Artykuł metodologiczny

Mysi model nefrektomii 5/6, który indukuje eksperymentalną kardiomiopatię mocznicową

DOI:

10.3791/55825

⸱

7 listopada 2017

 ,  ,  ,  ,  , 
1Marshall Institute for Interdisciplinary Research (MIIR), Marshall University, 2Department of Biomedical Sciences, Marshall University Joan C. Edwards School of Medicine

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten manuskrypt zawiera szczegółową dwuetapową procedurę chirurgiczną do wykonania mysiej 5/6częściowej nefrektomii (PNx) z podwiązaniem bieguna. Cztery tygodnie po operacji, w porównaniu z myszami operowanymi pozorowanymi, myszy PNx rozwinęły upośledzoną czynność nerek, niedokrwistość, przerost serca, zwłóknienie serca oraz zmniejszoną czynność skurczową i rozkurczową serca.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przewlekła choroba nerek (PChN) jest dużym czynnikiem ryzyka chorób sercowo-naczyniowych i śmiertelności, i stopniowo rozwija się do klinicznego fenotypu zwanego "kardiomiopatią mocznicową". Opisujemy tutaj eksperymentalny model myszy PChN, nazwany nefrektomią 5/6częściową (PNx) z podwiązaniem biegunów, u którego rozwinęła się kardiomiopatia mocznicowa po czterech tygodniach od operacji. Ten model PNx został wykonany za pomocą dwuetapowej operacji. W pierwszym kroku operacji oba bieguny lewej nerki zostały podwiązane. W drugim kroku operacji, który został wykonany 7 dni po operacji pierwszego etapu, prawa nerka została usunięta. W przypadku operacji pozorowanej wykonano te same zabiegi chirurgiczne, ale bez podwiązania bieguna lewej nerki lub usunięcia prawej nerki. Zabiegi chirurgiczne są łatwiejsze i mniej czasochłonne w porównaniu z innymi metodami. Jednak pozostałość funkcjonalnej masy nerkowej nie jest tak łatwa do kontrolowania jak podwiązanie tętnicy nerkowej. Cztery tygodnie po operacji, w porównaniu z myszami operowanymi pozorowanymi, myszy PNx rozwinęły upośledzoną czynność nerek, niedokrwistość, przerost serca, zwłóknienie serca oraz zmniejszoną funkcję skurczową i rozkurczową serca.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

PChN, znana również jako przewlekła niewydolność nerek, to postępująca utrata funkcji nerek w czasie, która ostatecznie przekształca się w trwałą niewydolność nerek. PChN, od wczesnego stadium choroby nerek do schyłkowej niewydolności nerek (ESRD), jest dużym czynnikiem ryzyka zdarzeń sercowo-naczyniowych i śmiertelności, i stopniowo rozwija się do fenotypu klinicznego zwanego "kardiomiopatią mocznicową"1,2,3. Kardiomiopatia mocznicowa u pacjentów z PChN lub ESRD jest związana z nieprawidłowościami sercowo-naczyniowymi, głównie spowodowanymi przeciążeniem ciśnienia i/lub objętości lewej komory (LV), co prowadzi do przerostu lewej komory (LVH), rozszerzenia lewej komory i dysfunkcji skurczowej lewej komory4,5,6. Zwłóknienie serca jest innym powszechnym patologicznym procesem kardiomiopatii mocznicowej, który zmniejsza podatność serca, powodując dysfunkcję rozkurczową lewej komory. Ciężkie zwłóknienie serca może prowadzić do nagłej śmierci sercowej nawet u osób bez objawów sercowych7.

5/6th PNx jest powszechnie używanym modelem zwierzęcym PChN do badań na zwierzętach obejmujących niewydolność nerek, kardiomiopatię mocznicową i nadciśnienie. PNx uzyskuje się przez ablację miąższu nerki 5/6. Model szczurzy został początkowo opracowany z dwoma najczęściej stosowanymi protokołami: resekcja chirurgiczna lub zawał. Model PNx szczura jest niezwykle przydatnym modelem do badania kardiomiopatii mocznicowej ze znacznym wzrostem ciśnienia krwi, przerostem mięśnia sercowego i upośledzoną funkcją rozkurczową. Później opracowano mysie modele PNx, obsługiwane podobnymi technikami jak model szczurzy, ze względu na szeroką dostępność i łatwość dokonywania manipulacji genetycznych w systemie mysim.

