Artykuł metodologiczny

Skuteczny i powtarzalny protokół osteogenezy dyfuzyjnej w modelu szczurzym prowadzący do funkcjonalnej regeneracji kości udowej

DOI:

10.3791/56433

⸱

23 października 2017

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1CNRS, ISM, Inst Movement Sci, Aix Marseille Univ, 2Sainte-Marguerite Hospital, Institute for Locomotion, Department of Orthopaedics and Traumatology, APHM, 3Sainte-Marguerite Hospital, Institute for Locomotion, Department of Peadiatric Orthopaedics, APHM, 4Ecole centrale de Marseille, 5Faculté de Pharmacie, Laboratoire de Biochimie, 6Service Central de la Qualité et de l'Information Pharmaceutiques, APHM

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie opisuje powtarzalny i szczegółowy protokół wykorzystujący nowo opracowany zewnętrzny stabilizator do osteogenezy dywersyjnej (DO) w modelu szczura kości udowej, który pozwala na fizjologiczne obciążanie zwierzęcia po usunięciu zewnętrznego stabilizatora.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół opisuje użycie nowo opracowanego zewnętrznego stabilizatora do osteogenezy rozpraszającej w modelu kości udowej szczura. Osteogeneza dywersyjna (DO) to technika chirurgiczna prowadząca do regeneracji kości po osteotomii. Osteotomizowane kończyny są odsuwane od siebie poprzez stopniowe rozpraszanie, aby osiągnąć pożądane wydłużenie. Zabieg ten jest szeroko stosowany u ludzi do wydłużania kończyn dolnych i górnych, leczenia po braku zrostu kostnego lub regeneracji ubytku kostnego po operacji wycięcia guza kości, a także w rekonstrukcji szczękowo-twarzowej. Tylko nieliczne badania jednoznacznie pokazują skuteczność ich protokołu w uzyskaniu funkcjonalnej kości zregenerowanej, czyli takiej, która po usunięciu stabilizatora zewnętrznego będzie podtrzymywać fizjologiczne obciążenie bez złamania. Co więcej, protokoły dotyczące DO różnią się między sobą, a odtwarzalność jest ograniczona przez brak informacji, co utrudnia porównywanie badań. Celem pracy było opracowanie powtarzalnego protokołu obejmującego odpowiednią konstrukcję stabilizatora zewnętrznego do wydłużania kończyn szczura, ze szczegółową techniką chirurgiczną, która umożliwia fizjologiczne przenoszenie ciężaru ciała przez zwierzę po usunięciu stabilizatora zewnętrznego.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Osteogeneza rozproszenia (DO) jest techniką chirurgiczną szeroko stosowaną klinicznie1,2,3,4 u ludzi dla klasy Lower1,2 i wyższe3 Wydłużenie kończyny, leczenie po braku zrostu kostnego lub regeneracja ubytku kostnego po operacji wycięcia guza kości, a także w rekonstrukcji szczękowo-twarzowej4. DO prowadzi do regeneracji kości po umieszczeniu stabilizatora zewnętrznego w kości i osteotomii. Osteotomizowane kończyny są odsuwane od siebie poprzez stopniowe rozpraszanie2, aby osiągnąć pożądane wydłużenie. Następuje okres konsolidacji, podczas którego nie ma już wydłużenia.

Procedura DO jest podzielona na trzy odrębne fazy: opóźnienie, rozproszenie i konsolidacja. Ogólnie rzecz biorąc, 7-dniowy okres utajenia rozpoczyna się tuż po osteotomii4. Dzięki temu naprawa kości może rozpocząć początkowy etap procesu gojenia4. Po okresie utajenia następuje okres rozproszenia, w którym siły trakcyjne są przykładane do zregenerowanego kalusa i otaczających tkanek miękkich1,2,4. Po osiągnięciu pożądanego wydłużenia rozpraszanie uwagi usta i rozpoczyna się okres konsolidacji. W tym okresie stabilizator zewnętrzny jest utrzymywany do momentu, gdy zregenerowana kość będzie na tyle funkcjonalna, aby umożliwić jej usunięcie.

Różne parametry DO wpływają na naprawę kości, takie jak długość i tempo wydłużania, rodzaj zewnętrznego stabilizatora, częstotliwość rozproszenia, długość okresu konsolidacji, czy rodzaj mechanicznego obciążenia zastosowanego do rozproszonego kalusa. Na przykład tempo i częstotliwość wydłużania mogą prowadzić do przedwczesnej konsolidacji5 lub zakłócenia procesu poprzez tworzenie nieodwracalnych uszkodzeń, takich jak tkanka martwicza lub torbiele w obrębie modzeli6,7.

