Celem tego protokołu jest zademonstrowanie umieszczenia urządzenia do opóźnionego zwężania (ameroid zwężającego) wokół tętnicy wieńcowej w modelu świni. To urządzenie tworzy niedokrwiony obszar serca, który jest przydatny do badania nowych technik obrazowania diagnostycznego i nowych metod leczenia.
Artykuł metodologiczny
Model przewlekłego niedokrwienia serca u świń przy użyciu zwężacza ameroidowego
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Choroby układu krążenia pozostają główną przyczyną śmiertelności w Stanach Zjednoczonych. Istnieje wiele podejść do leczenia tych chorób, ale niezależnie od podejścia, do przetestowania każdego leczenia potrzebny jest model in vivo. Świnia jest jednym z najczęściej używanych dużych modeli zwierzęcych w chorobach sercowo-naczyniowych. Jego serce jest bardzo podobne pod względem anatomii i funkcji do serca człowieka. Technika umieszczania ameroidów tworzy niedokrwiony obszar serca, który ma wiele przydatnych zastosowań w badaniu zawału mięśnia sercowego. Model ten był używany w badaniach chirurgicznych, badaniach farmaceutycznych, technikach obrazowania i terapiach komórkowych.
Istnieje kilka sposobów na wywołanie niedokrwienia w sercu. Każda z nich ma swoje zalety i wady, ale umieszczenie zwężacza ameroidowego pozostaje najczęściej stosowaną techniką. Głównymi zaletami stosowania ameroidu są jego rozpowszechnienie w istniejących badaniach, jego dostępność w różnych rozmiarach, aby dostosować się do anatomii i wielkości naczynia, które ma być zwężone, operacja jest stosunkowo prostą procedurą, a monitorowanie pooperacyjne jest minimalne, ponieważ nie ma żadnych zewnętrznych urządzeń do konserwacji. Niniejszy artykuł zawiera szczegółowy przegląd właściwej techniki umieszczania zwężacza ameroidowego.
Wprowadzenie
Choroba wieńcowa (CAD), która prowadzi do niedokrwienia mięśnia sercowego, jest główną przyczyną niepełnosprawności, zgonów i kosztów opieki zdrowotnej na całym świecie4 i można przypisać około 1 na 3 zgony w USA. 1,2,3,4,5,6. Chociaż poczyniono wiele postępów zarówno w leczeniu przezskórnym, jak i chirurgicznym, aż jedna trzecia pacjentów cierpiących na CAD nie kwalifikuje się do tych zabiegów ze względu na wiek, zły stan zdrowia lub nieoptymalną anatomię4,5,6,7. Aby ocenić nowe metody diagnostyki obrazowej lub leczenia, kluczowe znaczenie ma opracowanie odpowiedniego modelu zwierzęcego.
Podczas opracowywania zwierzęcego modelu choroby, wywołane zaburzenie powinno ściśle naśladować anatomiczne i fizjologiczne cechy zaburzenia u ludzi8,9. Jednym z najczęściej wykorzystywanych dużych zwierząt do badań sercowo-naczyniowych jest świnia. Serce świni jest najbardziej podobne do serca ludzkiego pod względem wielkości, anatomii i fizjologii3,6. Podobnie jak ludzkie serce, mięsień sercowy świni nie posiada rozległego krążenia bocznego6. Z tego powodu serce świni nie toleruje dobrze ostrej niedrożności naczyń wieńcowych, ale może tolerować stopniową niedrożność naczyń wieńcowych. Jeśli tętnica wieńcowa jest powoli niedrożna, może być używana jako model przewlekłego niedokrwienia mięśnia sercowego, przewlekłego zawału mięśnia sercowego i niewydolności serca5,6,9,10,11,12,13. Przewlekłe niedokrwienie mięśnia sercowego może być wywołane przez implantację stentu lub umieszczenie okludera hydraulicznego, stałego okludera zwężenia lub zwężacza ameroidowego. Wszystkie te metody mają swoje zalety i wady, które zostały szczegółowo opisane w różnych publikacjach6,9,13, ale najczęściej stosowaną metodą jest ameroid placement5,6,10,11.
