Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Wykorzystanie nadzwyczajnej transmisji optycznej do ilościowego oznaczania biomarkerów serca w ludzkiej surowicy

6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/55597

⸱

13 grudnia 2017

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1NUS Nanoscience and Nanotechnology Initiative, National University of Singapore, 2Cardiovascular Research Institute, Yong Loo Lin School of Medicine, National University of Singapore, 3Department of Electrical and Computer Engineering, National University of Singapore, 4Institute of Materials Research Engineering, A*STAR (Agency for Science, Technology and Research)

W tym artykule

Podsumowanie

Ta praca opisuje metodę litografii nanoimprintingowej do wytwarzania wysokiej jakości matryc czujnikowych, które działają na zasadzie niezwykłej transmisji optycznej. Bioczujnik jest tani, solidny, łatwy w użyciu i może wykrywać troponinę sercową I w surowicy w klinicznie istotnych stężeniach (odcięcie 99. percentyla ∼10-400 pg/ml, w zależności od testu).

Streszczenie

Aby platforma biosensoryczna miała kliniczne znaczenie w warunkach przyłóżkowych (POC), czułość testu, odtwarzalność i zdolność do niezawodnego monitorowania analitów na tle ludzkiej surowicy są kluczowe.

Litografia nanoimprintingowa (NIL) została użyta do wytworzenia, przy niskich kosztach, obszarów detekcyjnych o wymiarach 1,5 mm x 1,5 mm. Powierzchnia detekcyjna została wykonana z wysokiej jakości matryc nanodziur, z których każdy ma powierzchnię około 140 nm2. Doskonała powtarzalność NIL umożliwiła zastosowanie strategii jednego wióra i jednego pomiaru na 12 indywidualnie wyprodukowanych powierzchniach, przy minimalnych różnicach między wiórami. Te nanoimprintowane zlokalizowane powierzchniowo rezonansu plazmonowego (LSPR) zostały gruntownie przetestowane pod kątem ich zdolności do wiarygodnego pomiaru bioanalitu w stężeniach od 2,5 do 75 ng / ml na tle złożonego biopłynu - w tym przypadku ludzkiej surowicy. Wysoka wierność NIL umożliwia generowanie dużych obszarów detekcji, co z kolei eliminuje potrzebę stosowania mikroskopu, ponieważ ten bioczujnik można łatwo połączyć z powszechnie dostępnym laboratoryjnym źródłem światła. Te bioczujniki mogą wykrywać troponinę sercową w surowicy z wysoką czułością, przy granicy wykrywalności (LOD) 0,55 ng/ml, co jest klinicznie istotne. Wykazują również niską wariancję między wiórami (ze względu na wysoką jakość procesu produkcyjnego). Wyniki są porównywalne z szeroko stosowanymi testami opartymi na testach immunoenzymatycznych (ELISA), ale technika ta zachowuje zalety platformy detekcyjnej opartej na LSR (tj. możliwość miniaturyzacji i multipleksowania, dzięki czemu jest bardziej wykonalna w zastosowaniach POC).

Wprowadzenie

Czujniki chemiczne oparte na matrycach nanootworów były przedmiotem licznych badań od czasu opublikowania pierwszego raportu na temat nadzwyczajnej transmisji optycznej (EOT) przez Ebbesen et al. w 1998 roku1. Gdy światło pada na okresowe układy struktur nanodziurowych o wymiarach poniżej długości fali, wzmocniona transmisja zachodzi przy określonych długościach fal. Dzieje się tak, gdy padające światło łączy się z polarytonem powierzchniowym fali Blocha (BW-SPP) i/lub zlokalizowanymi plazmonami powierzchniowymi (LSP)2.

Podstawowa zasada fizyczna wykorzystywana podczas biodetekcji za pomocą takich układów okresowych jest prosta. Adsorpcja cząsteczek na lub w pobliżu granicy faz metalu zmienia stałą dielektryczną ośrodka stykającego się z metalem, co z kolei przesuwa położenie pasm transmisyjnych w widmie. Samo widmo można dostosować za pomocą nanoinżynierii kształtu, rozmiaru i odległości separacji3,4,5. Z założenia czujniki oparte na EOT mają charakterystyczne pasma w swoich widmach, które ułatwiają określone przypisania6,7,8 podczas badania zdarzeń wiązania molekularnego. Jest to kluczowa przewaga nad dostępnymi na rynku platformami powierzchniowego rezonansu plazmonowego (SPR).

