Artykuł metodologiczny

Stworzenie modelu tętniaka aorty brzusznej u gryzoni poprzez zablokowanie przybyszowej perfuzji naczynia krwionośnego

DOI:

10.3791/55763

⸱

8 listopada 2017

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Medical Physiology, Hamamatsu University School of Medicine, 2Division of Vascular Surgery, Second Department of Surgery, Hamamatsu University School of Medicine, 3Department of Applied Biological Chemistry, Graduate School of Agriculture, Kindai University, 4Department of Organ & Tissue Anatomy, Hamamatsu University School of Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wprowadzenie cewnika poliuretanowego do światła aorty i podwiązanie szwem aorty powoduje przewlekłe niedotlenienie z powodu hipoperfuzji naczynia krwionośnego przybyszowego. W artykule opisano nowy zwierzęcy model tętniaka aorty brzusznej (AAA) o charakterystyce podobnej do AAA u ludzi.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przyrostowy vasa vasorum (VV) dostarcza tlen i pożywienie do ściany aorty. Niedotlenienie ściany aorty może powodować powiększenie tętniaków aorty brzusznej (AAA). W artykule przedstawiono i opisano standardowy protokół stosowany do indukcji tętniaków tętniaka poprzez przybyszową hipoperfuzję VV utworzoną z połączenia wprowadzenia cewnika poliuretanowego do światła aorty i podwiązania szwów aorty brzusznej podnerkowej.

Protokół zakłada wykorzystanie samców szczurów o wadze 300-400 g, które otrzymują jedzenie i wodę ad libitum. Po laparotomii z brzusznym nacięciem linii środkowej brzucha wykonuje się złuszczanie aorty, która blokuje przepływ krwi z tkanki okołonaczyniowej. Wykonuje się aortotomię polegającą na małym nacięciu przylegającym do gałęzi tętnicy nerkowej i wprowadza się cewnik poliuretanowy za pomocą igły umieszczonej na stałe w rozmiarze 18. Po naprawieniu nacięcia, ścisłe podwiązanie aorty nad cewnikiem blokuje przepływ krwi VV z kierunku proksymalnego przez ścianę aorty, nie zakłócając przepływu krwi w aorcie. Ta technika może wywołać AAA z postępującym poszerzeniem aorty.

Największą zaletą tego modelu jest to, że hipoperfuzja VV powoduje niedotlenienie tkanek i rozwój podnerkowego AAA, który ma cechy morfologiczne i patologiczne podobne do tych u ludzkiego AAA.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aorta brzuszna składa się z następujących trzech warstw: wewnętrznej ściany naczynia (intima), warstwy przyśrodkowej (media) i zewnętrznej ściany naczynia (adventitia), a spośród nich, przydanka posiada unikalny system ukrwienia znany jako vasa vasorum (VV). Tkanka aorty jest zaopatrywana w tlen poprzez przybyszową perfuzję VV i prostą dyfuzję tlenu z przepływu krwi w aorcie1. Jednak geograficznie aorta brzuszna ma najmniejszy rozkład VV w porównaniu z innymi częściami aorty. 2

Poprzednie badanie opisywało niedotlenienie tkanek w ścianach ludzkiego tętniaka aorty brzusznej (AAA) z grubą śródświetlną skrzepliną (ILT)3. Dodatkowo wykazano, że przybyszowy VV w ścianach tętniaków jest niedrożny ze zmianami miażdżycowymi w znacznie większym stopniu, co wiąże się z niedotlenieniem tkanek w ścianach AAA4. Na podstawie tych ustaleń stworzono nowy model AAA u gryzoni poprzez indukcję przybyszowej hipoperfuzji VV5. W tym modelu hipoperfuzja VV spowodowała niedotlenienie tkanek i rozwój podnerkowego AAA, który miał cechy morfologiczne i patologiczne podobne do cech ludzkiego AAA6. Najlepszymi przykładami były obecność ILT i akumulacja hiperplastycznych adipocytów6 oraz możliwość spowodowania pęknięcia7,8. Odkrycia te były rzadko obserwowane w poprzednich modelach gryzoni. Dlatego model ten może znacznie przyczynić się do głębszego zrozumienia mechanizmu odpowiedzialnego za rozwój i zerwanie AAA. Przedstawiamy i opisujemy standardowy protokół stosowany do indukcji AAA poprzez przybyszową hipoperfuzję VV oraz wyjaśniamy, jak wywołać niedotlenienie w ścianie aorty za pomocą technik chirurgicznych.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opieka nad zwierzętami i eksperymenty zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi Komitetu Opieki nad Zwierzętami Uniwersytetu Hamamatsu w Szkole Medycznej Uniwersytetu Hamamatsu.

