Artykuł metodologiczny

Dyspersja nanomateriałów w środowisku wodnym: w kierunku optymalizacji protokołu

31.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/56074

⸱

25 grudnia 2017

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1School of Geography, Earth and Environmental Sciences, University of Birmingham, 2Analytical Science, National Physical Laboratory, 3INAC-LCIB, Université Grenoble Alpes, 4CEA, INAC-SyMMES, 5NIMBE, CEA, CNRS, Université Paris-Saclay, CEA Saclay, 6Chemical, Medical and Environmental Science, National Physical Laboratory, 7BAM Division 6.1 'Surface Analysis and Interfacial Chemistry', BAM Federal Institute for Materials Research and Testing, 8Fraunhofer Institute for Ceramic Technologies and Systems

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy krok po kroku protokół dyspersji nanomateriałów w środowisku wodnym z charakterystyką w czasie rzeczywistym w celu określenia optymalnych warunków sonikacji, intensywności i czasu trwania dla poprawy stabilności i jednorodności dyspersji nanocząstek bez wpływu na integralność próbki.

Streszczenie

Proces sonikacji jest powszechnie stosowany do deaglomeracji i dyspersji nanomateriałów w pożywkach wodnych, niezbędnych do poprawy jednorodności i stabilności zawiesiny. W tym badaniu przeprowadzane jest systematyczne podejście krokowe w celu zidentyfikowania optymalnych warunków sonikacji w celu uzyskania stabilnej dyspersji. Podejście to zostało przyjęte i okazało się odpowiednie dla kilku nanomateriałów (tlenek ceru, tlenek i nanorurki węglowe) zdyspergowanych w wodzie dejonizowanej (DI). Jednak przy każdej zmianie rodzaju nanomateriału lub ośrodka dyspergującego konieczna jest optymalizacja podstawowego protokołu poprzez dostosowanie różnych czynników, takich jak czas sonikacji, moc i typ sonikatora, a także wzrost temperatury podczas procesu. Podejście to szczegółowo rejestruje proces dyspersji. Jest to konieczne do zidentyfikowania punktów czasowych, a także innych wyżej wymienionych warunków podczas procesu sonikacji, w których mogą wystąpić niepożądane zmiany, takie jak uszkodzenie powierzchni cząstek, wpływając tym samym na właściwości powierzchni. Naszym celem jest zaoferowanie zharmonizowanego podejścia, które może kontrolować jakość końcowej, wyprodukowanej dyspersji. Taka wytyczna ma zasadnicze znaczenie dla zapewnienia powtarzalności jakości dyspersji w społeczności nanonaukowej, szczególnie w dziedzinie nanotoksykologii.

Wprowadzenie

Sonikacja jest procesem generowania kawitacji, która polega na tworzeniu, wzroście i zapadaniu się pęcherzyków (często nazywanych „gorącymi punktami”) powstających w cieczy pod wpływem promieniowania ultradźwięków o wysokiej intensywności1. W warunkach laboratoryjnych metodę sonikacji przeprowadza się przy użyciu sonikatora. Istnieją różne rodzaje sonikatorów, z których wszystkie pełnią ogólną funkcję liofilizacji aglomeratów cząstek, co prowadzi do ich rozproszenia w medium ciekłym w postaci pojedynczych (lub pierwotnych) cząstek. Zastosowanie sonikacji pozwala poprawić homogeniczność próbki, co potencjalnie umożliwia uzyskanie znacznie węższego rozkładu wielkości cząstek. Ważnym aspektem do rozważenia w procesie dyspersji jest stabilność końcowej dyspersji. W tym przypadku stabilność zawiesiny definiuje się jako stan, w którym cząstki nie osadzają się ani nie sedymentują w swoim rozproszonym stanie, a pomiary średniego średnic hydrodynamicznych nie różnią się o więcej niż 10% pomiędzy pięcioma powtórzeniami pomiarów wykonanych w tym czasie (około 10 min)2,3. Istnieje kilka sposobów pomiaru stabilności dyspersji. Należą do nich szacowanie potencjału zeta (ZP) poprzez pomiar ruchliwości elektroforetycznej cząstek. Inną metodą jest pomiar charakterystycznego pochłaniania nanocząstek w zakresie widma UV4.

W dziedzinie nanotoksykologii możliwość kontrolowania jakości dyspersji jest bardzo istotna, ponieważ etap dyspersji determinuje kluczowe właściwości fizykochemiczne, takie jak wielkość i rozkład wielkości cząstek, kształt, agregację/aglomerację, ładunek powierzchniowy itp. To z kolei w ostateczności wpłynie na interakcję cząstek z mediami testowymi oraz na wyniki różnych eksperymentów in vitro i in vivo, co ma na celu wywnioskowanie potencjalnych zagrożeń wynikających z zastosowania nanomateriałów.

Sonikacja jest powszechnie przeprowadzana przy użyciu sonikatora z sondą (bezpośrednio), kąpieli ultradźwiękowej lub sonikatora z uchwytem do probówek (sonikacja pośrednia). Wszystkie rodzaje sonikacji są dostępne w różnych zakresach intensywności i mocy wyjściowej, niekiedy z zastosowaniem różnych typów sonotrod dla specyficznych procesów lub wymagań, i są odpowiednie dla objętości cieczy od 2 do 250 mL. Chociaż wiadomo, że sonikacja sondą jest bardziej efektywna niż sonikacja w kąpieli ze względu na wysoką intensywność miejscową5, w przypadku przygotowywania zawiesin do testów toksykologicznych często preferuje się kąpiel ultradźwiękową zamiast sonikatora z sondą ze względu na możliwe ryzyko zanieczyszczenia przez końcówkę, erozję tytanowej końcówki sondy po dłuższym użytkowaniu oraz rozbieżności w głębokości zanurzenia sondy. Podobnie, sonikator z uchwytem do probówek jest korzystniejszy od bezpośredniej sondy ze względu na wspomniane ryzyka zanieczyszczenia oraz łatwość obsługi urządzenia. Kilka probówek jest sonikowanych jednocześnie i z tą samą intensywnością. Pozwala to nie tylko zaoszczędzić czas, ale zapewnia równomierną obróbkę wszystkich próbek, co sprawia, że wyniki między próbkami są bardziej wiarygodne i porównywalne. W badaniach bezpieczeństwa nanomateriałów zawsze dąży się do uniknięcia zanieczyszczeń. Sonikator z sondą nie spełnia jednak tego wymogu i nie został pod tym względem przetestowany. Znane jest, że sonikatory z sondą mogą powodować nieuniknione skutki uboczne, takie jak zanieczyszczenie próbek wskutek erozji końcówki, a także zmniejszenie mocy wyjściowej prowadzące do zmian w warunkach dyspersji, co w konsekwencji obniża powtarzalność danych6,7,8. Ponadto próbki są zazwyczaj przetwarzane w otwartych pojemnikach, co prowadzi do ubytku cieczy wskutek odparowania oraz do osiadania kurzu. Aby uniknąć tych niezamierzonych zmian, w najnowszych badaniach zaleca się stosowanie alternatywnych sonikatorów pośrednich ze względu na ich efektywne dostarczanie energii oraz zapewnienie czystości zawiesiny6.

Nieoptymalna sonikacja może mieć niekorzystny wpływ na wyniki. Potencjalnie może ona zmienić kluczowe właściwości fizyczne i chemiczne nanomateriałów, takie jak rozmiar, rozkład wielkości, morfologia i ładunek powierzchniowy2,9. W literaturze opisywano przypadki błędów w kontroli procesu sonikacji oraz ich wpływ na parametry cząstek, takich jak nano-TiO25,10,1, nano-ZnO6 oraz nano-miedź12. Co więcej, wcześniejsze badania wykazały, że proces sonikacji nie tylko zmienia charakterystykę cząstek, ale także wpływa na wyniki testów toksykologicznych12,13.

Aby kontrolować proces dyspersji, ważne jest monitorowanie i zrozumienie, w jaki sposób różne czynniki, takie jak rodzaj sonikatora, moc i czas pracy urządzenia, objętości itp., mogą wpływać na jakość dyspersji. W związku z tym istnieje potrzeba opracowania systematycznej procedury analizy kluczowych charakterystyk fizykochemicznych cząstek w dyspersji w różnych punktach czasowych procesu sonikacji. Chociaż kilka osób prowadziło badania w tym zakresie, prace w tej dziedzinie są ograniczone. Bihari et al. badali stabilność różnych dyspersji nanomateriałów przygotowanych przy użyciu różnych energii ultradźwiękowych z zastosowaniem różnych stabilizatorów dyspersyjnych14. Niedawny przegląd opracowany przez Hartmannn et al. podkreślił, że mimo podjętych prób zrozumienia różnych czynników wpływających na jakość dyspersji nanomateriałów np. rodzaju używanego sonikatora, czasu sonikacji itp., wciąż nie istnieje dobrze określona i powszechnie akceptowana procedura sonikacji, która obecnie wspierałaby badania i testy nanotoksykologiczne7,15.

Do monitorowania jakości dyspersji stosuje się kilka analitycznych technik charakterystyki. Należą do nich: dynamiczne rozpraszanie światła (DLS), wirowanie tarczowe (Disc Centrifugation), elektroforetyczne rozpraszanie światła (ELS), spektroskopia ultrafioletowa i widzialna (UV-vis) oraz transmisyjna mikroskopia elektronowa (TEM), które służą odpowiednio do pomiaru wielkości/rozkładu wielkości cząstek, potencjału zeta, stabilności dyspersji oraz charakterystyki morfologicznej. DLS jest często wykorzystywane do wyznaczania średnicy hydrodynamicznej (Z-average) cząstek oraz indeksu polidyspersyjności (PdI) dyspersji nanomateriału. W przypadku multimodalnego rozkładu wielkości w DLS, uzyskana wartość Z-average może nie być zgodna z rozkładem wielkości ważonym intensywnością. W takim przypadku można podać średnią z rozkładu wielkości ważonego intensywnością. PdI odzwierciedla szerokość rozkładu wielkości w skali od 0 do 1, gdzie 0 oznacza próbkę monodyspersyjną, a 1 próbkę wysoce polidyspersyjną16. Wirowanie tarczowe to technika separacji stosowana do wyznaczania rozkładu wielkości cząstek z wykorzystaniem sedymentacji odśrodkowej w ośrodku ciekłym. Cząstki osadzają się w optycznie przezroczystym, obracającym się tarczu, a ilość światła rozproszonego przez cząstki w momencie dotarcia do krawędzi tarczy jest rejestrowana i przeliczana na rozkład wielkości cząstek zgodnie z prawem Stokesa. Do rozdzielania multimodalnych rozkładów cząstek bardziej odpowiednie są techniki takie jak wirowanie tarczowe, ponieważ posiadają one wbudowany w instrument element mechanizmu separacji. Potencjał zeta (potencjał ζ-) cząstek definiuje się jako potencjał elektryczny na ich płaszczyźnie ścinania lub poślizgu, która jest teoretyczną granicą wewnątrz podwójnej warstwy elektrycznej oddzielającą ciecz (bulk), wykazującą normalne zachowanie lepkie, od warstwy Sterna – warstwy składającej się głównie z przeciwionów i uznawanej za poruszającą się wraz z cząstką. Potencjał zeta jest bezpośrednio powiązany z ładunkiem powierzchniowym cząstek, a tym samym z oddziaływaniami elektrostatycznymi (np. odpychaniem/przyciąganiem) między cząstkami. Parametr ten jest zatem uznawany za główny wskaźnik stabilności dyspersji nanomateriału. Zgodnie z konwencją, wartości potencjału zeta poniżej -25 mV oraz powyżej 25 mV uznaje się za stabilne17,18. Na potencjał zeta silnie wpływa stężenie i rodzaj jonów, a także pH roztworu19. ELS służy do pomiaru ruchliwości elektroforetycznej cząstek w dyspersji, a ruchliwość tę przelicza się na potencjał zeta za pomocą równania Henry'ego oraz modeli Smoluchowskiego lub Hückela. Spektroskopia UV-vis to technika stosowana do ilościowego pomiaru światła absorbowanego i rozproszonego przez próbkę przy określonej długości fali. Często jest ona wykorzystywana do monitorowania stabilności dyspersji poprzez pomiar charakterystycznej absorpcji nanomateriałów w obszarze UV. Wreszcie, TEM jest często stosowane do wizualizacji i analizy wielkości, rozkładu wielkości, aglomeracji oraz kształtu nanocząstek5,14,15,20.