Czujniki korzystające z EOT zazwyczaj wykorzystują źródło światła optycznie ustawione tak, że skolimowana wiązka pada na powierzchnię czujnika. Techniki generowania dużych powierzchni nanodziur, takie jak matryce kopolimerowe oraz litografia interferencyjna i nanosferyczna, mają słabą odtwarzalność9. Ze względu na te ograniczenia w dokładnym wytwarzaniu dużych powierzchni, które wykazują zjawisko EOT, potrzebny był mikroskop optyczny, aby prawidłowo ustawić źródło światła i detektor. Aby uprościć tę technikę, zastosowano wysokiej jakości litografię nanoimprintingową (NIL)10. Umożliwiło to produkcję dużych powierzchni czujników11 (skala mm), eliminując potrzebę korzystania z mikroskopu w celu poszukiwania powierzchni wykrywania na chipie. Zamiast tego czujnik ten można łatwo połączyć ze standardowym światłowodowym.

Ponieważ piki transmisji dla tej matrycy nanodziur są zawarte w obszarze widzialnym do bliskiej podczerwieni (NIR), doskonale nadaje się ona do wykrywania zdarzeń wiązania biomolekuł w środowisku wodnym. Przeprowadzono symulację oczekiwanego zachowania optycznego układu nanodziur. Wynik został następnie zweryfikowany w badaniach z cieczami o standardowych współczynnikach załamania światła (RI). Matryca ta została następnie wykorzystana do pomiaru stężenia sercowej troponiny I (cTnI) w złożonym tle ludzkiej surowicy. cTnI jest klinicznym złotym standardem w diagnostyce ostrego zawału mięśnia sercowego.

Za pomocą tego czujnika, możliwe jest wykrycie i ilościowe określenie cTnI w ludzkiej surowicy przy granicy wykrywalności (LOD) 0,55 ng/ml, co jest klinicznie istotne. Wykrywanie jest znacznie szybsze niż w przypadku najczęściej stosowanej technologii w tej dziedzinie, testu immunoenzymatycznego (ELISA). Co więcej, powierzchnia pomiarowa może być łatwo zregenerowana, a tym samym ponownie wykorzystana. W związku z tym prace te pokazują, że matryce nanodziur są obiecujące jako realna technologia przyłóżkowa (POC) do biodetekcji w złożonych płynach biologicznych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Wykonanie czujnika i pozyskiwanie danych

