Artykuł metodologiczny

Doppler laserowy: narzędzie do pomiaru mikrokrążenia naczynia krwionośnego wysp trzustkowych in vivo

7.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/56028

⸱

8 marca 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Institute of Microcirculation, Chinese Academy of Medical Sciences & Peking Union Medical College

W tym artykule

Podsumowanie

Mikrowazomotoryka naczyń trzustkowych wysp trzustkowych reguluje dystrybucję krwi w wyspach trzustkowych i utrzymuje fizjologiczną funkcję komórek β wysp trzustkowych. Protokół ten opisuje użycie laserowego monitora dopplerowskiego w celu określenia stanu funkcjonalnego naczyń mikronaczyniowych wysp trzustkowych in vivo oraz oceny udziału mikrokrążenia wysp trzustkowych w chorobach związanych z trzustką.

Streszczenie

Jako funkcjonalny stan mikrokrążenia, mikrokrążenia naczyniowe są ważne dla dostarczania tlenu i składników odżywczych oraz usuwania dwutlenku węgla i produktów przemiany materii. Upośledzenie krążenia mikronaczyniowego może być kluczowym krokiem w rozwoju chorób związanych z mikrokrążeniem. Ponadto silnie unaczyniona wyspa trzustkowa jest przystosowana do wspomagania funkcji hormonalnych. W związku z tym wydaje się, że możliwe jest wywnioskowanie, że stan funkcjonalny naczyń mikronaczyniowych wysp trzustkowych może wpływać na czynność wysp trzustkowych. Analiza patologicznych zmian stanu funkcjonalnego naczyń mikronaczyniowych wysp trzustkowych może być wykonalną strategią określania wkładu, jaki mikrokrążenie wysp trzustkowych wywiera na powiązane choroby, takie jak cukrzyca, zapalenie trzustki itp. Dlatego w protokole tym opisano użycie laserowego dopplerowskiego monitora przepływu krwi w celu określenia stanu funkcjonalnego naczyń mikronaczyniowych wysp trzustkowych oraz ustalenia parametrów (w tym średniej perfuzji krwi, amplitudy, częstotliwości i względnej prędkości naczyń mikronaczyniowych wysp trzustkowych) do oceny stanu funkcjonalnego mikrokrążenia. W mysim modelu cukrzycowym wywołanym streptozotocyną zaobserwowaliśmy upośledzony stan funkcjonalny naczyń mikronaczyniowych wysp trzustkowych. Podsumowując, to podejście do oceny naczyń mikronaczyniowych wysp trzustkowych in vivo może ujawnić mechanizmy związane z chorobami wysp trzustkowych.

Wprowadzenie

Jako parametr funkcjonalnego stanu mikrokrążenia, mikrokrążenia naczyniowe przejmuje odpowiedzialność za dostarczanie i wymianę tlenu, składników odżywczych i hormonów oraz jest kluczowe dla usuwania produktów przemiany materii, takich jak dwutlenek węgla i odpady komórkowe1. Naczynia mikronaczyniowe regulują również dystrybucję przepływu krwi i perfuzję tkanek, wpływając w ten sposób na miejscowe ciśnienie mikrokrążeniowe krwi i reakcje na stan zapalny, który może wywołać obrzęk w wielu chorobach. Dlatego wazomotoryka mikronaczyniowa jest niezwykle ważna dla utrzymania fizjologicznej funkcji narządów2,3,4, tkanek i komórek składowych. Upośledzenie naczyń mikronaczyniowych może być jednym z kluczowych etapów rozwoju chorób związanych z mikrokrążeniem5.

