Artykuł metodologiczny

Optyczna tomografia koherentna: obrazowanie komórek zwojowych siatkówki myszy in vivo

19.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/55865

⸱

22 września 2017

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1INSERM U1051, Institut of Neurosciences of Montpellier, 2CNRS UMS3426, BioCampus Montepellier, 3University of Montpellier, 4CHRU Montpellier, Centre of Reference for Genetic Sensory Diseases, CHU Gui de Chauliac Hospital

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Ten manuskrypt opisuje protokół obrazowania in vivo siatkówki myszy za pomocą optycznej koherentnej tomografii spektralnej o wysokiej rozdzielczości (SD-OCT). Koncentruje się na komórkach zwojowych siatkówki (RGC) w okolicy okołobrodawkowatej, z opisanymi kilkoma podejściami do skanowania i kwantyfikacji.

Streszczenie

Zmiany strukturalne w siatkówce są częstymi objawami chorób okulistycznych. Optyczna tomografia koherentna (OCT) umożliwia ich identyfikację in vivo – szybko, powtarzalnie i w wysokiej rozdzielczości. Protokół ten opisuje obrazowanie OCT w siatkówce myszy jako potężne narzędzie do badania neuropatii nerwu wzrokowego (OPN). System OCT jest opartą na interferometrii, nieinwazyjną alternatywą dla powszechnych pośmiertnych testów histologicznych. Zapewnia szybką i dokładną ocenę grubości siatkówki, dając możliwość śledzenia zmian, takich jak przerzedzenie lub pogrubienie siatkówki. Przedstawiamy proces obrazowania i analizy na przykładzie linii myszy Opa1delTTAG. Proponowane są trzy rodzaje skanów, z dwiema metodami kwantyfikacji: suwmiarkami standardowymi i domowej roboty. Ten ostatni najlepiej nadaje się do stosowania na siatkówce okołobrodawkowatej podczas skanów promieniowych; Będąc bardziej precyzyjnym, jest preferowany do analizy cieńszych struktur. Wszystkie opisane tutaj podejścia są przeznaczone dla komórek zwojowych siatkówki (RGC), ale można je łatwo dostosować do innych populacji komórek. Podsumowując, OCT jest skuteczny w fenotypowaniu modelu mysiego i ma potencjał, który można wykorzystać do wiarygodnej oceny interwencji terapeutycznych.

Wprowadzenie

OCT to narzędzie diagnostyczne, które ułatwia badanie struktur siatkówki1, w tym głowy nerwu wzrokowego (ONH). Z biegiem lat stał się wiarygodnym wskaźnikiem postępu choroby u ludzi2,3, a także u gryzoni4,5. Wykorzystuje interferometrię do tworzenia przekrojowych obrazów warstw siatkówki w rozdzielczości osiowej 2 μm. Najbardziej wewnętrzną warstwą jest warstwa włókien nerwowych siatkówki (RNFL), zawierająca aksony RGC, po której następuje warstwa komórek zwojowych (GCL), zawierająca głównie ciała RGC. Następna jest wewnętrzna warstwa splotowata (IPL), w której dendryty RGC spotykają się z aksonami komórek bipolarnych, poziomych i amakrynowych. Te, wraz z komórkami poziomymi, tworzą wewnętrzną warstwę jądrową (INL), a ich występy łączą się z aksonami fotoreceptorów w zewnętrznej warstwie splotowatej (OPL). Następnie następuje zewnętrzna warstwa jądrowa (ONL) z ciałami komórek fotoreceptorowych i jest oddzielona od warstwy fotoreceptorów zewnętrzną błoną ograniczającą (OLM), zwaną również warstwą segmentu wewnętrznego / segmentu zewnętrznego (IS / OS). Wreszcie ostatnimi obserwowalnymi warstwami w siatkówce myszy są nabłonek barwnikowy siatkówki (RPE) i naczyniówka (C). Sam RNFL jest zwykle zbyt cienki, aby można go było zmierzyć u myszy; w związku z tym preferowana jest analiza RNFL/GCL4,5. Inną możliwością jest warstwa złożona GC, która zawiera tę ostatnią oprócz IPL, dzięki czemu jest grubsza, a tym samym jeszcze łatwiejsza do zmierzenia na skanach OCT4. W związku z tym OCT może zapewnić wgląd w patologiczny stan siatkówki, na przykład w OPN.