  1. Przygotowanie formy niklowej
    1. Nałóż warstwę negatywowego rezystu do litografii elektronowej o grubości 220 nm na 600 µm- gruby podłoże krzemowe o średnicy 4 cali. Na tym podłożu należy nanieść zaprojektowaną strukturę nanootworów za pomocą systemu litografii wiązką elektronów.
      1. Aby przyspieszyć zapis wiązką elektronów, należy wykonać wzory z niską rozdzielczością mapy punktów (N) wynoszącą 20 tys. dla każdego z nich 300 µm rozmiar pola (A) (tj. na każdym z nich naniesiono 0,4 miliarda punktów 300 µm2 obszarze, a każdy punkt zostanie albo naświetlony wiązką elektronów, albo nie, w zależności od projektu wzoru). Ustaw dawkę ekspozycji wiązki elektronów dla rezystu na 110 µC cm−2 i zapisuj przy prądzie (I) wynoszącym 80 pA.
        UWAGA: W litografii wiązką elektronową dawka naświetlania (D) jest kontrolowana przez czas naświetlania każdego punktu (T)kropka), obliczone na podstawie Równanie równowagi statycznej: T_dot = (D × (A/N)^2) / I, istotne dla badań z zakresu fizyki.Dla dawki ekspozycyjnej przy 110 µC cm−2czas przebywania wiązki elektronowej na każdej naświetlanej kropce wynosi 0.5 µs12Ponieważ macierz obejmuje obszar o wielkości 1,8 mm2łącznie znajduje się 36 obszarów o wielkości 30-µm2 połączone ze sobą obszary pola, tworzące jedną dużą macierz nanootworów złota.
    2. Wywołać warstwę resistu, zanurzając 4-calowy wafele krzemowy w roztworze wywoływacza na 10 s, a następnie pozostawiając wafele do wyschnięcia na powietrzu.
    3. Osadź warstwę zarodkową metalu, takiego jak nikiel, miedź lub aluminium, na płytce krzemowej.
    4. Poddaj wafelek elektrogalwanizacji w systemie do galwanizacji w kąpieli z sulfamianu niklu. Elektrogalwanizację przeprowadź w dwóch etapach. W pierwszym etapie, trwającym 95 min, zastosuj gęstość prądu 0,7 A/dm²−2; powoduje to całkowite wypełnienie nanowzorów niklem. W drugim kroku, trwającym 125 min, należy zastosować natężenie 12 A dm-2−2 osiągnąć 300 µm jako końcową grubość niklowej formy (20 nm). Należy upewnić się, że wartość pH wynosi 3,5–3,8, a temperatura wynosi 52– 54 °C.
    5. Oddziel formę niklową od podłoża krzemowego, przykładając delikatną siłę mechaniczną. Namocz formę niklową w około 100 ml odczynnika do usuwania pozytywnego fotorezystu przez całą noc, aby wypłukać pozostałości rezystu do litografii wiązką elektronów.
    6. Włożyć formę niklową do pieca i suszyć w temperaturze 100 °C przez 3 h. Oczyścić w systemie trawienia plazmowego O22 gaz w przepływie 10 sccm i mocy 10 W przez 3 min.
  2. Wytwarzanie złotej nanostruktury
    1. Powlecz 150 µL heptadecafluoro-1,1,2,2-tetrahydrodecylotrichlorosilanu (FDTS) na formie niklowej w urządzeniu do nanoszenia powłok samoorganizujących się monowarstw (SAM) przy 80 °C.
      UWAGA: Pozwoli to na utworzenie warstwy antyadhezyjnej, która umożliwi oddzielenie formy od fotorezystu („rozformowanie”) po zakończeniu etapu nanoimprintingu. Czas odparowania powinien wynosić 180 s, a czas reakcji 90 s.
    2. Wytłocz nanowzory na szklanym waflu o średnicy 4 cali, pokrytym warstwą fotoutwardzalnego resistu NIL o grubości 30 nm, przy użyciu nanoimprintera pod ciśnieniem 10 bar i w temperaturze 40 °C przez 10 min.
    3. Przenieś formę, fotorezyst oraz szklaną płytkę do systemu utwardzania światłem UV i poddaj fotoutwardzaniu przy mocy 75 mW cm-2-2 naświetlania promieniami UV przez 30 s.
      UWAGA: Jeśli wszystkie kroki zostały wykonane prawidłowo, forma niklowa powinna zostać łatwo oddzielona od fotorezistu.
    4. W systemie reaktywnego trawienia jonowego (RIE) przeprowadź trawienie kontrolne (blank etch) fotorezystu na szklanym podłożu, przy użyciu O2 przepływ gazu 10 sccm, przy mocy 50 W przez 2 s, aby poddać działaniu szkło w obszarach wciśniętych.
    5. Nanieś na szklaną płytkę w urządzeniu do naparowania wiązką elektronów warstwę chromu (Cr) o grubości 5 nm w celu zapewnienia adhezji metalu oraz warstwę złota (Au) o grubości 10 nm, służącą jako sensor plazmoniczny. Zastosuj szybkość osadzania na poziomie 1 Å/s.−1 dla Cr i 2 Å s−1 dla Au.
    6. Przeprowadź usuwanie fotorezystu metodą lift-off w tlenku2 trawienie plazmowe przez 3 min, a następnie 15-sekundowy etap sonikacji w acetonie.
    7. Pokroić próbkę na kostki o wymiarach 5 mm × 5 mm. Matryca nanootworów będzie zajmować centralny obszar kostki o wymiarach 2 mm × 2 mm.
  3. Pozyskiwanie danych
    1. Przygotuj aparaturę do pomiarów optycznych w taki sposób, aby wiązka białego światła wychodząca z końca światłowodu nadawczego była skolimowana i padała na powierzchnię czujnika (macierz nanootworów) pod kątem 90°.
      UWAGA: Światło przechodzi przez całą macierz nanootworów.
    2. Sygnał przetransportowany należy zebrać za pomocą odbiorczego światłowodu i zarejestrować go spektrometrem UV-Vis pracującym w zakresie od 30 do 10 nm.
    3. Ustaw czas akwizycji dla każdej klatki na 20 ms. Wykonaj uśrednienie 100 klatek w celu uzyskania końcowego widma, aby zredukować szumy w pomiarach.
    4. Należy wykorzystać oprogramowanie do wykresów w celu analizy danych w oparciu o wcześniej zidentyfikowane piki przenikalności (przy zastosowaniu metody opartej na funkcji Lorentza).