Jest dobrze udokumentowane, że ogólnoustrojowy stres oksydacyjny jest stałą cechą zarówno klinicznej, jak i eksperymentalnej kardiomiopatii mocznicowej8,9. Ponadto stres oksydacyjny przyczynia się do powstawania zespołu mocznicowego10 i odgrywa kluczową rolę w patogenezie nieprawidłowości serca obserwowanych w kardiomiopatii mocznicowej11,12,13. Do tej pory wykazaliśmy, że model 5/6th PNx gryzoni powoduje fizjologiczne, morfologiczne i biochemiczne cechy kardiomiopatii mocznicowej14,15,16,17. W opisanym tutaj mysim modelu PNx, myszy operowane PNx rozwinęły znaczny stres oksydacyjny, przynajmniej częściowo pośredniczony przez funkcję sygnalizacji Na/K-ATPazy, która ma kluczowe znaczenie w eksperymentalnej kardiomiopatii mocznicowej za pośrednictwem PNx. Tłumienie sygnalizacji Na/K-ATPazy nie tylko zmniejsza amplifikację oksydacyjną, ale także łagodzi zmiany fenotypowe w eksperymentalnej kardiomiopatii mocznicowej za pośrednictwem PNx18.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie eksperymenty i opieka nad zwierzętami zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Marshalla (IACUC) zgodnie z Przewodnikiem National Institutes of Health (NIH) dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych. Samce myszy C57BL/6 (w wieku 10-12 tygodni) trzymano w obiekcie dla zwierząt wolnym od patogenów w wyznaczonych pomieszczeniach wyposażonych w klatki, które dostarczają oczyszczone powietrze w 12-godzinnym cyklu światła/ciemności. Żywność i wodę dostarczano ad libitum.

1. Przygotowanie do operacji

UWAGA: Narzędzia i materiały chirurgiczne są pozyskiwane z różnych źródeł, które nie są specyficzne dla operacji chirurgicznych. Instrumenty i materiały z innych źródeł mogą być również wykorzystywane do tego samego celu. Zapoznaj się z tabelą materiałów, aby zapoznać się z listą narzędzi chirurgicznych.

  1. Przygotowanie do zabiegu
    1. Umieść w zasięgu stołu operacyjnego: podkładkę rozgrzewającą, lampę halogenową, butlę tlenu i zbiornik izofluranu, parownik izofluranu, maszynkę do strzyżenia włosów, krem do depilacji, łuski, wysterylizowany zestaw operacyjny, sterylizowaną bieliznę chirurgiczną, waciki, 70% alkohol, roztwór polihydroksydyny (zawierający 1% jodu), 0,9% roztwór NaCl, 1 ml strzykawki i igły (30 G), nici jedwabne 3-0 i 4-0, buprenorfina i penicylina, maść z antybiotykiem i lubrykantyczna maść do oczu.
    2. Wyczyść klatkę i umieść poduszkę grzewczą pod ściółką dla myszy po operacji.

2. Operacja pierwszego etapu: podwiązanie bieguna lewej nerki

UWAGA: Utrzymuj sterylne warunki podczas operacji. Przykryj autoklawowane narzędzia chirurgiczne sterylną podkładką. Trzymaj w ręku więcej niż jeden zestaw narzędzi chirurgicznych dla więcej niż jednej operacji, aby zapobiec zakażeniu krzyżowemu podczas operacji. Jeśli narzędzia muszą być ponownie użyte, w przypadku wielu operacji, należy zdezynfekować narzędzia roztworem betadyny i 70% etanolem, a następnie sterylizować w sterylizatorze z kiełkownikiem przez 5 minut. Zdezynfekuj obszar operacyjny 70% etanolem. Noś fartuch, maskę (do zakrywania nosa i ust), czepek (do zakrywania głowy) i parę sterylnych rękawiczek. Zmieniaj rękawiczki po każdym zabiegu.

