Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Elektrochemiczna platforma biosensorów mikroprzepływowych oparta na suchym filmie fotorezystu: produkcja urządzenia, przygotowanie testu na chipie i obsługa systemu

10.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/56105

⸱

19 września 2017

 ,  ,  , 
1Department of Microsystems Engineering, University of Freiburg, 2Freiburg Materials Research Center, University of Freiburg, 3Department of Biosystems Science and Engineering, ETH Zurich

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Platforma mikroprzepływowego biosensoru została zaprojektowana i wykonana przy użyciu taniej technologii fotorezystu z suchą folią do szybkiej i czułej kwantyfikacji różnych analitów. Ten jednorazowy system pozwala na elektrochemiczny odczyt testów enzymatycznych immobilizowanych na chipie za pomocą techniki stop-flow.

Streszczenie

W ostatnich latach diagnostyka biomarkerów stała się nieodzownym narzędziem do diagnozowania chorób ludzkich, zwłaszcza do diagnostyki przyłóżkowej. Łatwa w użyciu i tania platforma czujników jest bardzo pożądana do ilościowego i szczegółowego pomiaru różnych rodzajów analitów (np. biomarkerów, hormonów i leków). Z tego powodu do produkcji prezentowanego tutaj biosensora mikroprzepływowego wykorzystano technologię fotorezystu z suchą warstwą - umożliwiającą tanią, łatwą i wysokowydajną produkcję. W zależności od zastosowanego później testu biologicznego, wszechstronna platforma jest w stanie wykrywać różne rodzaje biomolekuł. W celu wytworzenia urządzenia, elektrody platynowe są zbudowane na elastycznej folii poliimidowej (PI) w jedynym etapie procesu w pomieszczeniu czystym. Folia PI służy jako podłoże dla elektrod, które są izolowane fotorezystem na bazie żywicy epoksydowej. Kanał mikroprzepływowy jest następnie generowany przez wywoływanie i laminowanie folii fotorezystu z suchą folią (DFR) na płytce PI. Dzięki zastosowaniu hydrofobowej bariery zatrzymującej w kanale, kanał jest podzielony na dwa określone obszary: sekcję unieruchamiającą do testu enzymatycznego i elektrochemiczną komórkę pomiarową do odczytu sygnału amperometrycznego.

Immobilizacja testu biologicznego na chipie jest wykonywana przez adsorpcję biomolekuł na powierzchni kanału. Enzym oksydaza glukozowa jest używany jako przetwornik do generowania sygnału elektrochemicznego. W obecności substratu wytwarzana jest glukoza, nadtlenek wodoru, który jest wykrywany na platynowej elektrodzie roboczej. Technika stop-flow jest stosowana w celu uzyskania wzmocnienia sygnału wraz z szybką detekcją. Za pomocą wprowadzonego systemu mikroprzepływowego można mierzyć ilościowo różne biomolekuły, co wskazuje na różne rodzaje chorób lub, w odniesieniu do monitorowania terapeutycznego leków, ułatwia spersonalizowaną terapię.

Wprowadzenie

W ciągu ostatnich dwóch dekad aplikacje diagnostyczne stały się podstawą do dogłębnych badań nad rozwojem globalnego zdrowia publicznego. Tradycyjnie do wykrywania chorób stosuje się laboratoryjne narzędzia diagnostyczne. Mimo że nadal odgrywają kluczową rolę w diagnostyce chorób, badania przyłóżkowe (POCT) wykonywane w pobliżu pacjenta lub przez samego pacjenta stają się w ostatnich latach coraz bardziej powszechne. Szczególnie w przypadkach wymagających natychmiastowego leczenia, takich jak ostry zawał mięśnia sercowego lub monitorowanie cukrzycy, niezbędne jest szybkie potwierdzenie objawów klinicznych. W związku z tym rośnie zapotrzebowanie na urządzenia POCT, które mogą być obsługiwane przez osoby niebędące ekspertami i które są jednocześnie zdolne do wykonywania precyzyjnych testów diagnostycznych in vitro w krótkim czasie1,2,3,4.