Przedstawiamy badanie porównawcze sześciu różnych dyspersji nanomateriałów przygotowanych przy użyciu kąpieli ultradźwiękowej oraz sondy ultradźwiękowej wyposażonej w uchwyt do probówek. Stężenie cząstek, temperatura, typ sonikatora oraz parametry zastosowane w badaniu zostały określone w protokole, aby umożliwić odtworzenie ustawień eksperymentalnych dla podobnych sond i kąpieli ultradźwiękowych. Wykorzystano następujące nanomateriały: srebro (Ag), tlenek ceru (CeO2), tlenek cynku (ZnO, NM10-hydrofilowy i NM11-hydrofobowy) oraz nanomateriały węglowe, takie jak nanorurki węglowe (A32 i A106, patrz Tabela materiałów).

Ocena jakości dyspersji w różnych punktach czasowych procesu sonikacji jest przeprowadzana przy użyciu różnych technik charakterystyki, mianowicie: DLS dla wielkości i rozkładu wielkości cząstek, wirowania dyskowego dla rozkładu wielkości, ELS dla potencjału zeta, spektroskopii UV-vis dla stabilności oraz TEM dla kształtu i homogeniczności cząstek. Oceniono szereg różnych nanomateriałów, od tlenków metali po materiały na bazie węgla. Dla porównania, równolegle zastosowano komercyjną zawiesinę wodną nanocząsteczek srebra (Ag NPs) stabilizowaną otoczką cytrynianową, aby wywnioskować oczekiwaną długoterminową stabilność odpowiedniej zawiesiny dostępnej w handlu. Oczywiście model Ag NPs nie jest bezpośrednio powiązany z żadną z procedur dyspersji, lecz służy jedynie do wskazania potrzeby ponownej sonikacji lub ponownej stabilizacji zawiesin po pewnym czasie przechowywania, ponieważ podczas magazynowania nieuchronnie dochodzi do zmian, takich jak reaglomeracja. Zawiesinę przechowywano w lodówce przez dwa miesiące. W tym okresie przeprowadzano charakterystykę dyspersji w celu zidentyfikowania potencjalnej aglomeracji cząstek. Wstępne wyniki wskazują na niestabilność zawiesiny (omówiono to w sekcji Wyniki). Następnie dyspersję tę poddano różnym zabiegom sonikacji, analogicznie do pozostałych nanomateriałów wykorzystanych w badaniu. Celem badania jest potwierdzenie, że możemy doprowadzić do disagregacji zawiesiny za pomocą tego samego protokołu sonikacji. Model Ag NPs może zatem służyć jako punkt odniesienia w badaniach długoterminowych, reprezentując redispersję cząstek w zoptymalizowanej formie.

Przedstawione tutaj protokoły dyspersji wykazują podobieństwa do tych opublikowanych w literaturze oraz uwzględniają niektóre z niewielu zaleceń sformułowanych przez poprzednich badaczy7,21,2,23,24,25. W niniejszej pracy zastosowano systematyczne i etapowe podejście w celu monitorowania jakości dyspersji w trakcie realizacji protokołu. Podejście to obejmuje charakterystykę dyspersji nanomateriałów w czasie rzeczywistym, aby zidentyfikować optymalne warunki eksperymentalne dyspersji (Rysunek 1).

Schemat procesu sonikacji nanomateriałów z tlenków metali; układ ultradźwiękowy do analizy dyspersji cząstek.
Rycina 1. Schemat blokowy przedstawiający plan i sekwencję kroków protokołu dyspersji. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Protokół

UWAGA: Wszystkie odczynniki chemiczne stosowano w postaci otrzymanej, bez dalszego oczyszczania. W trakcie całego badania używano wody ultraczystej o rezystywności 18 MΩ·cm. Wszystkie przygotowane dyspersje są zazwyczaj przechowywane w temperaturze 5 °C w ciemności do dalszej charakterystyki lub przyszłych badań stabilności, jednak może się to różnić w zależności od składu materiału i innych właściwości powiązanych, takich jak rozpuszczalność. Na przykład Ag NPs są zazwyczaj stabilne przez pewien czas, jeśli są przechowywane w temperaturze od 2 do 5 °C z dala od światła słonecznego; niemniej jednak w zawiesinach nieuchronnie dochodzi do zmian dynamicznych, a dyspersje ulegają ponownej aglomeracji i z czasem osiadają. Przed testami biologicznymi materiały te należy poddać analizie metodami DLS, UV-vis i TEM w celu weryfikacji jakości4,5,13,14. W poniższej analizie zastosowano stężenie 0,02 mg/mL. Stężenie próbki jest odpowiednie do analizy metodą DLS, UV-vis, wirowania dyskowego, obliczeń potencjału zeta oraz analizy TEM.

1. Kalibracja mocy dostarczanej przez sonikatory

UWAGA: Efektywna moc akustyczna dostarczana do poddawanej sonikacji zawiesiny jest istotnym parametrem w celu uzyskania powtarzalnych dyspersji. Różni się ona od mocy wejściowej lub wyjściowej generatora podanej przez producenta, ponieważ jest to rzeczywista moc dostarczana do zawiesiny podczas sonikacji.26Wśród wielu metod obliczania efektywnej mocy dostarczonej najczęściej stosowaną metodą jest kalorymetria.26Jest to znana, prosta i wydajna metoda bezpośredniego pomiaru mocy efektywnej przekazywanej do zawiesiny.7W tej metodzie rejestruje się w czasie wzrost temperatury cieczy przy określonym ustawieniu sonikatora, a następnie oblicza się dostarczoną moc efektywną przy użyciu następującego równania:
Wzór na moc P=(dT/dt)MCp; analiza równania termodynamicznego.
gdzie P to dostarczona moc akustyczna (W), T to temperatura (K), t odpowiada czasowi (s), CP jest ciepłem właściwym cieczy (4,18 J/g·K dla wody), a M jest masą cieczy (g).

  1. Kalibracja dostarczanej mocy sondy ultradźwiękowej z uchwytem do probówek
    UWAGA: Metoda została zaadaptowana z pracy Taurozzi et al.7 i zaleca się następujące kroki.
    1. Umieść pustą plastikową probówkę na mikrowadze i wytaruj wagę.
    2. Napełnij probówkę 1,5 mL wody DI (rezystywność 18 MΩ·cm) i zapisz masę cieczy za pomocą wagi.
    3. Umieść probówkę w jednym z sześciu otworów w części o wysokiej intensywności uchwytu do probówek i zanurz sondę temperatury podłączoną do cyfrowego termometru, mocując ją za pomocą zacisku. Upewnij się, że sonda nie dotyka ścianek probówki i znajduje się około 2 cm poniżej powierzchni cieczy.
    4. Ustaw uchwyt do probówek na 24 kHz i 10 W (regulacja amplitudy na 50%) i pracuj w trybie ciągłym.
      UWAGA: Inne przetestowane tutaj ustawienia amplitudy to 70%, 90% i 10%.
    5. Rejestruj wzrost temperatury wody przez pierwsze 5 min w odstępach 30 s i upewnij się, że probówka lub cały zestaw nie przesuwają się.
    6. Stwórz w arkuszu kalkulacyjnym wykres zależności temperatury od czasu i wyznacz najlepsze dopasowanie liniowe dla krzywej za pomocą regresji metodą najmniejszych kwadratów.
    7. Wyznacz nachylenie wykresu (które stanowi wzrost temperatury w czasie) i oblicz dostarczoną moc zgodnie z Równaniem 1. Powtórz eksperyment trzy razy i oblicz wartość średnią.
    8. Powtórz procedurę z kroków 1.1.1 - 1.1.4 dla ustawień amplitudy 70%, 90% i 10%. Wartość mocy uzyskana za pomocą tej procedury jest podawana podczas procedury dyspersji.
  2. Kalibracja dostarczanej mocy kąpieli ultradźwiękowej
    1. Umieść pustą plastikową probówkę na mikrowadze i wytaruj wagę.
    2. Napełnij probówkę 1,5 mL wody DI (rezystywność 18 MΩ·cm) i zapisz masę cieczy za pomocą wagi.
    3. Umieść probówkę na środku kąpieli ultradźwiękowej, zanurzoną połową w wodzie i zabezpiecz ją zaciskiem. Zanurz sondę temperatury podłączoną do cyfrowego termometru za pomocą zacisku. Upewnij się, że sonda nie dotyka ścianek probówki i znajduje się około 2 cm poniżej powierzchni cieczy.
    4. Ustaw kąpiel ultradźwiękową na 40 KHz i 80 W i pracuj w trybie ciągłym.
    5. Rejestruj wzrost temperatury wody przez pierwsze 5 min w odstępach 30 s i upewnij się, że probówka lub cały zestaw nie przesuwają się.
    6. Stwórz w programie Excel wykres zależności temperatury od czasu i wyznacz najlepsze dopasowanie liniowe dla krzywej za pomocą regresji metodą najmniejszych kwadratów.
    7. Wyznacz w arkuszu kalkulacyjnym nachylenie wykresu (które stanowi wzrost temperatury w czasie) i oblicz dostarczoną moc zgodnie z Równaniem 1. Powtórz eksperyment trzy razy i oblicz wartość średnią. Wartość mocy uzyskana za pomocą tej procedury jest podawana podczas procedury dyspersji.

