Artykuł metodologiczny

Wykorzystanie nadzwyczajnej transmisji optycznej do ilościowego oznaczania biomarkerów serca w ludzkiej surowicy

DOI:

10.3791/55597

⸱

13 grudnia 2017

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1NUS Nanoscience and Nanotechnology Initiative, National University of Singapore, 2Cardiovascular Research Institute, Yong Loo Lin School of Medicine, National University of Singapore, 3Department of Electrical and Computer Engineering, National University of Singapore, 4Institute of Materials Research Engineering, A*STAR (Agency for Science, Technology and Research)

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca opisuje metodę litografii nanoimprintingowej do wytwarzania wysokiej jakości matryc czujnikowych, które działają na zasadzie niezwykłej transmisji optycznej. Bioczujnik jest tani, solidny, łatwy w użyciu i może wykrywać troponinę sercową I w surowicy w klinicznie istotnych stężeniach (odcięcie 99. percentyla ∼10-400 pg/ml, w zależności od testu).

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aby platforma biosensoryczna miała kliniczne znaczenie w warunkach przyłóżkowych (POC), czułość testu, odtwarzalność i zdolność do niezawodnego monitorowania analitów na tle ludzkiej surowicy są kluczowe.

Litografia nanoimprintingowa (NIL) została użyta do wytworzenia, przy niskich kosztach, obszarów detekcyjnych o wymiarach 1,5 mm x 1,5 mm. Powierzchnia detekcyjna została wykonana z wysokiej jakości matryc nanodziur, z których każdy ma powierzchnię około 140 nm2. Doskonała powtarzalność NIL umożliwiła zastosowanie strategii jednego wióra i jednego pomiaru na 12 indywidualnie wyprodukowanych powierzchniach, przy minimalnych różnicach między wiórami. Te nanoimprintowane zlokalizowane powierzchniowo rezonansu plazmonowego (LSPR) zostały gruntownie przetestowane pod kątem ich zdolności do wiarygodnego pomiaru bioanalitu w stężeniach od 2,5 do 75 ng / ml na tle złożonego biopłynu - w tym przypadku ludzkiej surowicy. Wysoka wierność NIL umożliwia generowanie dużych obszarów detekcji, co z kolei eliminuje potrzebę stosowania mikroskopu, ponieważ ten bioczujnik można łatwo połączyć z powszechnie dostępnym laboratoryjnym źródłem światła. Te bioczujniki mogą wykrywać troponinę sercową w surowicy z wysoką czułością, przy granicy wykrywalności (LOD) 0,55 ng/ml, co jest klinicznie istotne. Wykazują również niską wariancję między wiórami (ze względu na wysoką jakość procesu produkcyjnego). Wyniki są porównywalne z szeroko stosowanymi testami opartymi na testach immunoenzymatycznych (ELISA), ale technika ta zachowuje zalety platformy detekcyjnej opartej na LSR (tj. możliwość miniaturyzacji i multipleksowania, dzięki czemu jest bardziej wykonalna w zastosowaniach POC).

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Czujniki chemiczne oparte na matrycach nanootworów były przedmiotem licznych badań od czasu opublikowania pierwszego raportu na temat nadzwyczajnej transmisji optycznej (EOT) przez Ebbesen et al. w 1998 roku1. Gdy światło pada na okresowe układy struktur nanodziurowych o wymiarach poniżej długości fali, wzmocniona transmisja zachodzi przy określonych długościach fal. Dzieje się tak, gdy padające światło łączy się z polarytonem powierzchniowym fali Blocha (BW-SPP) i/lub zlokalizowanymi plazmonami powierzchniowymi (LSP)2.

Podstawowa zasada fizyczna wykorzystywana podczas biodetekcji za pomocą takich układów okresowych jest prosta. Adsorpcja cząsteczek na lub w pobliżu granicy faz metalu zmienia stałą dielektryczną ośrodka stykającego się z metalem, co z kolei przesuwa położenie pasm transmisyjnych w widmie. Samo widmo można dostosować za pomocą nanoinżynierii kształtu, rozmiaru i odległości separacji3,4,5. Z założenia czujniki oparte na EOT mają charakterystyczne pasma w swoich widmach, które ułatwiają określone przypisania6,7,8 podczas badania zdarzeń wiązania molekularnego. Jest to kluczowa przewaga nad dostępnymi na rynku platformami powierzchniowego rezonansu plazmonowego (SPR).