Niezwykła poprawa została już osiągnięta w dziedzinie POCT. Jednak wciąż jest wiele wyzwań do pokonania5,6,7,8. Aby platforma POCT została z powodzeniem wprowadzona na rynek i była konkurencyjna w stosunku do diagnostyki laboratoryjnej, urządzenie musi ściśle spełniać następujące wymagania: (i) dostarczać precyzyjne i ilościowe wyniki testów, które są zgodne z wynikami badań laboratoryjnych; (ii) mają krótki czas od pobrania próbki do uzyskania wyniku, co umożliwia natychmiastowe leczenie pacjenta; (iii) charakteryzują się nieskomplikowaną i łatwą obsługą, nawet gdy są obsługiwane przez nieprzeszkolone osoby, i wymagają zminimalizowanej interwencji użytkownika; oraz (iv) składają się z niedrogiego modułu czujnika przeznaczonego do zastosowań jednorazowych. Co więcej, diagnostyka bez użycia sprzętu jest korzystna, głównie w środowiskach o ograniczonych zasobach3,4,6.

Ze względu na te surowe wymagania, do tej pory udało się wprowadzić na rynek tylko dwa systemy POCT oparte na detekcji elektrochemicznej (np. paski testowe do pomiaru stężenia glukozy we krwi) i testach immunologicznych z przepływem bocznym (np. domowe testy ciążowe). Jednak oba systemy mają wady, takie jak słaba wydajność (tj. monitorowanie stężenia glukozy we krwi ma niedokładne wyniki testów, a testy przepływu bocznego dostarczają tylko jakościowych (pozytywnych lub negatywnych) wyników pomiarów)4,6. Te wady konwencjonalnych systemów POCT doprowadziły do rosnącego zapotrzebowania na odkrywanie nowych technologii, które oferują szybkie, tanie i ilościowe wykrywanie w miejscu opieki4,5.

Aby sprostać tym wyzwaniom stojącym przed urządzeniami POCT, technologia DFR została ostatnio wykorzystana do produkcji jednorazowych i tanich biosensorów9,10,11,12,13,14. W porównaniu z miękkimi i płynnymi materiałami litograficznymi, takimi jak PDMS czy SU-8, DFR mają wiele zalet: (i) są dostępne w różnych składach i grubościach (od kilku mikronów do kilku milimetrów); (ii) mają bardzo chropowatą powierzchnię, co ułatwia przyleganie do różnych materiałów; (iii) charakteryzują się doskonałą jednorodnością grubości; (iv) oferować tanią, łatwą i wysokowydajną produkcję do masowej produkcji; (v) są łatwe do cięcia za pomocą różnych tanich narzędzi, takich jak zwykła para nożyczek; oraz (vi) umożliwiają tworzenie trójwymiarowych struktur, takich jak kanały mikroprzepływowe, poprzez układanie wielu warstw DFR jedna na drugiej.

Z drugiej strony, DFR-y mają stosunkowo słabą rozdzielczość w porównaniu do płynnych fotorezystorów, co jest głównie spowodowane grubością warstwy i zwiększoną odległością między maską a DFR ze względu na folię ochronną, która dodatkowo umożliwia rozpraszanie światła. Mimo to, do produkcji zintegrowanych bioczujników mikroprzepływowych, DFR doskonale nadają się do taniej produkcji masowej.