Doppler laserowy został początkowo opracowany do obserwacji i kwantyfikacji w dziedzinie badań nad mikrokrążeniem6. Ta technika, wraz z innymi podejściami technicznymi (np. laser speckle7, przezskórny tlen itp.), została uznana za złoty standard oceny przepływu krwi w mikrokrążeniu. Przesłanka, że perfuzja krwi w miejscowym mikrokrążeniu (tj. naczyniach włosowatych, tętniczkach, żyłkach itp.) może być określona za pomocą aparatury wyposażonej w laserowy Doppler, opiera się na zasadzie przesunięcia Dopplera. Długość fali i częstotliwość wymuszonej emisji światła zmieniają się, gdy cząsteczki światła napotykają poruszające się komórki krwi w mikronaczyniach lub pozostają niezmienione. Dlatego w mikrokrążeniu liczba i prędkość komórek krwi są kluczowymi czynnikami związanymi z rozkładem wielkości i częstotliwości światła przesuniętego dopplerowsko, podczas gdy kierunek przepływu krwi w mikronaczyniach jest nieistotny. Stosując różne metody, do badań mikrokrążenia wykorzystano różne tkanki, w tym krezki i grzbietowe komory fałdów skórnych myszy, szczurów, chomików, a nawet ludzi8. Jednak w obecnym protokole skupiamy się na stanie funkcjonalnym naczyń mikronaczyniowych wysp trzustkowych, który jest oceniany za pomocą laserowego Dopplera i domowego systemu oceny parametrów.

Mikrokrążenie wysp trzustkowych składa się głównie z mikronaczyń wysp trzustkowych i wykazuje charakterystyczne cechy. Sieć naczyń włosowatych wysp trzustkowych wykazuje pięciokrotnie większą gęstość niż sieć kapilarna jej zewnątrzwydzielniczego odpowiednika9. Zapewniając kanał do dostarczania wejściowej glukozy i rozprowadzania insuliny, komórki śródbłonka wysp trzustkowych dostarczają tlen do metabolicznie aktywnych komórek w komórkach β wysp trzustkowych. Co więcej, pojawiające się dowody wskazują również, że mikronaczynia wysp trzustkowych są zaangażowane nie tylko w regulację ekspresji genów insuliny i przeżycia komórek β, ale także w wpływ na funkcję komórek β; promowanie proliferacji komórek β; i wytwarzający szereg substancji wazoaktywnych, angiogennych i czynników wzrostu10. Dlatego w związku z tym wnioskujemy, że stan funkcjonalny naczyń mikronaczyniowych wysp trzustkowych może wpływać na funkcję β komórek wysp trzustkowych i brać udział w patogenezie chorób, takich jak ostre/przewlekłe zapalenie trzustki, cukrzyca i inne choroby związane z trzustką.

Analiza patologicznych zmian stanu funkcjonalnego mikrokrążenia naczyniowego wysp trzustkowych może być wykonalną strategią do określenia wkładu mikrokrążenia wysp trzustkowych w wyżej wymienione choroby. Szczegółowa procedura krok po kroku opisująca podejście do określania naczyń mikronaczyniowych wysp trzustkowych in vivo znajduje się tutaj. Typowe pomiary są następnie wyświetlane w Reprezentatywnych Wynikach. Na koniec w dyskusji podkreślono korzyści i ograniczenia tej metody, a także dalsze zastosowania.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie ze wszystkimi odpowiednimi wytycznymi, przepisami i agencjami regulacyjnymi. Zademonstrowany niniejszy protokół został przeprowadzony pod kierunkiem i za zgodą Komitetu Etyki Zwierząt Instytutu Mikrokrążenia (IMAEC) w Peking Union Medical College (PUMC).

