Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Generowanie modelu przewlekłej obturacyjnej choroby płuc u myszy poprzez powtarzającą się ekspozycję na ozon

10.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/56095

⸱

25 sierpnia 2017

 ,  ,  , 
1Cellular Biomedicine Group, Shanghai, 2Cellular Biomedicine Group, Cupertino, 3Department of Respiratory Medicine, Shanghai General Hospital, Shanghai Jiaotong University

W tym artykule

Podsumowanie

To badanie opisuje udane wygenerowanie nowego modelu zwierzęcego przewlekłej obturacyjnej choroby płuc (POChP) poprzez wielokrotne wystawianie myszy na działanie wysokich stężeń ozonu.

Streszczenie

Przewlekła obturacyjna choroba płuc (POChP) charakteryzuje się uporczywym ograniczeniem przepływu powietrza i niszczeniem miąższu płuc. Występuje bardzo często w starzejących się społeczeństwach. Obecne konwencjonalne terapie POChP koncentrują się głównie na lekach modyfikujących objawy; W związku z tym pilnie potrzebne jest opracowanie nowych terapii. Kwalifikowane modele zwierzęce POChP mogą pomóc w scharakteryzowaniu mechanizmów leżących u podstaw POChP i mogą być wykorzystane do badań przesiewowych nowych leków. Obecne modele POChP, takie jak lipopolisacharyd (LPS) lub model rozedmy płuc wywołanej elastazą trzustkową świń (PPE), generują zmiany podobne do POChP w płucach i drogach oddechowych, ale poza tym nie przypominają patogenezy POChP u ludzi. Model wywołany dymem papierosowym (CS) pozostaje jednym z najpopularniejszych, ponieważ nie tylko symuluje zmiany podobne do POChP w układzie oddechowym, ale także opiera się na jednym z głównych materiałów niebezpiecznych, które powodują POChP u ludzi. Jednak czasochłonne i pracochłonne aspekty modelu indukowanego przez CS znacznie ograniczają jego zastosowanie w badaniach przesiewowych nowych leków. W tym badaniu udało nam się wygenerować nowy model POChP, wystawiając myszy na wysoki poziom ozonu. Model ten wykazał, co następuje: 1) zmniejszona natężona objętość wydechowa 25, 50 i 75 / natężona pojemność życiowa (FEV25 / FVC, FEV50 / FVC i FEV75 / FVC), co wskazuje na pogorszenie czynności płuc; 2) powiększone pęcherzyki płucne, ze zniszczeniem miąższu płuc; 3) skrócenie czasu zmęczenia i dystansu; i 4) zwiększony stan zapalny. Podsumowując, dane te pokazują, że model narażenia na ozon (OE) jest wiarygodnym modelem zwierzęcym, który jest podobny do człowieka, ponieważ nadmierna ekspozycja na ozon jest jednym z czynników etiologicznych POChP. Dodatkowo, w oparciu o nasze wcześniejsze prace, stworzenie modelu OE zajęło tylko 6-8 tygodni, podczas gdy potrzeba 3-12 miesięcy na wywołanie modelu dymu papierosowego, co wskazuje, że model OE może być dobrym wyborem do badań nad POChP.

Wprowadzenie

Oszacowano, że POChP, w tym rozedma płuc i przewlekłe zapalenie oskrzeli, może być trzecią najczęstszą przyczyną zgonów na świecie w 2020 roku1,2. Potencjalna częstość występowania POChP w populacji powyżej 40 roku życia szacowana jest na 12,7% u mężczyzn i 8,3% u kobiet w ciągu najbliższych 40 lat3. Obecnie nie są dostępne żadne leki, które mogłyby odwrócić postępujące pogorszenie stanu zdrowia u pacjentów z POChP4. Wiarygodne modele zwierzęce POChP nie tylko wymagają naśladowania procesu patologicznego choroby, ale także wymagają krótkiego okresu pokoleniowego. Obecne modele POChP, w tym LPS lub model indukowany przez PPE, mogą wywoływać objawy podobne do rozedmy płuc5,6. Jednorazowe podanie lub tygodniowa prowokacja LPS lub PPE myszom lub szczurom powoduje wyraźną neutrofilię w płynie z płukania oskrzelowo-pęcherzykowego (BALF), zwiększa mediatory prozapalne (np. TNF-α i IL-1β) w BALF lub surowicy, wytwarza powiększone przestrzenie powietrzne w postaci zniszczenia miąższu płuc i ogranicza przepływ powietrza5,6,7,8,9,10. Jednak LPS lub PPE nie są przyczynami POChP u ludzi, a zatem nie naśladują procesu patologicznego11. Model indukowany przez CS spowodował trwałe ograniczenie przepływu powietrza, zniszczenie miąższu płuc i zmniejszoną funkcjonalną wydolność wysiłkową. Jednak tradycyjny protokół CS wymaga co najmniej 3 miesięcy na wygenerowanie modelu POChP12,13,14,15. Dlatego ważne jest, aby wygenerować nowy, bardziej wydajny model zwierzęcy, który spełnia te dwa wymagania.