Czujniki korzystające z EOT zazwyczaj wykorzystują źródło światła optycznie ustawione tak, że skolimowana wiązka pada na powierzchnię czujnika. Techniki generowania dużych powierzchni nanodziur, takie jak matryce kopolimerowe oraz litografia interferencyjna i nanosferyczna, mają słabą odtwarzalność9. Ze względu na te ograniczenia w dokładnym wytwarzaniu dużych powierzchni, które wykazują zjawisko EOT, potrzebny był mikroskop optyczny, aby prawidłowo ustawić źródło światła i detektor. Aby uprościć tę technikę, zastosowano wysokiej jakości litografię nanoimprintingową (NIL)10. Umożliwiło to produkcję dużych powierzchni czujników11 (skala mm), eliminując potrzebę korzystania z mikroskopu w celu poszukiwania powierzchni wykrywania na chipie. Zamiast tego czujnik ten można łatwo połączyć ze standardowym światłowodowym.

Ponieważ piki transmisji dla tej matrycy nanodziur są zawarte w obszarze widzialnym do bliskiej podczerwieni (NIR), doskonale nadaje się ona do wykrywania zdarzeń wiązania biomolekuł w środowisku wodnym. Przeprowadzono symulację oczekiwanego zachowania optycznego układu nanodziur. Wynik został następnie zweryfikowany w badaniach z cieczami o standardowych współczynnikach załamania światła (RI). Matryca ta została następnie wykorzystana do pomiaru stężenia sercowej troponiny I (cTnI) w złożonym tle ludzkiej surowicy. cTnI jest klinicznym złotym standardem w diagnostyce ostrego zawału mięśnia sercowego.

Za pomocą tego czujnika, możliwe jest wykrycie i ilościowe określenie cTnI w ludzkiej surowicy przy granicy wykrywalności (LOD) 0,55 ng/ml, co jest klinicznie istotne. Wykrywanie jest znacznie szybsze niż w przypadku najczęściej stosowanej technologii w tej dziedzinie, testu immunoenzymatycznego (ELISA). Co więcej, powierzchnia pomiarowa może być łatwo zregenerowana, a tym samym ponownie wykorzystana. W związku z tym prace te pokazują, że matryce nanodziur są obiecujące jako realna technologia przyłóżkowa (POC) do biodetekcji w złożonych płynach biologicznych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Produkcja czujnika i pozyskiwanie danych

