Artykuł metodologiczny

Długoterminowe obrazowanie na żywo dysku oka Drosophila

9.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/55748

⸱

6 maja 2017

 ,  , 
1Institute of Genomic Sciences, National Yang-Ming University, 2Institute of Molecular Biology, Academia Sinica

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół opisuje szczegółową metodę długoterminowej hodowli ex vivo i obrazowania na żywo wyobrażonego dysku Drosophila. Pokazuje różnicowanie fotoreceptorów i rotację ommatidialną w ciągu 10 godzin obrazowania na żywo tarczy oka. Protokół jest prosty i nie wymaga kosztownej konfiguracji.

Streszczenie

Obrazowanie na żywo zapewnia możliwość ciągłego śledzenia dynamicznych procesów komórkowych i rozwojowych w czasie rzeczywistym. Dyski wyobrażeniowe larw Drosophila zostały wykorzystane do badania wielu procesów biologicznych, takich jak proliferacja komórek, różnicowanie, wzrost, migracja, apoptoza, konkurencja, sygnalizacja komórka-komórka i tworzenie granic kompartmentowych. Jednak metody długoterminowej hodowli ex vivo i obrazowania na żywo dysków wyobrażeniowych nie były zadowalające, pomimo wielu wysiłków. Niedawno opracowaliśmy metodę długotrwałej hodowli ex vivo i obrazowania na żywo dysków wyobrażeniowych przez okres do 18 godzin. Oprócz zastosowania wysokiego stężenia insuliny w pożywce hodowlanej, do osadzenia krążka użyto również agarozy o niskiej temperaturze topnienia, aby zapobiec jej dryfowaniu w okresie obrazowania. W niniejszym raporcie jako przykład użyto dysków oczno-czułkowych. Obserwowano ekspresję mδ0,5-Ga4 specyficzną dla fotoreceptora R3/4, aby wykazać, że różnicowanie fotoreceptorów i rotacja ommatidialna mogą być obserwowane podczas 10-godzinnego okresu obrazowania na żywo. Jest to szczegółowy protokół opisujący tę prostą metodę.

Wprowadzenie

Dyski wyobrażone larw Drosophila były preferowanym systemem eksperymentalnym do badania szerokiej gamy mechanizmów biologicznych. Krążki te wnikają w nabłonek embrionalny i stają się strukturami podobnymi do worków, zbudowanymi przez dwie warstwy nabłonka, nabłonek okołopodialny (PE) i dysk właściwy (DP)1,2. Wyimaginowane komórki dysku namnażają się i stopniowo różnicują w stadiach larwalnych i poczwarkowych, a ostatecznie przekształcają się w struktury dorosłego ciała. Ze względu na płaską i prostą dwuwarstwową strukturę wyimaginowanych dysków, są one łatwe do zaobserwowania po wypreparowaniu z larw. Jednakże, pomimo wielu wysiłków wielu grup, obecne metody długoterminowego hodowania dysków wyobrażeniowych nie są zadowalające. Niedawno opracowaliśmy metodę hodowli, która może utrzymać normalny rozwój wielu dysków wyobrażeniowych przez okres do 18 godzin i która umożliwia obrazowanie na żywo3. Metoda hodowli może wspomagać różnicowanie i migrację komórek, ale może wspierać proliferację komórek tylko przez 7-12 godzin i nie może wspierać wzrostu dysku. Główną różnicą w pożywce hodowlanej jest wysokie stężenie insuliny3. Metoda jest prosta i nie jest wymagane specjalne napowietrzanie ani cyrkulacja medium.