Alternatywnie, grubość siatkówki myszy jest często analizowana za pomocą histologii pośmiertnej. Technika ta napotyka jednak ograniczenia związane z pobieraniem tkanek, utrwalaniem, cięciem, barwieniem, mocowaniem itp. W związku z tym nie można wykryć niektórych defektów, takich jak subtelne zmiany grubości. Wreszcie, ponieważ ta sama mysz nie może być testowana w kilku punktach czasowych, liczba zwierząt w badaniu znacznie wzrasta, w przeciwieństwie do OCT. Podsumowując, nieinwazyjność, wysoka rozdzielczość, możliwość powtarzania, monitorowanie czasu w czasie oraz łatwość użycia technologii OCT sprawiają, że jest to metoda z wyboru w badaniach nad chorobami siatkówki.

Modele mysie są używane do identyfikacji defektów genów i wyjaśnienia mechanizmów molekularnych leżących u podstaw retinopatii6. OPN jest formą retinopatii ze znacznym uszkodzeniem nerwu wzrokowego (ON), który składa się z około 1,2 miliona aksonów RGC. OPN może być skoncentrowany na ON lub może być wtórny do innych zaburzeń, wrodzonych lub nie7, co prowadzi do utraty pola widzenia, a później ślepoty. Charakterystycznymi cechami OPN są utrata RGC i uszkodzenia ON, które można zaobserwować u ludzi w OCT jako RNFL i GCL thininning2,3. Tymczasem patofizjologia OPN jest wciąż słabo poznana, a co za tym idzie, pozostaje potrzeba badania siatkówek myszy.

Ten manuskrypt opisuje obrazowanie i kwantyfikację grubości warstwy siatkówki, na przykładzie linii myszy Opa1delTTAG8,9, model dominującego zaniku nerwu wzrokowego (DOA)10. Aby ocenić patofizjologię RGC, określono ilościowo skany promieniowe, prostokątne i pierścieniowe. Odbywało się to za pomocą standardowych suwmiarek dostarczonych przez oprogramowanie OCT lub za pomocą domowego makra opracowanego dla programu do przetwarzania obrazów o otwartym kodzie źródłowym. Standardowe suwmiarki są trudne w obsłudze i często grubsze niż RNFL/GCL, podczas gdy suwmiarki domowej roboty są łatwe w użyciu, powtarzalne i bardziej precyzyjne. Makro wykonuje pomiar dla automatycznie wykrytej warstwy, w 5 punktach i w ustalonych pozycjach, po obu stronach ONH w obszarze okołobrodawkowym. Celem przedstawionego protokołu jest opisanie akwizycji skanu OCT w celu określenia położenia siatkówki, ze szczególnym uwzględnieniem RGC.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Protokół eksperymentalny został zatwierdzony przez Institut national de la santé et de la recherche médicale (Inserm; Montpellier, Francja), jest zgodny z dyrektywami europejskimi i jest zgodny z oświadczeniem ARVO dotyczącym wykorzystywania zwierząt w badaniach okulistycznych. Przeprowadzono je w ramach porozumienia z Komisją ds. Etyki w Doświadczeniach na Zwierzętach w Langwedocji Roussillon (CEEALR; nuCEEA-LR-12123).

1. Konfiguracja sprzętu i przygotowanie do wstępnego obrazowania

UWAGA: W tym przypadku OCT przeprowadzono na siatkówkach myszy przy użyciu systemu obrazowania okulistycznego domeny spektralnej (SD) (Rysunek 1A). Aparat SD-OCT składa się z podstawy i uchwytu do obrazowania zwierząt (AIM) ze stopniem wyrównania gryzoni (RAS) (Rysunek 1B). Podstawa zawiera komputer, silnik OCT, sondę SD-OCT i obiektyw specyficzny dla myszy. Sonda jest zamontowana na AIM, który zawiera Z-translator. RAS służy do pozycjonowania myszy dzięki stolikowi z translatorem X i Y, kasecie, którą można obracać i obracać, oraz zdejmowanemu prętowi gryzowemu z opaską na nos. Oprogramowanie dostarczone przez producenta pozwala na pozyskiwanie i analizę plików OCT, choć ta ostatnia może być również wykonywana za pomocą programu do przetwarzania obrazu o otwartym kodzie źródłowym.