1. Zabieg chirurgiczny tworzenia modelu

UWAGA: Umieść narzędzia chirurgiczne w sterylizatorze perełkowym na 10 sekund przed operacją. Śródoperacyjnie używać sterylnych rękawiczek.

  1. Używaj samców szczurów o wadze 300 - 400 g. Pozwól szczurom na dostęp do pożywienia i wody ad libitum.
  2. Znieczulić szczura inhalacją izofluranu (2,0 - 3,0 ml/l). Potwierdź prawidłowe znieczulenie przez uszczypnięcie palca u nogi.
  3. Ogol włosy na brzuchu elektryczną maszynką do golenia i wyszoruj brzuch alkoholem i roztworem jodu powidonu.
  4. Ułóż szczura w pozycji leżącej na stole operacyjnym. Użyj maści weterynaryjnej na oczy szczura, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia.
  5. Wykonaj laparotomię z brzusznym nacięciem brzucha w linii środkowej za pomocą nożyczek. Aby zabezpieczyć czyste pole operacyjne, należy zapakować zawartość jamy brzusznej do jamy brzusznej w sterylną gazę za pomocą retraktora rany.
  6. Aby odłączyć aortę od tkanki okołonaczyniowej, delikatnie podnieś i rozerwij zaotrzewnową pęsetą, aby odsłonić ścianę aorty i złuszczyć aortę podnerkową w przestrzeni zaotrzewnowej od poziomu lewej żyły nerkowej do rozwidlenia z tkanki okołonaczyniowej (Ryc. 1A).
  7. Podwiązuj naczynia rozgałęziające się od aorty brzusznej jedwabnym sznurkiem 5-0, aby zablokować dopływ krwi w punkcie oddalonym od aorty, który nie zwęża światła aorty.
  8. Aby zablokować przepływ krwi w aorcie, umieść klipsy naczyniowe tuż poniżej tętnicy nerkowej i tuż nad rozwidleniem aorty.
    UWAGA: Rozmiar klipsów powinien być większy niż średnica aorty, aby całkowicie zablokować przepływ krwi. Tymczasowa ligatura jedwabnego sznurka 5-0 jest również wystarczająca do zablokowania przepływu krwi zamiast klipsów.
  9. Podobnie jak w przypadku tworzenia krwotoku punktowego na powierzchni ściany aorty, przeciąć przednią ścianę aorty za pomocą mikronożyczek 5 mm dystalnie od zacisku aorty, w sąsiedztwie gałęzi tętnicy nerkowej, w celu wprowadzenia cewnika poliuretanowego.
  10. Wprowadzić cewnik poliuretanowy (średnica zewnętrzna 0,55 mm, średnica wewnętrzna 0,37 mm) za pomocą igły o rozmiarze 24 płytko przez nacięcie, aby zmyć krew z aorty wodą. Podać strzykawkę o pojemności 1 ml wypełnioną wodą do cewnika poliuretanowego i zmyć wodą pozostałą krew w aorcie. Po irygacji wyjmij cewnik z aorty.
  11. Przed włożeniem cewnika poliuretanowego (średnica zewnętrzna 1,20 mm, średnica wewnętrzna 0,94 mm) za pomocą igły o rozmiarze 18 należy przyciąć cewnik poliuretanowy do długości 10 mm (Rysunek 1B).
    1. Wprowadzić wycięty kawałek cewnika poliuretanowego do światła aorty z nacięcia wykonanego w kroku 1.9. Całkowicie umieść cewnik 10 mm w świetle aorty i zmień położenie punktu środkowego cewnika, aby dopasować go do miejsca nacięcia (tj. zakryj nacięcie cewnikiem).
  12. Napraw nacięcie za pomocą przerwanych szwów za pomocą 8-0 sznurek monofilamentowy (Rysunek 1C).
  13. Podwiązywać aortę brzuszną za pomocą kombinacji jedwabnego sznurka 5-0 i cewnika poliuretanowego (Rysunek 1D).
    UWAGA: Światło aorty może być utrzymywane przez cewnik założony na stałe. Mocno podwiązaj aortę, aby zapobiec nieprawidłowemu ustawieniu cewnika. Węzeł chirurga jest zalecany, ponieważ dodaje dodatkowego skrętu podczas wiązania pierwszego rzutu węzła, tworząc podwójny węzeł nad głową, a dodatkowy skręt zapewnia większe tarcie i może zmniejszyć poluzowanie.
  14. Po podwiązaniu usuń klips naczyniowy w rozwidleniu aorty, a następnie usuń klips naczyniowy poniżej tętnicy nerkowej, aby przywrócić przepływ krwi w kierunku poprzednim. Potwierdź dużą pulsację aorty.
  15. Zamknij nacięcie brzuszne w dwóch warstwach, otrzewnej i innych warstwach, za pomocą szwu polipropylenowego 4-0. Szczelnie zszyj nacięcie, aby zapobiec wystającemu narządowi.
  16. Zastosuj miejscowo lidokainę na nacięcie brzucha. Umieść szczura na poduszce grzewczej, aż odzyska przytomność. Nie pozostawiaj szczura bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać leżący mostek. Nie zwracaj szczura, który przeszedł operację, do towarzystwa innych szczurów, dopóki w pełni nie wyzdrowieje.
  17. Uważnie monitoruj szczura po operacji. Wstrzyknąć podskórnie bolus sterylnego roztworu soli fizjologicznej (1,0 - 2,0 ml), jeśli szczur wykazuje oznaki niepokoju lub utraty masy ciała.
  18. Po operacji obserwuj przebieg w czasie rozwoju powiększonej aorty na echogramie ultrasonograficznym. Zmierz maksymalną średnicę od wewnętrznej krawędzi do zewnętrznej krawędzi aorty brzusznej zgodnie z opisem5.