Dlatego prezentujemy w tej pracy produkcję i zastosowanie elektrochemicznego biosensora mikroprzepływowego opartego na DFR. Szczegółowy protokół opisuje każdy etap produkcji platformy biosensorów, immobilizację na chipie testu modelowego opartego na DNA oraz jego odczyt elektrochemiczny przy użyciu techniki stop-flow. Ta uniwersalna platforma umożliwia wykrywanie wielu rodzajów biomolekuł przy użyciu różnych technologii oznaczania (np. genomiki, celomiki i proteomiki) lub formatów testów (np. konkurencyjnych, kanapkowych lub bezpośrednich). Opierając się na takiej platformie DFR, nasza grupa wcześniej z powodzeniem zademonstrowała szybką i czułą kwantyfikację różnych analitów, w tym antybiotyków13,15,16 (antybiotyki tetracyklinowe, prystynamycynowe i ß-laktamowe), troponina I17 i substancja P18.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Produkcja biosensora mikroprzepływowego z wykorzystaniem technologii DFR

  1. Przygotowanie płytek PI.
    1. Pokrój podłoże PI na 6-calowe okrągłe wafle. Wstaw wafel PI do piekarnika w temperaturze 120 °C na około 1 godzinę w celu wypieku odwodnionego.
  2. Pierwszy etap fotolitografii w procesie startu.
    1. Zaprogramuj maszynę do powlekania na czas wirowania 30 s przy 3 000 obr./min, z przyspieszeniem 2 000 obr./min. Umieść płytkę PI na wirówce i zamocuj ją, stosując próżnię. Dozować 2 ml rezystu, umożliwiając proces lift-off, i rozpocząć program wirowania. Wyjmij wafel z wirówki i piecz go na miękko na płycie grzejnej przez 2 minuty w temperaturze 100 °C.
    2. Dostosuj żądaną maskę do modelowania elektrod na płytce PI gołym okiem i wystaw ją na działanie światła UV 400 mJ/cm2 (365 nm). Umieść wafel w misce wypełnionej wywoływaczem dopasowującym opór na wytrząsarce orbitalnej i pozwól mu lekko wstrząsnąć przez 1 minutę.
    3. Po usunięciu nadmiaru oporu spłucz płytkę PI wodą dejonizowaną (DI-water) pod prysznicem, a następnie wysusz ją sprężonym powietrzem.
  3. Osadzanie platyny w celu wytworzenia elektrod.
    1. Użyj standardowego procesu fizycznego osadzania z fazy gazowej, aby nałożyć 200 nm platyny na wafel19.
    2. Umieść wafel w misce. Dodaj pasujący zmywacz do miski i usuń opór do podnoszenia, lekko potrząsając waflem na wytrząsarce orbitalnej, aż cały nadmiar platyny zostanie usunięty. Opłucz i osusz płytkę PI zgodnie z opisem w kroku 1.2.3.
  4. Drugi etap fotolitografii: Formowanie warstwy izolacyjnej.
    1. Wstaw wafel PI do piekarnika nagrzanego do 120 °C na 5 minut, aby go odwodnił.
    2. Zaprogramuj pierwszy krok wirówki na 5 s czasu wirowania przy 500 obr./min. Zaprogramuj drugi stopień na 30 s przy 4 000 obr./min, z przyspieszeniem 700 obr./min.
    3. Umieść wafel PI na wirówce i zamocuj go, stosując próżnię. Dozować 4 ml odpowiedniego fotorezystu na bazie żywicy epoksydowej przed rozpoczęciem programu wirowania.