2. Procedura dyspersji w ośrodku wodnym z użyciem sondy ultradźwiękowej wyposażonej w uchwyt do probówek

  1. Odważ 2 mg każdego z wymaganych nanoproszków za pomocą czystej szpatułki do trzech czystych fiolek szklanych. Oznacz je jako fiolki 1, 2 i 3.
  2. Odmierz pipetą 1 mL wody DI i dodaj wzdłuż ścianek każdej fiolki. Przy pomocy czystego, cienkiego pręta szklanego przygotuj gęstą pastę, a następnie dodaj pozostałą wodę, aby uzyskać końcowe stężenie 0,2 mg/mL. W przypadku próbki hydrofobowej przeprowadź wstępne zwilżanie przy użyciu 1 mL 0,5% vol/vol etanolu, a następnie dodaj wodę DI do uzyskania wymaganego stężenia końcowego.
  3. Zamknij każdą fiolkę nakrętką i mocno wstrząśnij ruchem poziomym po okręgu, aby usunąć wszelki nanoproszek przywierający do ścianek fiolki.
  4. Umieść trzy fiolki w uchwycie do sondy ultradźwiękowej z zaciskiem i zastosuj pierwszą obróbkę sonikacyjną przez 2 min przy mocy 1,1 W w trybie impulsowym (1 s/1 s, co oznacza 1 s włączenia i 1 s wyłączenia). Spowoduje to wzrost temperatury dyspersji o około 4 °C.
  5. Wyjmij fiolkę 1 i pobierz pipetą odpowiednią ilość alikwotu z górnej części fiolki, a następnie rozcieńcz go wodą DI do stężenia 0,02 mg/mL. Scharakteryzuj rozcieńczoną dyspersję pod kątem wielkości, rozkładu wielkości cząstek, kształtu, aglomeracji oraz potencjału zeta, korzystając z zestawu komplementarnych technik, takich jak DLS, TEM, UV-vis i ELS (omówiono w Sekcji 4). Dokładnie zapisz i udokumentuj pomiary.
  6. Odczekaj 10 min po kroku 2.4, aby umożliwić ochłodzenie próbki i uniknąć gwałtownego wzrostu temperatury w układzie. Zastosuj drugą obróbkę sonikacyjną do fiolek 2 i 3 przez 4 min przy tych samych ustawieniach amplitudy i trybu impulsowego. Wyjmij fiolkę 2, powtórz krok 2.5 i udokumentuj odczyty po 6 min sonikacji.
  7. Odczekaj 10 min, zastosuj trzecią obróbkę sonikacyjną do fiolki 3 przez kolejne 4 min, a następnie wykonaj krok 2.5. Zapisz i udokumentuj pomiary po 10 min sonikacji (omówiono w Sekcji 4).
    UWAGA: Podczas pracy z zawiesinami nanocząsteczek należy nosić fartuchy laboratoryjne, rękawice i gogle. Podczas dłuższych eksperymentów sonikator musi być umieszczony w obudowie akustycznej, a podczas pracy w pobliżu źródła ultradźwięków należy stosować ochronniki słuchu o wysokim stopniu tłumienia.

3. Procedura dyspersji w medium wodnym z użyciem kąpieli ultradźwiękowej

  1. Za pomocą czystej szpatułki odważ 2 mg każdego z wymaganych nanoproszków do czterech czystych fiolek szklanych i oznacz je jako fiolki 4, 5, 6 i 7.
  2. Odpipetuj kilka kropel wody DI, dodaj je po ściankach każdej fiolki i za pomocą czystej, cienkiej szklanej rurki przygotuj gęstą pastę. Następnie dodaj resztę wody, aby uzyskać końcowe stężenie 0,2 mg/mL w każdej fiolce.
    UWAGA: W przypadku próbki hydrofobowej wstępne zwilżanie przeprowadza się przy użyciu 1 mL 0,5% obj./obj. etanolu, a następnie dodaje wodę DI do uzyskania wymaganego stężenia końcowego.
  3. Zamknij każdą fiolkę nakrętką i energicznie wstrząśnij, wykonując poziome ruchy okrężne, aby usunąć nanoproszek przywierający do ścianek fiolki.
  4. Umieść cztery fiolki na środku kąpieli ultradźwiękowej tak, aby były zanurzone w wodzie do połowy, i przeprowadź pierwszą sonikację przy mocy 80 W przez 15 min w temperaturze pokojowej. Spowoduje to wzrost temperatury dyspersji o około 3 °C.
  5. Wyjmij fiolkę 4 z kąpieli ultradźwiękowej, pobierz odpowiednią ilość alikwotu z górnej części fiolki, rozcieńcz go wodą DI do stężenia 0,02 mg/mL i przeprowadź charakterystykę próbki pod kątem wielkości, rozkładu wielkości cząstek, kształtu, aglomeracji oraz potencjału zeta, wykorzystując szereg komplementarnych technik, takich jak DLS, TEM, UV-vis i ELS (omówiono w sekcji 4). Zapisz i udokumentuj wyniki pomiarów.
  6. Wymień wodę w kąpieli ultradźwiękowej i przeprowadź drugą sonikację fiolek 5, 6 i 7 przez kolejne 15 min przy tych samych ustawieniach (80 W). Wyjmij fiolkę 5, wykonaj charakterystykę zgodnie z krokiem 3.5 i udokumentuj odczyty po 30 min sonikacji.
  7. Wymień wodę w kąpieli ultradźwiękowej (aby uniknąć dalszego wzrostu temperatury) i przeprowadź trzecią sonikację fiolek 6 i 7 przez kolejne 30 min przy tych samych ustawieniach, z krótką przerwą na ponowną wymianę wody po 15 min. Wyjmij fiolkę 6 i postąp zgodnie z krokiem 3.5. Zapisz i udokumentuj pomiary po 1 h sonikacji.
  8. Wymieniaj wodę w kąpieli ultradźwiękowej co 15 min i przeprowadź czwartą sonikację fiolki 7 przez kolejną godzinę, utrzymując stałe ustawienia. Wyjmij fiolkę 7 i przeprowadź pełną charakterystykę zgodnie z krokiem 3.5, a następnie zapisz pomiary po 2 h sonikacji.