Jednym z najlepiej zbadanych dysków wyobrażeniowych jest dysk oczno-czułkowy. Oko Drosophila składa się z około 800 ommatidiów. Każde ommatidium składa się z ośmiu komórek fotoreceptorowych (R1-R8). W krążku oka larwalnego komórki fotoreceptora różnicują się w wyniku przejścia bruzdy morfogenetycznej (MF), która przebiega przez tarczę oka od tylnej do przedniej4,5. Fotoreceptory w ommatidium różnicują się w sekwencji, zaczynając od R8, a następnie R2/R5, R3/R4, R1/R6 i R76. Ommatydia w grzbietowej i brzusznej połowie tarczy oka podlegają obrotowi o 90° w przeciwnych kierunkach, co skutkuje przeciwną chiralnością7,8. Proces rotacji przebiega w dwóch etapach: po pierwsze, obrót o 45° rozpoczyna się w szóstym rzędzie ommatidia za MF i kończy się w nim; Drugi obrót o 45° jest zakończony mniej więcej w rzędzie 169,10. W badaniu tym wykorzystano rotację ommatydialną, oznaczoną specyficznym dla R3 / 4 mδ0,5-Ga411, aby zademonstrować normalne różnicowanie i dynamikę komórkową, które można zaobserwować za pomocą tej metody w celu hodowli i obrazu na żywo dysku oka.

Protokół

1. Konfiguracja przedeksperymentalna

  1. Zebrać jajo muchy, które wykazuje ekspresję białka zielonej fluorescencji jądrowej (GFP) w mδ0,5-Gal4 i hodować je w temperaturze 25 °C przez 5 dni.
  2. Mikrofalówkę 0,7 g niskotopliwej agarozy w 10 ml 1x soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS), aż agaroza całkowicie się rozpuści. Niskotopliwy żel o temperaturze 0,7% należy przechowywać w inkubatorze o temperaturze 37 °C do czasu użycia.
  3. Sterylizuj cały sprzęt, w tym kleszcze, nożyczki, szkiełka nakrywkowe 42 mm x 0,17 mm, 9-dołkową szklaną płytkę punktową i magnetyczną komorę hodowlaną z 70% etanolem przez ponad 12 godzin.
  4. Przygotuj pożywkę hodowlaną3: Pożywka Schneider's Drosophila uzupełniona 2% płodową surowicą bydlęcą (FBS), 0,5% penicyliny-streptomycyny i 1,25 mg/ml insuliny. Aby uniknąć zanieczyszczenia, należy przygotować pożywkę w kapturze do hodowli komórkowych. Przygotować pożywkę hodowlaną przechowywać w temperaturze 4 °C i zużyć w ciągu miesiąca.
  5. Przed rozpoczęciem sekcji wyczyść platformę preparacyjną i ręce eksperymentatora 70% etanolem.

2. Sekcja dysku

  1. Wysuszyć cały sprzęt na powietrzu z 70% etanolu.
  2. Wybierz larwę w trzecim stadium z fiolki na muchy. Aby uniknąć zanieczyszczenia z fiolki na muchy, umyj larwę w 1x PBS 3x, aby usunąć odpady.
  3. Wyciąć oczyszczoną larwę w 1 ml pożywki hodowlanej (w temperaturze pokojowej) na 9-dołkowej szklanej płytce punktowej pod mikroskopem preparacyjnym.
  4. Chwyć larwę parą kleszczy w około jednej trzeciej odległości od tylnego końca, a kolejne kleszcze w haczyku ustnym. Pociągnij dwa kleszcze w przeciwnych kierunkach, aby uwolnić tkanki wewnętrzne.
    1. Usuń gruczoły ślinowe, ciało tłuszczowe i naskórek z kompleksu oko-mózg przymocowanego do haczyka ustnego. Jeśli rdzeń nerwowy brzuszny jest nadal przyczepiony, odetnij go nożyczkami.
  5. Użyj jednej pary kleszczy, aby chwycić haczyk do ust i jednej pary kleszczy, aby usunąć kawałek tkanki łączącej mózg i dyski oczne w części grzbietowej.
    UWAGA: Jeśli ta tkanka nie zostanie usunięta, dwa krążki oczno-czułkowe będą blisko siebie i mózgu. Krążki oczne nie będą wtedy leżeć płasko na szkiełku nakrywkowym, ponieważ ta tkanka, mózg i dysk oczno-czułkowy utworzą trójkąt.
  6. Obróć cały kompleks do pozycji brzuszno-górnej. Usuń żarnik, który łączy hak lub dysk z mózgiem.
    UWAGA: Jeśli filament nie zostanie usunięty, krążek oczno-czułkowy rozpadnie się na dwie części po zdjęciu haczyka na usta.
    1. Zdejmij haczyk na usta. Uważaj, aby nie uszkodzić krążka oka podczas tego procesu.
      UWAGA: Tarcza oka jest teraz wolna w pożywce i połączona z mózgiem tylko za pomocą łodygi optycznej.