  1. Myć i dezynfekować ręce oraz nosić sterylne rękawice chirurgiczne. Załóż czapkę na głowę i maskę.
  2. Zdezynfekuj stół 70% alkoholem. Nałóż nawilżającą maść na oczy na oba oczy myszy, aby zapobiec wysuszeniu oczu podczas znieczulenia.
  3. Umieść mysz w komorze indukcyjnej systemu parownika izofluranu i wywołaj znieczulenie mieszaniną 2,5% izofluranu ze 100% tlenem (0,8 - 1,2 l/min) przez 1 - 2 min.
    UWAGA: O skuteczności znieczulenia decydował brak odruchu bólowego wywołanego przez uszczypnięcie ogona, a także brak odruchu powiekowego przez dotknięcie powieki.
  4. Wstrzyknąć penicylinę (40 000 jednostek/kg masy ciała, domięśniowo) i buprenorfinę (0,02 mg/kg masy ciała, SC), aby zapobiec infekcji i bólowi podczas operacji.
  5. Umieść mysz na podkładce rozgrzewającej (początkowo ustawionej na 42 °C) z termometrem doodbytniczym, aby utrzymać i monitorować temperaturę ciała około 37 °C podczas zabiegu. Umieść nos myszy w stożku nosowym i przewietrz mieszaniną 0,8-1,2% izofluranu ze 100% tlenem (0,8-1,2 l/min) podczas zabiegu.
  6. Umieść mysz po prawej stronie. Ogol włosy w okolicy operacyjnej maszynką do strzyżenia włosów, a następnie usuń za pomocą kremu do depilacji. Zdezynfekuj miejsce roztworem polihydroksydyny (zawierającym 1% jodu), a następnie 70% etanolem. Wyrównaj autoklawowaną bieliznę chirurgiczną na obszarze operacyjnym.
  7. Wykonaj nacięcie lędźwiowe ~1,0 cm i oddziel mięsień i powięź, aby odsłonić lewą nerkę za pomocą skalpela i kleszczy (Rysunek 1a).
  8. Wyciągnij lewą nerkę bardzo delikatnie, ciągnąc za tłuszcz okołonerkowy małymi kleszczami. W tym procesie, aby nie naruszać nadnerczy, przesuń nadnercze w górę od nerki za pomocą kleszczy.
  9. Za pomocą kleszczy delikatnie drażnij tkankę łączną i nadnercza od górnego końca nerki w kierunku środkowego odźwiernika nerki, gdzie naczynia krwionośne wchodzą i wychodzą. Zidentyfikuj i odizoluj moczowód.
    UWAGA: Moczowód leży wokół dolnej połowy nerki osadzonej w tkance łącznej i wyraźnie widocznej w świetle.
  10. Delikatnie chwyć tkankę łączną i oddziel ją od tkanki nerkowej, aby upewnić się, że moczowód nie jest podwiązany.
  11. Przed podwiązaniami biegunowymi użyj sterylnej linijki, aby zidentyfikować górną i dolną 1/3 części nerki. Nerka myszy ma zwykle około 1,25 - 1,5 cm długości.
  12. Podwiązywać za pomocą jedwabnego sznurka do szwów 3-0 i z odpowiednią siłą, około 0,4 cm od górnej części w kierunku środka odźwiernika i podobnie, 0,4 cm od dolnej części w kierunku odźwiernika (Rysunek 1a, przerywane linie).
  13. Po podwiązaniu obu biegunów (Rysunek 1b), odczekaj 2 minuty obserwacji, aby upewnić się, że nie ma krwawienia.
    UWAGA: W tym procesie bardzo ważne jest, aby unikać podwiązania nadnerczy, tętnicy nerkowej i moczowodu. Jeśli lewy moczowód jest podwiązany, mysz umrze po usunięciu prawej nerki w operacji drugiego etapu. Siła podwiązania może ograniczać przepływ krwi do biegunów, nie powodując krwawienia wewnątrznerkowego. W ciągu 1 - 2 minut po podwiązaniu bieguny ulegają odbarwieniu ze względu na ograniczenie przepływu krwi do biegunów.
  14. Wepchnij lewą nerkę z powrotem w pierwotne miejsce. Zamknij mięśnie i skórę odpowiednio jedwabnymi sznurkami do szwów 4-0 i 3-0. Nałóż maść z antybiotykiem na obszar chirurgiczny, aby uzyskać lepszą regenerację i dezynfekcję.
  15. Po podwiązaniu mysz należy umieścić oddzielnie w klatce z lampą grzewczą nad klatką, tak aby powierzchnia legowiska była bliska 37 °C (monitorowanej termometrem), przed umieszczeniem zwierząt w oddzielnych klatkach.
    UWAGA: Monitoruj mysz, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać leżący mostek.
  16. Zapewnij łatwy dostęp do wody i pożywienia podczas rekonwalescencji. Podawaj penicylinę i buprenorfinę co 12 godzin przez pierwsze 3 dni po zabiegu, aby zapobiec infekcji i bólowi.
    UWAGA: Mysz powinna dojść do siebie po urazie po operacji w ciągu 2-3 dni i powinna wrócić do normalnego jedzenia, picia i poruszania się. W tym momencie umieść mysz pojedynczo, aby w pełni odzyskać. Należy monitorować: picie, jedzenie, wzorce chodzenia, niezręczny chód, zgarbione plecy, wydzielinę z oczu i/lub nosa oraz agresywne zachowanie. Poddaj mysz eutanazji, jeśli wykazuje jakiekolwiek oznaki drgawki, śpiączki, nieuleczalnej infekcji, trudności w chodzeniu, utraty chodu, niezdolności do jedzenia i picia oraz utraty wagi przed operacją o więcej niż 15%.