4. Charakterystyka rozproszonych próbek w różnych punktach czasowych

  1. Charakterystyka rozmiaru za pomocą DLS27
    1. Uruchom oprogramowanie DLS. Utwórz plik pomiaru rozmiaru, który można dostosować do konkretnego nanomateriału (w tym do wzorca), wykorzystując wartość współczynnika załamania światła z instrukcji Malvern. Ponadto wprowadź pozostałe dane wymagane przez oprogramowanie, takie jak wartości absorpcji i lepkości, a także rodzaj dyspergentu.
    2. Wprowadź warunki eksperymentu dla próbki, takie jak np. 2 min czas równoważenia, 20 °C temperatura, typ kuwety jako jednorazowa kuweta o małej objętości oraz uruchomienie eksperymentu w trybie automatycznym. Należy wybrać Plik|Zapisz (zapisać pod wybraną nazwą).
    3. Wybierz „File|Open new measurement” i przeprowadź test weryfikacyjny DLS, używając standardowych kulek lateksowych o nominalnej wielkości 10 nm, aby ocenić wydajność urządzenia.
      1. Należy użyć jednorazowej kuwety o małej objętości. Należy wprowadzić 1 ml próbki za pomocą strzykawki lub pipety, aby uniknąć powstania pęcherzyków powietrza.
        UWAGA: Przed użyciem należy przemyć kuwety etanolem i wodąy dejonizowaną (DI).
      2. Włóż kuwetę do urządzenia. Kliknij przycisk „start” w panelu pomiaru pliku. Należy pamiętać, że spowoduje to equilibrację próbki przez 2 min, a następnie wykonanie pomiarów w 20 °C.
        UWAGA: Jeśli próbki były wcześniej przechowywane w lodówce, należy dopuścić do ich ogrzania do temperatury pokojowej przed użyciem.
      3. Zabierz co najmniej pięć pomiarów w trybie automatycznym, a następnie oblicz średnią z pomiarów w celu określenia rozmiaru, zaznaczając wszystkie wyniki i klikając „average” w górnym panelu. Eksportuj dane do programu Excel w celu przeprowadzenia dalszej analizy.
      4. Średnicę hydrodynamiczną należy podać jako średnią Z (Z-average), przy czym w przypadku rozkładu monomodalnego szerokość PdI reprezentuje odchylenie standardowe średniej Z.28W przypadku wystąpienia znaczącej rozbieżności między średnią Z i średnią z rozkładu wielkości ważonego natężeniem, co wskazuje na polidyspersyjność lub aglomerację, podaje się wynik średniej z rozkładu wielkości ważonego natężeniem wraz z komentarzem dotyczącym stanu próbki.
      5. Powtórzyć krok 4.1.3 dla nowych pomiarów.
        UWAGA: DLS nie jest odpowiednią techniką do analizy próbek nieidealnych. Przez próbki nieidealne rozumiemy próbki zawierające cząstki niesferyczne o wysokiej polidyspersyjności, ulegające intensywnej aglomeracji lub sedymentacji. itd. Powtórne pomiary mogą prowadzić do uzyskania niedokładnych wyników z powodu sedymentacji lub opadania cząsteczek. W takich przypadkach zaleca się zastosowanie innych uzupełniających technik, takich jak wirowanie dyskowe, które umożliwia jakościową ocenę dyspersji.
  2. Rozkład wielkości cząstek metodą wirowania dyskowego
    1. Uruchom oprogramowanie CPS. Wybierz „Procedure definition”, wprowadź w górnej części nazwę przykładowego SOP i uzupełnij parametry próbki, takie jak średnica minimalna i maksymalna, gęstość cząstek, współczynnik załamania światła, absorpcja oraz współczynnik niesferyczności.29.
      1. Na przykład dla nanocząsteczek ZnO wpisz 0,1 mikrona i 1,0 mikrona odpowiednio w polach średnicy minimalnej i maksymalnej, 5,61 g/ml w polu gęstości cząsteczek, 2,1 w sekcji współczynnika załamania światła, 0,01 w polu absorpcji cząsteczek oraz 1 w sekcji niesferyczności.
    2. Wypełnij szczegóły wzorca kalibracyjnego na podstawie wzorca PVC dla średnicy piku 0.377 µm z gęstością cząstek 1,385 g/ml. Należy również uzupełnić parametry cieczy (sukroza, gęstość cieczy 1,04 g/ml oraz współczynnik załamania światła cieczy 1,35), a następnie nazwać i zapisać procedurę.
    3. Wybierz odpowiednią procedurę (SOP zapisaną w kroku 4.2.1), wstrzyknij pierwszy poziom gradientu – 1,6 ml sacharozy (24%) – przez otwór w dysku i naciśnij przycisk „start”.
      UWAGA: Rola sacharozy polega w tym przypadku na wytworzeniu gradientu gęstości wewnątrz dysku podczas wirowania ze stałą prędkością. Pozwala to na automatyczne obliczenie prędkości dysku w zależności od zakresu wielkości.
    4. Należy poczekać, aż oprogramowanie osiągnie automatycznie obliczoną prędkość obrotową RPM (rotations per minute). Stabilizację sedymentacji należy przeprowadzić poprzez wstrzyknięcie gradientu sacharozy (8% o niskiej gęstości i 24% o wysokiej gęstości, patrz Tabela 1), łącznie 1,6 ml objętości przy każdym powtórzeniu, zaczynając od roztworu o najwyższej gęstości, a kończąc na roztworze o najniższej gęstości.
      UWAGA: Tutaj roztwór sacharozy 8% oznaczamy jako niski, a roztwór sacharozy 24% jako wysoki. Są one mieszane w następujących objętościach (całkowita objętość każdego razie wynosi 1,6 ml) i wstrzykiwane do krążka jeden po drugim, aż do utworzenia gradientu.
      1. Następnie wstrzyknij 1,0 ml płynu z dodekanu, który pomaga utrzymać gradient wewnątrz dysku przez co najmniej 6 h. Pozostaw wirówkę dyskową na 1 h w celu przeprowadzenia ekwilibracji.
    5. Wybierz opcję „Operate analyzer”, wprowadź identyfikator próbki i naciśnij start. Za pomocą strzykawki o objętości 1 ml wstrzyknij 0,2 ml standardu do dysku, jednocześnie naciskając spację. Następnie wstrzyknij 0,2 ml próbki, jednocześnie naciskając spację. Poczekaj na zakończenie pomiaru, a następnie kliknij „next sample”.
    6. Użyj oprogramowania systemu sterowania wirówką dyskową do pozyskania i przetworzenia danych. W tym celu kliknij „retrieve distribution” i wybierz nazwę próbki; otworzy to wykres rozkładu wielkości cząstek dla danej próbki. Eksportuj dane do arkusza kalkulacyjnego.
  3. Badanie stabilności dyspersji z wykorzystaniem spektroskopii UV-vis
    UWAGA: Spektroskopia UV-vis jest często wykorzystywana do badania stabilności zawiesiny i agregacji poprzez uważną obserwację zmian natężenia piku, skośności widma, kształtu widma, a także przesunięcia długości fali w widmie absorpcyjnym.4Szczegółowe kroki przedstawiają się następująco.
    1. Uruchom oprogramowanie spektrofotometru UV-Vis i kliknij „spectrum scan”.30.
    2. Należy użyć standardowej kuwety kwarcowej (półmikrokubeta kwarcowa prostokątna 10 mm, 190–270 nm). Za pomocą pipety należy wprowadzić od 2 do 3 ml próbki.
      1. Przed użyciem należy myć kuwety w 50% kwasie azotowym przez 10 min, a następnie trzykrotnie przepłukać wodą oczyszczoną. Następnie należy przepłukać je acetonem, usunąć nadmiar cieczy i pozostawić do wyschnięcia na powietrzu.
    3. W karcie długości fali należy ustawić zakres pomiarowy instrumentu od 70 nm do 20 nm, klikając przycisk „Instrument” w górnej części panelu oprogramowania, a następnie wybierając opcję „set wavelength”.
    4. Kliknij „baseline”. Odejmij tło z każdego widma, używając odpowiadającej mu „próbki ślepej”. t. j., kuwetę wypełnioną wyłącznie medium dyspergującym, którym w tym przypadku jest woda.
      UWAGA: W przypadku próbek hydrofobowych jako medium dyspergujące stosuje się podobny stosunek etanolu do wody.
    5. Zarejestruj co najmniej trzy poszczególne widma dla każdej próbki, klikając „Instrument| Property” i wpisując „3” w polu liczby widm. Do analizy przyjmij wartości średnie. Zapisz dane i wyeksportuj je do dalszej analizy.
  4. Pomiary potencjału zeta przy użyciu ELS
    1. Uruchom oprogramowanie DLS. Utwórz plik pomiaru potencjału zeta, który można dostosować do konkretnego nanomateriału, wykorzystując wartość współczynnika załamania światła z instrukcji Malvern. Wprowadź pozostałe informacje, które można wprowadzić do oprogramowania. np., absorpcję, lepkość oraz rodzaj dyspergenta, zgodnie z ustawieniami w zakładce sample setting. Kliknij „File|Save” (Plik|Zapisz) i zapisz plik pod wybraną nazwą.
    2. Kliknij „Plik|Otwórz nowy pomiar” i zweryfikuj działanie instrumentu, używając wzorca odniesienia DTS 1235 (wzorzec potencjału zeta). Jest to wzorzec lateksu polistyrenowego w buforze wodnym o pH 9, o potencjale zeta wynoszącym -42 ± 4,2 mV.
    3. Przygotować próbkę w strzykawce o pojemności co najmniej 1 ml. Do pomiarów potencjału zeta należy użyć jednorazowej składanej celi kapilarnej z elektrodą po każdej stronie. Ostrożnie wstrzyknąć próbkę do celi kapilarnej przez jeden z jej portów, upewniając się, że nie powstały pęcherzyki powietrza.
      1. Gdy próbka zacznie wypływać z przeciwległego końca, należy włożyć korki i usunąć wszelki płyn, który mógł przedostać się na elektrody. Kuwety należy dokładnie oczyścić etanolem i wodą dejonizowaną (DI).
    4. Wprowadzić zgiętą kuwetę kapilarną do urządzenia. Równoważyć przez 2 min, a następnie wykonać pomiary w 200 °C chyba że określono inaczej. Jeśli próbki dyspersji były wcześniej przechowywane w lodówce, należy doprowadzić je do temperatury pokojowej przed użyciem.
    5. Należy zebrać co najmniej pięć pomiarów w trybie automatycznym i podać uśrednioną wartość potencjału zeta. Wyeksportować dane i przeprowadzić analizę.17,18 (zazwyczaj wartość potencjału zeta poniżej -25 mV i powyżej 25 mV jest uznawana za stabilną), a następnie interpretuje się wyniki w trybie online lub offline.
  5. Charakterystyka morfologiczna z wykorzystaniem TEM
    1. Do przygotowania próbek należy wykorzystać siatki (30 mesh) z filmem z dziurawego węgla (holey carbon). Na czystą siatkę należy nanieść kroplę dyspersji próbki (około 0,1 ml, 0,02 mg/ml).
    2. Pozostawić próbkę do wyschnięcia w warunkach otoczenia, utrzymując siatki pod przykryciem w celu zapobiegania kontaminacji z powietrza.
    3. Przemyć siatki wodą ultrapurystyczną w celu usunięcia efektów wysychania, a następnie poddać obrazowaniu TEM.
      UWAGA: Dodanie kropli dyspersji na siatkę zwiększa stężenie cząstek na jej powierzchni, co prowadzi do wystąpienia oddziaływań przyciągających między cząstkami. Nierównomierne wysychanie może prowadzić do powstania artefaktów. Krótkie płukanie wodą ultrapure eliminuje to ryzyko i sprzyja jednorodnemu wysychaniu siatek.31.
    4. Należy pozyskać obrazy w formacie dm3, a następnie poddać je analizie offline przy użyciu oprogramowania do TEM.
      UWAGA: Obrazy mogą służyć do wyciągania uzupełniających wniosków dotyczących wielkości, struktury i kształtu cząsteczek. Pliki są konwertowane do formatu tiff, w którym można przeprowadzić ilościową analizę takich właściwości jak kształt i rozmiar.

Wyniki

Dane kalorymetryczne przedstawiające wzrost temperatury w czasie podczas obu typów sonikacji pokazano na Rysunku 2. Obliczono, że efektywna moc akustyczna dostarczana do dyspersji w sonikatorze zakończonym mikrosondą (źródło mocy 200 W) wynosi 0,55 ± 0,05 W przy amplitudzie 50%, 0,75 ± 0,04 W przy amplitudzie 70%, 1,09 ± 0,05 W przy amplitudzie 90% oraz 1,15 ± 0,05 W przy amplitudzie 50%, natomiast dla ultradźwiękowej łaźni (źródło mocy 80 W) wynosi 0,093 ± 0,04 W przy ustawieniu 100%. Wynik ten jest zgodny z wcześniejszymi publikacjami, które wykazują, że moc wyjściowa sonikatorów jest znacznie mniejsza niż moc dostarczana do zawiesin poddawanych obróbce32,33,34.

Wykres temperatury sonifikacji w funkcji czasu; dopasowanie liniowe dla analizy ultradźwiękowej łaźni A%.
Rycina 2. Dane kalorymetryczne przedstawiające wzrost temperatury w czasie trwania sonifikacji przy użyciu (A) sondy ultradźwiękowej wyposażonej w przetwornik do fiolki oraz (B) łaźni ultradźwiękowej. Efektywna moc akustyczna dostarczana do dyspersji przez sondę ultradźwiękową wyposażoną w przetwornik do fiolki (źródło mocy 200 W) wynosi 0,55 ± 0,05 W przy amplitudzie 50%, 0,75 ± 0,04 W przy amplitudzie 70%, 1,09 ± 0,05 W przy amplitudzie 90% oraz 1,15 ± 0,05 W przy amplitudzie 50%, natomiast dla łaźni ultradźwiękowej (źródło mocy 80 W) wynosi 0,093 ± 0,04 W przy ustawieniu 100%. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Wyniki związane z różnymi dyspersjami nanomateriałów otrzymanymi za pomocą różnych protokołów podsumowano w Tabeli 2. Wyniki pokazują zmienność jakości dyspersji (mierzoną metodami DLS, ELS i TEM) w zależności od różnych dyspersji nanomateriałów otrzymanych przy użyciu różnych warunków sonikacji. Jak oczekiwano, zmienność danych zależy od kilku czynników, takich jak rodzaj nanomateriału, czas sonikacji oraz od tego, czy w protokole zastosowano sonikację sondową, czy kąpiel ultradźwiękową. Widma UV-vis uzyskane dla każdego nanomateriału przedstawiono na Rysunku 3 i Rysunku 4, a wyniki DLS pokazano na Rysunku 5 i Rysunku 6.

Celem Tabeli 2 jest nie tylko pokazanie stopnia zmienności danych, ale także umożliwienie określenia zoptymalizowanego protokołu dyspersji dla danej dyspersji nanomateriału. Gdyby takie dyspersje miały być wykorzystane jako część metody badawczej w nanotoksykologii, wówczas idealnym rozwiązaniem byłaby stabilna dyspersja (najlepiej o wartości co najmniej ± 30 mV), niewielki współczynnik polidyspersyjności (PdI) wskazujący na wąski rozkład wielkości cząstek (najlepiej z wartością PdI nie przekraczającą 0,2) oraz mała średnia wielkość cząstek według DLS, co świadczyłoby o rozpadzie dużych aglomeratów. W tym przypadku średnia Z definiowana jest jako średnia wielkość oparta na intensywności sygnału cząstek nanometrycznych, natomiast PdI to miara szerokości całkowitego rozkładu wielkości cząstek (opisane powyżej we Wprowadzeniu).