3. Montaż

  1. Wysuszyć na powietrzu i zmontować elementy komory za pomocą szkiełka nakrywkowego o wymiarach 42 mm x 0,17 mm. Przymocuj podwójną warstwę pierścieni uszczelniających o przekroju okrągłym do środka szkiełka nakrywkowego, aby przytrzymać agarozę.
  2. Zmontuj komorę z szkiełkiem nakrywkowym. Umieść szkiełko nakrywkowe o wymiarach 42 mm x 0,17 mm na akceptorze stolika. Umieść silikonowy O-ring na szkiełku nakrywkowym. Umieść podstawę. Zablokuj szafkę plombującą i załóż pokrywę (Rysunek 1).
  3. Ostrożnie przenieś wypreparowany kompleks oko-mózg do środka O-ringu za pomocą mikropipety o pojemności 20 μl z końcówką o pojemności 10-200 μl.
  4. Usunąć większość pożywki i dodać do próbki 12 μl 0,7% niskotopliwej agarozy (w temperaturze 37 °C).
    UWAGA: Położenie tarczy oka można zmienić za pomocą kleszczy przed zestaleniem się agarozy. Agaroza zestala się w ciągu 5 minut.
    1. Dodaj 1 ml pożywki hodowlanej o temperaturze pokojowej do środka O-ringu; każdy O-ring może załadować do 4 próbek. Upewnij się, że agaroza jest przyklejona do pierścienia uszczelniającego o przekroju okrągłym, aby uniknąć dryfowania próbki.
      UWAGA: Nie jest konieczne napowietrzanie ani cyrkulacja pożywki.

4. Mikroskopia konfokalna

  1. Umieść komorę na stoliku odwróconego mikroskopu konfokalnego na 30 minut, aby wyrównać temperaturę. Może to zapobiec dryfowaniu osi Z podczas obrazowania.
  2. Przed długotrwałym obrazowaniem na żywo należy sprawdzić, czy tkanka jest nienaruszona za pomocą różnicowej interferencyjnej mikroskopii kontrastowej.
  3. Aby uniknąć fototoksyczności, należy użyć lasera o mocy poniżej 2 mW. Do obrazowania należy używać obiektywu 40X.
  4. Uzyskaj obrazy stosu Z o wielkości 62 μm w ciągu 12 minut w odstępie optycznym 1 μm. Wykonaj 40 cykli skanowania w ciągu łącznie 10 godzin. Upewnij się, że każdy cykl zawiera 12 minut obrazowania i 3 minuty spoczynku.

Wyniki

W niniejszym przykładzie fotoreceptory R3/R4 zostały znakowane mδ0.5-Ga4 w celu monitorowania różnicowania fotoreceptorów. mδ0.5-Ga4 zapewnia silną ekspresję w R4 i słabszą ekspresję w R31, co czyni go doskonałym markerem dla R3 i R4, a także dla procesu rotacji ommatidiów. W Filmie 1 R3 i R4 zostały znakowane GFP. Na początku 10-godzinnej sesji obrazowania na żywo obecnych było 8 rzędów klastrów ommatidialnych (Rysunek 2A i Film 1), a na koniec sesji było to 14 rzędów klastrów ommatidialnych (Rysunek 2B). Tempo różnicowania ommatidialnego wynosiło 1,67 h na rząd, co jest zbliżone do tempa 1,5-2 h/rząd w dyskach in vivo 7,8,9,10,1,12,13,14. Na podstawie względnych pozycji R3 i R4 stwierdzono, że rotacja ommatidialna wystąpiła w dysku hodowanym ex vivo podczas obrazowania na żywo (Rysunek 2A', A'', B' i B''). Pojedynczy klaster R3/R4 został zaznaczony białą sferą w pierwszej klatce Filmu 2. Na początku oś R3/R4 wydaje się być prostopadła do równika (Rysunek 2C i Film 2). Następnie wydaje się rotować odpowiednio o 15°, 30° i 45° w czasie 3 (Rysunek 2C'), 6 (Rysunek 2C'') i 9 (Rysunek 2C''') h. Dane te sugerują, że metoda ta pozwala na utrzymanie różnicowania fotoreceptorów podczas 10-godzinnego obrazowania na żywo.