3. Operacja drugiego etapu: usunięcie prawej nerki

  1. Siedem dni później odsłoń prawą nerkę zgodnie z opisem dla lewej nerki w krokach od 2.1 do 2.10, z wyjątkiem umieszczenia myszy po jej lewej stronie.
  2. Umieść prawą nerkę na płótnie i oczyść otaczający tłuszcz i tkankę łączną kleszczami.
  3. Zidentyfikuj tętnicę nerkową i żyłę, a następnie umieść dwie ligatury (jedwab 3-0), każda z pojedynczym luźnym węzłem wokół naczyń. Delikatnie drażnij tkankę łączną i nadnercza od górnego końca nerki w kierunku środkowego odźwiernika nerki za pomocą kleszczy. Delikatnie przesuń moczowód z dolnego końca i zwiąż wszystkie naczynia razem (jedwab 3-0), nie powodując krwawienia.
  4. Przesuń dwa luźne węzły ligatury wzdłuż naczyń. Jeden w kierunku aorty brzusznej, a drugi w kierunku nerki.
  5. Najpierw zawiąż węzeł ligaturowy (w kierunku strony aorty brzusznej) podwójnymi węzłami; solidny węzeł zmieni kolor prawej nerki. Zawiąż węzeł ligatury (w kierunku strony nerki) podwójnymi węzłami. Pozostaw wystarczająco dużo miejsca między tymi dwoma podwójnymi węzłami, aby przeciąć naczynia między dwoma węzłami bez przecinania węzłów ligaturowych.
  6. Przetnij naczynia nerkowe między dwoma węzłami i usuń prawą nerkę. Sprawdź, czy nie ma krwawienia z naczyń nerkowych.
  7. Osusz prawą nerkę za pomocą sterylnej gazy i zważ ją.
  8. Zamknij nacięcie mięśni jedwabnym sznurkiem do szwów 4-0, a następnie zamknij nacięcie skóry jedwabnym sznurkiem do szwów 3-0.
  9. Umieść mysz oddzielnie w czystej, pojedynczej klatce z lampą grzewczą nad klatką (krok 2.15) z łatwym dostępem do wody i pożywienia przez co najmniej 24 godziny do wyzdrowienia. Podawaj penicylinę i buprenorfinę co 12 godzin przez 3 dni, aby zapobiec infekcji i bólowi.
    UWAGA: Mysz powinna dojść do siebie po urazie związanym z operacją w ciągu 2-3 dni i powinna wrócić do normalnego jedzenia, picia i poruszania się.
  10. Po operacji monitoruj myszy dwa razy dziennie przez trzy dni, a następnie raz dziennie przez cały czas trwania eksperymentu. Postępuj zgodnie z procedurami monitorowania i leczenia pooperacyjnego opisanymi w kroku 2.16.

4. Pozorna chirurgia

  1. W przypadku operacji pozorowanej należy wykonać te same zabiegi chirurgiczne, w tym odsłonięcie nerki, wypreparowanie tkanki i zamknięcie rany, ale bez podwiązania bieguna lewej nerki lub usunięcia prawej nerki.