Zwężacz ameroidowy składa się z materiału kazeinowego zamkniętego w pierścieniu ze stali nierdzewnej, tworzywa sztucznego lub tytanu. Po umieszczeniu wokół tętnicy (zwykle lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej (LAD) lub lewej obwodowej tętnicy wieńcowej (LCX)), materiał kazeinowy wchłania otaczający płyn, powodując stopniowe zwężanie się wewnętrznego światła, naśladując powolne zwężenie tętnicy i ostatecznie powodując pełną okluzję9,13,14. Ta procedura stosowana samodzielnie lub w połączeniu z innymi metodami powoduje obszar przewlekłego niedokrwienia mięśnia sercowego i/lub zawału lewej komory serca, który był przydatny do opracowywania i oceny nowych technik obrazowania8,10,15, terapeutyczne zabiegi7,16,17,18 i zabiegi chirurgiczne19,20.
Protokół
Opisane tutaj procedury zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt w Narodowym Instytucie Serca, Płuc i Krwi przy Narodowym Instytucie Zdrowia i są zgodne z zasadami określonymi w Polityce Publicznej Służby Zdrowia dotyczącej Humanitarnej Opieki i Użytkowania Zwierząt Laboratoryjnych, Ustawie o Dobrostanie Zwierząt oraz Przewodniku dotyczącym Opieki i Użytkowania Zwierząt Laboratoryjnych.
UWAGA: Celem tej procedury chirurgicznej jest stworzenie zwierzęcego modelu przewlekłego niedokrwienia mięśnia sercowego, który może być wykorzystany do opracowania metod leczenia, które są klinicznie istotne dla pacjentów z ciężką chorobą wieńcową. Nie można tego osiągnąć za pomocą modelu in vitro.
1. Zwierzęta
- Używać samców świń rasy Yorkshire o wadze od 12 do 15 kg.
2. Zabiegi przedoperacyjne
- W profilaktyce antybiotyku należy stosować amoksycylinę i klawulanian potasu (15 mg/kg) doustnie dwa razy dziennie, począwszy od 24 godzin przed zabiegiem.
UWAGA: Ten doustny antybiotyk rozpoczyna się przed operacją, aby upewnić się, że świnia go połknie, a także upewnić się, że nie będzie miała reakcji alergicznej na lek po operacji. - Wstrzymaj się z jedzeniem i wodą od świni na 12 godzin przed zabiegiem.
- W dniu zabiegu należy znieczulić świnię koktajlem ketaminy (33 mg/kg), midazolamu (0,5 - 0,75 mg/kg) i glikopironianu (0,01 mg/kg) podawanego domięśniowo (IM).
- Umieścić cewnik dożylny (IV) o sile 20 G w żyle usznej i zaintubować zwierzę rurką dotchawiczą 7,0 Fr.
UWAGA: Dostosuj rozmiar cewnika dożylnego i rurki dotchawiczej odpowiednio do wielkości świni. - Usuń włosy (ogol się) po lewej stronie świni od łopatki do pępka i od linii środkowej brzucha do kręgosłupa.
- Profilaktycznie podawać antybiotyki (piperacylina i tazobaktam: 100 mg/kg dożylnie) oraz leki przeciwbólowe (buprenorfina o przedłużonym uwalnianiu: 0,2 mg/kg podskórnie (SC) lub system transdermalny z fentanylem 25-50 μg/h).
UWAGA: Antybiotyk podawany jest dożylnie, ponieważ zwierzęta są na czczo przez 12 godzin przed zabiegiem i w tym czasie nie otrzymują wspomnianego wcześniej antybiotyku doustnego. - Przetransportować świnię na salę operacyjną i podłączyć rurkę dotchawiczą do aparatu anestezjologicznego wyposażonego w czujnik strumienia bocznego do monitorowania gazów w drogach oddechowych. Mechanicznie przewietrzyć świnię, przyjmując za punkt wyjścia objętość oddechową 10 ml/kg i nie przekraczając ciśnienia w drogach oddechowych 30 cmH2O. Ustaw częstość oddechów w zakresie 10-20 oddechów na minutę (bpm) i dostosuj w razie potrzeby, aby utrzymać poziom CO2 (PetCO2) na końcu oddechu między 28 a 35 mm Hg. Utrzymuj znieczulenie izofluranem (1-3%) lub sewofluranem (2-5%).
- Ustaw świnię prawą stroną do dołu na stole operacyjnym. Podłącz wszystkie niezbędne sondy do monitorowania temperatury ciała (BT), elektrokardiogramu (EKG), pulsoksymetrii (SpO2) itp.