2. Test czułości masowej sensora

  1. Napełnić komórkę pomiarową standardowym cieczem o znanym współczynniku załamania światła (RI), w zakresie od 1,31 do 1,39.
  2. Zanurzyć chip sensora w standardowym cieczu RI i ustawić go w wiązce białego światła. Następnie zarejestrować widmo transmisyjne.
  3. Po każdym pomiarze oczyścić chip sensora za pomocą powierzchniowo czynnego środka czyszczącego i osuszyć go strumieniem azotu.

3. Modyfikacja powierzchni sensora

  1. Przed wprowadzeniem jakichkolwiek modyfikacji chemicznych oczyścić chipy sensoryczne poprzez sekwencyjne zanurzenie w izopropanolu, acetonie i wodzie dejonizowanej. Suszyć w temperaturze pokojowej w strumieniu suchego azotu.
  2. Inkubować chipy sensoryczne w etanolowym roztworze 0,4 mM 10-karboksy-1-dekanotiolu i 1,6 mM 1-oktanotiolu przez 12 h w temperaturze pokojowej.
    UWAGA: Proces ten spowoduje utworzenie aminoreaktywnej samoporządkującej się monowarstwy (SAM).
  3. Dokładnie wypłukać etanolem i wysuszyć w temperaturze pokojowej.
  4. Przygotować mieszaninę 75 mM sulfo-N-hydroksysuccynimidu (sulfo-NHS) i 15 mM 1-etylo-3-(3-dimetylaminopropylo)karbodiimidu (EDC). Zanurzyć chipy w tej mieszaninie na 15 min.
    UWAGA: Proces ten aktywuje grupy karboksylowe w warstwie SAM.
  5. Nanieść 50 µL roztworu przeciwciał antytroponinowych o stężeniu 20 µg/mL w buforze octanowym o pH 4,5 na powierzchnię sensora i inkubować przez 30 min.
  6. Zneutralizować niezwiązane estry, zanurzając chip sensoryczny w 1 M roztworze etanolaminy-HCl na 15 min.
  7. Wypłukać chip wodą dejonizowaną i wysuszyć w strumieniu suchego azotu w temperaturze pokojowej.

4. Analiza cTnI

  1. Zablokuj wiązania nieswoiste, nakładając 10 µL 1% roztworu albuminy wołowej (BSA) na powierzchnię. Inkubuj przez 15 min.
  2. Przepłucz chipy sensoryczne trzykrotnie w roztworze buforu fosforanowego (PBS). Włóż chip do celi pomiarowej, aby zarejestrować widmo transmisji.
    UWAGA: Jest to widmo referencyjne.
  3. Nanieś 50 µL standardu cTnI na powierzchnię chipa i inkubuj w wilgotnym środowisku przez 30 min.
  4. Przepłucz chipy sensoryczne trzykrotnie w roztworze PBS i włóż je do celi pomiarowej, aby zarejestrować widmo transmisji.
    UWAGA: Jest to widmo po wiązaniu.
  5. Zanurz chipy w 50 mM glicynie-HCl (pH 2) na 1 min, a następnie przepłucz trzykrotnie w roztworze PBS, aby zregenerować powierzchnię chipa. Zmierz widmo transmisji w PBS, aby zweryfikować powodzenie etapu regeneracji.