5. Ocena eksperymentalnej kardiomiopatii mocznicowej

  1. Dzień przed złożeniem ofiary wykonaj echokardiografię przezklatkową i uchwyć obrazy18.
    UWAGA: W tym przypadku echokardiografię przezklatkową wykonano za pomocą stołu do obsługi myszy i termometru doodbytniczego. Obrazy echokardiograficzne zostały wykonane za pomocą przetwornika częstotliwości roboczej 18-38 MHz podłączonego do systemu obrazowania. Względna grubość ścianki (RWT), wskaźnik wydolności mięśnia sercowego (MPI) i wskaźnik masy lewej komory (LVMI) zostały obliczone tak, jak opisaliśmy18.
  2. W momencie składania ofiary zmierz masę ciała. Zmierz hematokryt (HCT) za pomocą wirówki HCT zgodnie z instrukcjami producenta. Przygotować próbki osocza za pomocą probówek powlekanych heparyną, odwirowując próbki krwi przez 10 minut w temperaturze 1 500 x g w temperaturze 4 °C w wirówce stołowej z chłodzeniem. Mierz cystatynę C, kreatyninę i BUN za pomocą zestawów zgodnie z instrukcjami producenta. Wykonaj pomiary w dwóch egzemplarzach.
  3. Pod koniec eksperymentu znieczulić myszy ketaminą (90 mg/kg, IP) i ksylaksyną (10 mg/kg, IP) i poświęcić je przez torakotomię. Zmierz masę serca po wyjęciu go z klatki piersiowej. Przygotuj homogenaty serca (LV) i nerek, a także oznaczenie kolagenu typu 1 (COL-1), fosforylację c-Src i karbonylację białek, jak opisano wcześniej18,19.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dane wskazują, że ten zmodyfikowany model 5/6th PNx przez podwiązanie biegunów jest prostym i skutecznym modelem do badania kardiomiopatii mocznicowej. Po czterech tygodniach od operacji ten model PNx przedstawia upośledzoną czynność nerek, niedokrwistość, przerost mięśnia sercowego, zwłóknienie serca oraz zmniejszoną skurczową i rozkurczową czynność serca. Wyniki podsumowano poniżej.

Po czterech tygo...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Model 5/6th PNx u szczura jest szeroko stosowany do badania PChN. Ze względu na znacznie mniejszy rozmiar nerki u myszy, klasyczne podwiązanie tętnicy i resekcja bieguna są bardzo trudne w modelach mysich, z możliwymi wysokimi wskaźnikami śmiertelności i nieoczekiwanym krwawieniem/utratą krwi.

Przyjęliśmy mysi model PNx z podwiązaniem biegunów, aby przezwyciężyć krwawienie/utratę krwi. Ten model PNx zajmuje mniej czasu dzięki lepszemu wskaźnikowi przeżycia i wysokiej odtwarzalności....

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez NIH R15 1R15DK106666-01A1 (do J. Liu) i NIH RO1 HL071556 (do J.I. Shapiro).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Nożyczki do irysów, 11.5 cm, StraightWorld Precision Instruments501758
WPI Swiss Tweezers #5 11 cm, 0.1x0.06 mm KońcówkiWorld Precision Instruments504506
Jubilerzy #5 Kleszcze, 11cm, proste, TitaniumWorld Precision Instruments555227F
Kleszczyki do irysów, 10cm, proste, ząbkowaneWorld Precision Instruments15914
Pęseta #3, 11cm, końcówki 0,2x0,4mm WorldPrecision Instruments501976
Medesy Iris 4,5" Zakrzywione nożyczki, siatka ze stali nierdzewnej233512www.Net32.com
Nożyczki do irysa Dr. Slick; 3.5"Avid Max220-1-965-IrisScsrs-P Na stronie www. Avid Max.com
Miltex Irys Nożyczki 4 1/8" Zakrzywione4mdmedicalV95-306www.4mdmedical.com
5" Hemostat klaskanie, zakrzywiona szczękaPJTool4355www.pjtool.com
sklar Nożyczki Knapp Iris, proste i ostre/4 "Magazyn urządzeń medycznych64-3430www.medicaldevicedepot.com
Kleszcze hemostatyczne Kelly proste 5,5"PilgtimmedicalFA710-50www.pilgtimmedical.com
C57BL/6 myszyHilltop Lab Animals Inc.
  Stół do obsługi myszy i termometr doodbytniczyPrzetwornik Visualsonics
MicroScan Vevo 1100MS400
System obrazowania Vevo 1100 FUJIFILM VisualSonics Inc.
Zestaw ELISA z cystatyną C i zestaw kreatyniny u myszy Crystal Chem. Inc.
Mysz BUN ELISA kit MyBioSource Inc 