  1. Przygotowanie formy niklowej
    1. Pokryj warstwę ujemnej wiązki elektronów o grubości 220 nm na 4-calowej płytce krzemowej o grubości 600 μm. Napisz zaprojektowaną tablicę nanodziur na tej płytce za pomocą systemu litografii wiązką elektronów.
      1. Aby przyspieszyć zapis wiązki elektronicznej, zapisz wzorce z niską mapą kropkową (N) wynoszącą 20 tys. na każdy rozmiar pola 300 μm (A) (tj. na każdym obszarze 300 μm2 odwzorowanych jest 0,4 miliarda punktów, a każda kropka zostanie albo naświetlona przez wiązkę elektroniczna, albo nie, w zależności od projektu wzoru). Ustaw dawkę ekspozycji rezystancji wiązki elektronicznej dla rezystu na 110 μC cm−2 i zapisuj przy prądzie (I) 800 pA.
        UWAGA: W zapisie wiązką elektroniczną dawka ekspozycji (D) jest kontrolowana przez czas ekspozycji dla każdej kropki (kropka T), obliczany przez figure-protocol-1. Dla dawki ekspozycji w temperaturze 110 μC cm−2 czas przebywania wiązki elektronicznej na każdej naświetlanej kropce wynosi 0,5 μs12. Ponieważ matryca przechwytuje obszar 1,8mm2, istnieje łącznie 36 plam z obszarami pola o wielkości 300μm2 zszytymi razem, tworząc jeden duży układ nanodziur w kolorze złota.
    2. Opracuj rezystancję, zanurzając 4-calową płytkę krzemową w roztworze wywoływacza na 10 s i pozwalając płytce wyschnąć na powietrzu.
    3. Umieść warstwę zalążkową metalu, takiego jak nikiel, miedź lub aluminium, na płytce krzemowej.
    4. Galwanizować płytkę w systemie galwanicznym w kąpieli z siarczianem niklu. Wykonaj galwanizację w dwóch krokach. W pierwszym kroku, trwającym 95 minut, należy użyć gęstości prądu 0,7 A dm−2; To całkowicie wypełnia nanowzory niklem. W drugim etapie, trwającym 125 minut, należy użyć 12 A dm−2, aby osiągnąć 300 μm jako końcową grubość formy niklowej (20 nm). Upewnij się, że wartość pH wynosi 3,5 - 3,8, a temperatura wynosi 52 - 54 °C.
    5. Oddziel formę niklową od podłoża silikonowego, stosując delikatną siłę mechaniczną. Namocz formę niklową w około 100 ml dodatniego odczynnika do usuwania fotorezystu przez noc, aby zmyć pozostałości z rezystancji wiązki elektronicznej.
    6. Formę niklową włożyć do piekarnika i suszyć w temperaturze 100 °C przez 3 godziny. Czyścić ją w systemie do wytrawiania plazmowego gazemO2 o stężeniu 10 sccm i mocy 100 W przez 3 minuty.
  2. Wytwarzanie nanostruktury złota
    1. Pokryć 150 μl heptadekafluoro-1,1,2,2-tetrahydrodecyltrichlorosilanu (FDTS) na formie niklowej w samoorganizującej się maszynie do powlekania monowarstwowego (SAM) w temperaturze 80 °C.
      UWAGA: Spowoduje to utworzenie warstwy antyadhezyjnej, która umożliwi oddzielenie formy od fotorezystu ("rozformowanie") po zakończeniu etapu nanoimprintingu. Czas parowania powinien wynosić 180 s, a czas reakcji 900 s.
    2. Odciskaj nanowzory na 4-calowej szklanej płytce, która została pokryta warstwą fotoutwardzalalnego materiału NIL o grubości 300 nm za pomocą nano-imprintera pod ciśnieniem 10 barów i temperaturą 40 °C przez 10 minut.
    3. Przenieś formę, fotorezystor i szklaną płytkę do systemu utwardzania światłem UV i fotoutwardzaj za pomocą 75 mW cm-2 ekspozycji na promieniowanie UV przez 30 s.
      UWAGA: Jeśli wszystkie kroki zostały wykonane prawidłowo, formę niklową należy łatwo wyjąć z formy z fotorezystu.
    4. W systemie reaktywnego trawienia jonowego (RIE) należy wykonać ślepe wytrawianie fotorezystu na podłożu szklanym, przy przepływie gazu O2 o mocy 10 sccm, przy mocy 50 W przez 2 sekundy, aby naświetlić szkło w miejscach wgłębień.
    5. Osadź warstwę chromu (Cr) o grubości 5 nm w celu uzyskania adhezji metalu i warstwę złota (Au) o grubości 100 nm w celu uzyskania czujnika plazmonicznego na szklanej płytce w maszynie do osadzania wiązką elektronów. Szybkość osadzania należy stosować 1 Å s−1 dla Cr i 2 Å s−1 dla Au.
    6. Wykonaj lifting fotorezystu przez wytrawianie plazmowe O2 przez 3 minuty, a następnie 15-sekundowy etap sonifikacji w acetonie.
    7. Próbkę pokroić w kostkę na wióry o średnicy 5 mm × 5 mm. Układ nanootworów będzie zajmował środkowe 2 mm × 2 mm chipa.
  3. Pozyskiwanie danych
    1. Ustaw aparaturę tak, aby wykonywać pomiary optyczne w taki sposób, aby wiązka białego światła wychodząca przez koniec światłowodu nadajnika była kolimowana i padała na powierzchnię czujnika (układ nanootworów) pod kątem 90°.
      UWAGA: Światło jest przepuszczane przez cały układ nanootworów.
    2. Odbieramy przesyłany sygnał za pomocą światłowodu odbiorczego i rejestrujemy go za pomocą spektrometru UV-visible pracującego w zakresie od 300 do 1 000 nm.
    3. Ustaw czas akwizycji dla każdej klatki na 20 ms. Średnio 100 klatek, aby uzyskać końcowe widmo w celu obniżenia szumu w pomiarach.
    4. Użyj oprogramowania do tworzenia wykresów, aby przeanalizować dane na podstawie wcześniej zidentyfikowanych pików transmisji (przy użyciu metody opartej na Lorentz).