Widok rozstrzelony zestawu szkiełka przedmiotowego; schemat z opisaniem części: przykrywka, uszczelnienie, podstawa, o-ring.
Rysunek 1: Schemat montażu komory. Schematyczny rysunek zestawu komory: (1) Umieść deksel z przymocowaną dwuwarstwową uszczelką typu O-ring na odbiorniku stolika. (2) Umieść silikonową uszczelkę typu O-ring na szkiełku nakrywkowe. (3) Umieścić podstawę. (4) Zablokować blokadę uszczelniającą. (5) Nanieś próbkę na środek pierścienia uszczelniającego (O-ring) i nałóż pokrywkę. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Time-lapse mikroskopowy obrazujący dynamikę komórkową z użyciem markerów fluorescencyjnych; schemat rozmieszczenia białek.
Rysunek 2: Obrazowanie na żywo różnicowania i rotacji R3/R4. Neurony R3/R4 znakowane mδ0.5-Gal4 wykazujące ekspresję jądrowej formy GFP podczas 10 h obrazowania na żywo. Wszystkie obrazy zostały pobrane z Film 1. (A) Obraz wykonany na początku. (A'-A") Powiększenie obrazu z zaznaczonego ramką obszaru po lewej stronie (A') i prawej (A). (B) Zdjęcie wykonane po zakończeniu 10-godzinnego okresu. (B'-B") Powiększenie obszaru zaznaczonego ramką po lewej stronie (B') i prawą (B"). (C-C''') Pojedyncza para R3/R4 (oznaczona strzałką w A') jest śledzona w czasie, aby pokazać rotację pary R3/R4. Paski skali = 15 µm, 10 µmi 5 µm odpowiednio w A, B i C. Wszystkie rysunki stanowią projekcje maksymalnej intensywności w osi z. Skala czasu jest podana w formacie h:min. Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Obraz z mikroskopii fluorescencyjnej, zabarwione jądra komórkowe zarodka Drosophila, wykazujące regularny wzór.
Film 1: Kliknij tutaj, aby pobrać ten film.

Obraz z mikroskopii konfokalnej fluorescencyjnych komórek; struktury subkomórkowe; analiza dynamiki komórkowej.
Film 1: Prosimy kliknąć tutaj, aby pobrać ten film.

Dyskusja

W tym badaniu przedstawiamy szczegółowy protokół długoterminowego eksperymentu obrazowania na żywo na dyskach wyobrażonych Drosophila . Spędziliśmy dużo czasu ćwicząc staranne preparowanie, aby uniknąć uszkodzenia dysku i umożliwić przymocowanie dysku blisko szkiełek nakrywkowych. Próbowaliśmy poli-L-lizyny (PLL) i niskotopliwej agarozy, aby utrzymać tkankę; Ostatecznie niskotopliwa agaroza wykazała lepszą zdolność do utrzymywania tkanki. Chociaż w tym artykule wykorzystano tylko krążek oka, aby wykazać normalne występowanie różnicowania fotoreceptorów i rotacji ommatidialnej podczas 10-godzinnego okresu obrazowania na żywo, metodę tę można również zastosować do co najmniej jednego innego dysku, dysku skrzydłowego, jak wykazano w poprzednim badaniu3. Co więcej, przygotowanie pożywki hodowlanej i konfiguracja obrazowania na żywo są proste i nie wymagają napowietrzania ani cyrkulacji pożywki.

Ciągłe obrazowanie na żywo może zapewnić wyraźną sekwencję czasową zdarzeń biologicznych. W naszym wcześniejszym raporcie na temat różnicowania i migracji gleju w krążku oka dostarczyliśmy bezpośredniego dowodu na to, że owijający się glej odróżnia się od istniejącego gleju po migracji do przedniej części krążka oka3. Długotrwała hodowla ex vivo pozwala na specyficzne znakowanie komórek aktywowane laserem, takie jak fotokonwersja białka fluorescencyjnego KAEDE, w celu śledzenia ich zachowań3. Może również pomieścić testowanie substancji chemicznych, które są dodawane bezpośrednio do pożywki hodowlanej; Dzięki temu może być używany jako platforma do badań przesiewowych leków. Ponieważ niektóre dynamiczne procesy zachodzą w ciągu kilku minut lub sekund, wymagana jest wysoka rozdzielczość czasowa. Aby zwiększyć rozdzielczość czasową, dobrym rozwiązaniem może być mikroskopia arkuszowa15,16 lub mikroskopia z wirującym dyskiem17.