1. Zwierzęta

  1. Przed rozpoczęciem eksperymentu trzymaj trzy myszy BALB/c w klatce, w kontrolowanej temperaturze (24 ± 1 °C) i wilgotności (55 ± 5%), w 12-godzinnym cyklu jasno-ciemnym. Pozwól myszom na swobodny dostęp do zwykłego jedzenia i wody.
  2. Losowo podziel myszy na grupę kontrolną bez cukrzycy i grupę z cukrzycą. Dokładnie zważ każdą mysz z osobna i oblicz objętość wstrzyknięcia, korzystając z masy ciała każdej myszy.
  3. Pościć myszy przez 4 godziny przed wstrzyknięciem streptozotocyny (STZ) i dostarczać zwykłą wodę jak zwykle w dniu eksperymentu 1.
  4. Przygotować 0,1 M bufor cytrynianu sodu o pH 4,3. Umieść 1 ml roztworu w probówce do mikrowirówki o pojemności 1,5 ml i zawiń probówkę mikrowirówki w folię aluminiową, aby uniknąć ekspozycji na światło.
  5. Przed użyciem rozpuścić STZ w buforze cytrynianu sodu (pH 4,3) do końcowego stężenia roboczego 5 mg/ml.
  6. Podać myszom z grupy cukrzycowej dootrzewnowe wstrzyknięcia STZ w dawce 40 mg/kg mc. za pomocą strzykawki 1 ml i igły 25 G. Wstrzyknąć myszom z grupy kontrolnej bez cukrzycy taką samą objętość buforu cytrynianu sodu (pH 4,3).
  7. Włóż myszy z powrotem do klatek i dostarczaj im zwykłego pokarmu i 10% wody z sacharozą.
  8. Powtórz kroki 1.3-1.7 w dniach eksperymentalnych od 2 do 5 (tj. przez następne 4 kolejne dni).
  9. Zastąp 10% wodę sacharozową zwykłą wodą po ostatnim wstrzyknięciu STZ.
  10. Pościć myszy przez 6 godzin, ale daj im swobodny dostęp do wody i zmierz poziom glukozy we krwi dziewięć dni później (14 dzień eksperymentu). Pobrać próbkę krwi z żyły ogonowej, aby potwierdzić hiperglikemię za pomocą systemu monitorowania stężenia glukozy we krwi.
    UWAGA: Myszy z poziomem glukozy we krwi > 200 mg/dl są uważane za cukrzyce.

2. Przygotowanie instrumentu

  1. Wyczyść powierzchnie optyczne końcówki sondy i złącza sondy laserowego aparatu dopplerowskiego miękką, nierysującą szmatką, aby usunąć kurz lub cząstki. Podłącz do portu instrumentu (Rysunek 1A).
  2. Zmontować stanowisko kalibracyjne w taki sposób, aby wzorzec strumienia znajdował się w równowadze termicznej z otoczeniem doświadczalnym (temperatura pokojowa, zwykle przez 30 minut). Delikatnie potrząsaj wzorcem topnika przez 10 s i pozwól mu odpocząć przez 2 minuty.
  3. Umieść pojemnik wzorca topnika na środku podstawy kalibracyjnej. Ustaw clamp na maksymalną wysokość i zabezpiecz sondę w clamp tak, aby była skierowana w dół do pojemnika. Upewnij się, że wzorzec topnika jest prawidłowo umieszczony pod sondą.
  4. Powoli przesuwaj sondę w dół, aż końcówka zostanie prawidłowo zanurzona w wzorcu topnika. Wybierz i naciśnij "kalibracja" na laserowym aparacie Dopplera i wybierz kanał roboczy, do którego podłączona jest sonda. Uruchom program kalibracji do momentu, gdy na ekranie laserowego aparatu dopplerowskiego pojawi się komunikat "Kalibracja powiodła się".
  5. Zabezpiecz sondę za pomocą uchwytów sondy. Ręcznie zabezpiecz sondę, aby uniknąć ruchu.
  6. Utrzymuj pomieszczenie doświadczalne w stałej temperaturze (24 ± 1 °C) i wilgotności (~50-60%).
  7. Wyłącz wszelkie światło zewnętrzne (takie jak świetlówki i lampy punktowe) przed wykonaniem eksperymentu, aby uniknąć zmian wywołanych światłem zewnętrznym
    8. .