    4. Panierowany wafel pieczemy na miękko przez 3 minuty w temperaturze 95 °C na gorącej płycie.
    5. Dopasuj maskę do warstwy izolacyjnej na płytce za pomocą odpowiednich znaczników wyrównania i soczewki okularowej. Wystaw wafel na działanie światła UV 100 mJ/cm2 (365 nm).
    6. W przypadku pieczenia po ekspozycji umieść wafel na rozgrzanej płycie grzejnej na 2 minuty w temperaturze 95 °C.
    7. Umieścić wafel w misce i rozwinąć rezystant za pomocą odpowiedniego wywoływacza (np. octanu 1-metoksy-2-propylu przez 2 minuty, w przypadku SU-8) na wytrząsarce orbitalnej.
    8. Najpierw opłucz płytkę PI izopropanolem, a następnie spłucz ją i wysusz zgodnie z opisem w kroku 1.2.3.
    9. Fotorezystor wyprać na twardo w piekarniku przez 3 godziny w temperaturze 150 °C.
  5. Czyszczenie elektrod wspomagane plazmą.
    1. Aby usunąć pozostałości fotorezystu, użyj plazmy tlenowej ze standardową jednostką plazmy. Uruchom program czyszczenia, używając mocy 200 W o niskiej częstotliwości z przepływem 100%O2, szybkością 250 sccm i łącznym czasem 3 minut.
    2. Umieść płytkę PI w komorze plazmowej, przymocuj płytkę do uziemionej płytki za pomocą szklanych pokrywek i rozpocznij proces plazmowy.
  6. Osadzanie srebra i chlorku srebra: Tworzenie wbudowanej elektrody referencyjnej.
    1. Pasywować platynowe podkładki kontaktowe płytki wafla za pomocą taśmy samoprzylepnej wrażliwej na promieniowanie UV. Pokrój folię na paski o szerokości 5 mm i długości 11 cm i przymocuj je do wafla, chroniąc części, które nie mają być osadzone srebrem.
    2. W celu osadzenia srebra należy umieścić kąpiel soniczną (35 kHz) w dygestorium i włożyć do kąpieli pojemnik z roztworem elektrolitu srebra (100 g/L Ag, pH 12,5). Ustaw kąpiel soniczną na temperaturę pokojową, a moc na 10%.
      Uwaga: Roztwory elektrolitu srebra są wysoce toksyczne i należy obchodzić się z nimi z najwyższą ostrożnością. Oparów nigdy nie należy wdychać.
    3. Podłącz styk masowy elektrod odniesienia do źródła prądu stałego. Podłącz przeciwelektrodę, srebrny drut, który jest zanurzony w roztworze elektrolitu srebra, do źródła prądu za pomocą standardowych połączeniowych.
    4. Ustaw źródło prądu na prąd stały i na gęstość prądu -4,5 mA/cm2, co daje szybkość osadzania srebra około 0,3 μm/min. Uruchom kąpiel soniczną i pozwól źródłu prądu pracować przez 10 minut. Opłucz wafel wodą DI
    5. W celu chlorowania elektrody referencyjnej należy włożyć do łaźni sonicznej naczynie z 0,1 M roztworem chlorku potasu (KCl). Połącz styk masowy płytki i elektrodę platynową zanurzoną w roztworze KCl ze źródłem prądu stałego.
    6. Ustaw źródło prądu na prąd stały i na gęstość prądu +0,6 mA/cm2, co daje szybkość osadzania około 0,075 μm/min. Uruchom kąpiel soniczną i pozwól źródłu prądu pracować przez 7,5 minuty.