Wiele protokołów DO zostało zastosowanych do różnych modeli zwierzęcych8,9,10 do badania procesów naprawy kości i maksymalizacji konsolidacji kości. U szczurów większość badań11,12,13,14,15 skupiało się na tym, jak skrócić protokół DO poprzez przyspieszenie konsolidacji modzeli. W niektórych z tych badań eksperymentalnych wykorzystano zewnętrzne stabilizatory już dostępne na rynku do zastosowań klinicznych u ludzi5,13,15,16. Jednak tego typu stabilizatory zewnętrzne nie nadają się do DO na kości udowej szczura, która wykazuje inne cechy anatomiczne niż kość udowa człowieka. Co więcej, tylko kilka badań wyraźnie pokazuje skuteczność ich protokołów w uzyskiwaniu funkcjonalnej zregenerowanej kości 7,16. W związku z tym trudno jest porównać wyniki różnych badań DO, ze względu na ich różne protokoły i brak informacji na temat zewnętrznego stabilizatora12,13,14,17.

Tak więc, celem tego badania było opisanie na modelu szczurzym skutecznego i powtarzalnego protokołu DO na kości udowej, który prowadzi do funkcjonalnej zregenerowanej kości. W tym celu zaprojektowaliśmy domowy i łatwy w użyciu stabilizator zewnętrzny specjalnie dla kości udowej szczura, który szczegółowo opisaliśmy w tym protokole. Opracowując specyfikację techniczną tego urządzenia, wzięliśmy pod uwagę wszystkie podstawowe ograniczenia dotyczące dobrego rozkładu naprężeń mechanicznych i uniknięcia wytwarzania naprężeń szczątkowych. Specyfikacja techniczna obejmowała odpowiednią geometrię urządzenia, która umożliwiała działanie czystej siły trakcyjnej na kości i otaczające tkanki, odpowiednią wagę do chodu zwierzęcia, kontrolę długości wydłużenia kości oraz dobre wyrównanie segmentów kości bez wytwarzania naprężeń ścinających na przecięciu kołków i kości. Co więcej, urządzenie to musiało nadawać się do użytku bez sedacji zwierzęcia podczas odwracania uwagi, być biokompatybilne i nadawać się do sterylizacji bez uszkodzeń. Po 7 tygodniach konsolidacji, ten protokół dla DO na kości udowej szczura doprowadził do funkcjonalnej zregenerowanej kości, co wykazano fizjologicznym obciążeniem zwierząt bez złamania zregenerowanego kalusa po usunięciu zewnętrznego stabilizatora. Fizjologiczny chód zwierząt był zgodny z parametrami architektonicznymi uzyskanymi z analizy mikro-CT zregenerowanego kalusa i analizy rentgenowskiej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie opisane procedury zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu w Aix-Marsylii oraz francuskie ministerstwo badań i przeprowadzone w konwencjonalnym pomieszczeniu dla zwierząt Wydziału Medycznego w Marsylii (Francja).