3. Przygotowanie zwierząt

  1. Przed użyciem należy sterylizować narzędzia chirurgiczne w autoklawie i pozostawić je do ostygnięcia do temperatury pokojowej.
  2. Daj myszom 10 minut na aklimatyzację w środowisku eksperymentalnym przed wykryciem naczyń mikronaczyniowych wysp trzustkowych za pomocą laserowego Dopplera.
  3. Napełnić strzykawkę o pojemności 1 ml 1 ml 3 % pentobarbitalu sodu. Wstrzyknąć roztwór pentobarbitalu sodu (75 mg/kg i.p.) w celu znieczulenia myszy.
  4. Zakryj oczy myszy wstępnie zwilżoną gazą medyczną, aby zapobiec wysuszeniu.
  5. Upewnij się, że mysz całkowicie straciła przytomność i nie reagowała kleszczami na szczypanie ogona lub tylnej części stopy. Monitorować znieczulenie przez cały czas znieczulenia i zdarzenia śródoperacyjnego co 15 minut. Utrzymuj znieczulenie, uzupełniając 10 % początkowej objętości iniekcji roztworu pentobarbitalu, jeśli to konieczne.
  6. Umieść poduszkę grzewczą z warstwą półizolacyjną pod zwierzęciem i ułóż zwierzę w pozycji leżącej i przenieś je do stanowiska roboczego laserowego aparatu dopplerowskiego. Przymocuj mysz do platformy roboczej za pomocą taśmy chirurgicznej.
  7. Przetrzyj skórę brzucha myszy betadyną, a następnie 75% etanolu jest używany do wymazu z obszaru brzucha do czysta
    8. .
  8. Wstrzyknąć podskórnie mieszaninę 2% lidokainy/0,5% bupiwakainy (50/50). Wytnij otwór o średnicy ~3 cm w środku gąbki z gazy. Przykryj okolicę brzucha gąbką z gazy.
  9. Podnieś skórę brzucha za pomocą kleszczy i wykonaj wstępne pionowe nacięcie wzdłuż linii środkowej brzucha za pomocą skalpela lub nożyczek do skóry.
  10. Chwyć leżący pod spodem mięsień kleszczami i nacinaj, aby wejść do jamy brzusznej. Nie uszkadzaj żadnych narządów. Złóż skórę i leżący pod nią mięsień na klatce piersiowej, aby odsłonić jamę brzuszną. Delikatnie odsłoń trzustkę i śledzionę za pomocą kleszczy o nosie.

4. Akwizycja danych do analizy

  1. Uruchom oprogramowanie laserowego aparatu dopplerowskiego, klikając "Plik" → "Nowy", aby utworzyć nowy plik pomiarowy. Aby skonfigurować podłączone monitory, w zakładce "Ogólne" ustaw czas trwania monitorowania na "Swobodny bieg". Użyj ustawień fabrycznych dla zakładki "Monitor LDF". Kliknij "Dalej".
  2. Ustaw wyświetlanie wykresu w oknie dialogowym "Ustawienia wyświetlania". Wybierz kanały "Flux, Conc, Speed", zaznaczając odpowiednie pola. Wybierz następujące parametry: "Źródło danych dla kanału" i "Etykieta, jednostki i kolor". Kliknij "Dalej".
  3. Wprowadź informacje o użytkowniku o obiekcie i pomiarze (tj. imię i nazwisko oraz numer obiektu, operatora, czas monitorowania, komentarze itp.) w oknie dialogowym "informacje o pliku" i kliknij "Dalej", aby zakończyć konfigurację pomiaru.
    UWAGA: Okno pomiaru jest automatycznie tworzone przez oprogramowanie (Rysunek 1B).
  4. Ręcznie przesuń elektrodę do trzustki. Upewnij się, że odległość między sondą a tkankami trzustki nie przekracza 1 mm. Nieodpowiednia odległość daje sztucznie zwiększony lub zmniejszony odczyt przepływu krwi.
  5. Kliknij ikonę "Start" na pasku narzędzi, aby rozpocząć rejestrowanie danych jednostek perfuzji krwi mikronaczyniowej (PU). Zbieraj dane PU w sposób ciągły przez 1 minutę każdego biegu. Kliknij "Stop", aby zatrzymać pomiar. Wybierz "Plik" → "Zapisz jako", aby nazwać i zapisać gotowy plik pomiarowy.
  6. Ręcznie zmieniaj położenie sondy po każdym uruchomieniu, aby uniknąć efektów addytywnych i miejscowego wyczerpania zdolności skurczowej i relaksacyjnej. Powtórz kroki 4.1-4.4, aby zebrać wielopunktowe (tj. trzy losowo wybrane punkty z tkanki trzustki) dane mikronaczyniowe PU dla każdej myszy. Zmierz dane PU płyty nieodblaskowej jako kontrolę linii bazowej.
  7. Zamknij warstwę mięśni brzucha i warstwę skóry szwem. Po eksperymentach umieść zwierzęta w czystych klatkach.
  8. Utrzymuj zwierzę w cieple, umieszczając klatkę regeneracyjną do połowy na poduszce grzewczej.
    UWAGA: Zwróć uwagę na ciepło, higienę, przyjmowanie płynów i pokarmów oraz infekcje. Podawaj myszom 2 mg/kg karprofenu przez 48 godzin jako leczenie bólu pooperacyjnego. Wykonaj eutanazję, wstrzykując 150 mg/kg pentobarbitalu sodu dożylnie, gdy zaobserwuje się, że myszy znajdują się w stanie silnego bólu lub niepokoju, którego nie można złagodzić.