2. Zbiór, utrwalanie i barwienie Elastica-van Gieson (EVG)

  1. Dwadzieścia osiem dni po operacji podaj pentobarbital sodu ≥ 100 mg / kg dootrzewnowo w celu eutanazji szczurów.
  2. Rozetnij brzusznie jamy brzuszne szczura. Wykonaj pierwsze nacięcie za pomocą skalpela. Pobrać tętniaka za pomocą nożyczek i umieścić pobrane aorty w 10% neutralnie buforowanej formalinie na 24 - 48 godzin
    UWAGA: Chirurg musi zachować ostrożność, aby zapobiec uszkodzeniu aorty i innych narządów podczas odsłaniania tętniaka. Należy zaobserwować uniesiony narząd brzuszny, co wskazuje na powstawanie AAA. Rysunek 2 przedstawia obraz in vivo i obraz ex vivo; ta reprezentatywna próbka AAA nie jest pęknięta.
  3. EVG staining9
    1. Przygotowanie roztworu
      1. Przygotuj hematoksylinę Verhoeffa, mieszając w podanej kolejności: alkoholową hematoksylinę 20 ml, 10% chlorek żelaza 8,0 ml i jod Lugola 8 ml. Wymieszaj roztwór między każdym dodatkiem. To rozwiązanie można przygotować na świeżo w razie potrzeby.
      2. Przygotować roztwór Van Giesona, mieszając 1% kwasową fuksynę 1 ml i nasycony kwas pikrynowy 45 ml. Odstawić na noc i dobrze wymieszać. To rozwiązanie jest stabilne przez 2 tygodnie.
      3. Przygotować roztwór różnicujący (2% chlorku żelaza), mieszając 10% FeCl3 10 ml w 40 ml wody destylowanej. Roztwór ten można przygotować na świeżo, w zależności od potrzeb.
      4. Przygotować 5% hipo, rozpuszczając 5,0 g tiosiarczanu sodu w 100 ml wody destylowanej. To rozwiązanie jest stabilne przez 1 rok.
    2. Procedura barwienia
      UWAGA: Zobacz reference9, aby uzyskać szczegółowe informacje.
      1. Krótko uwodnić utrwalone odcinki parafinowe pobranych aort w wodzie destylowanej przez 10 minut. Umieścić aorty w hematoksylinie Verhoeffa na 25 minut. Przemyć wodą i zanurzyć 10-30 razy w roztworze różnicującym (2% FeCl3). Spłucz w wodzie. Umieścić w 5% hypo na 1 min. Umyć w wodzie. Umieścić w roztworze Van Giesona na 5 minut.
      2. Odwodnić w alkoholu w następującej kolejności: 75%, 90%, 95%, 100% i 100% alkoholu przez 30 s każdy. Następnie dwukrotnie sklarować w ksylenie przez 5 minut. Umieścić na szkiełku nakrywkowym z żywicznym medium montażowym.
        UWAGA: Włókna elastyczne mają kolor od niebiesko-czarnego do czarnego; jądra: niebieskie do czarnych; kolagen: czerwony; i inne elementy tkankowe: żółte.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisane techniki operacyjne tworzą nowatorski model zwierzęcy przewlekłego tętniaka wywołanego niedotlenieniem aorty poprzez zastosowanie kombinacji wprowadzenia cewnika poliuretanowego i podwiązania szwów aorty brzusznej podnerkowej u szczurów. Szczury opisane w sekcji Protokołu zostały poddane eutanazji 28 dni po zabiegu. Aorty zostały pobrane i zobrazowane w celu uwidocznienia powstawania tętniaka. Rysunek 2 pokazuje rozwój wrzecionowatego AAA. Górny i dolny koniec aorty in vivo ma normalną średnicę bez dylatacji. Średnice aorty mierzono za pomocą ultrasonografii przezbrzusznej (Ryc. 3). Średnica zazwyczaj osiąga maksymalny rozmiar po około 14 dniach od zabiegu; Następnie pozostaje na niezmienionym poziomie lub nieznacznie wzrasta. Rysunek 4 pokazuje obraz histopatologiczny tętniaka przy jego maksymalnej średnicy po barwieniu EVG. Obraz tkanki w 28 dniu (tętniak) wykazał wyraźną degradację włókien elastycznych w porównaniu z dniem 0.