2. Test czułości masowej czujnika

  1. Umieść standardową ciecz RI w ogniwie cieczy, przy czym RI waha się od 1,31 do 1,39.
  2. Zanurz chip czujnika w standardowej cieczy RI i wyrównaj go z wiązką białego światła. Uzyskaj widmo transmisyjne.
  3. Po każdym pomiarze wyczyść chip czujnika za pomocą powierzchniowo czynnego odczynnika czyszczącego i osusz go gazowym azotem.

3. Modyfikacja powierzchni czujnika

  1. Przed jakimikolwiek modyfikacjami chemicznymi wyczyść chipy czujnika, zanurzając je sekwencyjnie w izopropanolu, acetonie i wodzie dejonizowanej. Suszyć w temperaturze pokojowej w strumieniu suchego azotu gazowego.
  2. Inkubować chipy czujnika w etanolowym roztworze 0,4 mM 10-karboksy-1-dekanotiolu i 1,6 mM 1-oktanetiolu przez 12 godzin w temperaturze pokojowej.
    UWAGA: Spowoduje to utworzenie monowarstwy samoorganizacji reagującej aminy (SAM).
  3. Użyj etanolu do dokładnego spłukania i wysuszenia w temperaturze pokojowej.
  4. Przygotować mieszaninę 75 mM sulfo-N-hydroksysukcynimidu (sulfo-NHS) i 15 mM 1-etylo-3-(3-dimetyloaminopropylo)karbodimidu (EDC). Zanurz frytki w tej mieszance na 15 minut.
    UWAGA: Spowoduje to aktywację grupy karboksylowej SAM.
  5. Umieścić 50 μl 200 μg/ml roztworu przeciwciała antytroponinowego przygotowanego w buforze octanu o pH 4,5 na powierzchni czujnika i inkubować przez 30 minut.
  6. Dezaktywuj nieprzereagowane estry, zanurzając chip czujnika w 1 M roztworze etanoloaminy-HCl na 15 minut.
  7. Opłucz wiór wodą dejonizowaną i wysusz go w strumieniu suchego azotu o temperaturze pokojowej.

4. Test cTnI

  1. Zablokuj wszelkie niespecyficzne wiązania, narysowując 100 μl 1% roztworu albuminy surowicy bydlęcej (BSA) na powierzchni. Inkubować przez 15 minut.
  2. Przepłucz chipy czujnika trzykrotnie w roztworze soli fizjologicznej buforowanym fosforanami (PBS). Włóż chip do celi pomiarowej, aby zarejestrować widmo transmisji.
    UWAGA: To jest widmo referencyjne.
  3. Umieścić 50 μl wzorca cTnI na powierzchni wióra i inkubować w wilgotnym środowisku przez 30 minut.
  4. Opłucz chipy czujnika trzy razy w roztworze PBS i włóż go do celi pomiarowej, aby zarejestrować widmo transmisyjne.
    UWAGA: To jest widmo po związaniu.
  5. Zanurz wióry w 50 mM glicyny-HCl (pH 2) na 1 minutę, a następnie trzykrotnie spłucz roztworem PBS w celu zregenerowania powierzchni wióra. Zmierz widmo transmisji w PBS, aby zweryfikować powodzenie etapu regeneracji.