- Przygotuj miejsce operacji za pomocą trzech naprzemiennych peelingów z 2% chloroheksydyną i 70% alkoholem (nakładaj okrężnymi ruchami, zaczynając od środka i kierując się na zewnątrz).
- Ułóż pole operacyjne przy użyciu techniki aseptycznej21.
3. Zabieg chirurgiczny
- Odsłonić serce przez torakotomię lewą.
- Wykonaj nacięcie skóry równolegle do 4. i 5. przestrzeni międzyżebrowej o długości około 8 - 9 cm za pomocą ostrza skalpela nr 10.
- Przetnij mięśnie najszersze grzbietu i zębatego brzusznego za pomocą zakrzywionych nożyczek Metzenbauma i kleszczy Brown Adson. W razie potrzeby użyj elektrokoagulacji, aby utrzymać hemostazę.
- Wejdź do jamy opłucnej przez mięśnie międzyżebrowe między 4. a 5. żebrem za pomocą nożyczek Metzenbaum przecinających wzdłuż przedniej części 4. żebra. Aby zmniejszyć ryzyko przypadkowego uszkodzenia płuc, wyłącz wentylator na wydechu tuż przed wejściem do jamy opłucnej. Po naruszeniu jamy opłucnej ponownie włącz respirator.
- Użyj małego retraktora Finochietto, aby rozsunąć żebra, odsłaniając serce.
- Użyj kleszczy Debakey, aby chwycić i podnieść osierdzie. Użyj nożyczek Pottsa, aby zrobić mały otwór w osierdziu, umożliwiając dopływ powietrza do przestrzeni osierdzia. Kontynuuj nacięcie nożyczkami Potts nad skrzyżowaniem tętnic LAD i LCX.
- Użyj kleszczyków Babcocka, aby cofnąć uszek lewego przedsionka. Za pomocą Debakeya i małych kleszczy pod kątem prostym wypreparuj tętnicę LCX z otaczającej tkanki przed lub proksymalnie do 1 rozwartej gałęzi brzeżnej.
- Umieść dwie pętle naczyń pod wyciętą tętnicą LCX, po jednej na każdym końcu. Przytrzymaj zwężacz ameroidalny o rozmiarze 3,0 mm za pomocą małych kleszczy pod kątem prostym i podnieś pętle naczynia, aby delikatnie poprowadzić tętnicę LCX przez otwór zwężacza. Delikatnie obróć zwężacz tak, aby otwór był skierowany do góry. Usuń pętle naczynia. Zobacz Rysunek 1.
UWAGA: Odpowiednie rozwarstwienie tętnicy jest niezbędne, aby zapobiec załamaniu. Wybierz dusiciel o odpowiednim rozmiarze dla danego zwierzęcia. Dusiciel o odpowiedniej wielkości będzie ściśle otaczał naczynie, nie uciskając początkowo naczynia. Świnie domowe o wadze od 12 do 15 kg wymagają amerydowych dusicieli o wielkości 2,5 - 3,5 mm. Lokalizacja zwężacza ameroidu na naczyniu zależy od pożądanej wielkości obszaru niedokrwiennego. - Ponownie aproksymuj osierdzie i zamknij szwami polipropylenowymi 4-0.
- Przywróć ujemne ciśnienie w klatce piersiowej, wkładając rurkę piersiową 12 Fr lub jej odpowiednik do przestrzeni opłucnej, której koniec wychodzi między warstwami zamknięcia, zwykle dwiema przestrzeniami międzyżebrowymi za miejscem torakotomii.
UWAGA: Obserwuj płuca pod kątem niedodmy przed zamknięciem żeber. Jeśli zaobserwuje się jakiekolwiek oznaki niedopompowania, należy ręcznie ponownie napompować płuca do ciśnienia 30 mm Hg. - Zamknij klatkę piersiową za pomocą 1 szwów polipropylenowych na warstwę międzyżebrową, 0 szwów polipropylenowych na warstwę zębatą i powięziową, 2-0 szwów polipropylenowych na warstwę podskórną i 3-0 szwów polipropylenowych na warstwę podskórną. Zszyj lub zszyj skórę.
- Przymocuj trójdrożny kurek odcinający do końca rurki klatki piersiowej i opróżnij powietrze z klatki piersiowej za pomocą strzykawki o pojemności 40-60 cm3, aż do uzyskania ujemnego uszczelnienia. Przetocz zwierzę na mostek lub przeciwną stronę, aby ułatwić usunięcie całego powietrza. Gdy klatka piersiowa utrzyma podciśnienie, wyjmij rurkę klatki piersiowej i zszyj miejsce wyjścia. Jeśli zwierzęta są trzymane pojedynczo po operacji, nacięcie można bandażować przez kilka dni.