figure-results-1
Rycina 1: Zabiegi chirurgiczne mające na celu wywołanie tętniaka aorty brzusznej (AAA).
(A) Aorta podnerkowa jest złuszczana z otaczającej tkanki. (B) Cewnik poliuretanowy o długości 10 mm wprowadza się przez małe nacięcie w aorcie. (C) Nacięcie naprawia się za pomocą 8-0 Przywrócony zostaje szew monofilamentowy i przepływ krwi. (D) Aorta jest podwiązana jedwabnym szwem 5-0 nad wprowadzonym cewnikiem. Podziałka = 5 mm. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-2
Rycina 2: Reprezentatywne wyniki pooperacyjne.
Widok makroskopowy w 28. dobie pooperacyjnej pokazujący rozwój wrzecionowatych tętniaków aorty brzusznej. Podwyższony brzeg przestrzeni zaotrzewnowej odpowiada zewnętrznej krawędzi tętniaka (linie przerywane; po lewej). Górny i dolny koniec aorty w ex vivo są normalne (po prawej). Podziałka = 3 mm. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-3
Rycina 3: Maksymalne średnice aorty zmierzone za pomocą ultrasonografii przezbrzusznej.
Średnica aorty stale rosła w tym modelu szczurzym. Średnice aorty są przedstawiane jako średnia ± odchylenie standardowe (n = 12). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-4
Rycina 4: Reprezentatywne obrazy tkanki tętniaka z barwieniem Elastica van Gieson.
Ocena histologiczna z barwieniem EVG pokazująca zwyrodnieniową elastyczną blaszkę w podłożu i tworzenie się skrzepliny śródświetlnej 28 dni po zabiegu (po prawej). W 28 dniu obserwuje się fragmentację włókien elastycznych w podłożu aorty i rzadkie włókno kolagenowe w przydance aortalnej. Dzień 0 jest przed zabiegiem (po lewej). Podziałka = 500 μm. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W warunkach fizjologicznych wewnętrzne warstwy ściany aorty są odżywiane przez dyfuzję z przepływu światła krwi, podczas gdy warstwy zewnętrzna i środkowa są odżywiane przez VV, który przenika z przydanki do przyśrodkowej VV1. Przepływ krwi VV do ściany aorty brzusznej może pochodzić z następujących trzech kierunków/obszarów: (1) kierunek proksymalny przez ścianę aorty, (2) kierunek dystalny przez ścianę aorty i (3) tkanki okołonaczyniowe10. Wcześniej nasza analiza histologiczna tkanek ludzkich zidentyfikowała znaczne zwężenie lub okluzję VV w ścianie AAA, co sugeruje, że przepływ krwi VV do ściany aorty brzusznej może być zmniejszony4. Niezwykle ważnym punktem w tym protokole jest to, że podnerkowe tętniaki tętniakowe powstały w wyniku połączenia wprowadzenia cewnika poliuretanowego i podwiązania szwów aorty brzusznej podnerkowej. Aby ostrożnie złuszczyć warstwę tkanki, chirurdzy muszą płynnie wprowadzić cewnik poliuretanowy do aorty i mocno podwiązać aortę, aby spowodować przewlekłe niedotlenienie z powodu hipoperfuzji przybyszowego VV i powstania tętniaka. Stosując te techniki, przepływ krwi w ścianie aorty jest w konsekwencji zmniejszony i indukowane jest miejscowe środowisko niedotlenienia. Zmniejszenie przepływu krwi i powstawanie tętniaka wywołane niedotlenieniem wskazuje, że przepływ krwi VV do ściany aorty brzusznej odgrywa rolę w patogenezie powstawania AAA.