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Sarnak, M. J., et al. Kidney Disease as a Risk Factor for Development of Cardiovascular Disease: A Statement From the American Heart Association Councils on Kidney in Cardiovascular Disease, High Blood Pressure Research, Clinical Cardiology, and Epidemiology and Prevention. Circulation. 108 (17), 2154-2169 (2003).
  2. Levey, A. S., et al. Controlling the epidemic of cardiovascular disease in chronic renal disease: what do we know? What do we need to learn? Where do we go from here? National Kidney Foundation Task Force on Cardiovascular Disease. Am J Kidney Dis. 32 (5), 853-906 (1998).
  3. Schiffrin, E. L., Lipman, M. L., Mann, J. F. E. Chronic Kidney Disease. Effects on the Cardiovascular System. 116 (1), 85-97 (2007).
  4. Foley, R. N., et al. Clinical and echocardiographic disease in patients starting end-stage renal disease therapy. Kidney Int. 47 (1), 186-192 (1995).
  5. Foley, R. N., et al. The prognostic importance of left ventricular geometry in uremic cardiomyopathy. J Am Soc Nephrol. 5 (12), 2024-2031 (1995).
  6. Alhaj, E., et al. Uremic cardiomyopathy: an underdiagnosed disease. Congest Heart Fail. 19 (4), 40-45 (2013).
  7. Gulati, A., et al. Association of fibrosis with mortality and sudden cardiac death in patients with nonischemic dilated cardiomyopathy. JAMA. 309 (9), 896-908 (2013).
  8. London, G. M., Parfrey, P. S. Cardiac disease in chronic uremia: pathogenesis. Adv Ren Replace Ther. 4 (3), 194-211 (1997).
  9. Mohmand, B., Malhotra, D. K., Shapiro, J. I. Uremic cardiomyopathy: role of circulating digitalis like substances. Front Biosci. 10, 2036-2044 (2005).
  10. Himmelfarb, J., McMonagle, E. Manifestations of oxidant stress in uremia. Blood Purif. 19 (2), 200-205 (2001).
  11. Okamura, D. M., Himmelfarb, J. Tipping the redox balance of oxidative stress in fibrogenic pathways in chronic kidney disease. Pediatr Nephrol. 24 (12), 2309-2319 (2009).
  12. Himmelfarb, J., Stenvinkel, P., Ikizler, T. A., Hakim, R. M. The elephant in uremia: oxidant stress as a unifying concept of cardiovascular disease in uremia. Kidney Int. 62 (5), 1524-1538 (2002).
  13. Becker, B. N., Himmelfarb, J., Henrich, W. L., Hakim, R. M. Reassessing the cardiac risk profile in chronic hemodialysis patients: a hypothesis on the role of oxidant stress and other non-traditional cardiac risk factors. J Am Soc Nephrol. 8 (3), 475-486 (1997).
  14. Drummond, C. A., et al. Reduction of Na/K-ATPase affects cardiac remodeling and increases c-kit cell abundance in partial nephrectomized mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 306 (12), 1631-1643 (2014).
  15. Kennedy, D. J., et al. Partial nephrectomy as a model for uremic cardiomyopathy in the mouse. Am J Physiol Renal Physiol. 294 (2), 450-454 (2008).
  16. Haller, S. T., et al. Monoclonal antibody against marinobufagenin reverses cardiac fibrosis in rats with chronic renal failure. Am J Hypertens. 25 (6), 690-696 (2012).
  17. Tian, J., et al. Spironolactone attenuates experimental uremic cardiomyopathy by antagonizing marinobufagenin. Hypertension. 54 (6), 1313-1320 (2009).
  18. Liu, J., et al. Attenuation of Na/K-ATPase Mediated Oxidant Amplification with pNaKtide Ameliorates Experimental Uremic Cardiomyopathy. Sci Rep. 6, 34592(2016).
  19. Yan, Y., et al. Involvement of reactive oxygen species in a feed-forward mechanism of Na/K-ATPase-mediated signaling transduction. J Biol Chem. 288 (47), 34249-34258 (2013).
  20. Leelahavanichkul, A., et al. Angiotensin II overcomes strain-dependent resistance of rapid CKD progression in a new remnant kidney mouse model. Kidney Int. 78 (11), 1136-1153 (2010).
  21. Ma, L. J., Fogo, A. B. Model of robust induction of glomerulosclerosis in mice: importance of genetic background. Kidney Int. 64 (1), 350-355 (2003).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Cz ciowa nefrektomiamodel mysipodwi zanie naczyfunkcja nerekprzerost sercaw knienie mi nia sercowegoanaliza echokardiograficznapomiar cystatyny Cpoziom hematokrytu

Powiązane artykuły