwości adhezyjne. Wstępnie pokryj 6-dołkową płytkę 800 μl/dołek kolagenu typu I z ogona szczura (100 μg/ml).
  6. Trypsynizuj wybrane komórki PC12 zgodnie z opisem w kroku 4.2 i przefiltruj je przez igłę 22 G, 1/2 cala, aby rozbić skupiska komórek. Policz komórki za pomocą hemocytometru. Wysiewaj komórki przez noc o gęstości 10 000 komórek/dołek na wstępnie powlekanej 6-dołkowej płytce w kroku 4.5, aby umożliwić komórkom przyczepienie się do płytki.
  7. Rozcieńczyć wolny NGF (10 μg/ml) i nanocząsteczki naśladujące HDL NGF (10 μg/ml) za pomocą pożywki hodowlanej (opisanej w kroku 4.1) w celu przygotowania stężeń 0,5, 1, 5, 10, 50 i 100 ng/ml. Usuń 2 ml pożywki z każdej studzienki i zastąp 2 ml rozcieńczonego wolnego NGF lub nanocząsteczek naśladujących NGF HDL. Hodowla przez 4 dni.
  8. W 4. dniu należy zmienić pożywkę na świeżą (opisaną w kroku 4.1) zawierającą odpowiednią dawkę pokarmową i kontynuować leczenie przez kolejne 3 dni.
  9. W dniu 7 wizualizuj komórki za pomocą mikroskopu światła odwróconego i wyobraz sobie każdą studzienkę w losowych miejscach pod 10-krotnym powiększeniem.