4. Okres pooperacyjny
-
Po zamknięciu naciekać
- nacięcie po obu stronach miejsca torakotomii 0,25% bupiwakainy.
- Odzwyczaić zwierzę od respiratora i wyłączyć znieczulenie. Wyjmij rurkę dotchawiczą, gdy zwierzę zacznie samodzielnie oddychać i połykać.
- Monitoruj zwierzę, aż w pełni wyzdrowieje (obudzone i mostkowe). W EKG nie powinno być żadnych nieprawidłowości ani arytmii, BT powinien wynosić 38,7 - 39,8 °C, SpO2 powinien wynosić 95 - 100%, a częstość oddechów powinna wynosić 32 - 58 uderzeń na minutę.
- Podawać amiodaron (100 mg, doustnie dwa razy dziennie) i wodorosiarczan klopidogrelu (75 mg, doustnie raz dziennie) w celu zapobiegania zakrzepicy i zaburzeniom rytmu serca. Kontynuuj podawanie amoksycyliny i klawulanianu potasu (15 mg/kg) doustnie dwa razy dziennie przez 10 dni po operacji. Ból pooperacyjny jest kontrolowany za pomocą buprenorfiny SR (o przedłużonym uwalnianiu) 0,2 mg/kg. SQ co trzy dni. Buprenorfina SR może być suplementowana karprofenem (4,4 mg/kg) jednorazowo, a następnie (2,2 mg/kg) PO lub IM BID.
- Trzymaj całą ściółkę i materiały do żerowania z dala od pomieszczenia dla zwierząt, dopóki nacięcie nie zostanie w pełni zagojone.
Wyniki
Po przeanalizowaniu danych uzyskanych z operacji implantacji ameroidów przeprowadzonych w naszej placówce w okresie dwuletnim, stwierdzono, że wskaźnik przeżywalności wyniósł 80%. Procedurę wykonano na 25 świniach rasy Yorkshire o masie ciała od 12 do 15 kg. Z 25 świń, 20 przeżyło do badania kontrolnego, u 2 wystąpiło migotanie komór i śmierć krótko po zamknięciu rany, 2 zostały poddane eutanazji z powodu ciężkiej niewydolności serca i obrzęku płuc, a 1 padła w wyniku powikłań anestezjologicznych podczas kontrolnego badania radiologicznego. Sekcja zwłok wykazała obszar zawału lewej komory u zwierząt, które padły w ciągu 24 godzin od zabiegu. Podejrzewano, że doszło do załamania tętnicy z powodu obecności ameroidu, jednak nie można było tego potwierdzić, gdyż światło ameroidu pozostało otwarte. Zbadano ameroidy pobrane od zwierząt poddanych eutanazji z powodu niewydolności serca. W 18. dniu stwierdzono całkowite zamknięcie światła.
Przeżyłe zwierzęta poddano badaniu obrazowemu metodą rezonansu magnetycznego (MRI) 28 dni po implantacji ameroidu w celu pomiaru funkcji serca oraz wielkości obszaru niedokrwiennego. Rycina 2 oraz Rycina 3 przedstawiają obrazy MRI uzyskane odpowiednio od świni z ameroidem w obudowie tytanowej oraz od świni z ameroidem w obudowie plastikowej. Po badaniu obrazowym wykonano drugą torakotomię w celu przeprowadzenia iniekcji komórek lub procedury pozorowanej (sham). Obserwację zwierząt prowadzono do 16 tygodni po implantacji ameroidu.