Ostatnio, oprócz palenia papierosów, zanieczyszczenie powietrza i narażenie zawodowe stały się częstszymi przyczynami POChP16,17,18. Ozon, jako jedno z głównych zanieczyszczeń (choć nie główny składnik zanieczyszczenia powietrza), może bezpośrednio reagować z drogami oddechowymi i uszkadzać tkankę płucną zarówno dzieci, jak i młodych dorosłych19,20,21,22,23,24,25. Ozon, a także inne stymulatory, w tym LPS, PPE i CS, są zaangażowane w poważne biochemiczne szlaki stresu oksydacyjnego płuc i uszkodzenia DNA oraz są związane z inicjacją i promocją POChP26,27. Innym czynnikiem jest to, że objawy u niektórych pacjentów z POChP pogarszają się po ekspozycji na ozon, co wskazuje, że ozon może zaburzać czynność płuc18,28,29. Dlatego wygenerowaliśmy nowy model POChP, wielokrotnie wystawiając myszy na działanie wysokich stężeń ozonu przez 7 tygodni; Spowodowało to wady przepływu powietrza i uszkodzenie miąższu płuc podobne do tych z poprzednich badań30,31,32. W tym badaniu rozszerzyliśmy protokół OE na samice myszy i z powodzeniem odtworzyliśmy rozedmę płuc zaobserwowaną u samców myszy w naszych poprzednich badaniach30,31,32. Ponieważ śmiertelność z powodu POChP zmniejszyła się u mężczyzn, ale wzrosła u kobiet w wielu krajach33, potrzebny jest model POChP u kobiet, aby zbadać mechanizmy i opracować metody terapeutyczne dla kobiet chorych na POChP. Możliwość zastosowania modelu OE do wszystkich płci stanowi dodatkowe wsparcie dla jego stosowania jako modelu POChP.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

UWAGA: Model OE został wygenerowany i wykorzystany w wcześniej zgłoszonych badaniach30,31,32. Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt (IACUC) Uniwersytetu Jiaotong w Szanghaju.

1. Myszy

  1. Wolne od patogenów, 7- do 9-tygodniowe samice myszy BALB/c trzymane są w indywidualnych wentylowanych klatkach w pomieszczeniu dla zwierząt w kontrolowanej temperaturze (20 °C) i wilgotności (40 - 60%). Zapewnij 12 godzin światła i 12 godzin ciemności w obiekcie. Zapewnij jedzenie i wodę ad libitum.

2. Narażenie na ozon lub powietrze

  1. Wytwarzanie ozonu za pomocą generatora elektrycznego w akrylowej skrzynce uszczelniającej (np. Perspex). Wydmuchaj powietrze ze skrzynki za pomocą małej dmuchawy powietrza przez rurę odpowietrzającą, która jest podłączona po wewnętrznej i zewnętrznej stronie skrzynki. Monitorować stężenie ozonu w pojemniku za pomocą sondy ozonu. Poczekaj, aż stężenie ozonu w pudełku osiągnie 2,5 części na milion (ppm).
    UWAGA: Sonda ozonu może automatycznie włączać i wyłączać generator ozonu i może utrzymywać poziom ozonu w pudełku na poziomie 2.5 ppm.
  2. Umieść myszy w pudełku, gdy poziom ozonu osiągnie 2,5 ppm. Trzymaj myszy w pudełku przez 3 godziny za każdym razem, aby wystawić je na działanie ozonu.
    UWAGA: Pudełko może utrzymać poziom ozonu 2,5 ppm w ciągu 3 godzin, automatycznie włączając lub wyłączając generator ozonu i wydmuchując CO2 wytwarzany przez myszy po wyjęciu z pudełka.
  3. Poddać dwie ekspozycje na ozon (każde z nich trwało 3 godziny) tygodniowo (raz na 3 dni) przez 7 tygodni; wystawić myszy kontrolne na działanie powietrza w tym samym czasie i przez ten sam okres.