5. Obliczanie parametrów mikrokrążenia naczyniowego

  1. Użyj polecenia "Eksportuj" w laserowym oprogramowaniu Doppler, aby wyeksportować czas i surowe dane PU jako plik *.xlsx i otworzyć plik w arkuszu kalkulacyjnym.
  2. Obliczyć średnią wyjściową jednostkę perfuzji (PUb) (patrz krok 4.6).
  3. Obliczyć średnią perfuzję krwi (PUa) dla 1 minuty pomiaru w następujący sposób: Średnia perfuzja krwi (PUa) = PU - PUb (równanie 1).
  4. Oblicz częstotliwość (cykle/min) na każdą 1 minutę pomiaru.
    UWAGA: Częstość naczyń mikronaczyniowych definiuje się jako liczbę szczytów, które wystąpiły w fali naczynioruchowej mikronaczyniowej na minutę.
  5. Obliczyć amplitudę (ΔPU) na każde 1 minutę pomiaru.
    1. Obliczyć amplitudę naczyń mikronaczyniowych jako różnicę między maksimum (PUmax) a minimum (PUmin): Amplituda (ΔPU) = PUmax - PUmin (równanie 2).
  6. Obliczyć prędkość względną (PU) na każdą 1 minutę pomiaru.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Na Rysunku 1A przedstawiono fotografię aparatury laser Doppler do pomiaru wazomocji mikrovascularnej, wyposażonej w półprzewodnikową diodę laserową. Oprogramowanie interfejsu użytkownika zaprezentowano na Rynku 1B. Z zastosowaniem opisanej powyżej metody określono parametry hemodynamiczne wazomocji mikrovascularnej wysepek trzustkowych zarówno u myszy kontrolnych niediabetycznych, jak i u myszy z cukrzycą. Od czasu pierwszego zde...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W przypadkach, które wiążą się z dysfunkcją mikrokrążenia (np. Cukrzyca, ostre zapalenie trzustki, obwodowe choroby mikronaczyniowe itp.), Niektóre choroby prowadzą do zmniejszonego przepływu krwi. Oprócz zmian w przepływie krwi istnieją ważne wskaźniki, takie jak naczynioruch mikronaczyniowy, które odzwierciedlają funkcjonalny stan mikrokrążenia. Specyficzny wskaźnik, wazomotoryka mikronaczyniowa, jest ogólnie definiowany jako oscylacja napięcia mikronaczyniowego w łożyskach mikronaczyniowych. W obecny...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez granty z Funduszu Młodzieżowego Peking Union Medical College oraz Funduszy Badań Podstawowych dla Uniwersytetów Centralnych (Grant nr 3332015200).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
MoorVMS-LDF2Moor InstrumentsGI80PeriFlux 5000 (Perimed Inc.) może być używany jako alternatywne urządzenie do zbierania danych
Oprogramowanie MoorVMS-PCInstrumenty Moor InstrumentsGI80-1Oprogramowanie MoorVMS-LDF2
Stanowisko kalibracyjneMoor InstrumentsGI-calNarzędzie do kalibracji
Baza kalibracyjnaMoor InstrumentsGI-cal
Wzorzec strumienia kalibracyjnegoMoor InstrumentsNarzędzie do kalibracjiGI cal
Glukometr One Touch UltraEasyJohnson and Johnson#1955685Potwierdź hiperglikemię
One Touch Paski UltraEasyJohnson and Johnson#1297006Potwierdź hiperglikemię
StreptozotocynaSigma-AldrichS0130Rozpuścić w buforze cytrynianu sodu (pH 4,3)
Pentobarbital soduSigma-AldrichP3761Stężenie robocze 3 %
etanoluSinopharm Inc.200121Stężenie robocze 75 %
SacharozaAmresco335Stężenie robocze 10 %
Gaza medycznaChina Health Materials Co.S-7112
Chirurgiczne kleszcze do nosaShang Hai Surgical Instruments Inc.N-551Chirurgiczne
taśmy chirurgiczneFirma 3M3664CUGąbka chirurgiczna
gazyFu Kang Sen Medical Device CO.BB5447Skalpel chirurgiczny
Yu Lin Surgical Instruments Inc.175CChirurgiczne
nożyczki do skóryCarent255-17Szew chirurgiczny
Ning Bo Surgical Instruments Inc.3325-77
Strzykawka chirurgiczna i igła 25-GMISAWA Inc.3731-2011Skala: 1 ml
Narzędzie do kalibracji z