5. Pomiar powierzchniowego rezonansu plazmonów (SPR)

  1. Uruchom multipleksowany układ czujnika SPR w systemie SPR z buforem PBS-T.
    UWAGA: Skład buforu PBS-T to 20 mM Na-fosforanu, 150 mM NaCl i 0,05% Tween 20. pH wynosi 7,4.
  2. Użyj wzorca cTnI i przeciwciała, jak opisano w kroku 4.
  3. Aktywuj 3 z 6 dostępnych kanałów mieszaniną EDC (0,2 M) i sulfo-NHS (0,05 M) przez 5 minut. Wykonaj 5-minutowe wstrzyknięcie 50 μg/ml przeciwciała 560 i 5-minutowe wstrzyknięcie 1 M roztworu etanoloaminy-HCl.
  4. Obróć chip czujnika o 90° i wstrzyknij wzorce cTnI w różnych stężeniach (75, 30, 7,5 i 2,5 ng/ml).
  5. Obserwuj koniugację z przeciwciałem w miejscach interakcji na chipie w czasie rzeczywistym poprzez odczyt SPR.
  6. Zregeneruj chip, wstrzykując 50 mM glicyny-HCl (pH 2) przez 1 minutę.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Układ optyczny do wykonywania pomiarów jest pokazany w Rysunek 1A. Obraz rzeczywistej tablicy nanodziur znajduje się w Rysunek 1B. Aby zrozumieć fizykę kierującą procesem wykrywania, wykorzystano oprogramowanie symulacyjne COMSOL do symulacji rozkładu pola plazmonicznego w środowisku wodnym. Wyniki symulacji zostały następnie odniesione do rzeczywistego pomiaru. Wcześniej opublikowane badanie zawiera szczegółowe informacje na tem...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Symulacja oddziaływania między padającym światłem a nanostrukturami umożliwia zidentyfikowanie odpowiedniego piku (w widmie transmisyjnym), którego przesunięcie można zarejestrować w funkcji stężenia analitu. Należy zauważyć, że lokalizacja pasm w stosunku do struktury czujnika ma kluczowe znaczenie dla wyboru odpowiedniego pasma, którego przesunięcie można śledzić w celu wykrycia analitu. Wizualizację można uzyskać za pomocą symulacji. Ma to również kluczowe znaczenie dla zaprojektowania optymalnej struktury, która umoż...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

AP dziękuje za wsparcie Prof. T Venkatesana, Dyrektora NUS Nanoscience and Nanotechnology Initiative oraz Biura Wiceprezydenta (National University of Singapore) (R-398-000-084-646). CLD dziękuje za wsparcie udzielone przez Krajową Radę ds. Badań Medycznych Ministerstwa Zdrowia Singapuru w ramach programu finansowania dla naukowców klinicystów NMRC/CSA/035/2012 oraz Narodowy Uniwersytet Singapuru. Fundatorzy nie odgrywali żadnej roli w projektowaniu badania, gromadzeniu i analizie danych, podejmowaniu decyzji o publikacji lub przygotowaniu manuskryptu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Konfiguracja litografii wiązką elektronówElionix ELS 700
o-XyleneSigma Aldrich95662
EB resistSumitomoNEB-22A2
Odczynnik wywoływaczaShipley CompanyMicroposit MF 321
Maszyna do galwanizacjiTechnotrans AG RD 50
Stripper fotorezystu Materiały elektroniczne Rohm i Haas  LLCMicroposit Remover 1165
System trawieniaTrion Phantom
Heptadecafluoro-1,1,2,2-tetrahydrodecyl)trichlorosilan Gelest (PA, USA)78560-44-8
Powlekarka SAM Sorona Inc.AVC 150M
Fotoutwardzalny NILresist micro resist technology GmbHmr-UVCur21-300nm
Light Curing SystemDymax Model 2000 Flood
Maszyna do osadzania wiązką elektronówDenton Explorer
Spektrometr UV widzialny Optyka oceaniczna HR2000+ (Dunedin, FL, USA)
Ciecze o standardowym indeksie załamania światła Cargill Inc (Cedar Grove, Stany Zjednoczone)18032
Oprogramowanie do kreśleniaOriginOrigin Pro 9
10-karboksyl-1-dekanotiol Dojindo Laboratories (Japonia)C385-10
1-oktanetiol Sigma-Aldrich, MO, USA471386
Sulfo-N-hydroksysukcynimid i 1-etylo-3-(3-dimetyloaminopropylo)karbodiiimid BioRad (CA, USA)1762410
Przeciwciało anty-troponinowe 560Hytest (Finlandia)4T21
Roztwór etanoloaminy-HClBioRad (CA, USA 1762450
Konfiguracja rezonansu plazmonowegopowierzchniowego BioRad XPR36 (Hajfa, Izrael)
Multipleksowany chip SPRBioRadGLC
Ludzki standard cTnIPhoenix PharmaceuticalsEK -311-05
Glycine-HClBioRad (CA, Stany Zjednoczone)1762221