  1. Mocno umieść sondę w AIM.
  2. Podłącz soczewkę specyficzną dla myszy do sondy.
  3. Dostosuj ustawienia ramienia referencyjnego dla konkretnego obiektywu (tutaj moc na 086 i pozycja na 964).
  4. Upewnij się, że soczewka specyficzna dla myszy znajduje się wystarczająco daleko od kasety, przymocuj belkę gryzącą z opaską na nos do kasety.
    UWAGA: Odległość między obiektywem a kasetą można regulować za pomocą Z-translator, znajdującej się z tyłu AIM. Opaska na nos jest dostępną na rynku elastyczną opaską, a jej napięcie należy dostosować w zależności od wielkości myszy.
  5. Włącz zasilanie (prawy dolny róg wózka), a następnie komputer.
  6. Aby uruchomić program do obrazowania, kliknij dwukrotnie odpowiedni skrót na ekranie.
    UWAGA: To zależy od typu obiektywu; tutaj, Mouse Retina.
  7. Utwórz nowe badanie kliniczne i dodaj żądane protokoły. W przeciwnym razie należy skorzystać z istniejącego badania klinicznego i/lub protokołów.
    1. Dodaj nowe badanie, wybierając "Nazwę badania", "ID", "Specyfikacje ramienia leczenia" (w tym przypadku "Bez kategorii") i wstępnie zdefiniowane "Protokoły skanowania", jeśli takie istnieją.
  8. Wybierz "Egzaminatora" w sekcji "Badanie kliniczne".
    UWAGA: Aby uzyskać nowego "Egzaminatora", przejdź do "Konfiguracja Egzaminatorów i Lekarzy", aby go zdefiniować.
  9. Dodaj nowego Pacjenta w sekcji Pacjent/Badanie, klikając Dodaj Pacjenta, wpisując "ID", "imię", "nazwisko", "płeć" i "datę urodzenia" (opcjonalnie).
    UWAGA: Zrób to tuż przed przetestowaniem każdej myszy, jeśli jest to wygodniejsze. Upewnij się, że identyfikator nie jest dłuższy niż 10 znaków. W przypadku myszy wada refrakcji dla obu oczu wynosi 0, a długość osiowa wynosi 23,0.
  10. Kliknij "Dodaj egzamin" i wybierz żądany "Protokół", dodając z listy "Zaprogramowane skany", zaczynając od oka, które zostanie zmierzone jako pierwsze (tutaj prawe oko) lub dostosowując skany.
  11. Aby dostosować skan, użyj istniejącego skanu jako szablonu i edytuj go lub utwórz go od podstaw za pomocą opcji "Dodaj skanowanie niestandardowe". Po dodaniu wszystkich skanów do listy, zdefiniuj nowy protokół za pomocą opcji "Wprowadź nazwę nowego protokołu" (OS: oculus sinister, lewe oko; OD: oculus dexter, prawe oko).
    UWAGA: W tym przypadku protokół obejmuje trzy skany: (i) skan promieniowy o średnicy 1,4 mm, przesunięciach poziomych i pionowych 0 mm, 1,000 linii skanów A/B-skan, 100 skanów B/objętość, 1 klatka/B-skan, 80 linii nieaktywnych skanów A/B-skan i 1 wolumin; (ii) skan prostokątny o długości i szerokości 1,4 mm, kącie 0°, przesunięciach poziomych i pionowych 0 mm, 1000 wierszy skanów A/B-skan, 100 skanów B, 1 klatka/B-skan, 80 linii nieaktywnych A-skanów/B-skan i 1 wolumin; oraz (iii) skan pierścieniowy o minimalnej średnicy 0,4 mm i maksymalnej 0,6 mm, przesunięciach poziomych i pionowych 0 mm, 1 000 wierszy skanów A/B-skan, 3 skany B/wolumin, 48 klatek/B-skan, 80 linii nieaktywnych A-skanów/B-skan i 1 wolumin
    12. .