5. Pomiar powierzchniowego rezonansu plazmonowego (SPR)

  1. Przeprowadź analizę przy użyciu multipleksowego chipa sensorycznego SPR w systemie SPR z zastosowaniem buforu PBS-T.
    UWAGA: Skład buforu PBS-T to 20 mM fosforanu sodu, 150 mM NaCl oraz 0,05% Tween 20. pH wynosi 7,4.
  2. Użyj standardu cTnI oraz przeciwciała, zgodnie z opisem w kroku 4.
  3. Aktywuj 3 z 6 dostępnych kanałów mieszaniną EDC (0,2 M) i sulfo-NHS (0,05 M) przez 5 min. Wykonaj 5-minutową injekcję przeciwciała 560 w stężeniu 50 µg/mL, a następnie 5-minutową injekcję 1 M roztworu etanolaminy-HCl.
  4. Obróć chip sensoryczny o 90° i wstrzyknij standardy cTnI o różnych stężeniach (75, 30, 7,5 i 2,5 ng/mL).
  5. Obserwuj sprzęganie z przeciwciałem w punktach interakcji na chipie w czasie rzeczywistym za pomocą odczytu SPR.
  6. Zregeneruj chip, wstrzykując 50 mM glicyny-HCl (pH 2) przez 1 min.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Układ optyczny do pomiarów przedstawiono na Rysunku 1A. Obraz rzeczywistej macierzy nanootworów znajduje się na Rysunku 1B. Aby zrozumieć fizykę sterującą procesem detekcji, wykorzystano oprogramowanie symulacyjne COMSOL do odwzorowania rozkładu pola plazmonicznego w środowisku wodnym. Wyniki symulacji zestawiono następnie z rzeczywistym pomiarem. Szczegóły dotyczące przyjętych założeń i parametrów użytych w symulacji zawiera wcz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Symulacja oddziaływania między padającym światłem a nanostrukturami umożliwia zidentyfikowanie odpowiedniego piku (w widmie transmisyjnym), którego przesunięcie można zarejestrować w funkcji stężenia analitu. Należy zauważyć, że lokalizacja pasm w stosunku do struktury czujnika ma kluczowe znaczenie dla wyboru odpowiedniego pasma, którego przesunięcie można śledzić w celu wykrycia analitu. Wizualizację można uzyskać za pomocą symulacji. Ma to również kluczowe znaczenie dla zaprojektowania optymalnej struktury, która umoż...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

AP dziękuje za wsparcie Prof. T Venkatesana, Dyrektora NUS Nanoscience and Nanotechnology Initiative oraz Biura Wiceprezydenta (National University of Singapore) (R-398-000-084-646). CLD dziękuje za wsparcie udzielone przez Krajową Radę ds. Badań Medycznych Ministerstwa Zdrowia Singapuru w ramach programu finansowania dla naukowców klinicystów NMRC/CSA/035/2012 oraz Narodowy Uniwersytet Singapuru. Fundatorzy nie odgrywali żadnej roli w projektowaniu badania, gromadzeniu i analizie danych, podejmowaniu decyzji o publikacji lub przygotowaniu manuskryptu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Konfiguracja litografii wiązką elektronówElionix ELS 700
o-XyleneSigma Aldrich95662
EB resistSumitomoNEB-22A2
Odczynnik wywoływaczaShipley CompanyMicroposit MF 321
Maszyna do galwanizacjiTechnotrans AG RD 50
Stripper fotorezystu Materiały elektroniczne Rohm i Haas  LLCMicroposit Remover 1165
System trawieniaTrion Phantom
Heptadecafluoro-1,1,2,2-tetrahydrodecyl)trichlorosilan Gelest (PA, USA)78560-44-8
Powlekarka SAM Sorona Inc.AVC 150M
Fotoutwardzalny NILresist micro resist technology GmbHmr-UVCur21-300nm
Light Curing SystemDymax Model 2000 Flood
Maszyna do osadzania wiązką elektronówDenton Explorer
Spektrometr UV widzialny Optyka oceaniczna HR2000+ (Dunedin, FL, USA)
Ciecze o standardowym indeksie załamania światła Cargill Inc (Cedar Grove, Stany Zjednoczone)18032
Oprogramowanie do kreśleniaOriginOrigin Pro 9
10-karboksyl-1-dekanotiol Dojindo Laboratories (Japonia)C385-10
1-oktanetiol Sigma-Aldrich, MO, USA471386
Sulfo-N-hydroksysukcynimid i 1-etylo-3-(3-dimetyloaminopropylo)karbodiiimid BioRad (CA, USA)1762410
Przeciwciało anty-troponinowe 560Hytest (Finlandia)4T21
Roztwór etanoloaminy-HClBioRad (CA, USA 1762450
Konfiguracja rezonansu plazmonowegopowierzchniowego BioRad XPR36 (Hajfa, Izrael)
Multipleksowany chip SPRBioRadGLC
Ludzki standard cTnIPhoenix PharmaceuticalsEK -311-05
Glycine-HClBioRad (CA, Stany Zjednoczone)1762221