3. Tomografia mikrokomputerowa

  1. Pod koniec 7. tygodnia znieczulij myszy wstrzyknięciem dootrzewnowym pelltobarbitalum natricum (1%, 0,6 - 0,8 ml/100 g), dostosuj dawkę do indywidualnych sytuacji, aby upewnić się, że mysz nie reaguje na uszczypnięcie palca u nogi. Monitoruj i utrzymuj mysz na stałej częstotliwości oddychania; i upewnij się, że podczas zabiegów nie ma żadnych dobrowolnych ruchów.
  2. Umieść znieczulone myszy w komorze mikrotomografii komputerowej (μCT).
  3. Skalibruj μCT przy użyciu standardowego protokołu i instrukcji producenta. Ustaw lampę rentgenowską na 50 kV, a prąd na 450 μA.
    UWAGA: Zarówno promieniowanie rentgenowskie, jak i detektor obracają się wokół myszy.
  4. Wykonaj analizę μCT, uzyskując 515 projekcji o efektywnym rozmiarze piksela 0,092 mm, czasie naświetlania 300 ms dla jednego wycinka i grubości warstwy 0,093 mm.
  5. Zrekonstruuj płuco na podstawie uzyskanych obrazów za pomocą oprogramowania. Dostosuj jasność obrazu w skali szarości, ustawiając minimum i maksimum skali szarości odpowiednio na -750 i -550 jednostek Hounsfielda.
    UWAGA: Oprogramowanie automatycznie obliczy objętość miąższu płuca i obszar o niskim tłumieniu (LAA)34,35.
  6. Oblicz procentową zawartość LAA (LAA%), dzieląc objętość LAA przez całkowitą objętość płuc.

4. Test na bieżni

  1. Poddaj myszy testowi adaptacyjnemu z prędkością 10 m/min przez 10 minut na uruchomionej bieżni. Uwaga: Prąd jest zawsze wyłączony podczas przeprowadzania zabiegu.
  2. Przeprowadź test zmęczeniowy na myszach.
    1. Rozgrzewaj myszy z prędkością 10 m/min przez 5 minut.
    2. Zwiększ prędkość do 15 m/min na 10 min.
    3. Zwiększ intensywność ćwiczeń: zwiększ prędkość o 5 m/min, zaczynając od 20 m/min, co 30 minut, aż myszy nie będą w stanie kontynuować biegu36.
  3. Zapisz całkowity dystans biegu i czas biegu odpowiednio jako dystans zmęczenia i czas zmęczenia.

5. Pomiary funkcji płuc

  1. Znieczulić myszy wstrzyknięciem dootrzewnowym pelltobarbitalum natricum (1%, 0,6 - 0,8 ml/100 g), dostosować dawkę do indywidualnych sytuacji, aby zobaczyć, że mysz nie reaguje na uszczypnięcie palca u nogi i poczekać, aż myszy utrzymają spontaniczny oddech. Monitoruj i utrzymuj mysz na stałej częstotliwości oddychania; i upewnij się, że podczas zabiegów nie ma żadnych dobrowolnych ruchów.
  2. Ostrożnie przeprowadź tracheostomię myszy i umieść je w pletyzmografie ciała, który jest podłączony do respiratora sterowanego komputerowo.
    UWAGA: Wentylacja jest sterowana za pomocą zaworu umieszczonego proksymalnie do rurki dotchawiczej. Konfiguracja zapewnia różne manewry półautomatyczne, w tym manewr quasi-statycznej objętości ciśnienia i manewr szybkiej objętości przepływu.
  3. Nałóż znieczuloną mysz na średnią częstotliwość oddychania 150 oddechów/min poprzez wentylację sterowaną ciśnieniem, aż do uzyskania regularnego wzorca oddychania i całkowitego wydechu przy każdym cyklu oddychania.
  4. Wykonać manewr quasi-statyczne ciśnienie-objętość za pomocą urządzenia, wykorzystując podciśnienia generowane w pletyzmografie.
  5. Wykonaj manewr szybkiego przepływu w quasi-statycznych pętlach ciśnienie-objętość, aby zarejestrować FVC i FEV. Napompuj płuco do +30 cm H2O i natychmiast po tym podłącz je do silnie ujemnego ciśnienia, aby wymusić wydech, aż objętość resztkowa osiągnie -30 cm H2O. Zapisz FEV w pierwszych 25, 50 i 75 ms wydechu (odpowiednio FEV25, FEV50 i FEV75). Odrzuć nieoptymalne manewry. Dla każdego testu z każdą pojedynczą myszą należy wykonać co najmniej trzy dopuszczalne manewry, aby uzyskać wiarygodną średnią dla wszystkich parametrów numerycznych.