Rycina 1: Zdjęcia serca świni podczas procedury implantacji ameroidu. (A) Zdjęcie serca świni z zaznaczoną LAD, LCX oraz tętnicą brzeżną tępą (OM). (B) Zdjęcie wypreparowanej tętnicy LCX przed implantacją ameroidu. (C) Zdjęcie prawidłowego umiejscowienia ameroidu wokół LCX, z otworem ameroidu skierowanym do góry lub w stronę przeciwną do serca. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
Rycina 2: Obraz MRI serca świni z ameroidem w obudowie tytanowej. Obraz MRI serca świni wykonany cztery tygodnie po umieszczeniu konstriktora typu ameroid w obudowie tytanowej na tętnicy LCX. Strzałka wskazuje artefakt wywołany przez tytan. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
Rycina 3: Obraz MRI serca świni z ameroidem w plastikowej osłonie. Obraz MRI serca świni wykonany cztery tygodnie po umieszczeniu ameroidowego konstriktora w plastikowej osłonie na tętnicy LCX. Strzałka wskazuje konstriktor ameroidowy. Nie zaobserwowano artefaktów. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
Dyskusja
Zwężacze ameroidów są szeroko stosowane do tworzenia modeli zwierzęcych przewlekłego niedokrwienia mięśnia sercowego, przewlekłego zawału mięśnia sercowego i niewydolności serca 5,6,7,9,10,11,12,13,15,16,17,18,19,22 . Chociaż modele te można tworzyć za pomocą stentów, okluderów hydraulicznych lub stałych okluderów zwężeń, rozpowszechnienie stosowania ameroidów w literaturze naukowej pozwala badaczom dokładniej porównać wyniki swojej pracy z wcześniej opublikowanymi badaniami 5,6,7,9,10,11,12,13,15, 16,17,18,19,22. Kolejną zaletą stosowania zwężacza ameroidowego jest to, że procedura jest stosunkowo prosta i może być z powodzeniem wykonana przez każdego, kto ma rozsądne umiejętności chirurgiczne i nie wymaga specjalistycznych narzędzi. Pozostałe z wymienionych metod wymagają większych umiejętności technicznych, a w przypadku okludera hydraulicznego wymagają intensywnego monitorowania pooperacyjnego ze względu na urządzenie zewnętrzne 6,13.
Głównym ograniczeniem stosowania zwężacza ameroidów jest zmienność szybkości okluzji 9,13. Ogólnie rzecz biorąc, większość badań z użyciem zwężacza ameroidów wykazała, że wskaźnik zwężenia jest najwyższy w ciągu pierwszych dwóch tygodni, a następnie stopniowo zmniejsza się, aż do całkowitego zwężenia 23,24. Badania ex vivo bezpośrednio mierzące szybkość zamykania światła ameroidu potwierdziły, że największe zmniejszenie średnicy światła następuje w ciągu pierwszych dwóch tygodni, a następnie zwalnia25,26. Jednak te same badania wykazały również, że otaczające stężenia glukozy i białek mogą wpływać na szybkość i kompletność zamykania ameroidów, sugerując tym samym, że warunki in vivo są najprawdopodobniej odpowiedzialne za zmienność szybkości okluzji ameroidów25,26. Inni badacze zasugerowali, że uraz mechaniczny, stan zapalny, zwłóknienie i tworzenie się skrzepliny spowodowane samą procedurą umieszczania ameroidów mogą przyczyniać się do tej zmienności 5,6,25. Ten ostatni scenariusz jest najprawdopodobniej przyczyną przedwczesnych zgonów i niewydolności serca obserwowanych w tym badaniu. Nie można wystarczająco podkreślić znaczenia wykonania delikatnego, ale odpowiedniego rozwarstwienia tętnicy po obu stronach ameroidu, aby zapobiec załamaniu się naczynia.
Właściwe umieszczenie zwężacza ameroidu ma kluczowe znaczenie dla rozwoju niedokrwiennego obszaru serca, który jest wystarczająco duży, aby można go było leczyć, ale nie na tyle duży, aby prowadzić do śmierci. Umieszczenie dusiciela ameroidowego na LCX przed pierwszą gałęzią brzeżną wydaje się działać najlepiej u świń Yorkshire. Jak podano w innym miejscu, spowodowało to niedokrwienie około 25-30% lewej komory6. Umieszczenie ameroidu niżej spowodowało powstanie obszaru niedokrwiennego, który był nieodpowiedni dla konkretnego leczenia, które było badane w tym badaniu.
Zaburzenia rytmu serca występujące podczas zabiegu chirurgicznego zdarzają się rzadko. Podawanie doustnie amiodaronu po operacji do końca badania może zapobiec arytmii w ciągu 2 do 3 tygodni po operacji, kiedy ameroid się zamyka. Ponadto personel opiekuńczy i medyczny powinien zachować szczególną czujność, zauważając w tym czasie kaszel, który może być wczesnym objawem obrzęku płuc/niewydolności serca.