    7. Opłucz i osusz płytkę PI, jak opisano w kroku 1.2.3.
    8. Usuń taśmę wrażliwą na promieniowanie UV po ekspozycji na promieniowanie UV (365 nm) 300 mJ/cm2, a następnie spłucz i wysusz płytkę PI, ponownie zgodnie z opisem w kroku 1.2.3.
  7. Trzeci etap fotolitografii: Wykorzystanie DFR do tworzenia kanałów mikroprzepływowych.
    1. Przytnij potrzebne warstwy DFR do rozmiaru zbliżonego do wafla (20 x 20 cm2). Zamocuj żądaną maskę na jednostce ekspozycji i wyrównaj warstwę DFR na masce gołym okiem. Oświetl rezystor światłem UV o mocy 250 mJ/cm2 (365 nm).
    2. Usunąć folię ochronną fotorezystu i rozwijać rezystor przez około 2 minuty (w zależności od struktury) w 1% roztworze węglanu sodu (Na2CO3 ) przy użyciu standardowej łaźni sonicznej (35 kHz) podgrzanej do 42 °C i mocy dźwiękowej 100%. Aby natychmiast zatrzymać reakcję, potrząsaj rezystantem przez 1 minutę w 1% kąpieli HCl na wytrząsarce orbitalnej. Spłucz i wysusz każdą warstwę DFR, jak opisano w kroku 1.2.3.
      UWAGA: W sumie należy przetworzyć cztery warstwy DFR, jak wspomniano w kroku 1.7: jedną warstwę kanału, jedną warstwę wierzchnią i dwie warstwy tylne (zapobiegające wyginaniu się biosensora na końcu).
  8. Laminowanie warstw DFR na podłożu PI.
    1. Umieść wafel PI na przezroczystej folii górnej i przymocuj go za pomocą standardowej taśmy klejącej. Wyreguluj warstwę kanałową DFR na płytce PI pod mikroskopem, używając odpowiednich struktur wyrównujących.
    2. Do laminowania należy użyć standardowego laminatora do gorących rolek i podgrzać górną rolkę do 100 °C, a dolną rolkę do 60 °C. Ustaw ciśnienie na 3 bary, z prędkością jazdy do przodu 0,3 m/min. Umieść wafel z utrwaloną warstwą DFR na środku laminatora i uruchom go; DFR jest przepychany przez laminator. Powtórz krok po obróceniu wafla o 180°.
    3. Aby zapobiec wyginaniu się bioczujnika, należy zalaminować dwie rozwinięte tylne warstwy na płytce, wykonując czynności 1.8.1-1.8.2.
  9. Zastosowanie hydrofobowej bariery zatrzymującej i uszczelnienie chipa.
    1. Usuń warstwę ochronną z przedniej strony warstwy kanału DFR, umieszczając standardową taśmę samoprzylepną na jednym końcu DFR i pociągając ją do góry. Użyj dozownika ręcznego z probówkami 0,004 cala, aby dozować małe kropelki rozpuszczonego politetrafluoroetylenu do dołków warstwy izolacyjnej. Aby uszczelnić chip mikroprzepływowy, przyłóż warstwę DFR pokrywy do warstwy kanału, jak opisano w kroku 1.8.
  10. Pieczenie na twardo biosensora mikroprzepływowego.
    1. Usuń wszystkie folie ochronne z okładki i tylnych warstw DFR. Pokrój biosensory na paski za pomocą zwykłych nożyczek. Frytki utwardzamy w piekarniku w temperaturze 160 °C przez 3 godziny.