Bibliografia

  1. Ebbesen, T. W., Lezec, H. J., Ghaemi, H., Thio, T., Wolff, P. Extraordinary optical transmission through sub-wavelength hole arrays. Nature. 391 (6668), 667-669 (1998).
  2. Krishnan, A., et al. Evanescently coupled resonance in surface plasmon enhanced transmission. Optics Comm. 200 (1), 1-7 (2001).
  3. Yang, J. -C., et al. Enhanced optical transmission mediated by localized plasmons in anisotropic, three-dimensional nanohole arrays. Nano letters. 10 (8), 3173-3178 (2010).
  4. Kim, J. H., Moyer, P. J. Transmission characteristics of metallic equilateral triangular nanohole arrays. Appl Phys Lett. 89 (12), 121106(2006).
  5. Liu, H., Lalanne, P. Microscopic theory of the extraordinary optical transmission. Nature. 452 (7188), 728-731 (2008).
  6. Shon, Y. -S., Choi, H. Y., Guerrero, M. S., Kwon, C. Preparation of nanostructured film arrays for transmission localized surface plasmon sensing. Plasmonics. 4 (2), 95-105 (2009).
  7. Xiang, G., Zhang, N., Zhou, X. Localized surface plasmon resonance biosensing with large area of gold nanoholes fabricated by nanosphere lithography. Nanoscale Res Lett. 5 (5), 818(2010).
  8. Valsecchi, C., Brolo, A. G. Periodic metallic nanostructures as plasmonic chemical sensors. Langmuir. 29 (19), 5638-5649 (2013).
  9. Gates, B. D., et al. New approaches to nanofabrication: molding, printing, and other techniques. Chem Rev. 105 (4), 1171-1196 (2005).
  10. Guo, L. J. Nanoimprint lithography: methods and material requirements. Adv Mater. 19 (4), 495-513 (2007).
  11. Wong, T. I., et al. High throughput and high yield nanofabrication of precisely designed gold nanohole arrays for fluorescence enhanced detection of biomarkers. Lab on a Chip. 13 (12), 2405-2413 (2013).
  12. Deng, J., Wong, T. I., Sun, L. L., Quan, C., Zhou, X. Acceleration of e-beam lithography by minimized resist exposure for large scale nanofabrication. Microelect Eng. 166, 31-38 (2016).
  13. Wu, L., Bai, P., Li, E. P. Designing surface plasmon resonance of subwavelength hole arrays by studying absorption. JOSA B. 29 (4), 521-528 (2012).
  14. Ding, T., et al. Quantification of a cardiac biomarker in human serum using extraordinary optical transmission (EOT). PloS one. 10 (3), 0120974(2015).
  15. Im, H., Sutherland, J. N., Maynard, J. A., Oh, S. -H. Nanohole-based surface plasmon resonance instruments with improved spectral resolution quantify a broad range of antibody-ligand binding kinetics. Anal Chem. 84 (4), 1941-1947 (2012).
  16. Bhagawati, M., You, C., Piehler, J. Quantitative real-time imaging of protein-protein interactions by LSPR detection with micropatterned gold nanoparticles. Anal Chem. 85 (20), 9564-9571 (2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

litografia nanoimprintowalokalny powierzchniowy rezonans plazmonowydetekcja w ludzkiej surowicywytwarzanie biosensorówdetekcja troponinypomiary w punkcie opiekipomiar transmisji optycznejpowierzchniowy rezonans plazmonowy
Wykorzystanie nadzwyczajnej transmisji optycznej do ilościowego oznaczania biomarkerów serca w ludzkiej surowicy
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.