Z biegiem lat konstrukcja zwężacza ameroidowego została ulepszona. Ameroidy są obecnie dostępne w wielu rozmiarach, co pozwala chirurgowi wybrać ameroid pasujący do średnicy naczynia, które ma być zamknięte. Zewnętrzny pierścień ameroidu jest dostępny w wersji ze stali nierdzewnej, tytanu lub tworzywa sztucznego. Jest to szczególnie ważne podczas oceny chorych serc za pomocą rezonansu magnetycznego. Cały metal spowoduje powstanie artefaktu na obrazach MRI. Amerydy tytanu powodują mniej artefaktów niż stal nierdzewna, podczas gdy plastik nie pozostawia ich wcale. Obrazy MRI pokazujące różnicę między ameroidem tytanowym a ameroidem z tworzywa sztucznego pokazano odpowiednio na rycinie 2 i rycinie 3. Artefakt po prawej stronie serca na rycinie 2 jest spowodowany przez tytanowy pierścień otaczający ameroid. Do niedawna pierścień zabezpieczający na plastikowym ameroidzie był zbyt nieporęczny, aby umieścić go wokół tętnicy wieńcowej bez załamywania naczynia. Zwężacz ameroidowy zastosowany w tym badaniu (patrz tabela materiałów) jest znacznie bardziej opływową wersją, która ma taką samą średnicę zewnętrzną jak ameroidy metalowe.
Oświadczenia
Autorzy nie mają do ujawnienia konfliktu interesów.
Podziękowania
Finansowanie tego projektu zostało zapewnione przez Wydział Badań Wewnętrznych, Narodowy Instytut Serca, Płuc i Krwi w Narodowym Instytucie Zdrowia. Chcielibyśmy podziękować dr Jamesowi Hawkinsowi, dr Robertowi Hoytowi, Wydziałowi Zasobów Weterynaryjnych NIH oraz personelowi programu badawczego Cardiothoracic Surgery w NIH.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Znieczulenie: ketamina | Putney, INC | Dawka: 25 mg / kg, IM | |
| Znieczulenie: midazolam | App Pharmaceuticals | Dawka: 0,75 mg / kg, IM | |
| Znieczulenie: izofluran | Baxter | Dawka: 1-3%, INH | |
| Antybiotyki: amoksycylina i klawulanian potasu | WG Intensywna terapia | Dawka: 15 mg / kg, IV | |
| Antybiotyki: piperacylina i tazobactam | Fresenius Kabl | Dawka: 100 mg / kg, PO | |
| Analgezja: buprenorfina (o przedłużonym uwalnianiu) | Zoo Pharm | Butelka 10 mg / ml, Dawka: 0,2 mg / kg SC | |
| Analgezja: plaster z fentanylem | Mylan | Dawka: 25-50 mcg / godz., TD | |
| Analgezja: bupiwakaina 0,25% | Hospira | Podaj SC w miejscu nacięcia na analgezję | |
| Alkohol 70% | Humco | NDC 0395-4202-28 | do szorowania miejsca operacyjnego |
| Peeling chlorheksydynowy 2% | Vet One | 510083 | do szorowania miejsca operacyjnego |
| Datex-Ohmeda Aestiva / 5 maszyna anestezjologiczna | GE Healthcare Madison WI. | ||
| Obwód anestezjologiczny dla dzieci | Westmed | 7-8901 | www.westmedinc.com |
| Koc wodny | Cincinnati Sub Zero | Blanketrol 2 | |
| EKG | Medtronics- Physiocontrol | LifePak 20 | |
| Monitor saturacji tlenem | GE Healthcare Madison WI. | ||
| Sonda temperatury | GE Healthcare Madison WI. | ||
| Elektryczna jednostka kauteryzyjna | Valley Labs | Force 2 | Cut-30 Coag-40 |
| Rurka dotchawicza | Hudson RCI | HUD510312 | marki Hudson - odpowiedni rozmiar dla zwierzęcia |
| Cewnik dożylny, rozmiar 20 Santa | Cruz Biotechnology, Inc | SC-360097 | Podawanie płynów i leków |
| Lactated Ringers Solution | Hospira | NDC 0409-7953-03 | |
| Zestaw kroplówek Macro IV 15 kropli/ml | Hospira | 12672-28 | |
| Fartuchy chirurgiczne | Kimberly Clark | 90142 | |