6. Kolekcja BALF

  1. Po znieczuleniu końcowym za pomocą pelltobarbitalum natricum ((1%, 1,8-2,4 ml/100 g) dostosuj dawkę do indywidualnych sytuacji, aby zobaczyć, że mysz nie reaguje na uszczypnięcie palca u nogi i traci oddech), przepłucz myszy 2 ml PBS przez rurkę dotchawiczą o średnicy 1 mm, a następnie pobierz BALF10.
  2. Pobrane porcje płukania należy połączyć i odwirować w temperaturze 4 °C i 250 x g przez 10 minut.
  3. Zebrać sklarowany osad do natychmiastowego użycia i przechowywać pozostałą część w temperaturze -80 °C lub ciekłym azocie.
  4. Policz całkowitą liczbę komórek za pomocą hemocytometru.
  5. Ponownie zawiesić osad komórkowy w PBS, a następnie odwirować (1 400 x g, 6 min) 250 μl zawieszonych komórek na szkiełkach za pomocą wirówki do szkiełkowania.
  6. Nałóż barwienie Wrighta na komórki na szkiełkach zgodnie z protokołem producenta.
  7. Policz 200 komórek na mysz; zidentyfikuj komórki jako makrofagi lub neutrofile, zgodnie ze standardową morfologią, pod 400-krotnym powiększeniem; i policz ich liczbę.

7. Pobieranie próbek krwi z serca

  1. Zbierz krew przez nakłucie serca, załaduj ją do probówek o pojemności 1,5 ml i trzymaj na lodzie przez 30 minut.
  2. Odwirować próbki krwi przez 5 minut w temperaturze 2 000 x g i temperaturze 4 °C.
  3. Przenieść supernatant (surowicę) do nowej probówki i przechowywać go w temperaturze -80 °C lub ciekłego azotu.
  4. Przygotuj surowicę do testów wykrywania IL-1β, IL-10 i TNF-α przy użyciu odpowiednich zestawów ELISA.