NMKod próbkiCzas sonikacjiRozmiar według DLS (nm)Wskaźnik polidyspersji (PdI)Potencjał zeta (mV)
Tlenek ceruCeO2_powder0396±1300.763±0.10017.2±0.4
CeO2_B_15min15 min128±40.231±0.01539.2±1.0
CeO2_B_30min30 min117±50.210±0.00838.1±0.5
CeO2_B_1h1 h95±30.209±0.01246.5±0.5
CeO2_B_2h2 h92±20.203±0.00746.5±1.4
CeO2_P_2min2 min126±70.218±0.00528.8±0.7
CeO2_P_6min6 min131±20.209±0.01440.5±0.7
CeO2_P_10min10 min122±10.184±0.01444.4±1.3
Tlenek cynku (hydrofilowy)ZnO_NM110 powder01410±1200.786±0.15017.1±0.5
ZnO_NM110_B15 min239±20.130±0.02425.4±1.0
_15min
ZnO_NM110_B30 min251±20.166±0.02021.6±0.3
_30min
ZnO_NM110_B1 h310±80.162±0.02521.0±0.2
_1hr
ZnO_NM110_B2 h274±30.243±0.01425.2±0.7
_2hr
ZnO_NM110_P2 min377±200.267±0.02521.7±0.4
_2min
ZnO_NM110_P6 min885±700.276±0.0238.6±0.6
_6min
ZnO_NM110_P10 min1074±880.673±0.05811.2±1.4
_10min
Tlenek cynku (hydrofobowy)ZnO_NM111_0758±860.823±0.006-14.6±0.7
powder
ZnO_NM111_15 min384±950.399±0.074-17.5±1.0
B_15min
ZnO_NM111_30 min282±350.361±0.009-22.4±0.5
B_30min
ZnO_NM111_1 h296±180.379±0.031-22.8±0.5
B_1hr
ZnO_NM111_2 h280±540.366±0.031-23.7±1.0
B_2hr
ZnO_NM111_2 min227±90.402±0.03219.8±0.8
P_2min
ZnO_NM111_6 min340±580.477±0.026-21.1±0.2
P_6min
ZnO_NM111_10 min370±720.626±0.065-21.8±0.8
P_10min
CNTA32_powder2 min306±50.279±0.029-23.7±0.5
A32_B_15min15 min250±30.200±0.007-18.0±0.4
A32_B_30min30 min255±20.282±0.036-20.2±1.1
A32_B_1hr1 h230±30.226±0.021-21.7±0.5
A32_B_2hr2 h267±30.337±0.019-20.6±0.6
A32_P_2min2 min255±40.217±0.011-22.5±0.4
A32_P_6min6 min245±90.328±0.029-23.6±0.8
A32_P_10min10 min254±40.313±0.029-23.6±0.5
CNTA106_powder2 min580±180.305±0.070-35.9±1.0
A106_B_15min15 min573±180.404±0.016-29.5±1.0
A106_B_30min30 min479±110.363±0.013-28.8±1.4
A106_B_1hr1 h566±220.461±0.054-25.0±0.7
A106_B_2hr2 h477±100.311±0.027-26.8±0.5
A106_P_2min2 min300±580.473±0.053-29.8±1.0
A106_P_6min6 min390±100.359±0.022-40.7±0.5
A106_P_10min10 min300±850.511±0.134-24.5±0.7
SrebroAg_cit072±500.462±0.258-38.7±1.3
Ag_B_15min15 min25±10.489±0.008-39.8±2.2
Ag_B_30min30 min25±10.532±0.036-30.7±2.8
Ag_B_1hr1 h25±10.542±0.028-39.2±1.7
Ag_B_2hr2 h28±50.387±0.015-35.8±1.8
Ag_P_2min2 min29±10.300±0.025-42.0±2.9
Ag_P_6min6 min26±20.263±0.017-40.4±1.5
Ag_P_10min10 min25±20.251±0.011-47.3±1.4

Tabela 2. Podsumowanie wyników dyspersji NM w wodzie. Litera „P” w kodach próbek oznacza dyspersję przeprowadzoną za pomocą sonikatora z zatapialnym mikrorogiem ultradźwiękowym wyposażonym w podstawkę do fiolki, a litera „B” w kodzie próbki oznacza dyspersję przeprowadzoną za pomocą łaźni ultradźwiękowej. Wszystkie pomiary wykonano przy stężeniu 0,02 mg/mL. Sonikacja w czasie 0 oznacza zawiesinę niesonikowaną. czyli, po prostu energiczne wstrząsanie i mieszanie bez dodatkowej pomocy. CNT, które były całkowicie nierozpuszczalne i niemieszające się w wodzie dejonizowanej podczas wstrząsania fizycznego, poddano sonifikacji przez początkowe 2 min w sonikatorze kąpielowym i również o tym raportowano.

Wykresy absorbancji w funkcji długości fali; widma CeO2, ZnO; analiza spektroskopii absorpcji przejściowej.
Rysunek 3. Widma UV-vis (A) CeO2, (B) ZnO NM110 oraz (C) dyspersji ZnO NM111 w wodzie. Spektroskopia UV-vis służy do oceny stabilności zawiesiny i agregacji poprzez dokładne obserwowanie zmian intensywności pików, skośności widm, kształtu widm oraz przesunięcia długości fali w widmach absorpcyjnych. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Wykresy spektrum absorpcji; dane pomiaru wzbudzenia optycznego w czasie; analiza naukowa.
Rysunek 4. Spektra UV-vis: (A) CNT A106, (B) CNT A32 oraz (C) dyspersji Ag_citrate w wodzie. Spektroskopia UV-vis służy do oceny stabilności zawiesiny i agregacji poprzez dokładne obserwowanie zmian intensywności pików, skośności widm, kształtu widm oraz przesunięcia długości fali w spektrach absorpcji. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Analiza rozkładu wielkości cząstek; porównanie wykresów natężenia próbek CeO2/ZnO w funkcji rozmiaru.
Rysunek 5. Rozkład wielkości cząstek według natężenia uzyskany metodą DLS dla (A) CeO2, (B) ZnO NM110 oraz (C) dyspersji ZnO NM111 w wodzie. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Wykresy dynamicznego rozpraszania światła; Rozmiar cząstek w funkcji intensywności; Wyniki analizy nanocząstek.
Rysunek 6. Rozkład wielkości cząstek według intensywności uzyskany metodą DLS dla (A) nanorurek węglowych A106, (B) nanorurek węglowych A32 oraz (C) dyspersji Ag_citrate w wodzie. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

W przypadku zawiesiny nanomateriału CeO2 użycie sonifikacji skutkowało ogólnym zmniejszeniem się rozmiaru cząstek oraz wartości PDI. Bez zastosowania sonifikacji wyniki wykazały wielomodalny rozkład intensywności z wartością średniej Z (396 ± 130 nm) oraz bardzo wysoką wartością PdI równą 0,763 ± 0,100 (Tabela 2). Ponadto, dyspersja wykazuje wartość potencjału zeta wynoszącą 17,2 ± 0,4 mV. Należy zaznaczyć, że wartość PdI ≥0,5 wskazuje na silnie polidyspersyjną zawiesinę. W związku z tym próbkę poddano wirowaniu dyskowemu, a uzyskane dane dotyczące rozkładu wielkości potwierdziły niejednorodny i niezrównoważony charakter próbki (Rysunek 7a). Morfologia próbki oraz analiza rozmiaru za pomocą TEM dalszym potwierdziły, że cząstki w dyspersji są rzeczywiście silnie polidyspersyjne (Rysunek 8). Po rozproszeniu proszku przy użyciu ultradźwiękowej bani z częstotliwością 15 minut, zaobserwowano poprawę ogólnej jakości dyspersji. W szczególności poprawiła się stabilność (co widać po odpowiadającej jej wartości potencjału zeta) oraz monodyspersyjność. Wydłużenie czasu sonifikacji do 2 godzin doprowadziło do znacznej poprawy stabilności oraz węższego rozkładu rozmiaru cząstek (Tabela 2). Jasne jest, że im dłuższy czas sonifikacji w wanience, tym stopniowa poprawa jakości dyspersji, co widać po stopniowym zmniejszaniu się średnicy hydrodynamicznej i wartości PdI. Podobne wyniki uzyskano, gdy procedurę dyspersji przeprowadzono przy użyciu sondy ultradźwiękowej. Ogólnie rzecz biorąc, z użyciem sondy osiągnięto bardziej stabilny i jednorodny stan aglomeracji, co potwierdzają dane z DLS i TEM. Ciekawym spostrzeżeniem jest, że ultradźwiękowa wanna okazała się lepszą opcją niż sonda, ponieważ przy użyciu wanny można osiągnąć znacznie mniejszy średni rozmiar cząstek oraz znacznie wyższą wartość potencjału zeta niż przy użyciu sondy. Zaobserwowano, że w obu procedurach sonifikacji mikrografy TEM potwierdziły obecność różnych cząstek pierwotnych, w tym: sfer, sześcianów i wielościanów.

Wykres rozkładu wielkości cząstek; względna masa w funkcji średnicy, analiza w mikronach, porównanie danych.
Rysunek 7. Rozkład wielkości uzyskany metodą wirowania dyskowego dla (A) CeO2_powder oraz (B) dyspersji ZnO NM110_powder w wodzie po 0 min. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Obrazy TEM nanocząstek tlenku ceru; etapy syntezy; charakteryzacja strukturalna; nauka o materiałach.
Rycina 8. Obrazy TEM CeO2 ilustrujące wpływ sonikacji na jednorodność i stabilność próbek. Skala wynosi 100 nm dla każdego zdjęcia. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