Obecna sytuacja kulturowa nie jest idealna. Nie obsługuje wzrostu dysku. Proliferacja komórek jest obsługiwana tylko przez okres do 12 godzin3. Po 12 godzinach w hodowli ex vivo szybkość różnicowania fotoreceptorów zaczyna się zmniejszać3. Może to być spowodowane brakiem niektórych składników odżywczych lub hormonów. Ponieważ główną różnicą w tej pożywce hodowlanej jest wysokie stężenie insuliny, insulina ssaków może częściowo naśladować funkcję endogennych peptydów insulinopodobnych. Dodatek ekstraktu z muchy, trehalozy cukru we krwi owadów i różnych stężeń hormonu linienia 20-hydroksyekdyzonu nie był korzystny3. Jednak 12-18 godzinny okres hodowli jest wystarczający do zbadania wielu procesów rozwojowych. Porównano alternatywne metody hodowli dysków wyobrażeniowych larw3, a nasze warunki hodowli i obrazowania zapewniają najdłuższe okno czasowe i największą przejrzystość obrazowania na żywo. Chociaż dyski w żywych larwach i poczwarkach mogą być obrazowane bezpośrednio 18,19,20,21,22, rozdzielczość i okno czasowe dla obserwacji są ograniczone. Późne krążki larwalne i poczwarkowe mogą być hodowane przez długi czas 23,24, ale krążki ulegają znacznej morfogenezie. Aby wykorzystać płaskie, 2D krążki larwalne, nasza metoda hodowli i obrazowania jest jak dotąd najlepszym rozwiązaniem.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

Jesteśmy wdzięczni Chun-lan Hsu i Yu-Chi Yangowi za przygotowanie pokarmu dla much i utrzymanie ich stada, a także Su-Ping Lee i IMB Imaging Core za pomoc w mikroskopii konfokalnej. Badanie to było wspierane przez granty dla Y.H.S. (NSC 101-2321-B-001 -004, NSC 100-2321-B-001 -012, NSC 102-2321-B-001 -002, MOST 103-2311-B-001 -035 -MY3) z Narodowej Rady Nauki oraz Ministerstwa Nauki i Technologii Republiki Chińskiej.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Agaroza niskotopliwaAMRESCO 0815-25G
Sól fizjologiczna buforowana fosforanami (PBS)AMRESCO0780-2PK
Szkiełka nakrywkowe 42 mm x 0,17 mm PSTG401-42
Schneider' s Drosophila średni Thermo21720-024
Płodowa surowica bydlęca (FBS)SigmaF9665
Penicylina-streptomycyna GIBCO759
Insulina SigmaI9278
Komora hodowlana PECONPOC-R2 System do hodowli komórek
40XC-Apochromat 40X/1.2W Obiektyw Korr 
Szczep muchy: nls. GFP Bloominggton4775
Obiektyw