8. Analiza morfometryczna płuc

  1. Wypreparuj płuca i tchawice myszy.
    1. Umieść każdą uśpioną mysz na desce chirurgicznej natychmiast po złożeniu jej w ofierze.
    2. Wypreparuj platysmę i przednie mięśnie tchawicy, aby uwidocznić i uzyskać dostęp do pierścieni tchawicy.
    3. Otwórz klatkę piersiową. Wypreparuj płuca i tchawicę, ale nie oddzielaj serca od płuc.
  2. Podłączyć cewnik dotchawiczy do strzykawki zawierającej 4% paraformaldehydu przez rurkę polietylenową PE90.
    Uwaga: Paraformaldehyd jest toksyczny. Nosić rękawice i okulary ochronne i używać roztworu wewnątrz dygestorium.
  3. Całkowicie napompuj płuca za pomocą 4% paraformaldehydu (10 kropli, ~200 μL) przez cewnik dotchawiczy. Usuń serce po zakończeniu pompowania.
  4. Utrzymuj płuca w 15 ml probówce zawierającej 10 ml 4% paraformaldehydu przez co najmniej 4 godziny.
  5. Osadź płuca w parafinie. Uzyskać skrawki 5 μm przez cięcie bloku parafinowego za pomocą mikrotomu obrotowego. Podczas cięcia należy odsłonić maksymalną powierzchnię tkanki płucnej w obszarze drzewa oskrzelowego.
  6. W celu analizy morfometrycznej należy wykonać barwienie hematoksyliną i eozyną (H&E) na skrawkach.
  7. Zobrazuj skrawki za pomocą pionowego mikroskopu jasnego pola (soczewka obiektywowa, 20x; czas naświetlania, 1,667 ms).
  8. Niech dwóch badaczy zaślepionych protokołem leczenia niezależnie policzyć skrawki histologiczne. Użyj średniej odległości przecięcia liniowego (Lm) jako parametru do pomiaru odległości ściany przegrody międzypęcherzykowej. Określ Lm, wykonując następujące czynności:
    1. Otwórz obrazy sekcji w Photoshopie i narysuj siatkę siatki na obrazie z pięcioma liniami o długości 550 μm.
    2. Policz liczbę pęcherzyków płucnych w poprzek linii siatki.
    3. Oblicz Lm, dzieląc długość linii siatki przez liczbę pęcherzyków płucnych. Aby określić ilościowo, narysuj pięć sekcji na mysz. Zdobądź dziesięć obrazów każdej sekcji (po jednym obrazie na pole) i oceń losowo. Podczas selekcji pól należy unikać pól dróg powietrznych i naczyń, przesuwając jedno pole do przodu lub w innym kierunku.
      Uwaga: Dane przedstawiono jako średnią ± S.E.M. Przeprowadzono niesparowany test t w celu porównania myszy narażonych na działanie powietrza i myszy narażonych na działanie ozonu. Do obliczenia istotnej różnicy wykorzystano trzy zwierzęta z każdej grupy. Wartość p wynosząca <0,05 została uznana za istotną.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Przykłady trójwymiarowych obrazów µCT dla każdej grupy przedstawiono na Rysunku 1a. Myszy eksponowane na ozon miały istotnie większą całkowitą objętość płuc (Rysunek 1a i b) oraz LAA% (Rysunek 1c) niż myszy kontrolne eksponowane na powietrze. Objętość płuc i LAA% pozostały podwyższone po sześciu tygodniach ekspozycji na ozon31...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W niniejszej pracy przedstawiono wiarygodną metodę generowania nowego modelu POChP. W porównaniu z innymi modelami (tj. modelami LPS lub PPE), ten model OE podsumowuje proces patologiczny pacjentów z POChP. Ponieważ dym papierosowy jest głównym materiałem niebezpiecznym, który powoduje POChP u ludzi40, model CS pozostaje najpopularniejszym modelem POChP41,42. Jednak model CS wymaga od 3 do 12 miesięcy okresu badawczo-rozwojowego d...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Z.W.S. i W.W. są obecnymi pracownikami i posiadaczami opcji na akcje Cellular Biomedicine Group (NASDAQ: CBMG). Pozostali autorzy deklarują, że nie mają sprzecznych interesów.

Podziękowania

Autorzy pragną wyrazić wdzięczność Panu Boyin Qin (Centrum Kliniczne Zdrowia Publicznego w Szanghaju) za pomoc techniczną przy ocenie μCT w tym protokole.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