2. Przygotowanie myszy

  1. Rozszerzenie i unieruchomienie oczu
    1. Co najmniej 15 minut przed pobraniem danych wkraplać 10% krople do oczu fenylefryny do oczu myszy, usunąć nadmiar i wkraplać 0,5% krople do oczu z tropikamidem.
      UWAGA: Pierwsze rozszerzenie można wykonać od razu dla wszystkich myszy, które będą testowane podczas sesji. Upewnij się, że płyny mają temperaturę pokojową.
    2. Natychmiast po wywołaniu znieczulenia ogólnego (krok 2.2) należy podać 0,4% krople do oczu z chlorowodorkiem oksybuprokainy, utrzymując je na miejscu przez 3 sekundy w celu znieczulenia i unieruchomienia oczu. Następnie zetrzyj krople i powtórz wkraplanie 10% fenylefryny i 0,5% tropikamidu, aby upewnić się, że oczy są dobrze rozszerzone.
      UWAGA: Upewnij się, że płyny mają temperaturę pokojową i że mysz nie połyka oksybuprokainy.
  2. Znieczulenie ogólne
    1. Przygotować znieczulający roztwór ketaminy (20 mg/ml) i ksylazyny (1,17 mg/ml) w soli fizjologicznej. Przechowywać w temperaturze 4 °C maksymalnie 2 tygodnie.
    2. Na około 5 minut przed badaniem wstrzyknąć dootrzewnowo 5 - 10 μl roztworu znieczulającego na 1 g masy ciała, w zależności od wieku i wielkości myszy.
      UWAGA: Młode i/lub chude myszy potrzebują mniej środka znieczulającego, potrzebują mniej czasu na znieczulenie, ale także szybciej się budzą. Tutaj 8 μl/g (160 mg/kg ketaminy, 9,33 mg/kg ksylazyny).
    3. Opcjonalnie nasmaruj oczy lepkimi kroplami do oczu lub żelem okulistycznym, aby uniknąć wysuszenia rogówki.

3. Pozycjonowanie myszy

  1. Nasmaruj oczy lepkimi kroplami do oczu na bazie glikolu, aby zapewnić nawilżenie rogówki.
    UWAGA: Jeśli oczy wydają się suche podczas badania, ponownie nałóż krople do oczu.
  2. Owiń mysz w arkusz gazy chirurgicznej, aby utrzymać ją w cieple.
  3. Za pomocą gąbki lub bawełnianego nałóż cienką warstwę żelu okulistycznego z 0,3% hypromelozą na każde oko, aby zminimalizować załamanie światła, uniknąć zmętnienia i zapewnić nawilżenie rogówki. Robiąc to, odsuń rzęsy i wąsy na bok.
  4. Umieść mysz w kasecie, z głową wyprostowaną i skierowaną do przodu.
  5. Delikatnie otwórz zacisk pręta do gryzienia i umieść pręt w ustach; użyj opaski na nos, aby zabezpieczyć pozycję.
    UWAGA: Upewnij się, że belka gryząca znajduje się na środku kasety.
  6. Umieść bawełnianą rolkę pod prawą (lewą) stroną, jeśli badane jest prawe (lewe) oko.
  7. Trzymając przypinaną końcówkę celowniczą na soczewce specyficznej dla myszy, przyłóż ją do oka, obracając Z-translator w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara.
  8. Obracając i obracając kasetę oraz obracając belkę zgryzową i X-translator, wstępnie ustaw pozycję myszy; celem jest, aby prawe oko patrzyło bezpośrednio w obiektyw, a tym samym wyrównało osie optyczne oczu i soczewki.
    UWAGA: Jeśli mysz jest zbyt wysoko lub zbyt nisko, należy najpierw użyć Y-translator
    9. .
  9. Wybierz pierwszy skan w "Badaniu", kliknij "Rozpocznij celowanie" i dokonaj dalszych ręcznych korekt obrazowania siatkówki.
    1. Za pomocą Z-translator przesuń siatkówkę w pionie na lewym panelu (Rysunek 2, Poziome wyrównanie B-scan) i poziomo na prawym panelu (Rysunek 2, Wyrównanie B-skanu w pionie).
    2. Obróć kasetę, aby przesunąć ONH na środek prawego panelu, przesuwając ONH w górę lub w dół. Użyj pręta gryzowego, aby wyprostować siatkówkę na prawym panelu. Obróć kasetę, aby ustawić ONH na środku lewego panelu.
    3. Użyj X-translator, aby wypoziomować siatkówkę na lewym panelu. Mając na uwadze główną funkcję każdego modulatora, dostosuj położenie siatkówki, aby scentralizować ONH.
      UWAGA: W razie potrzeby użyj Y-translator, aby przesunąć ONH w górę iw dół na prawym panelu. Pozycja może zostać poprawiona w dowolnym momencie między skanowaniami.