5. Biodystrybucja nanocząstek naśladujących HDL NGF

  1. Użyj dorosłych myszy BALB/c (samce, 25-30 g), aby przetestować rozmieszczenie tkanek NP NGF. Losowo podziel myszy na trzy grupy po 3 myszy na grupę. Użyj plastikowego ogranicznika w kształcie stożka (np. dekapikonu), aby powstrzymać mysz i przetrzyj ogon etanolem, aby zwiększyć rozszerzenie naczyń krwionośnych i widoczność żyły.
  2. Wstrzyknąć 100 μl soli fizjologicznej, wolnego NGF lub nanocząsteczek naśladujących NGF HDL każdej grupie myszy (3 grupy) przez żyły ogonowe w dawce 40 μg/kg NGF. Użyj igły 301/2 G dołączonej do strzykawki o pojemności 1 ml.
  3. Po 30 minutach od wstrzyknięcia znieczulić myszy za pomocą 3% wziewnego izofluranu (w tlenie o natężeniu przepływu 2 l/min). Wykonaj uszczypnięcie ogona i palców u nóg, aby określić głębokość znieczulenia. Zbierz krew przez nakłucie serca.
    1. Pobrać około 1 ml krwi z serca. Poddaj każdą mysz eutanazji przez zwichnięcie szyjki macicy.
  4. Umieść tuszę myszy w pozycji leżącej grzbietowej. Otwórz brzuch za pomocą nożyczek chirurgicznych i odsuń tłuszcz i jelito na bok za pomocą bawełnianego wacika, aby odsłonić wątrobę, śledzionę i nerki. Zbierz te tkanki i opłucz je w 1x PBS, aby oczyścić krew.
  5. Natychmiast odwirować próbki krwi w temperaturze 3 400 x g i temperaturze 4 °C przez 5 minut w celu uzyskania osocza. Przechowywać osocze i tkanki w temperaturze -80 °C do czasu przeprowadzenia analiz.
  6. Aby przeanalizować próbki tkanek, przenieś próbki z temperatury od -80 °C do 4 °C i zawiesij 100 mg próbki tkanki w 10-krotnym objętości buforu ekstrakcyjnego (0,05 M octan sodu, 1,0 M chlorek sodu, 1% tryton X-100, 1% BSA, 0,2 mM fluorek fenylometanosulfonylu i 0,2 mM chlorek benzethonium). Homogenizować przy 10 000 obr./min i w temperaturze 4 °C przez 5 min.
  7. Uśmierc dwie nieleczone myszy w celu zebrania ślepej próby osocza i tkanek, jak opisano w krokach 5.3 i 5.4. Przygotować roztwory wzorcowe NGF przy użyciu ślepej próby osocza lub homogenatów tkanek ślepej próby.
  8. Oznaczyć stężenia NGF w homogenatach osocza i tkanek za pomocą zestawu Sandwich ELISA, jak opisano powyżej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Schemat konstrukcyjny naśladujących HDL nanocząsteczek (NP) NGF powlekanych α-tokoferolem, przygotowanych za pomocą strategii par jonowych, przedstawiono na Rysunku 1. W celu zneutralizowania ładunków powierzchniowych NGF zastosowano protaminę USP jako czynnik tworzący pary jonowe w celu utworzenia kompleksu z NGF. Aby chronić bioaktywność, zaprojektowano prototypowe NP naśladujące HDL, wykorzystując najpierw homogenizację, a następnie enkapsulowano kompleks NGF/protamina...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W tym badaniu pokazujemy prostą metodę przygotowania nanocząsteczek naśladujących HDL do enkapsulacji NGF. Badano różne systemy dostarczania NP pod kątem dostarczania białek. Obecnie wiele preparatów NP obejmuje dializę, wytrącanie rozpuszczalnikiem i uwodnianie filmu. Procesy te są na ogół skomplikowane i trudne w przypadku zwiększania skali. Podczas tego rozwoju NP stwierdzono, że lipidy mają silną przyczepność do szklanej ścianki pojemnika, co doprowadziło do trudności w uwodnieniu cienkiej warstwy i skutecznym miesza...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez NIH R03 NS087322-01 do Dong, X.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Rekombinowana ludzka beta-NGFCreative BiomartNGF-05H
L-&alfa;-fosfatydylocholina (PC)Avanti131601P95%, jaja,
sfingomielina kurczaka (SM)Avanti860062Pmózg,
fosfatydyloseryna świńska (PS)Avanti840032PMózg,
oleinian cholesterolu cholesterylowego (CO)Sigmaze świńC9253
Bursztynian glikolu polietylenowego D-&alfa-tokoferylu (TPGS)BASF9002-96-4Bursztynian glikolu polietylenowego witaminy E
Siarczan protaminySigmaP3369spełnia specyfikacje testowe USP
Apolipoproteina A1, osocze ludzkieBadania i Technologia16-16-1201011 mg w 671 i mikro; L 10 mM NH4HCO3, pH 7,4
Sefaroza 4B-CLSigmaCL4B200Agaroza usieciowana,  Materiał wypełniający kolumnę do chromatografii z filtracją żelową
Zestaw ELISA typu sandwich dla NGFR& System DDY008
Albumina surowicy bydlęcejSigmaA2153
RPMI-1640 mediumGE Healthcare Life ScienceSH30096.02
Surowica końskaGE Healthcare Life ScienceSH30074.03
Surowica bydlęcapłodu Gibco10082147
PC12komórkiATCC CRL-1721
Ogon szczura kolagen typu ISigmaC3867
Octan soduSigmaS2889
Chlorek soduSigma31414
Triton X-100SigmaT8787
Fluorek fenylometanosulfonylu (PMSF)SigmaP7626
Chlorek benzethoniumSigmaB8879
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Equipment
HomogenizatorTekmarT 25-S1
Analizator cząstek Delsa Nano HCBeckman-CoulterDelsa Nano HC
Float-A-Lyzer G2 Urządzenie do dializySpectrum LaboratoriesG235036Odcięcie molekuły 300 kDa
WirówkaEppendoff5424R
Homogenizator PolytronKinematicaPT 1200C
DecapiCone  Braintree Scientific Inc.Prąd DC-M200