W szczególności model tętniaka aorty musi spełniać następujące warunki: 1,5-krotny wzrost średnicy naczynia w porównaniu z wartością wyjściową, zwyrodnienie osłonki środkowej i zapalenie ściany aorty. Najpopularniejsze modele zwierzęce zostały skonstruowane poprzez wywołanie reakcji zapalnych za pomocą substancji, takich jak CaCl211, elastaza12 i angiotensyna II13. Modele te mogą mieć wysoką powtarzalność i w oczywisty sposób powodować zmiany patologiczne i są powszechnie stosowane w badaniach naukowych. W naszym modelu ocenialiśmy średnicę aorty za pomocą ultrasonografii co 7 dni przed wykonaniem zabiegu do 28 dnia po zabiegu (ryc. 3). Wyniki wykazały, że średnica aorty umiarkowanie wzrosła w ciągu 28 dni, co wskazuje, że ta zmiana średnicy jest podobna do tej w poprzednich modelach gryzoni. Ogólna obserwacja kształtu naczyniowego wykazała gładki wrzecionowaty kształt (ryc. 2). W 28 dniu złożyliśmy szczury w ofierze i przeprowadziliśmy analizę histopatologiczną odzyskanej tkanki aorty. Zaobserwowano rozerwanie i zanik włókien elastycznych i kolagenowych osłonki środkowej i przydanki (ryc. 4). Co więcej, komórki zapalne, takie jak makrofagi, były obecne od osłonki przydanki do osłonki środkowej.

Obecnie dostępne opcje leczenia AAA są ograniczone do naprawy chirurgicznej i wewnątrznaczyniowego przeszczepu stentu, ze śmiertelnością 30 - 50% u pacjentów z pęknięciem AAA14. Jednak żaden lek nie został zatwierdzony do użytku klinicznego w leczeniu AAA. Toczy się dyskusja, że istnieją rozbieżności w patologicznych ustaleniach między ludźmi a ustalonymi modelami zwierzęcymi stosowanymi w badaniach AAA. Podobieństwa w patogenezie między ludzkimi i zwierzęcymi modelami AAA mają zasadnicze znaczenie dla rozwoju leczenia farmakologicznego. Jeśli chodzi o skuteczność modeli gryzoni, nasz model szczurzy jest morfologicznie podobny do ludzkiego pod względem śródświetlnej skrzepliny5 i adipogenezy8. Co więcej, około 20% szczurów w tym badaniu miało pęknięcie AAA i zmarło w ciągu 28 dni po zabiegu. Chociaż pęknięcie tętniaka aorty jest najbardziej krytycznym zdarzeniem w tej chorobie, pęknięcie jest rzadkie w przypadku ustalonych eksperymentalnych modeli AAA, a mechanizm nie został jeszcze wyjaśniony. Dlatego model ten jest przydatny do zrozumienia mechanizmu rozszerzania średnicy aorty i pękania tętniaka.