Bibliografia

  1. Aalkjaer, C., Nilsson, H. Vasomotion: cellular background for the oscillator and for the synchronization of smooth muscle cells. Br J Pharmacol. 144 (5), 605-616 (2005).
  2. Serne, E. H., de Jongh, R. T., Eringa, E. C., IJzerman, R. G., Stehouwer, C. D. Microvascular dysfunction: a potential pathophysiological role in the metabolic syndrome. Hypertension. 50 (1), 204-211 (2007).
  3. Carmines, P. K. Mechanisms of renal microvascular dysfunction in type 1 diabetes: potential contribution to end organ damage. Curr Vasc Pharmacol. 12 (6), 781-787 (2014).
  4. Holowatz, L. A. Human cutaneous microvascular ageing: potential insights into underlying physiological mechanisms of endothelial function and dysfunction. J Physiol. 586 (14), 3301(2008).
  5. De Boer, M. P., et al. Microvascular dysfunction: a potential mechanism in the pathogenesis of obesity-associated insulin resistance and hypertension. Microcirculation. 19 (1), 5-18 (2012).
  6. Nilsson, G. E., Tenland, T., Oberg, P. A. Evaluation of a laser Doppler flowmeter for measurement of tissue blood flow. IEEE Trans Biomed Eng. 27 (10), 597-604 (1980).
  7. Chen, D., et al. Relationship between the blood perfusion values determined by laser speckle imaging and laser Doppler imaging in normal skin and port wine stains. Photodiagnosis Photodyn Ther. 13 (1), 1-9 (2016).
  8. Fuchs, D., Dupon, P. P., Schaap, L. A., Draijer, R. The association between diabetes and dermal microvascular dysfunction non-invasively assessed by laser Doppler with local thermal hyperemia: a systematic review with meta-analysis. Cardiovasc Diabetol. 16 (1), 11-22 (2017).
  9. Yaginuma, N., Takahashi, T., Saito, K., Kyoguku, M. The microvasculature of the human pancreas and its relation to Langerhans islets and lobules. Pathol Res Pract. 181 (1), 77-84 (1986).
  10. Brissova, M., et al. Islet microenvironment, modulated by vascular endothelial growth factor-A signaling, promotes beta cell regeneration. Cell Metab. 19 (3), 498-511 (2014).
  11. de Moraes, R., Van Bavel, D., Gomes Mde, B., Tibirica, E. Effects of non-supervised low intensity aerobic excise training on the microvascular endothelial function of patients with type 1 diabetes: a non-pharmacological interventional study. BMC Cardiovasc Disord. 16 (1), 23-31 (2016).
  12. Humeau-Heurtier, A., Guerreschi, E., Abraham, P., Mahe, G. Relevance of laser Doppler and laser speckle techniques for assessing vascular function: state of the art and future trends. IEEE Trans Biomed Eng. 60 (3), 659-666 (2013).