W tym badaniu wykorzystano W
Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
myszy BALB / cSlac Laboratory Animal, Szanghaj, Chinytym badaniu wykorzystano 7-dniowe do 9-tygodniowe samice myszy BALB/c.
Indywidualne klatki wentylowaneSuhang, Szanghaj, ChinyNumer modelu: MU64S7Klatki służyły do trzymania myszy w pomieszczeniu dla zwierząt.
Uszczelnienie pudełka z pleksiglasuSuhang, Szanghaj, ChinyNie dotyczyPudełko zostało użyte  do przechowywania generatora ozonu. Myszy były wystawione na działanie ozonu w pudełku.
Generator elektrycznySander Ozoniser, Uetze-Eltze, NiemcyModel 500 Urządzenie służyło do wytwarzania ozonu.
Sonda ozonuATi Technologies, Ashton-U-Lyne, Greater Manchester, Wielka BrytaniaOzon 300Urządzenie służyło do monitorowania i kontrolowania wytwarzania ozonu.
Pelltobarbitalum natricumSigma, St. Louis, MO, USAP3761Myszy znieczulono przez dootrzewnowe wstrzyknięcie pelltobarbitalum natricum.
Mikrotomografia komputerowaGE Healthcare, Londyn, ON, KanadaRS0800639-0075To urządzenie służyło do pozyskiwania obrazów płuc.
Micro-view 2.01 Oprogramowanie ABAGE Healthcare, Londyn, ON, KanadaMicro-view 2.01 Urządzenie to służyło do rekonstrukcji płuca i analizy objętości LAA płuca.
Maszyna do bieżni Duanshi, Hangzhou, Zhejiang, ChinyDSPT-208Ta maszyna została przeprowadzona do testu zmęczeniowego.
Pletyzmograf ciałaeSpira™ System wymuszonych manewrów, EMMS, Edynburg, Wielka BrytaniaSystem wymuszonych manewrówUrządzenie to służyło do badania spirometrycznej czynności płuc.
RespiratoreSpira&handel; System wymuszonych manewrów, EMMS, Edynburg, Wielka BrytaniaSystem wymuszonych manewrówUrządzenie to służyło do badania spirometrycznej czynności płuc.
Wirówka do szkiełkowania DenvilleScientific, Holliston, MA, USAC1183 Służył do obracania komórek BALF na szkiełkach.
Wright StainingHanhong, Szanghaj, ChinyRE04000054  Używano go do barwienia makrofagów, neutrofili w zawieszonym BALF.
HemocytometrHausser Scientific, Horsham, PA, USA4000Służył do liczenia komórek.
IL-1 i beta;Abcam, Cambridge, MA, USAab100704Użyto ich do przetestowania odpowiednich czynników w surowicy.
IL-10Abcam, Cambridge, MA, USAab46103Użyto ich do przetestowania odpowiednich czynników w surowicy.
TNF-&alfa;Abcam, Cambridge, MA, USAab100747Wykorzystano je do przetestowania odpowiednich czynników w surowicy.
Paraformaldehyd Sigma, St. Louis, MO, USAP6148Płuco było napompowane 4% paraformaldehydem.
ParafinaHualing, Szanghaj, Chiny56#Służyła do osadzania płuc.
Mikrotom obrotowyLeica, Wetzlar,  Hesja, NiemcyRM2255Służył do cięcia płuc.
Hgaematoksylina i eozyna (H& E) roztwór barwiącySolarbio, Pekin, ChinyG1120H& Barwienie E wykonano do analizy morfometrycznej.
Pionowy mikroskop jasnego polaOlympus, Center Valley, PA, USACX41Służył do obrazowania H& Szkiełka do barwienia E.
Adobe Photoshop 12Adobe, San Jose, Kalifornia, Stany ZjednoczoneAdobe Photoshop 12Służył do liczenia pęcherzyków płucnych na H& E poplamione obrazy.
GraphPad pryzmat 5Graphpad Software Inc., San Diego, CAGraphPad pryzmat 5Był używany do analizy danych i tworzenia liczb.