4. Obrazowanie SD-OCT ONH i siatkówki

  1. Po zapoznaniu się z regulacjami kliknij "Rozpocznij migawkę", aby rozpocząć skanowanie SD-OCT.
    1. Jeśli obrazowanie 3D nie jest wymagane, odznacz opcję OCU.
  2. Zapisz skan i raport.
  3. Kontynuuj kolejne skanowania.
  4. Aby zobrazować drugie oko, po schowaniu soczewki należy odpowiednio obrócić kasetę i powtórzyć kroki 3.6 - 4.3.

5. Zakończenie przejęcia

  1. Po zakończeniu akwizycji wyjmij mysz z kasety, nałóż żel okulistyczny z 0,3% hypromelozą na każde oko i umieść mysz na płycie grzewczej, aby się obudzić.
  2. Po ostatnim pobraniu zamknij oprogramowanie i wyłącz komputer oraz maszynę OCT (przycisk zasilania).
  3. Wyczyść kasetę środkiem dezynfekującym.

6. Analiza

  1. Do pomiaru grubości warstwy siatkówki należy skorzystać z oprogramowania do automatycznej segmentacji dostarczonego przez producenta.
    1. Kliknij "Pacjent", wybierz żądany "Egzamin" z listy i kliknij opcję "Przegląd egzaminu".
    2. Załaduj żądane dane OCT do oprogramowania OCT, klikając prawym przyciskiem myszy ikonę folderu w żądanym skanowaniu.
    3. Kliknij prawym przyciskiem myszy B-scan; skonfiguruj suwmiarki, włączając do 10 suwmiarek pomiarowych; i wprowadź ich nazwy, kąty i kolory.
    4. Wybór żądanej suwmiarki poprzez kliknięcie prawym przyciskiem myszy na B-scan; umieść ją odpowiednio na siatkówce w celu pomiaru.
      UWAGA: W przypadku skanów wyśrodkowanych na ONH, ustaw 5 suwmiarki po każdej stronie, w równej odległości od siebie. W przypadku analizy obwodowo-brodawkowej upewnij się, że suwmiarka nie jest umieszczona zbyt daleko od ONH. W przypadku skanowania promieniowego przeanalizuj 10 zdjęć na skan, które zostały wybrane przez oprogramowanie OCT. Ich numery znajdują się w folderze "Raporty".
    5. Zapisz wyniki do analizy w arkuszu kalkulacyjnym, klikając prawym przyciskiem myszy B-scan i klikając "Zapisz wyniki".
      UWAGA: Wyniki można znaleźć w tym samym folderze, w którym znajdują się dane skanowania.
  2. Alternatywnie można użyć domowego makra suwmiarki "MRI Retina Tool", opracowanego dla programu do przetwarzania obrazów o otwartym kodzie źródłowym (patrz tabela materiałów).
    1. Upewnij się, że makra "MRI Retina Tool" i "Modify Polygon Section Tool" są aktywne. Załaduj obraz. Kliknij przycisk m, aby rozpocząć pomiar.
      UWAGA: Makro automatycznie tworzy jedną kasetę pomiarową o długości 0,2 mm po obu stronach ONH. Każda kaseta zawiera 5 punktów pomiarowych, które pełnią funkcję suwmiarki. Ich pozycja boczna jest niezmienna i jest dostosowana do okołobrodawki w skanach promieniowych. Pozycja pozioma kaset jest wstępnie zdefiniowana do pomiaru grubości RNFL/GCL, ale można ją łatwo zmodyfikować, aby zamiast tego zmierzyć warstwę zespoloną GC. Jeśli jakość skanowania jest niska, należy dostosować pozycję poziomą lub wykluczyć obraz z analizy.
    2. Aby dostosować się w poziomie, kliknij przycisk e. W nowo otwartym oknie "ROI Manager" wybierz pierwszą kasetę.
    3. Kliknij niebieski przycisk wielokąta i dostosuj położenie pierwszej kasety, klikając obramowania mierzonej warstwy na obrazie.
    4. Powtórz dla drugiej kasety, najpierw wybierając ją w oknie "Menedżer ROI", a następnie klikając odpowiedni obraz. Kliknij przycisk r, aby ponownie zmierzyć. Zobacz wyniki w oknie "Pomiary".
      UWAGA: Wyniki można w dowolnym momencie skopiować do arkusza kalkulacyjnego. Zawierają one następujące wartości dla prawej kasety (r), lewej kasety (l) i sumy: Intden - gęstość zintegrowana w kasecie; Powierzchnia: obszar pomiaru, w mm2; Len: długość zacisku w kasecie, w mm; Średnia: średnie natężenie sygnału w kasecie; i Std: błąd standardowy średniego natężenia sygnału.
    5. Przejdź do następnego obrazu.
    6. Dalej analizuj dane w arkuszu kalkulacyjnym.
      UWAGA: Aby znaleźć średnią grubość warstwy, weź dziesięć wartości Len.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Technologia SD-OCT umożliwia obrazowanie siatkówki oraz analizę jej grubości porównywalną z badaniem histologicznym, przy czym jest szybsza i bardziej szczegółowa (Rysunek 3). Jak pokazano na przykładzie myszy szczepu C57Bl/6 typu dzikiego, mimo że jakość skanu SD-OCT (Rysunek 3A, prawa strona) nie jest tak wysoka jak w przypadku obrazu przekroju poprzecznego siatkówki (Rysunek 3A, lewa strona), pozw...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