W przypadku ZnO w dyspersjach stosuje się dwa typy ZnO czyli, nanomateriały ZnO o różnych profilach powierzchniowych, hydrofilowe (NM110) i hydrofobowe (NM111). Wyniki wskazują na podobne właściwości obu typów ZnO. W obu przypadkach brak sonikacji skutkuje niską jakością dyspersji, co wyraża się dużą średnią wielkością cząstek i wysoką polidyspersją. Dla NM110 średnia wielkość Z wynosi 1410 ± 120 nm, a PdI 0,786 ± 0,150; dla NM111 średnia wielkość Z wynosi 758 ± 86 nm, a PdI 0,823 ± 0,006. Dane dotyczące rozkładu wielkości cząstek uzyskane dla NM110 metodą dyskowej wirówkowania potwierdzają polidyspersję i niejednorodność próbkiRycina 7b). Wydaje się, że rozmiar i polidyspersja sonikowanego NM110 zmniejszają się po 15-minutowym działaniu w wannie ultradźwiękowej i osiągają optymalny poziom redukcji po 30 minutach sonikacji. Dłuższy czas sonikacji pokazuje ogólny wzrost danych dotyczących rozmiaru cząstek, co może wynikać z ponownej agregacji cząstek po ich wstępnej dezagregacji. Z drugiej strony, NM110 wykazuje jednorodne i stabilne rozproszenie po 2 minutach obróbki sondą ultradźwiękową. Jednak dłuższe cykle trwające 6 i 10 minut również wykazują wzrost wartości rozmiaru cząstek i PdI, co wskazuje na ponowną agregację cząstek. TEM (Rysunek 9 i Rycina 10) oraz UV-vis (Rycina 3b-c) potwierdzają dodatkowo stan jakości takiej dyspersji. Ciekawym spostrzeżeniem jest, że bardzo podobne wyniki obserwuje się w przypadku NM111 poddanego obróbce sonikatorem z wtrącaną sondą. Ponownie, podejście systematyczne wskazuje, że najlepsza dyspersja została osiągnięta po 2 minutach, ponieważ możliwe ponowne aglomeracja może występować w przypadkach 6 minut i 10 minut. Gdy zastosowano kąpiel ultradźwiękową, rozmiar cząstek dyspersji osiągnął pułap po 30 minutach sonifikacji; po tym czasie nie zaobserwowano dalszego wzrostu ani zmniejszenia się wielkości ani wartości polidyspersyjności. Ponadto mikrofotografie TEM uzyskane dla hydrofobowego NM111 wskazują na obecność różnych artefaktów oraz innych efektów wysychania na siatce TEMRysunek 10). To wskazuje, że nawilżenie wstępne etanolem lub innymi rozpuszczalnikami organicznymi może być pomocne przy przygotowywaniu dyspersji wodnych, jednak wystąpiły trudności podczas immobilizacji próbek hydrofobowych nanomateriałów na siatkach węglowych. Ogólnie rzecz biorąc, jeśli zostanie ustalony optymalny protokół dyspersji, który będzie określany przez najniższą odpowiadającą wartość PDI, to odpowiada to przypadkom ZnO_NM110_B1 h oraz ZnO_Nm111_B30 min dla hydrofilowego NM110 i hydrofobowego NM111, odpowiednio.

Tworzenie się nanocząstek tlenku cynku w różnych odstępach czasu; mikrografy TEM; charakterystyka nanostruktury.
Rysunek 9. Obrazy TEM nanomateriału ZnO NM110 ilustrujące wpływ sonikacji na jednorodność i stabilność próbki. Szerokość szkalowana to 100 nm dla każdej próbki. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Analiza nanopartikuli tlenku cynku metodą TEM; etapy wzrostu cząstek w różnych odstępach czasu; mikroskopia elektronowa.
Rycina 10. Obrazy TEM nanomateriału ZnO NM111 ukazujące wpływ sonikacji na jednorodność i stabilność próbki. Szerokość szkalowania wynosi 0,1 µm dla próbek ZnO_NM111_B_15 min, ZnO_NM111_B_1 h oraz ZnO_NM111_P_2 min i 0,2 µm dla pozostałych próbek. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

W przypadku nanorurek węglowych (CNT) wyniki pokazują, że takie nanomateriały nie są łatwo rozpraszalne w wodzie, w szczególności protokół dyspersji wymaga użycia mieszania fizycznego lub intensywnego wstrząsania. Dotyczy to zarówno wielościanowych nanorurek węglowych (MWCNTs), używanych w tym badaniu. Mikrografy TEM dla dyspersji A106 i A32 przeprowadzonych po 2 minutach i 15 minutach cyklu sonifikacji przedstawiono odpowiednio na Rysunku 11 i Rysunku 12. Wraz ze wzrostem czasu sonifikacji wyniki wskazują na pękanie nanorurek, co często prowadzi do zmian długości. Takie modyfikacje długości były widoczne zarówno w przypadku sonifikacji sondą, jak i ultradźwiękowej. Wyniki pokazują, że nanorurki A106 i A32 mogą być wystarczająco rozproszone po 2-minutowym zabiegu, jeśli stosuje się sondę ultradźwiękową. W tym kontekście wystarczająca dyspersja oznacza krytyczny próg czasu sonifikacji, przy którym wszystkie wiązki nanorurek węglowych (CNT) są rozwarstwione, a poszczególne rurki oddzielone35. Przy wydłużeniu czasu sonifikacji do 6 lub 10 minut wyniki wskazują na zmianę rozkładu długości oraz znacznie wyższą polidyspersyjność. Ponadto dane rozkładu wielkości oparte na intensywności z DLS (Rysunek 6a-b) oraz widma absorpcyjne z UV-vis (Rysunek 4a-b) potwierdzają również, że dyspersje CNT są bardzo wrażliwe na czas sonifikacji oraz na to, czy użyto sondy czy kąpieli. Zarówno nanorurki A106, jak i A32 wykazują szczyt absorpcji w zakresie od 253 do 310 nm, co jest typowe dla MWCNTs36. Wiadomo, że intensywność szczytu jest dobrym wskaźnikiem maksymalnej osiągalnej dyspersji w procesie dyspersji napędzanym sonifikacją MWCNTs. Widmo UV obu nanorurek A106 i A32 wskazuje, że cykl sonifikacji trwający 2 minuty i 15 minut jest optymalny dla zawiesiny. Przy przedłużonej sonifikacji szczyt poszerza się, jego intensywność zmniejsza się, a niszczenie próbki sygnalizowane jest przez przesunięcie widma absorpcyjnego i asymetrię widmową (powstawanie ramion szczytu).

Obrazy mikroskopowe ewolucji nanostruktur w czasie; eksperyment analizy materiału.
Rysunek 11. Obrazy TEM nanorurek węglowych A106 pokazujące wpływ sonikacji na jednorodność i stabilność próbek. Skala wynosi 200 nm dla każdej próbki. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Wizualizacja procesu polimeryzacji; mikroskopia elektronowa transmisyjna; tworzenie się włókien w kolejnych etapach czasowych.
Rysunek 12. Obrazy TEM nanorurek węglowych A32 pokazujące wpływ sonikacji na jednorodność i stabilność próbek. Skala wynosi 200 nm dla każdej próbki. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

W celu umożliwienia częściowego porównania dane porównano z komercyjnie dostępną zawiesiną cytrynianowo stabilizowanych cząstek Ag (nominalny średnica 10 nm, 0,02 mg/mL). Dane charakteryzujące próbę wskazują na silne aglomerowanie oraz dużą polidyspersję. Dane DLS wykazują rozkład wielomodalny ze średnicą hydrodynamiczną 72 ± 50 nm oraz wysokim PdI wynoszącym 0,46 ± 0,26 (Rysunek 6c). Analiza morfologiczna za pomocą TEM (Rysunek 13) oraz szerokie pasmo rezonansu plazmonowego powierzchniowego (SPR) (absorpcja przy 418 nm w zakresie widzialnym) uzyskane metodą UV-vis (Rysunek 4c) potwierdzają dalej charakter silnie polidyspersyjny próbki. Ciekawym spostrzeżeniem jest, że obróbka ultradźwiękowa w wannie poprawia stabilność dyspersji i wartość PdI, jednak tylko wtedy, gdy zastosuje się wystarczająco długi czas sonikacji; potrzebne są 2 godziny sonikacji, aby uzyskać rozmiar cząstek w DLS wynoszący 28 ± 5 nm oraz PdI 0,387 ± 0,015 (Tabela 1). Natomiast, jeśli zamiast wanny zastosuje się sondę ultradźwiękową, jednorodność i stabilność próbki znacząco się poprawia już po 2 minutach sonikacji, co prowadzi do uzyskania rozmiaru cząstek w DLS wynoszącego 29 ± 1 nm, PdI 0,300 ± 0,025 oraz potencjału zeta (ZP) -42 ± 3 mV. Poprawa jakości dyspersji jest widoczna również przy czasie sonikacji do 10 minut, kiedy zaobserwowano rozmiar cząstek w DLS wynoszący 25 ± 2 nm, PdI 0,251 ± 0,011 oraz ZP -47,3 ± 1,4 mV. W tym przypadku, po 10 minutach sonikacji z użyciem vial tweeter, wartość PdI maleje, a potencjał zeta rośnie. Odpowiednie mikrografy TEM uzyskane dla tych czasów potwierdzają również poprawę jednorodności próbki po zastosowaniu odpowiednich protokołów sonikacji. W obrazach TEM widać szybką poprawę jednorodności i rozproszenia cząstek. Próbka sonikowana przez 2 minuty wykazuje pewne aglomeraty w porównaniu do pojedynczych cząstek sonikowanych przez 10 minut przy użyciu vial tweeter.

Obrazy TEM pokazujące agregację nanocząstek srebra w czasie; analiza dyspersji cząstek.
Rysunek 13. Obrazy TEM komercyjnych nanocząstek srebra (Ag NPs) ilustrujące wpływ sonikacji na jednorodność i stabilność próbek. Skala wynosi 200 nm dla każdej próbki. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Wysokie (mL)Niskie (mL)
1.40.2
1.20.4
10.6
0.80.8
0.61
0.41.2
0.21.4
01.6

Tabela 1. Mieszanie gradientu gęstości sacharozy dla całkowitej objętości 1,6 mL. Tutaj oznaczamy roztwór sacharozy o stężeniu 8% jako niski, a roztwór sacharozy o stężeniu 24% jako wysoki. Są one mieszane w następujących objętościach (całkowita objętość za każdym razem 1,6 mL) i wprowadzane po kolei do dyszy w kształcie stożka, aż powstanie gradient.

Dyskusja

Ostatecznym celem badań jest opracowanie strategii, która pozwoliłaby na określenie optymalnych warunków sonikacji do wykonania dyspersji wybranej liczby nanomateriałów w wodzie. W tym miejscu podjęto próbę dokładnego udokumentowania kroków i parametrów protokołu podczas sonikacji, aby wypełnić luki zidentyfikowane wcześniej w przeglądach, a także postępować zgodnie z zaleceniami wydanymi w ciągu ostatnich15 lat. Optymalne warunki dyspersji określa się poprzez scharakteryzowanie dyspersji po każdym cyklu sonikacji oraz sprawdzenie stabilności i jednorodności próbki. Wpływ procedur sonikacji i stan stabilności ocenia się na podstawie charakterystycznych zmian w kluczowych właściwościach fizykochemicznych nanomateriałów, określonych za pomocą różnych technik analitycznych: DLS, ELS, UV-VIS i TEM. Obecny protokół jest dostosowaną metodologią dyspersji nanomateriałów z wcześniejszej literatury i innych projektów badawczych 21,22,37,38,39 z pewnymi modyfikacjami i udoskonaleniami odnoszącymi się do kluczowych luk, etapów i możliwości ich zastosowania do szerszych nanomateriałów o podobnym profilu powierzchniowym 7 . Konieczne są jednak staranne dostosowania w odniesieniu do czasu ich sonikacji, siły i rodzaju ich zastosowania do innych nanomateriałów. Konieczne są również dalsze prace w celu ustalenia korelacji między procedurą sonikacji a aktywnością biologiczną nanomateriałów. Sześć różnych rodzajów dyspersji nanomateriałów jest ocenianych i porównywanych, przede wszystkim pod kątem ich stabilności, przy użyciu kąpieli ultradźwiękowej i sondy ultradźwiękowej wyposażonej w głośnik wysokotonowy w fiolce w określonych punktach czasowych. Aby utrzymać czystość zawiesiny i wszelkie niezamierzone zmiany spowodowane zanieczyszczeniem, unika się tutaj sonikacji sondy. W głośniku wysokotonowym fiolki mogą pozostać zamknięte. Eliminuje to wszelkie zanieczyszczenie krzyżowe próbek.