Bibliografia

  1. Lozano, R., et al. Global and regional mortality from 235 causes of death for 20 age groups in 1990 and 2010: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2010. Lancet. 380, 2095-2128 (2012).
  2. Chapman, K. R., et al. Epidemiology and costs of chronic obstructive pulmonary disease. Eur Respir J. 27, 188-207 (2006).
  3. Afonso, A. S., Verhamme, K. M., Sturkenboom, M. C., Brusselle, G. G. COPD in the general population: prevalence, incidence and survival. Respir Med. 105, 1872-1884 (2011).
  4. Rabe, K. F., et al. Global strategy for the diagnosis, management, and prevention of chronic obstructive pulmonary disease: GOLD executive summary. Am J Respir Crit Care Med. 176, 532-555 (2007).
  5. Ogata-Suetsugu, S., et al. Amphiregulin suppresses epithelial cell apoptosis in lipopolysaccharide-induced lung injury in mice. Biochem Biophys Res Communi. 484, 422-428 (2017).
  6. Oliveira, M. V., et al. Characterization of a Mouse Model of Emphysema Induced by Multiple Instillations of Low-Dose Elastase. Front Physiol. 7, 457(2016).
  7. Vernooy, J. H., Dentener, M. A., van Suylen, R. J., Buurman, W. A., Wouters, E. F. Long-term intratracheal lipopolysaccharide exposure in mice results in chronic lung inflammation and persistent pathology. Am J Respir Cell Mol Biol. 26, 152-159 (2002).
  8. Birrell, M. A., et al. Role of matrix metalloproteinases in the inflammatory response in human airway cell-based assays and in rodent models of airway disease. J Pharm Exp Ther. 318, 741-750 (2006).
  9. Gamze, K., et al. Effect of bosentan on the production of proinflammatory cytokines in a rat model of emphysema. Exp Mol Med. 39, 614-620 (2007).
  10. Vanoirbeek, J. A., et al. Noninvasive and invasive pulmonary function in mouse models of obstructive and restrictive respiratory diseases. Am J Respir Cell Mol Biol. 42, 96-104 (2010).
  11. Wright, J. L., Cosio, M., Churg, A. Animal models of chronic obstructive pulmonary disease. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 295, 1-15 (2008).
  12. Huh, J. W., et al. Bone marrow cells repair cigarette smoke-induced emphysema in rats. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 301, 255-266 (2011).
  13. Schweitzer, K. S., et al. Adipose stem cell treatment in mice attenuates lung and systemic injury induced by cigarette smoking. Am J Respir Crit Care Med. 183, 215-225 (2011).
  14. Guan, X. J., et al. Mesenchymal stem cells protect cigarette smoke-damaged lung and pulmonary function partly via VEGF-VEGF receptors. J Cell Biochem. 114, 323-335 (2013).
  15. Gu, W., et al. Mesenchymal stem cells alleviate airway inflammation and emphysema in COPD through down-regulation of cyclooxygenase-2 via p38 and ERK MAPK pathways. Sci Rep. 5, 8733(2015).
  16. Cordasco, E. M., VanOrdstrand, H. S. Air pollution and COPD. Postgrad Med. 62, 124-127 (1977).
  17. Berend, N. Contribution of air pollution to COPD and small airway dysfunction. Respirology. 21, 237-244 (2016).
  18. DeVries, R., Kriebel, D., Sama, S. Outdoor Air Pollution and COPD-Related Emergency Department Visits, Hospital Admissions, and Mortality: A Meta-Analysis. COPD. 14 (1), 113-121 (2016).
  19. Penha, P. D., Amaral, L., Werthamer, S. Ozone air pollutants and lung damage. IMS Ind Med Surg. 41, 17-20 (1972).
  20. Stern, B. R., et al. Air pollution and childhood respiratory health: exposure to sulfate and ozone in 10 Canadian rural communities. Environ Res. 66, 125-142 (1994).
  21. Tager, I. B., et al. Chronic exposure to ambient ozone and lung function in young adults. Epidemiology. 16, 751-759 (2005).
  22. Romieu, I., Castro-Giner, F., Kunzli, N., Sunyer, J. Air pollution, oxidative stress and dietary supplementation: a review. Eur Respir J. 31, 179-197 (2008).
  23. Hemming, J. M., et al. Environmental Pollutant Ozone Causes Damage to Lung Surfactant Protein B (SP-B). Biochemistry. 54, 5185-5197 (2015).
  24. Chu, H., et al. Comparison of lung damage in mice exposed to black carbon particles and ozone-oxidized black carbon particles. Sci Total Environ. 573, 303-312 (2016).
  25. Jin, M., et al. MAP4K4 deficiency in CD4(+) T cells aggravates lung damage induced by ozone-oxidized black carbon particles. Environ Toxicol Pharmacol. 46, 246-254 (2016).
  26. Brusselle, G. G., Joos, G. F., Bracke, K. R. New insights into the immunology of chronic obstructive pulmonary disease. Lancet. 378, 1015-1026 (2011).