System OCT, nieinwazyjna metoda obrazowania in vivo , zapewnia skany przypominające przekrój siatkówki o wysokiej rozdzielczości. W związku z tym jego główną zaletą jest potencjał do szczegółowej analizy, ze wspaniałą możliwością transpozycji protokołów rutynowo stosowanych u ludzi do modeli mysich.

W przykładzie myszy z mutacjąOpa1 delTTAG wyniki SD-OCT wykazały wzrost grubości warstwy kompleksu RNFL i GC, co pozwoliło na dalsze badanie patofizjologii DOA

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez Inserm, Université Montpellier, Retina France, Union National des Aveugles et Déficients Visuels (UNADEV), Association Syndrome de Wolfram, Fondation pour la Recherche Médicale, Fondation de France oraz program Laboratory of Excellence EpiGenMed.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Mice
Opa1delTTAGmysz Institute for Neurosciences w Montpellier, INSERM UMR 1051,France-Opa1 knock-in myszy  Mutacja OPA1 c.2708_2711delTTAG na tle C57Bl6/J
NazwaFirmaNumer katalogowyUwagi
Equipment
EnVisu R2200 SD-OCT Imaging SystemBioptigen, Leica Microsystems, Niemcy-System koherentnej koherentnej koherentności optycznej w domenie spektralnej
EnVisu R2200 SD-OCT Oprogramowanie systemu obrazowaniaBioptigen, Leica Microsystems,Niemcy-Oprogramowaniedo akwizycji i analizy OCT
ImageJ 1.48vWayne Rasband, National Institutes of Health, USA-Oprogramowaniedo analizy, wymaga pobrania i zainstalowania dwóch domowych makr: http://dev.mri.cnrs.fr/projects/imagej-macros/wiki/Retina_Tool
Samoregulująca płyta grzewczaBioseb, FrancjaBIO-062Ochrona przed hipotermią
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Materiały
Sheep Band--Elastyczna taśma
Gaziki 3" x 3"Curad, USACUR20434ERBOchrona przed hipotermią
Aplikator z podwójną końcówką z bawełnianej końcówkiEssence of Beauty, CVS Health Corporation, USA-Aplikacjażelu
Bawełniane skrętyCentraVet, FrancjaT.7979C.CSPozycjonowanie myszy
NazwaFirmaNumer katalogowyUwagi
Odczynniki i leki
Né osyn&eaostry; phrine Faure 10%Laboratoires Europhtha,Monako-Rozszerzenieoczu
Mydriaticum 0,5%Laboratoires Thé a, Francja3397908Rozszerzenie oczu
Cebezyna 0,4%Laboratoire Chauvin, Bausch& Lomb, Francja3192342Znieczulenie miejscowe
Imalgene 1000Merial, Francja/CentraVet, FrancjaIMA004Znieczulenie ogólne
RompunBayer Healthcare, Niemcy/CentraVet, FrancjaROM001Znieczulenie ogólne, analgezja, rozluźnienie mięśni
NaCl 0,9%Laboratoire Osalia, Francja 103697114Serum fizjologiczne
Systene UltraAlcon, Novartis, USA-Nawilżenieoczu
GenTeal'Alcon, Novartis, USA-Żelokulistyczny minimalizujący załamanie światła i zmętnienia
Aniospray Surf 29Laboratoires Anios, Francja59844Środek dezynfekujący