Kalibracja sonikatorów jest kluczowym czynnikiem, ponieważ dostępnych jest szereg sonitorów o różnych częstotliwościach, amplitudzie i mocach. Aby określić efektywną energię akustyczną dostarczaną do zawiesiny, kalibrację sonikatorów przeprowadza się za pomocą kalorymetrii. Moc akustyczna dostarczana dla ustawienia amplitudy 70% dla głośnika wysokotonowego w fiolce, jak również dla ustawienia 100% kąpieli ultradźwiękowej, wynosi odpowiednio <1 W (odpowiednio 0,75 ± 0,04 W i 0,093 ± 0,04 W). Jednak moc wyjściowa wskazana przez producentów dla głośnika wysokotonowego w fiolce i sonografu kąpielowego wynosi odpowiednio 200 W i 80 W. Wskazuje to, że pomimo dużej mocy źródła, większość energii jest tracona podczas wytwarzania pęcherzyków kawitacyjnych, a tylko niewielka część jest faktycznie dostarczana do dyspersji podczas obróbki26. Ostatnie badania podkreśliły znaczenie kawitacyjnej kontroli pomiarowej w porównaniu z mocą wejściową sonikatora dla lepszej kontroli dyspersji podczas sonikacji8. Metodologia ta wydaje się obiecująca w zakresie kontrolowanej dyspersji bardzo delikatnych nanomateriałów, takich jak nanorurki węglowe, i jest zalecana do przyszłych badań.

Każda technika zastosowana w badaniu opiera się na innych zasadach, z ograniczeniami dla wszystkich. DLS nie jest idealną techniką dla zawiesin niesferycznych, jak również systemów o wysokiej polidyspersji. W takich warunkach DCS jest zalecany ze względu na wysoką rozdzielczość, dokładność i precyzję40. DCS może całkowicie oddzielić bardzo wąskie piki rozkładu rozmiarów, które różnią się zaledwie o 3%. TEM zapewnia bezpośrednie obrazy wizualne nanocząstek i jest doskonałym narzędziem do określania agregacji, dyspersji, rozmiaru i kształtu cząstek, ale technika ta wymaga suszenia próbki, co może prowadzić do artefaktów41. Można to wyeliminować, myjąc kratki ultraczystą wodą, jak omówiono w kroku 4.5.3.

Metodologia podkreśla między innymi kilka krytycznych etapów, takich jak rodzaj fiolek użytych w protokole, głębokość zanurzenia i położenie fiolek w kąpieli ultradźwiękowej, a także głośnika wysokotonowego fiolki. Ważnym parametrem jest kontrola temperatury układu podczas mieszania. Zaleca się częste wymiany wody w kąpieli ultradźwiękowej i tryb pulsacyjny w przypadku głośnika wysokotonowego w fiolce, aby uniknąć gromadzenia się ciepła podczas sonikacji, a tym samym uniknąć jakichkolwiek zmian próbki. Etap wstępnego zwilżania próbek hydrofobowych, takich jak tlenek, pomaga w dyspersji cząstek, ale może wywołać pewne niepożądane zmiany. Czas i energia sonikacji powinny być wystarczająco wysokie, aby zdeaglomerować cząstki, ale nie na tyle, aby spowodować ich rozbicie. Wyniki wskazują, że pękanie aglomeratu zależy od rodzaju cząstek.

Nasze odkrycia podkreślają znaczenie posiadania szczegółowego protokołu dyspersji, ponieważ wyniki pokazują, że kluczowe właściwości fizykochemiczne mogą potencjalnie ulec zmianie podczas procesu sonikacji, zgodnie z takimi czynnikami, jak typ sonikatora, czas trwania sonikacji i moc wyjściowa. Wyniki wykazały, że integralność próbki jest potencjalnie zagrożona przy mieszaniu o większej intensywności. Wyniki pokazują, że CNT są bardzo wrażliwe na mieszanie, więc istnieje duże prawdopodobieństwo, że pęknięcia wystąpią, gdy czas trwania i siła sonikacji zostaną zmienione. Bliskie optymalnym ustawieniom dyspersji CNT są 2 - 15 minut w kąpieli ultradźwiękowej i tylko 2 minuty przy użyciu sondy ultradźwiękowej. Jednak ultradźwięki nadal mogły spowodować pewne skrócenia nanorurek, których nie można tutaj dokładnie określić ilościowo. DLS może nie być idealną techniką do charakteryzowania CNT, ale nadal może zapewnić średnicę hydrodynamiczną dla nanorurek, a dane te mogą być pouczające o różnicach w rozkładach długości CNT wśród różnych próbek 16,42,43. Wcześniejsze badania pokazują, że protokół dyspersji CNT może być znacznie ulepszony przez dodanie środków powierzchniowo czynnych, ponieważ cząsteczki środka powierzchniowo czynnego są absorbowane na monowarstwie nanorurek, zapewniając w ten sposób barierę dla pękania w wyniku sonikacji 35,44. Nie można tego jednak bezpośrednio porównać z obecnym protokołem, ponieważ w tym przypadku nie występują żadne środki powierzchniowo czynne. Należy zauważyć, że zapewnienie rozkładu długości i wielkości w przypadku nanorurek węglowych jest bardzo ważne, ponieważ proporcje są często skorelowane z pewną reakcją toksykologiczną. W przeciwieństwie do tego, CeO2 dał inne wyniki w porównaniu z CNT, w których wydłużony czas sonikacji przy użyciu kąpieli ultradźwiękowej lub sondy prowadzi do powstawania cząstek pierwotnych. Różnica w wynikach między przypadkami CNT i CeO2 podkreśla znaczenie dostosowania protokołów dyspersji, np. optymalizacji czasu sonikacji i mocy wyjściowej, zgodnie z materiałem wyjściowym, tj. rodzajem proszków nanomateriałów. Każdy rodzaj próbki proszku nanomateriału jest inny, ponieważ w samym proszku będzie występował inny stopień aglomeracji. W niektórych przypadkach proces deaglomeracji z powodzeniem doprowadził do deaglomeracji aż do poziomu cząstek pierwotnych, co widać po pojawieniu się innych kształtów cząstek na obrazach TEM, które nie były widoczne przed etapem sonikacji. Długotrwała sonikacja powodowała ciągłe pękanie aglomeratów tlenku ceru pod różnymi kątami, prowadząc w ten sposób do powstania wieloaspektowych cząstek.

W przypadku zakupionej na rynku wodnej próbki dyspersji Ag NPs, nasze wyniki podkreślają również potrzebę długoterminowej oceny stabilności i jednorodności. Istnieje potrzeba zapewnienia, że dyspersje zostały wystarczająco scharakteryzowane przed użyciem, zwłaszcza w przypadku długotrwałego przechowywania. Nanomateriały mają jednak bardzo krótki okres trwałości. Starzeją się z czasem i mogą zachowywać się inaczej po długotrwałym przechowywaniu w porównaniu ze świeżo przygotowaną dyspersją.

Uzyskane wyniki wskazują na potrzebę opracowania zharmonizowanej strategii w celu zidentyfikowania zoptymalizowanego protokołu dla różnych nanomateriałów. Przedstawiona proponowana strategia polega na przeprowadzeniu różnych wariantów metody sonikacji i zapewnieniu, że dyspersje w różnych punktach czasowych są wystarczająco scharakteryzowane przy użyciu uzupełniających się metod analitycznych. Znaczenie stosowania podejścia wielometodowego do charakteryzowania i monitorowania jakości dyspersji w czasie i w różnych warunkach eksperymentalnych zostało podkreślone przez byłych pracowników45. Chociaż w badaniach przedstawiono różne metody sonikacji w celu zaspokojenia specyficznej dyspersji nanomateriałów, potencjalnie mogą one być wykorzystane jako podstawa do dyspersji innych nanomateriałów metali i tlenków metali (o podobnych właściwościach powierzchniowych) w wodzie. Jednak jakakolwiek zmiana zarówno w rodzaju nanomateriału, jak i w ciekłym medium wymaga optymalizacji podstawowego protokołu, co można osiągnąć poprzez staranne dostosowanie różnych czynników, np. czasu sonikacji, siły i typu sonikatora. Niezależnie od tego, jaki protokół zostanie wybrany i uznany za optymalny, zawsze istnieje potrzeba posiadania szczegółowego raportu na temat schematu i sekwencji etapowej procedury dyspersji sonikacji. Jest to ważne dla poprawy interpretowalności i porównywalności. Jednym z zastosowań tego protokołu jest ułatwienie porównywalności danych między innymi laboratoriami, co prowadzi do zharmonizowanego i ustandaryzowanego podejścia do przyszłych badań. Obecna metodologia i parametry kontrolne mogą być wykorzystane do innych mediów dyspergujących poza wodą, a porównania mogą być dokonywane indywidualnie dla każdego przypadku.

Oświadczenia

Autorzy nie mają konkurencyjnego interesu finansowego. IK i EVJ wspólnie opracowali badanie według projektu IK, przeprowadzili eksperymenty, przeanalizowali dane i przygotowali manuskrypt. LJE i IR przeprowadziły obrazowanie TEM. SA, MLM i MC dostarczyły CNT, a pozostali współautorzy dyskutowali i komentowali manuskrypt na wszystkich etapach, a RT przyczyniło się do edycji manuskryptu.