2. Procedura immobilizacji testu na chipie

  1. Adsorpcja awidyny w obszarze unieruchomienia kanału.
    1. Przygotować 100 μg/ml roztworu awidyny w 10 mM roztworze soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS) o pH 7,4.
    2. Dozować 2 μl roztworu awidyny na wlot biosensora.
      UWAGA: Kanał jest wypełniany siłami kapilarnymi, aż płyn dotrze do hydrofobowej bariery zatrzymującej.
    3. Aby upewnić się, że płyn zatrzymuje się na barierze przez cały czas inkubacji, należy dozować 2 μl wody DI na wylot chipa. Inkubować wióry w temperaturze 25 °C przez 1 godzinę w zamkniętym pojemniku.
    4. Usuń nadmiar odczynników przez wlot chipa, stosując próżnię. Przemyć kanał 50 μl buforu płuczącego (PBS z 0,05% Tween 20), dozowanego na wylot podczas stosowania próżni. Suszyć kanał przez 30 sekund podczas stosowania próżni.
  2. Blokowanie powierzchni kanału w celu zahamowania niespecyficznego wiązania.
    1. Przygotować 1% roztwór albuminy surowicy bydlęcej (BSA) w 10 mM PBS o pH 7,4.
    2. Odmierzyć pipetą 2 μl 1% roztworu BSA na wlocie i 2 μl wody DI na wylocie kanału. Inkubować wióry w temperaturze 25 °C przez 1 godzinę w zamkniętym pojemniku. Usuń nadmiar odczynników i osusz kanał zgodnie z opisem w kroku 2.1.4.
  3. Inkubacja oligonukleotydów DNA znakowanych biotyną i 6-FAM.
    1. Przygotować roztworu DNA o różnych stężeniach (0,001-5 μM) w 10 mM PBS przy pH 7,4.
    2. Dozować 2 μl jednego stężenia roztworu DNA na wlocie i 2 μl wody demineralizowanej na wylot. Inkubować chip w temperaturze 25 °C przez 15 minut w zamkniętym pojemniku.
    3. Powtórzyć krok 2.3.2 dla pozostałych stężeń DNA, używając dodatkowych chipów biosensorów.
    4. Usuń nadmiar odczynników i osusz kanał zgodnie z opisem w kroku 2.1.4.
  4. Unieruchomienie przeciwciał 6-FAM znakowanych GOx.
    1. Sformułować stężenie 5 μg/ml przeciwciał 6-FAM w 10 mM PBS przy pH 7,4.
    2. Wprowadzić 2 μl roztworu przeciwciała do wlotu i 2 μl wody DI do wylotu kanału. Inkubować znakowane przeciwciała w temperaturze 25 °C przez 15 minut w zamkniętym pojemniku. Usunąć nadmiar odczynników, jak opisano w kroku 2.1.4.

3. Detekcja sygnału amperometrycznego przy użyciu techniki stop-flow

  1. Przygotowanie roztworu substratu do detekcji elektrochemicznej.
    1. Sformułuj 40-mM roztwór glukozy w 0,1 M PBS przy pH 7,4 w ultraczystej wodzie.
    2. Do wstępnej obróbki należy przygotować 0,1 M roztwór PBS o pH 7,4 w ultraczystej wodzie.
  2. Wstępna obróbka elektrod roboczych.
    1. Użyj specjalnie wykonanego uchwytu na wióry, aby umożliwić łatwe umieszczenie chipa oraz połączenie hydrauliczne i elektryczne.
    2. Podłącz elektrycznie biosensor do potencjostatu. Zapewnić kontakt płynny kanału mikroprzepływowego z pompą strzykawkową i zbiornikiem odczynnika za pomocą specjalnie wykonanego adaptera i rurek. Uruchom laptopa, który jest podłączony do potencjostatu i uruchom sterownik pompy strzykawkowej, kontrolując przepływ płynu przez chip.
    3. Uruchomić pompę strzykawkową ręcznie z 0,1 M PBS przy natężeniu przepływu 20 μl/min. Na elektrodzie roboczej w porównaniu z wbudowaną elektrodą odniesienia przyłóż napięcie przemienne 0,8 i -0,05 V przez 5 s przez 30 cykli. Następnie utlenić elektrodę roboczą, przykładając napięcie 0,8 V przez 60 s.
  3. Odczyt testu przy użyciu techniki stop-flow.
    1. Aby rozpocząć odczyt sygnału testowego, poczekaj, aż mierzony sygnał prądu ustabilizuje się. Zatrzymać pompę strzykawkową i zmienić odczynnik z 0,1 M PBS na 40-mM roztwór glukozy i uruchomić oprogramowanie w sterowniku pompy strzykawkowej; Spowoduje to automatyczne zatrzymanie przepływu na 1, 2 lub 5 minut, a następnie ponowne uruchomienie przepływu. Obserwuj wynikowy prąd szczytowy.
      UWAGA: Do analizy danych można wziąć pod uwagę zarówno aktualny pik, jak i ładunek piku, zgodnie z opisem w modelu odczytu sygnału elektrochemicznego (Rysunek 2).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Projektowanie i wykonanie platformy mikroprzepływowego biosensora:

Wytwarzanie mikrofluidycznych chipów biosensorowych odbywa się na poziomie wafla za pomocą standardowych technik fotolitograficznych z wykorzystaniem wielu warstw DFR. Ta strategia produkcji opiera się na laminowaniu wywołanych warstw DFR na podłożu PI z naniesionym wzorem z platyny, co prowadzi do utworzenia kanałów mikrofluidycznych. Krótkie podsumowanie przedstaw...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Przedstawiony tutaj protokół wytwarzania mikroprzepływowego bioczujnika elektrochemicznego umożliwia opracowanie taniej, kompaktowej i łatwej w użyciu platformy do wykrywania biomolekuł. W zależności od testu zastosowanego później w bioczujniku, można wykryć kilka różnych biomarkerów. To sprawia, że platforma jest bardzo uniwersalna i zapewnia szeroki dostęp do różnych obszarów zastosowań, od standardowych testów diagnostycznych (np. określających obecność określonych chorób w gabinecie lekarskim) po aplikacje p...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy chcieliby podziękować Niemieckiej Fundacji Badawczej (DFG) za częściowe sfinansowanie tej pracy w ramach grantów o numerach UR 70/10-01 i UR 70/12-01.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Materiał
PyraluxDuPontAP8525RUżywany jako podłoże poliimidowe
MA-N 1420Micro Resist TechnologyMA-N1420Lift-off reit w celu zdefiniowania osadzenia platyny
MA-D 533sMicro Resist TechnologyMaD533SWywoływacz dla MA-N1420
Platinum--Materiał elektrody i podkładki kontaktowej
Ma-R 404sMicro Resist TechnologyMaR404SRemover dla MA-N1420
SU-8 3005MicroChem Corp.SU-8-3005Fotorezystor do określenia obszaru elektrody i jako izolacja
Octan 1-metoksy-2-propanoluSigma-Aldrich108-65-6Wywoływacz dla SU-8 3005
2-PropanolVWR8.18766.2500Usunięcie wywoływacza SU-8
1020RUltron Systems Inc.1020Rwrażliwa na promieniowanie UV do ochrony podkładek kontaktowych
Arguna SDegussa1935Do osadzania srebra na elektrodzie referencyjnej
KClMethrom62308.020Do chlorowania srebrnej elektrody referencyjnej
PyraluxDuPontPC1025Fotorezystuł z suchą powłoką
Węglan soduFluka71352Wywoływacz dla Pyralux PC1025
ChlorowodórSigma-Aldrich30720Na szczycie rozwoju DFR
Teflon AF 1600DuPontAF1600Do stosowania bariery zatrzymującej
Nazwa>FirmaNumer katalogowyUwagi
Equipment
PA104Mega Electronics-Bubblewytrawiacz
FED 53Spoiwo9010-0018Piekarnik
SPIN150
Prä zithermHarry Gestigkeit GmbHPZ 28-2Płyta grzejna
HellasBungard Elektronik40000Jednostka naświetlania
Tetra30-LF-PCDiener-Plazma
Univex 500Leybold-Urządzeniefizycznego osadzania z fazy gazowej
Wytrząsarka S4ELMI-Wytrząsarkaorbitalna
Sonorex Super 10 PBandelin783Kąpiel soniczna
6221 DC i ACKeithley-Źródłoprądu
HRL 350Ozatec-Jednostkalaminatora
Pióro próżnioweEFD-Pióropróżniowe
Taśma samoprzylepna APT-Powlekarka do