Bibliografia

  1. Drexler, W., Fujimoto, J. G. State-of-the-art retinal optical coherence tomography. Prog Retin Eye Res. 27 (1), 45-88 (2008).
  2. Grenier, J., et al. WFS1 in Optic Neuropathies: Mutation Findings in Nonsyndromic Optic Atrophy and Assessment of Clinical Severity. Ophthalmology. 123 (9), 1989-1998 (2016).
  3. Zmyslowska, A., et al. Retinal thinning as a marker of disease progression in patients with Wolfram syndrome. Diabetes Care. 38 (3), e36-e37 (2015).
  4. Fischer, M. D., et al. Noninvasive, in vivo assessment of mouse retinal structure using optical coherence tomography. PLoS One. 4 (10), e7507(2009).
  5. Grieve, K., Thouvenin, O., Sengupta, A., Borderie, V. M., Paques, M. Appearance of the Retina With Full-Field Optical Coherence Tomography. Invest Ophthalmol Vis Sci. 57 (9), OCT96-OCT104 (2016).
  6. Chang, B., et al. Retinal degeneration mutants in the mouse. Vision Res. 42 (4), 517-525 (2002).
  7. Mustafa, S., Pandit, L. Approach to diagnosis and management of optic neuropathy. Neurol India. 62 (6), 599-605 (2014).
  8. Sarzi, E., et al. The human OPA1delTTAG mutation induces premature age-related systemic neurodegeneration in mouse. Brain. 135 (Pt 12), 3599-3613 (2012).
  9. Sarzi, E., et al. Increased steroidogenesis promotes early-onset and severe vision loss in females with OPA1 dominant optic atrophy. Hum Mol Genet. 25 (12), 2539-2551 (2016).
  10. Delettre-Cribaillet, C., Hamel, C. P., Lenaers, G., et al. Optic Atrophy Type 1. Gene Reviews. Pagon, R. A. 7 (2007), University of Washington. Seattle. (2007).
  11. Lenaers, G., et al. Dominant optic atrophy. Orphanet J Rare Dis. 7 (46), (2012).
  12. Delettre, C., et al. Nuclear gene OPA1, encoding a mitochondrial dynamin-related protein, is mutated in dominant optic atrophy. Nat Genet. 26 (2), 207-210 (2000).
  13. Liu, Y., et al. Monitoring retinal morphologic and functional changes in mice following optic nerve crush. Invest Ophthalmol Vis Sci. 55 (6), 3766-3774 (2014).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Obrazowanie siatk wki myszypomiar grubo ci siatk wkiobrazowanie nieinwazyjneOCT w domenie widmowejanaliza neuropatii nerwu wzrokowegowarstwa w kien nerwowych siatk wkiskanowanie siatk wki oko opapilarnejanaliza w programie Image J

Powiązane artykuły