Podziękowania

Badania prowadzące do tych wyników otrzymały dofinansowanie z NE/J010783/1. Projekt NanoValid otrzymał dofinansowanie z Siódmego Programu Unii Europejskiej w zakresie badań, rozwoju technologicznego i demonstracji na podstawie umowy o dofinansowanie nr 263147.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Nanoproszek tlenku ceruSigma-Aldrich544841< 25  Wielkość cząstek nm (BET)
TlenekWspólne Centrum Badawcze Komisji Europejskiej (JRC)NM110hydrofilowy
TlenekWspólne Centrum Badawcze Komisji Europejskiej (JRC)NM111hydrofobowe
wielościenne nanorurki węgloweProjekt NanoMile (Duży wspólny projekt w ramach 7. programu ramowego Komisji Europejskiej)A32 (MWCNT1)3.0± 1,8 &mikro; m długości, stosunek O/C 4,5%
Wielościenne nanorurki węgloweProjekt NanoMileA106 (MWCNT2)3,3± 2.4 &mikro; m długości, stosunek O/C 7%
Dyspersja srebraSigma-Aldrich73078510  Wielkość cząstek nm (TEM), 0,02  mg/mL
Zetasizer nanoMalvern InstrumentsPomiary wielkości cząstek i potencjału zeta 
Wirówka dyskowaCPS instruments Inc.Model DC 24000Rozkład wielkości cząstek przez sedymentację odśrodkową
Transmisyjny mikroskop elektronowyJEOL USAJeol 1200EXTEM Obrazy jasnego pola, wielkość cząstek, kształt, aglomeracja
Sonda ultradźwiękowa wyposażona w fiolkę Głośnik wysokotonowyHielscherUIS250VSonicator
Kąpiel ultradźwiękowaBranson Model 1510Fiolki Sonicator
EppendorfEppendorf2236411-1
Spektrofotometr UV-visKabina lotnicza JensonModel 6800Szczyty SPR, stabilność zawieszenia
Jednorazowa składana komórka kapilarnaMalvern InstrumentsDTS 1070do pomiaru wzorca potencjału elektrycznego
ZetaMalvern InstrumentsDTS 1235
Kuweta kwarcowaJasco1103-0042Prostokątna kuweta kwarcowa 10 x 100
Spectrosil Kwarc z pokrywką 190 -2700 nm
o pojemności 1,5 ml

Bibliografia

  1. Yin, L., Wang, Y., Pang, G., Koltypin, Y., Gedanken, A. Sonochemical Synthesis of Cerium Oxide Nanoparticles-Effect of Additives and Quantum Size Effect. J Colloid Interface Sci. 246 (1), 78-84 (2002).
  2. Mandzy, N., Grulke, E., Druffel, T. Breakage of TiO2 agglomerates in electrostatically stabilized aqueous dispersions. Powder Technol. 160, (2005).
  3. Nickel, C., et al. Dynamic light-scattering measurement comparability of nanomaterial suspensions. J Nanopart Res. 16 (2), 12(2014).
  4. Ray, T. R., Lettiere, B., de Rutte, J., Pennathur, S. Quantitative Characterization of the Colloidal Stability of Metallic Nanoparticles Using UV-vis Absorbance Spectroscopy. Langmuir. 31 (12), 3577-3586 (2015).
  5. Jiang, J., Oberdöster, G., Biswas, P. Characterization of size, surface charge, and agglomeration state of nanoparticle dispersions for toxicological studies. J Nanopart Res. 11, (2009).
  6. Wu, W., et al. Dispersion Method for Safety Research on Manufactured Nanomaterials. Industrial Health. 52 (1), 54-65 (2014).
  7. Taurozzi, J. S., Hackley, V. A., Wiesner, M. R. Ultrasonic dispersion of nanoparticles for environmental, health and safety assessment - issues and recommendations. Nanotoxicology. 5 (4), 711-729 (2011).
  8. Sesis, A., et al. Influence of Acoustic Cavitation on the Controlled Ultrasonic Dispersion of Carbon Nanotubes. J Phys Chem B. 117 (48), 15141-15150 (2013).
  9. Farré, M., Gajda-Schrantz, K., Kantiani, L., Barceló, D. Ecotoxicity and analysis of nanomaterials in the aquatic environment. Anal Bioanal Chem. 393 (1), 81-95 (2009).
  10. Mandzy, N., Grulke, E., Druffel, T. Breakage of TiO2 agglomerates in electrostatically stabilized aqueous dispersions. Powder Technol. 160 (2), 121-126 (2005).
  11. Meißner, T., Oelschlägel, K., Potthoff, A. Dispersion of nanomaterials used in toxicological studies: a comparison of sonication approaches demonstrated on TiO2 P25. J Nanopart Res. 16 (2), 1-13 (2014).
  12. Cronholm, P., et al. Effect of sonication and serum proteins on copper release from copper nanoparticles and the toxicity towards lung epithelial cells. Nanotoxicology. 5 (2), 269-281 (2011).
  13. Murdock, R. C., Braydich-Stolle, L., Schrand, A. M., Schlager, J. J., Hussain, S. M. Characterization of Nanomaterial Dispersion in Solution Prior to In Vitro Exposure Using Dynamic Light Scattering Technique. Toxicol Sci. 101 (2), 239-253 (2008).
  14. Bihari, P., et al. Optimized dispersion of nanoparticles for biological in vitro and in vivo studies. Particle Fibre Toxicol. 5 (1), 1-14 (2008).
  15. Hartmann, N. B., et al. Techniques and Protocols for Dispersing Nanoparticle Powders in Aqueous Media-Is there a Rationale for Harmonization? J Toxicol Environ Health, B. 18 (6), 299-326 (2015).
  16. Murdock, R. C., Braydich-Stolle, L., Schrand, A. M., Schlager, J. J., Hussain, S. M. Characterization of nanomaterial dispersion in solution prior to in vitro exposure using dynamic light scattering technique. Toxicol Sci. 101, (2008).
  17. Hunter, R. J. Zeta Potential in Colloid Science: Principles and Applications. , Academic Press. (1981).
  18. Lyklema, J. Fundamentals of Interface and Colloid Science. , (1991).
  19. Sikora, A., et al. A systematic comparison of different techniques to determine the zeta potential of silica nanoparticles in biological medium. Analytical Methods. 7 (23), 9835-9843 (2015).
  20. Lamberty, A., et al. Interlaboratory comparison for the measurement of particle size and zeta potential of silica nanoparticles in an aqueous suspension DISCUSSION. J Nanopart Res. 13 (12), 7317-7329 (2011).
  21. Taurozzi, J. S., Hackley, V. A., Weisner, M. R. NIST Special Publication. Vol. 1200-1. , U.S. Department of Commerce/National Institute of Standards and Technology. Washington D.C. (2012).
  22. Taurozzi, J. S., Hackley, V. A., Weisner, M. R. NIST Special Publication. Vol. 1200-2. , U.S. Department of Commerce/National Institute of Standards and Technology. Washington D.C. (2012).
  23. Taurozzi, J. S., Hackley, V. A., Weisner, M. R. NIST Special Publication. Vol. 1200-3. , U.S. Department of Commerce/National Institute of Standards and Technology. Washington D.C. (2012).
  24. Taurozzi, J. S., Hackley, V. A., Wiesner, M. R. A standardised approach for the dispersion of titanium dioxide nanoparticles in biological media. Nanotoxicol. 7 (4), 389-401 (2013).
  25. NanoValid. www.nanovalid.eu. , Available from: http://www.nanovalid.eu (2017).
  26. Yamaguchi, K. -i, Matsumoto, T., Kuwata, K. Proper calibration of ultrasonic power enabled the quantitative analysis of the ultrasonication-induced amyloid formation process. Protein Sci. 21 (1), 38-49 (2012).
  27. Maxit, B. Particle size measurements of dark and concentrated dispersions by dynamic light scattering. , (2010).
  28. Darlington, T. K., Neigh, A. M., Spencer, M. T., Guyen, O. T. N., Oldenburg, S. J. Nanoparticle characteristics affecting environmental fate and transport through soil. Environ Toxicol Chem. 28 (6), 1191-1199 (2009).
  29. Mejia, J., Lucas, S. Protocol for the particle determination of a given MNM by the centrifuge liquid sedimentation (CLS) technique. , (2015).
  30. Jenway. Model 6305 Spectrophotometer. , (2014).
  31. Michen, B., et al. Avoiding drying-artifacts in transmission electron microscopy: Characterizing the size and colloidal state of nanoparticles. Sci Rep. 5, 9793(2015).
  32. Contamine, R. F., Wilhelm, A. M., Berlan, J., Delmas, H. Power measurement in sonochemistry. Ultrason Sonochem. 2 (1), S43-S47 (1995).
  33. Kimura, T., et al. Standardization of ultrasonic power for sonochemical reaction. Ultrason Sonochem. 3 (3), S157-S161 (1996).
  34. Raso, J., Mañas, P., Pagán, R., Sala, F. J. Influence of different factors on the output power transferred into medium by ultrasound. Ultrason Sonochem. 5 (4), 157-162 (1999).
  35. Matarredona, O., et al. Dispersion of Single-Walled Carbon Nanotubes in Aqueous Solutions of the Anionic Surfactant NaDDBS. J Phys Chem B. 107 (48), 13357-13367 (2003).
  36. Jiang, L., Gao, L., Sun, J. Production of aqueous colloidal dispersions of carbon nanotubes. J Colloid Interface Sci. 260 (1), 89-94 (2003).
  37. Jensen, K. A., Kembouche, Y., Christiansen, E., Jacobsen, N. R., Wallin, H., Guiot, C., Spalla, O., Witschger, O. The generic NANOGENOTOX dispersion protocol-Standard operation procedure (SOP). , 32 (2011).
  38. Jacobsen, N. R., Pojano, G., Wallin, H., Jensen, K. A. Nanomaterial dispersion protocol for toxicological studies in ENPRA. Internal ENPRA Project Report. , National Research Centre for the Working Environment. Copenhagen, Denmark. (2010).
  39. PROSPEcT. Protocol for nanoparticle dispersion. , (2010).
  40. CPS Instruments, E. urope Introduction to Differential Sedimentation. , Netherlands. Available from: http://www.cpsinstruments.eu/pdf/Introduction%20Differential%20Sedimentation.pdf (2007).
  41. Mavrocordatos, D., Pronk, W., Boller, M. Analysis of environmental particles by atomic force microscopy, scanning and transmission electron microscopy. Water Sci Technol. 50 (12), 9-18 (2004).
  42. Moon, Y. K., Lee, J., Lee, J. K., Kim, T. K., Kim, S. H. Synthesis of Length-Controlled Aerosol Carbon Nanotubes and Their Dispersion Stability in Aqueous Solution. Langmuir. 25 (3), 1739-1743 (2009).
  43. Cheng, X., et al. Characterization of Multiwalled Carbon Nanotubes Dispersing in Water and Association with Biological Effects. J Nanomat. 2011, 12(2011).
  44. Dassios, K. G., et al. Optimization of Sonication Parameters for Homogeneous Surfactant-Assisted Dispersion of Multiwalled Carbon Nanotubes in Aqueous Solutions. J Phys Chem C. 119 (13), 7506-7516 (2015).
  45. Domingos, R. F., et al. Characterizing Manufactured Nanoparticles in the Environment: Multimethod Determination of Particle Sizes. Environ Sci Technol. 43 (19), 7277-7284 (2009).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Dyspersja nanomateria woptymalizacja sonikacjizawiesina nanocz steczekdynamiczne rozpraszanie wiat aspektroskopia UV Vistransmisyjna mikroskopia elektronowasonikator z sondk piel ultrad wi kowajako dyspersji
Dyspersja nanomateriałów w środowisku wodnym: w kierunku optymalizacji protokołu
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.