  13. Park, H. S., Yun, H. M., Jung, I. M., Lee, T. Role of Laser Doppler for the Evaluation of Pedal Microcirculatory Function in Diabetic Neuropathy Patients. Microcirculation. 23 (1), 44-52 (2016).
  14. Sun, P. C., et al. Microcirculatory vasomotor changes are associated with severity of peripheral neuropathy in patients with type 2 diabetes. Diab Vasc Dis Res. 10 (3), 270-276 (2013).
  15. Pan, Y., et al. Effects of PEMF on microcirculation and angiogenesis in a model of acute hindlimb ischemia in diabetic rats. Bioelectromagnetics. 34 (3), 180-188 (2013).
  16. Jumar, A., et al. Early Signs of End-Organ Damage in Retinal Arterioles in Patients with Type 2 Diabetes Compared to Hypertensive Patients. Microcirculation. 23 (6), 447-455 (2016).
  17. Nguyen, H. T., et al. Retinal blood flow is increased in type 1 diabetes mellitus patients with advanced stages of retinopathy. BMC Endocr Disord. 16 (1), 25-33 (2016).
  18. Forst, T., et al. Retinal Microcirculation in Type 1 Diabetic Patients With and Without Peripheral Sensory Neuropathy. J Diabetes Sci Technol. 8 (2), 356-361 (2014).
  19. Hu, H. F., Hsiu, H., Sung, C. J., Lee, C. H. Combining laser-Doppler flowmetry measurements with spectral analysis to study different microcirculatory effects in human prediabetic and diabetic subjects. Lasers Med Sci. 31 (1), 1-8 (2016).
  20. Klonizakis, M., Manning, G., Lingam, K., Donnelly, R., Yeung, J. M. Effect of diabetes on the cutaneous microcirculation of the feet in patients with intermittent claudication. Clin Hemorheol Microcirc. 61 (3), 439-444 (2015).
  21. Khazraei, H., Shafa, M., Mirkhani, H. Effect of ranolazine on cardiac microcirculation in normal and diabetic rats. Acta Physiol Hung. 101 (3), 301-308 (2014).
  22. Fujita, T., et al. Increased inner ear susceptibility to noise injury in mice with streptozotocin-induced diabetes. Diabetes. 61 (11), 2980-2986 (2012).
  23. Wiernsperger, N., Nivoit, P., De Aguiar, L. G., Bouskela, E. Microcirculation and the metabolic syndrome. Microcirculation. 14 (4-5), 403-438 (2007).
  24. Chawla, L. S., et al. Vascular content, tone, integrity, and haemodynamics for guiding fluid therapy: a conceptual approach. Br J Anaesth. 113 (5), 748-755 (2014).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

perfuzja krwicukrzyca indukowana STZmonitorowanie przep ywuanaliza wazomotorykiobrazowanie in vivoocena mikrokr eniaprzep yw krwi w trzustce

Powiązane artykuły