| Serwety użytkowe | Kimberly Clark | 89731 | |
| Serweta do laparotomii dla dorosłych | Medline | DYNJP3004 | |
| Sterylne rękawiczki chirurgiczne | Cardinal Health (Allegiance) | 22537-570 | Rozmiar 7 - użyj odpowiedniego rozmiaru dla chirurg |
| Mata igłowa - sterylna | Medline | NC30MBR | |
| Ołówek kauteryczny | Medline | ESPB 2000 | |
| Rurka ssąca | Medline | DYND50251 | |
| Końcówka ssąca; Kanister ssący Yankauer | Medline | DYND50130 | |
| Cardinal Health (Allegiance) | 65651-220 | ||
| Dusiciele ameroidalne rozmiary 2,5 mm -3,5 mm | Instrumenty badawcze SW, Inc. | 760-764-9411 | Rodzaje: Kran 3-drogowy ze stali nierdzewnej, tytanu lub tworzywa sztucznego |
| Cardinal Health (Allegiance) | 455991 | Do rurki na klatkę piersiową | |
| Rurka żołądkowa - 18 Fr | Cardinal Health (Allegiance) | DC4418 | Do rurki na klatkę piersiową |
| Strzykawka 60cc | Cardinal Health (Allegiance) | SY35060LL | Do rurki na klatkę piersiową |
| Strzykawka 3cc | Cardinal Health (Allegiance) | SY35003LL | Do iniekcji przeciwbólowych po operacji |
| Zszywacz do skóry - 35W | Ethicon Endochirurgia | PMW 35 | zamknięcie skóry |
| Ostrze skalpela - rozmiar #10 | Cardinal Health (Allegiance) | 32295-010 | |
| Mini silikonowe pętle naczyń 1 Pak | Aspen Surgical | 011001PBX | do podnoszenia tętnicy obwodowej w celu zastosowania stożka ameroid |
| 1 (polipropylen) | Ethicon | BB #8425H | żebra domysłe |
| 2-0 (polipropylen) stożek | Ethicon | SH #8523 | Zamknij warstwy mięśniowe |
| Stożek 4-0 (polipropylen) | Ethicon | BB #8581H | igła do zaciśnięcia osierdzia |
| o rozmiarze 20 Cardinal | Health (Allegiance) | 81-200219 | pooperacyjna analgezja iniekcyjna |
| serweta przeciwbakteryjna | 3M | 6640EZ | |
| Zwijacz żeber Finochietto - rozmiar dla niemowląt | Codman | 50-8057 | |
| Nożyczki Potts-Smith | Roboz | RS-6043 | |
| Kleszcze Babcock | Roboz | RS-8022 | |
| Kleszcze hemostatyczne Grochowe zakrzywione | Codman | 30-4565 | |
| #7 | Codman | 11-5534 | |
| Brązowe kleszcze Adson | Roboz | RS-5231 | |
| Debakey Kleszcze | Roboz | RS-7562 | |
| Nożyczki Mayo | Roboz | RS-6870SC | |
| Nożyczki preparacyjne Metzenbaum | Codman | 36-5011 | |
| Nożyczki preparacyjne Metzenbaum | Codman | 36-5016 | |
| Uchwyt na igły Mayo-Hegar | Codman | 36-2017 | |
| Uchwyt na igły Ryder | Codman | 36-3012 | |
| Kleszcze hemostatyczne Kelly | Roboz | RS-7130 | |
| Kleszczyk hemostatyczny Reynolds | Zwijacz Roboz | RS-7211 | |
| Weitlander | Roboz | RS-8612 | |
| Yorkshire świnie domowe |
Bibliografia
- Mozaffarian, D., et al. Executive Summary: Heart Disease and Stroke Statistics--2016 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 133 (4), 447-454 (2016).
- Heron, M. Deaths: Leading causes for 2014. National Vital Statistics Reports. 65 (5), Public Health Service. Washington, DC. (2016).
- Tsang, H. G., Rashdan, N. A., Whitelaw, C. B. A., Corcoran, B. M., Summers, K. M., MacRae, V. E. Large animal models of cardiovascular disease. Cell Biochem Funct. 34 (3), 113-132 (2016).
- Lassaletta, A. D., Chu, L. M., Sellke, F. W. Therapeutic neovascularization for coronary disease: current state and future prospects. Basic Res Cardiol. 106 (6), 897-909 (2011).
- Tuzun, E., et al. Correlation of Ischemic Area and Coronary Flow With Ameroid Size in a Porcine Model. J Surg Res. 164 (1), 38-42 (2010).