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Ebbesen, T. W., Lezec, H. J., Ghaemi, H., Thio, T., Wolff, P. Extraordinary optical transmission through sub-wavelength hole arrays. Nature. 391 (6668), 667-669 (1998).
  2. Krishnan, A., et al. Evanescently coupled resonance in surface plasmon enhanced transmission. Optics Comm. 200 (1), 1-7 (2001).
  3. Yang, J. -C., et al. Enhanced optical transmission mediated by localized plasmons in anisotropic, three-dimensional nanohole arrays. Nano letters. 10 (8), 3173-3178 (2010).
  4. Kim, J. H., Moyer, P. J. Transmission characteristics of metallic equilateral triangular nanohole arrays. Appl Phys Lett. 89 (12), 121106(2006).
  5. Liu, H., Lalanne, P. Microscopic theory of the extraordinary optical transmission. Nature. 452 (7188), 728-731 (2008).
  6. Shon, Y. -S., Choi, H. Y., Guerrero, M. S., Kwon, C. Preparation of nanostructured film arrays for transmission localized surface plasmon sensing. Plasmonics. 4 (2), 95-105 (2009).
  7. Xiang, G., Zhang, N., Zhou, X. Localized surface plasmon resonance biosensing with large area of gold nanoholes fabricated by nanosphere lithography. Nanoscale Res Lett. 5 (5), 818(2010).
  8. Valsecchi, C., Brolo, A. G. Periodic metallic nanostructures as plasmonic chemical sensors. Langmuir. 29 (19), 5638-5649 (2013).
  9. Gates, B. D., et al. New approaches to nanofabrication: molding, printing, and other techniques. Chem Rev. 105 (4), 1171-1196 (2005).
  10. Guo, L. J. Nanoimprint lithography: methods and material requirements. Adv Mater. 19 (4), 495-513 (2007).
  11. Wong, T. I., et al. High throughput and high yield nanofabrication of precisely designed gold nanohole arrays for fluorescence enhanced detection of biomarkers. Lab on a Chip. 13 (12), 2405-2413 (2013).
  12. Deng, J., Wong, T. I., Sun, L. L., Quan, C., Zhou, X. Acceleration of e-beam lithography by minimized resist exposure for large scale nanofabrication. Microelect Eng. 166, 31-38 (2016).
  13. Wu, L., Bai, P., Li, E. P. Designing surface plasmon resonance of subwavelength hole arrays by studying absorption. JOSA B. 29 (4), 521-528 (2012).
  14. Ding, T., et al. Quantification of a cardiac biomarker in human serum using extraordinary optical transmission (EOT). PloS one. 10 (3), 0120974(2015).
  15. Im, H., Sutherland, J. N., Maynard, J. A., Oh, S. -H. Nanohole-based surface plasmon resonance instruments with improved spectral resolution quantify a broad range of antibody-ligand binding kinetics. Anal Chem. 84 (4), 1941-1947 (2012).
  16. Bhagawati, M., You, C., Piehler, J. Quantitative real-time imaging of protein-protein interactions by LSPR detection with micropatterned gold nanoparticles. Anal Chem. 85 (20), 9564-9571 (2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

litografia nanoimprintowalokalny powierzchniowy rezonans plazmonowydetekcja w ludzkiej surowicywytwarzanie biosensor wdetekcja troponinypomiary w punkcie opiekipomiar transmisji optycznejpowierzchniowy rezonans plazmonowy

Powiązane artykuły