Bibliografia

  1. Spindel, S., Sapsford, K. E. Evaluation of optical detection platforms for multiplexed detection of proteins and the need for point-of-care biosensors for clinical use. Sensors (Basel). 14 (12), 22313-22341 (2014).
  2. Luppa, P. B., Bietenbeck, A., Beaudoin, C., Giannetti, A. Clinically relevant analytical techniques, organizational concepts for application and future perspectives of point-of-care testing. Biotechnol Adv. 34 (3), 139-160 (2016).
  3. Gauglitz, G. Point-of-Care Platforms. Annu Rev Anal Chem. 7 (1), 297-315 (2014).
  4. Jung, W., Han, J., Choi, J. W., Ahn, C. H. Point-of-care testing (POCT) diagnostic systems using microfluidic lab-on-a-chip technologies. Microelectron Eng. 132, 46-57 (2014).
  5. Yager, P., et al. Microfluidic diagnostic technologies for global public health. Nature. 442 (7101), 412-418 (2006).
  6. Fu, E., Yager, P., Floriano, P. N., Christodoulides, N., McDevitt, J. T. Perspective on diagnostics for global health. IEEE Pulse. 2 (6), 40-50 (2011).
  7. Yager, P., Domingo, G. J., Gerdes, J. Point-of-care diagnostics for global health. Ann Rev Biomed Eng. 10, 107-144 (2008).
  8. Dincer, C., Bruch, R., Kling, A., Dittrich, P. S., Urban, G. A. Multiplexed point-of-care testing - xPOCT. Trends Biotechnol. 35, (2017).
  9. Horak, J., Dincer, C., Bakirci, H., Urban, G. A disposable dry film photoresist-based microcapillary immunosensor chip for rapid detection of Epstein-Barr virus infection. Sens Actuators B Chem. 191, 813-820 (2014).
  10. Method for the fabrication of a "lab on chip" from photoresist material for medical diagnostic applications. US patent. , 7,691,623 (2010).
  11. Kling, A., Dincer, C., Armbrecht, L., Horak, J., Kieninger, J., Urban, G. Electrochemical microfluidic platform for simultaneous multi-analyte detection. Procedia Eng. 120, 916-919 (2015).
  12. Armbrecht, L., Dincer, C., Kling, A., Horak, J., Kieninger, J., Urban, G. Self-assembled magnetic bead chains for sensitivity enhancement of microfluidic electrochemical biosensor platforms. Lab Chip. 15, 4314-4321 (2015).
  13. Dincer, C., et al. Designed miniaturization of microfluidic biosensor platforms using the stop-flow technique. Analyst. 141, 6073-6079 (2016).
  14. Weltin, A., Kieninger, J., Enderle, B., Gellner, A. K., Fritsch, B., Urban, G. A. Polymer-based, flexible glutamate and lactate microsensors for in vivo applications. Biosens Bioelectron. 61, 192-199 (2014).
  15. Kling, A., et al. Multianalyte Antibiotic Detection on an Electrochemical Microfluidic Platform. Anal Chem. 88 (20), 10036-10043 (2016).
  16. Bruch, R., et al. Clinical on-site monitoring of ß-lactam antibiotics for a personalized antibiotherapy. Sci Rep. , (2017).
  17. Horak, J., Dincer, C., Qelibari, E., Bakirci, H., Urban, G. Polymer-modified microfluidic immunochip for enhanced electrochemical detection of troponin i. Sens Actuators B Chem. 209, 478-485 (2015).
  18. Horak, J., Dincer, C., Bakirci, H., Urban, G. Sensitive, rapid and quantitative detection of substance P in serum samples using an integrated microfluidic immunochip. Biosens Bioelectron. 58, 186-192 (2014).
  19. Mattox, D. M. Handbook of Physical Vapor Deposition (PVD) Processing. , Elsevier Inc. (2010).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Detekcja elektrochemicznaelektrody platynowepodłoże polimidowetechnika stop-flowoksydaza glukozowaimmobilizacja awidynybariera hydrofobowapompa strzykawkowa
Elektrochemiczna platforma biosensorów mikroprzepływowych oparta na suchym filmie fotorezystu: produkcja urządzenia, przygotowanie testu na chipie i obsługa systemu
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.