- Hughes, G. C., Post, M. J., Simons, M., Annex, B. H. Translational Physiology: Porcine models of human coronary artery disease: implications for preclinical trials of therapeutic angiogenesis. J Appl Physiol. 94 (5), 689-701 (2003).
- Sabe, A. A., et al. Investigating the effects of resveratrol on chronically ischemic myocardium in a swine model of metabolic syndrome: a proteomics analysis. J Med Food. 18 (1), 60-66 (2015).
- Santos, A., et al. Cardiovascular imaging: what have we learned from animal models? Front Pharmacol. 6, 227(2015).
- Klocke, R., Tian, W., Kuhlmann, M. T., Nikol, S. Surgical animal models of heart failure related to coronary heart disease. Cardiovasc Res. 74 (1), 29-38 (2007).
- Tarkia, M., et al. Cardiac remodeling in a new pig model of chronic heart failure: Assessment of left ventricular functional, metabolic, and structural changes using PET, CT, and echocardiography. J Nucl Cardiol. 22 (4), 655-665 (2015).
- Caillaud, D., et al. Echocardiographic analysis with a two-dimensional strain of chronic myocardial ischemia induced with ameroid constrictor in the pig. Interact Cardiovasc Thorac Surg. 10 (5), 689-693 (2010).
- Unger, E. F. Experimental evaluation of coronary collateral development. Cardiovasc Res. 49 (3), 497-506 (2001).
- Giordano, C., Kuraitis, D., Beanlands, R. S., Suuronen, E. J., Ruel, M. Cell-based vasculogenic studies in preclinical models of chronic myocardial ischaemia and hibernation. Expert Opin Biol Ther. 13 (3), 411-428 (2013).
- St Louis, J. D., et al. An Experimental Model of Chronic Myocardial Hibernation. Ann Thorac Surg. 69 (5), 1351-1357 (2000).
- Green, J. D., et al. Comparison of X-ray fluoroscopy and interventional magnetic resonance imaging for the assessment of coronary artery stenoses in swine. Magn Reson Med. 54 (5), 1094-1099 (2005).
- Qiu, Q., Lin, Y., Xiao, C., et al. Time-Course of the Effects of QSYQ in Promoting Heart Function in Ameroid Constrictor-Induced Myocardial Ischemia Pigs. Evid Based Complement Alternat Med. , (2014).
- Zhou, Y., et al. Direct Injection of Autologous Mesenchymal Stromal Cells Improves Myocardial Function. Biochem Biophys Res Commun. 390 (3), 902-907 (2009).
- Radke, P. W., et al. Evaluation of the porcine ameroid constrictor model of myocardial ischemia for therapeutic angiogenesis studies. Endothelium. 13 (1), 25-33 (2006).
- Estvold, S. K., et al. Does laser type impact myocardial function following transmyocardial laser revascularization? Lasers Surg Med. 42 (10), 746-751 (2010).
- Kumar, A. H., et al. Intravascular cell delivery device for therapeutic VEGF-induced angiogenesis in chronic vascular occlusion. Biomaterials. 35 (32), 9012-9022 (2014).
- JoVE Science Education Database. Essentials of Lab Animal Research: Considerations for Rodent Surgery. , JoVE, Cambridge, MA. Available from: https://www.jove.com/science-education/10285/considerations-for-rodent-surgery (2017).
- Cao, X., et al. Coronary artery vasospasms in a microminipig occurred after placing an ameroid constrictor. J Vet Med Sci. 78 (7), 1213-1216 (2016).
- Sereda, C. W., Adin, C. A. Methods of Gradual Vascular Occlusion and Their Applications in Treatment of Congenital Portosystemic Shunts in Dogs: A Review. Veterinary Surgery. 34, 83-91 (2005).
- Ikonen, T. S., et al. Ligation of ameroid-stenosed coronary artery leads to reproducible myocardial infarction--a pilot study in a porcine model. J Surg Res. 142 (1), 195-201 (2007).
- Adin, C. A., Gregory, C. R., Kyles, A. E., Griffey, S. M., Kendall, L. Effect of Petrolatum Coating on the Rate of Occlusion of Ameroid Constrictors in the Peritoneal Cavity. Veterinary Surgery. 33, 11-16 (2004).
- Griffin, M. A., Hunt, G. B., Epstein, S. E. Behavior of plastic and metal ameroid constrictors during in vitro incubation in physiologic solutions of varying glucose concentration. Res Vet Sci. 105, 165-170 (2016).
Przedruki i uprawnienia