Bibliografia

  1. Bruno, B. J., Miller, G. D., Lim, C. S. Basics and recent advances in peptide and protein drug delivery. Ther Deliv. 4 (11), 1443-1467 (2013).
  2. Mo, Z. C., Ren, K., Liu, X., Tang, Z. L., Yi, G. H. A high-density lipoprotein-mediated drug delivery system. Adv Drug Deliv Rev. 106 (Pt A), 132-147 (2016).
  3. Lacko, A. G., Sabnis, N. A., Nagarajan, B., McConathy, W. J. HDL as a drug and nucleic acid delivery vehicle. Front Pharmacol. 6, 247-252 (2015).
  4. Vaishya, R., Khurana, V., Patel, S., Mitra, A. K. Long-term delivery of protein therapeutics. Expert Opin Drug Deliv. 12 (3), 415-440 (2015).
  5. Lasic, D. D., Papahadjopoulos, D. Medical application of liposomes. , Elsevier. (1998).
  6. Samad, A., Sultana, Y., Aqil, M. Liposomal drug delivery systems: an update review. Curr Drug Deliv. 4 (4), 297-305 (2007).
  7. Bezemer, J. M., Radersma, R., Grijpma, D. W., Dijkstra, P. J., van Blitterswijk, C. A., Feijen, J. Microspheres for protein delivery prepared from amphiphilic multiblock copolymers: 2. Modulation of release rate. J Control Release. 67 (2-3), 249-260 (2000).
  8. Patel, A., Patel, M., Yang, X., Mitra, A. K. Recent advances in protein and peptide drug delivery: a special emphasis on polymeric nanoparticles. Protein Pept lett. 21 (11), 1102-1120 (2014).
  9. Kuai, R., Li, D., Chen, Y. E., Moon, J. J., Schwendeman, A. High-density lipoproteins: nature's multifunctional nanoparticles. ACS Nano. 10 (3), 3015-3041 (2016).
  10. Gursky, O. Structural stability and functional remodeling of high-density lipoproteins. FEBS Lett. 589 (19 Pt A), 2627-2639 (2015).
  11. McMahon, K. M., Thaxton, C. S. High-density lipoproteins for the systemic delivery of short interfering RNA. Expert Opin Drug Deliv. 11 (2), 231-247 (2014).
  12. McMahon, K. M., Foit, L., Angeloni, N. L., Giles, F. J., Gordon, L. I., Thaxton, C. S. Synthetic high-density lipoprotein-like nanoparticles as cancer therapy. Cancer Treat Res. 166, 129-150 (2015).
  13. Lerch, P. G., Förtsch, V., Hodler, G., Bolli, R. Production and characterization of a reconstituted high density lipoprotein for therapeutic applications. Vox Sang. 71 (3), 155-164 (1996).
  14. Zhang, Z., Chen, J., Ding, L., Jin, H., Lovell, J. F., Corbin, I. R., Cao, W., Lo, P. C., Yang, M., Tsao, M. S., Luo, Q., Zheng, G. HDL-mimicking peptide-lipid nanoparticles with improved tumor targeting. Small. 6 (3), 430-437 (2010).
  15. Kim, Y., Fay, F., Cormode, D. P., Sanchez-Gaytan, B. L., Tang, J., Hennessy, E. J., Ma, M., Moore, K., Farokhzad, O. C., Fisher, E. A., Mulder, W. J., Langer, R., Fayad, Z. A. Single step reconstitution of multifunctional high-density lipoprotein-derived nanomaterials using microfluidics. ACS Nano. 7 (11), 9975-9983 (2013).
  16. Prathipati, P., Zhu, J., Dong, X. D. Development of novel HDL-mimicking α-tocopherol-coated nanoparticles to encapsulate nerve growth factor and evaluation of biodistribution. Eur J Pharm and Biopharm. 108, 126-135 (2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Przygotowanie nanocz steczekmetoda homogenizacjianaliza wielko ci cz steczekchromatografia elowawydajno enkapsulacjiuwalnianie in vitrowzrost neuryt wapolipoproteina A I

Powiązane artykuły