Bibliografia

  1. Cohen, S. M. Imaginal disc development. The Development of Drosophila melanogaster. Bate, M., Martinez-Arias, A. 2, Cold Spring Harbor. NY. 747-842 (1993).
  2. Auerbach, C. The development of the legs, wings and halteres in wild type and some mutant strains of Drosophila melanogaster. Proc. R. Soc. Edinb. B. 58, 787-815 (1936).
  3. Tsao, C. K., Ku, H. Y., Lee, Y. M., Huang, Y. F., Sun, Y. H. Long-term Ex Vivo Culture and Live Imaging of Drosophila Larval Imaginal Discs. PLoS One. 11 (9), e0163744(2016).
  4. Ready, D. F., Hanson, T. E., Benzer, S. Development of the Drosophila retina, a neurocrystalline lattice. Dev Biol. 53 (2), 217-240 (1976).
  5. Wolff, T., Ready, D. F. The beginning of pattern formation in the Drosophila compound eye: the morphogenetic furrow and the second mitotic wave. Development. 113 (3), 841-850 (1991).
  6. Tomlinson, A., Ready, D. F. Neuronal differentiation in Drosophila ommatidium. Dev Biol. 120 (2), 366-376 (1987).
  7. Wolff, T., Ready, D. F. The Development of Drosophila Melanogaster. , Cold Spring Harbor Press. 1277-1316 (1993).
  8. Adler, P. N. Planar signaling and morphogenesis in Drosophila. Dev Cell. 2 (5), 525-535 (2002).
  9. Choi, K. W., Benzer, S. Migration of glia along photoreceptor axons in the developing Drosophila eye. Neuron. 12 (2), 423-431 (1994).
  10. Strutt, D. I., Mlodzik, M. Ommatidial polarity in the Drosophila eye is determined by the direction of furrow progression and local interactions. Development. 121 (12), 4247-4256 (1995).
  11. Gaengel, K., Mlodzik, M. Egfr signaling regulates ommatidial rotation and cell motility in the Drosophila eye via MAPK/Pnt signaling and the Ras effector Canoe/AF6. Development. 130 (22), 5413-5423 (2003).
  12. Li, C., Meinertzhagen, I. A. Conditions for the primary culture of eye imaginal discs from Drosophila melanogaster. J Neurobiol. 28 (3), 363-380 (1995).
  13. Carthew, R. W. Pattern formation in the Drosophila eye. Curr Opin Genet Dev. 17 (4), 309-313 (2007).
  14. Treisman, J. E. Retinal differentiation in Drosophila. Wiley Interdiscip Rev Dev Biol. 2 (4), 545-557 (2013).
  15. Huisken, J., Swoger, J., Del Bene,, Wittbrodt, F., J,, Stelzer, E. H. Optical sectioning deep inside live embryos by selective plane illumination microscopy. Science. 305 (5686), 1007-1009 (2004).
  16. Keller, P. J., Stelzer, E. H. Quantitative in vivo imaging of entire embryos with Digital Scanned Laser Light Sheet Fluorescence Microscopy. Curr Opin Neurobiol. 18 (6), 624-632 (2008).
  17. Winter, P. W., Shroff, H. Faster fluorescence microscopy: advances in high speed biological imaging. Curr Opin Chem Biol. 20, 46-53 (2014).
  18. Bosveld, F., et al. Mechanical Control of Morphogenesis by Fat/Dachsous/Four-Jointed Planar Cell Polarity Pathway. Science. 336 (6082), 724-727 (2012).
  19. Ghannad-Rezaie, M., Wang, X., Mishra, B., Collins, C., Chronis, N. Microfluidic Chips for In Vivo Imaging of Cellular Responses to Neural Injury in Drosophila Larvae. Plos One. 7 (1), (2012).
  20. Heemskerk, I., Lecuit, T., LeGoff, L. Dynamic clonal analysis based on chronic in vivo imaging allows multiscale quantification of growth in the Drosophila wing disc. Development. 141 (11), 2339-2348 (2014).
  21. Taylor, J., Adler, P. N. Cell rearrangement and cell division during the tissue level morphogenesis of evaginating Drosophila imaginal discs. Dev Biol. 313 (2), 739-751 (2008).
  22. Ward, R. E., Reid, P., Bashirullah, A., D'Avino, P. P., Thummel, C. S. GFP in living animals reveals dynamic developmental responses to ecdysone during drosophila metamorphosis. Dev Biol. 256 (2), 389-402 (2003).
  23. Gibbs, S. M., Truman, J. W. Nitric oxide and cyclic GMP regulate retinal patterning in the optic lobe of Drosophila. Neuron. 20 (1), 83-93 (1998).
  24. Fristrom, J. W., Logan, W. R., Murphy, C. Synthetic and Minimal Culture Requirements for Evagination of Imaginal of Drosophila-Melanogaster in-Vitro. Dev Biol. 33 (2), 441-456 (1973).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Hodowla ex vivomikroskopia konfokalnaróżnicowanie fotoreceptorówrotacja ommatidialnaprotokół sekcjiagaroza niskotopliwamedium z wysoką zawartością insulinyobrazowanie Z-stack
Długoterminowe obrazowanie na żywo dysku oka Drosophila
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.