  27. Valavanidis, A., Vlachogianni, T., Fiotakis, K., Loridas, S. Pulmonary oxidative stress, inflammation and cancer: respirable particulate matter, fibrous dusts and ozone as major causes of lung carcinogenesis through reactive oxygen species mechanisms. Int J Environ Res Public Health. 10, 3886-3907 (2013).
  28. Medina-Ramon, M., Zanobetti, A., Schwartz, J. The effect of ozone and PM10 on hospital admissions for pneumonia and chronic obstructive pulmonary disease: a national multicity study. Am J Epidemiol. 163, 579-588 (2006).
  29. Lee, I. M., Tsai, S. S., Chang, C. C., Ho, C. K., Yang, C. Y. Air pollution and hospital admissions for chronic obstructive pulmonary disease in a tropical city: Kaohsiung, Taiwan. Inha Toxicol. 19, 393-398 (2007).
  30. Triantaphyllopoulos, K., et al. A model of chronic inflammation and pulmonary emphysema after multiple ozone exposures in mice. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 300, 691-700 (2011).
  31. Li, F., et al. Effects of N-acetylcysteine in ozone-induced chronic obstructive pulmonary disease model. PLoS ONE. 8, e80782(2013).
  32. Li, F., et al. Hydrogen Sulfide Prevents and Partially Reverses Ozone-Induced Features of Lung Inflammation and Emphysema in Mice. Am J Respir Cell Mol Biol. 55, 72-81 (2016).
  33. Rycroft, C. E., Heyes, A., Lanza, L., Becker, K. Epidemiology of chronic obstructive pulmonary disease: a literature review. Int J Chron Obstruct Pulmon Dis. 7, 457-494 (2012).
  34. Washko, G. R., et al. Airway wall attenuation: a biomarker of airway disease in subjects with COPD. J Appl Physiol. 107, 185-191 (2009).
  35. Yamashiro, T., et al. Quantitative assessment of bronchial wall attenuation with thin-section CT: An indicator of airflow limitation in chronic obstructive pulmonary disease. AJR Am J Roentgenol. 195, 363-369 (2010).
  36. Tang, X., et al. Arctigenin efficiently enhanced sedentary mice treadmill endurance. PLoS ONE. 6, e24224(2011).
  37. Schmidt, G. A., et al. Official Executive Summary of an American Thoracic Society/American College of Chest Physicians Clinical Practice Guideline: Liberation from Mechanical Ventilation in Critically Ill Adults. Am J Respir Crit Care Med. 195, 115-119 (2017).
  38. ATS Committee on Proficiency Standards for Clinical Pulmonary Function Laboratories. ATS statement: guidelines for the six-minute walk test. Am J Respir Crit Care Med. 166, 111-117 (2002).
  39. Shigemura, N., et al. Autologous transplantation of adipose tissue-derived stromal cells ameliorates pulmonary emphysema. Am J Transplant. 6, 2592-2600 (2006).
  40. Bchir, S., et al. Concomitant elevations of MMP-9, NGAL, proMMP-9/NGAL and neutrophil elastase in serum of smokers with chronic obstructive pulmonary disease. J Cell Mol Med. , 1-12 (2016).
  41. Fricker, M., Deane, A., Hansbro, P. M. Animal models of chronic obstructive pulmonary disease. Expert Opin Drug Discov. 9, 629-645 (2014).
  42. Perez-Rial, S., Giron-Martinez, A., Peces-Barba, G. Animal models of chronic obstructive pulmonary disease. Arch Bronconeumol. 51, 121-127 (2015).
  43. Antunes, M. A., et al. Effects of different mesenchymal stromal cell sources and delivery routes in experimental emphysema. Respir Res. 15, 118(2014).
  44. Celli, B. R., MacNee, W., Force, A. E. T. Standards for the diagnosis and treatment of patients with COPD: a summary of the ATS/ERS position paper. Eur Respir J. 23, 932-946 (2004).
  45. U.S. Preventive Services Task Force. Screening for chronic obstructive pulmonary disease using spirometry: U.S. Preventive Services Task Force recommendation statement. Ann Intern Med. 148, 529-534 (2008).
  46. Ward, R. E., et al. Design considerations of CareWindows, a Windows 3.0-based graphical front end to a Medical Information Management System using a pass-through-requester architecture. Proc Annu Symp Comput Appl Med Care. , 564-568 (1991).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Model ekspozycji na ozonmodel COPD u myszyocena funkcji p ucmikrotomografia komputerowapletyzmograf ca ego cia atest tolerancji wysi kowejp ukanie oskrzelowo p cherzykowepobieranie krwi z sercautrwalanie paraformaldehydem
Generowanie modelu przewlekłej obturacyjnej choroby płuc u myszy poprzez powtarzającą się ekspozycję na ozon
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.