Stworzenie tego modelu jest wymagane w przypadku niektórych zabiegów chirurgicznych. Dlatego badacze muszą ćwiczyć tworzenie tego modelu, co jest ograniczeniem tego modelu. W przyszłości chcielibyśmy stworzyć model gryzonia, w którym będziemy mogli zmniejszać przepływ krwi poprzez stopniowe pogrubianie ścian VV, co skutkuje samoistnym tętniakiem aorty.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez Grants-in-Aid for Scientific Research (B) (20291958) dla N.U.; Dotacje dla młodych naukowców (A) (25713024) dla N.Z.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
szczurJaponia SLC. IncSlc:SD szczurSprague– Dawley ratTM
roztwór jodu powidonuLibatape Pharmaceutical Co., Ltd.
5-0 jedwabny sznurekAkiyama Medical MFG. CO., LTDJIS No.1
klipsy naczynioweNatsume Seisakusho Co., Ltd.C-42-S-2
(igła do montażu w miejscu 24G)MEDIKIT24GSupercath Z4VTM,
(igła do montażu w miejscu 18x)MEDIKIT18GSupercath Z3VTM, igła do montażu w miejscu w miejscu w rozmiarze 18
Sznurek monofilamentowy 8-0Ethicon Szewc-42-S-2PROLENE Szew polipropylenowy, Napraw nacięcie szwem
4987335 111457Cewnik poliuretanowy cewnik poliuretanowy z igłą w miejscu 24G

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Wolinsky, H., Glagov, S. Comparison of abdominal and thoracic aortic medial structure in mammals. Deviation of man from the usual pattern. Circ Res. 25 (6), 677-686 (1969).
  2. Sano, M., et al. Lymphangiogenesis and angiogenesis in abdominal aortic aneurysm. PLoS One. 9 (3), e89830(2014).
  3. Vorp, D. A., et al. Association of intraluminal thrombus in abdominal aortic aneurysm with local hypoxia and wall weakening. J Vasc Surg. 34 (2), 291-299 (2001).
  4. Tanaka, H., et al. Adventitial vasa vasorum arteriosclerosis in abdominal aortic aneurysm. PLoS One. 8 (2), e57398(2013).
  5. Tanaka, H., et al. Hypoperfusion of the Adventitial Vasa Vasorum Develops an Abdominal Aortic Aneurysm. PLoS One. 10 (8), e0134386(2015).
  6. Tanaka, H., et al. Imaging Mass Spectrometry Reveals a Unique Distribution of Triglycerides in the Abdominal Aortic Aneurysmal Wall. J Vasc Res. 52 (2), 127-135 (2015).
  7. Kugo, H., et al. The preventive effect of fish oil on abdominal aortic aneurysm development. Biosci Biotechnol Biochem. 80 (6), 1186-1191 (2016).
  8. Kugo, H., et al. Adipocyte in vascular wall can induce the rupture of abdominal aortic aneurysm. Sci Rep. 6, 31268(2016).
  9. Lichtenberg, A., Cebotari, S., Tudorache, I., Hilfiker, A., Haverich, A. Biological scaffolds for heart valve tissue engineering. Methods Mol Med. 140, 309-317 (2007).
  10. Heistad, D. D., Marcus, M. L., Larsen, G. E., Armstrong, M. L. Role of vasa vasorum in nourishment of the aortic wall. Am J Physiol. 240 (5), H781-H787 (1981).
  11. Yoshimura, K., et al. Regression of abdominal aortic aneurysm by inhibition of c-Jun N-terminal kinase. Nat Med. 11 (12), 1330-1338 (2005).
  12. Azuma, J., Asagami, T., Dalman, R., Tsao, P. S. Creation of murine experimental abdominal aortic aneurysms with elastase. J Vis Exp. (29), (2009).
  13. Lu, H., et al. Subcutaneous Angiotensin II Infusion using Osmotic Pumps Induces Aortic Aneurysms in Mice. J Vis Exp. (103), (2015).
  14. United Kingdom, E. T. I., et al. Endovascular versus open repair of abdominal aortic aneurysm. N Engl J Med. 362 (20), 1863-1871 (2010).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Hipoteksja tkanki aortywprowadzanie cewnika poliuretanowegotechnika ligacji szwamiszczurzy model t tniaka aorty brzusznejprotok chirurgii naczyniowejanaliza histopatologicznapomiar echogramem ultrad wi kowymprocedura barwienia metod Verhoeffa

Powiązane artykuły