1. Zdefiniuj specyfikacje funkcjonalne stabilizatora zewnętrznego w oparciu o następujące wytyczne

  1. Zoptymalizuj zakotwiczenie kości.
    1. Implant kołków z półgwintem o średnicy (odcinka gwintowanego) 1 mm.
  2. Wybierz wzór, który zmniejszy dyskomfort zwierzęcia.
    1. Wybierz stabilizator zewnętrzny o niewielkich rozmiarach, który mieści się w objętości 7 723 mm3 (32 mm x 19 mm x 12,7 mm).
    2. Wybierz stabilizator zewnętrzny o niskiej wadze, poniżej 13 g bez szpilek, aby nie zakłócać chodu zwierząt. Wybierz aluminium jako materiał na dwa bloki ze względu na jego niską gęstość.
      UWAGA: Fazowania bloków znacznie zmniejszają wagę obu części.
  3. Kontroluj ruch stabilizatora w taki sposób, aby kierunek siły rozciągającej był utrzymywany równolegle do kierunku kości i zapewnij czyste siły rozciągające.
    1. Użyj przesuwanego pręta, który przechodzi przez dwa bloki . Rowkowanie i otwieranie bloków tak, aby każdy z nich mógł wytrzymać dwa kołki.
    2. Użyj wydłużającej z jedną gładką stroną, która swobodnie obraca się w bloku i może być chwytana palcami oraz z gwintowaną stroną, która przesuwa drugi blok przez obrót. Zakotwicz dwa kołki do kości, po każdej stronie złamania, aby utrzymać kierunek siły rozciągającej równoległy do kierunku kości. Utrzymuj siły rozciągające w osi podłużnej, aby umożliwić dobry rozkład naprężeń na sworzniach. Zabezpiecz cztery kołki blokującymi.
  4. Wybierz materiały takie jak aluminium, tytan i stal, które wytrzymają temperatury sterylizacji.
  5. Upewnij się, że rozmieszczenie kołków odpowiada geometrii zewnętrznego stabilizatora (Rysunek 1-B).
    1. Użyj prowadnicy wiertniczej, która zawiera zacisk dokręcony na kości, aby utrzymać pozycję wiercenia.
    2. Skróć ramię dźwigni zacisku, aby uzyskać niską siłę zacisku. Umieść zacisk na środku urządzenia, nad przyszłym pęknięciem, aby oczyścić boki.
  6. Spraw, aby rozproszenie uwagi było łatwe do ręcznej regulacji, dodając radełkowaną do dokręcania i zwalniania ruchomego bloku.
    1. Użyj wystarczająco szerokiej, aby manipulować samymi palcami.
    2. Dodaj wywierconą kwadratową nakrętkę pośrodku wydłużającej między dwoma blokami, aby umożliwić łatwe odwrócenie uwagi.
    3. Spraw, aby ta kwadratowa nakrętka (8 mm z każdej strony) była większa niż dwa bloki, aby umożliwić ręczne użycie cienkim kołkiem lub dowolnym przedmiotem. Obróć o 1/4 obrotu, aby umożliwić wydłużenie o 0,125 mm.

2. Chirurgia

UWAGA: Asystent jest wymagany do wszystkich zabiegów chirurgicznych. Cztery 12-tygodniowe samce szczurów Sprague Dawley były karmione standardową dietą laboratoryjną ad libitum.

  1. Przygotuj narzędzia chirurgiczne.
    1. Wysterylizuj wszystkie następujące narzędzia chirurgiczne: 1 rugine, 2 retraktory Senna, 1 mikro uchwyt na igłę Olsena-Hegara, 1 uchwyt na igłę Mayo-Hegar, 1 nożyczki majonezowe i 1 skalpel.
    2. Wysterylizuj stabilizator zewnętrzny, prowadnicę wiertniczą, 4 kołki z półgwintem, 4, końcówkę i sznurek wiertła oraz końcówkę i sznurek piezotomu. Sterylizować te narzędzia w autoklawie w temperaturze 135 °C przez 18 minut.
    3. Zainstaluj poduszkę grzewczą poniżej sterylnego pola, na stole operacyjnym. Umieść wszystkie instrumenty lub narzędzia na innym sterylnym polu.
  2. Znieczulij i przygotuj zwierzę.
    1. Zważ szczura, aby przygotować mieszaninę środka znieczulającego i przeciwbólowego
    2. Określ i oblicz ilość bupremorfiny i karprofenu, aby przygotować mieszaninę przeciwbólową z głowy. Stosować buprenorfinę (0,03 mg/ml) i karprofen (5 mg/ml) odpowiednio w dawkach 0,05 mg/kg i 5 mg/kg.
    3. Unieruchomić szczura i podskórnie wstrzyknąć mieszaninę przeciwbólową. Odczekaj kilka sekund, a następnie wstrzyknij dootrzewnowo mieszaninę znieczulającą.
    4. Ogolić prawą tylną kończynę elektryczną maszynką do golenia i zdezynfekować kończynę roztworem jodu powidonu.
    5. Połóż zwierzę bokiem (prawą stroną do góry) na sterylnym polu, aby umożliwić prawidłowe ustawienie zewnętrznego stabilizatora wzdłuż osi przyśrodkowo-bocznej.
    6. Załóż sterylny kompres na głowę, aby chronić oczy podczas operacji.
  3. Wszczepić stabilizator zewnętrzny w kość udową.
    1. Zaznacz nacięcie skóry. Za pomocą markera narysuj punkt z części dystalnej (kolano) i drugi punkt w części proksymalnej (biodro) wzdłuż linii środkowej w płaszczyźnie strzałkowej. Następnie narysuj linię między tymi 2 punktami.
    2. Naciąć rozciągniętą skórę wzdłuż linii rysowania za pomocą skalpela.
    3. Przeciąć między mięśniem dwugłowym uda a mięśniem obszernym bocznym, aż kość udowa zostanie całkowicie odsłonięta, za pomocą skalpela. Użyj 2 retraktorów Senna (może wymagać asystenta), aby ułatwić nacięcie mięśni.
    4. Podnieś okostną i odłącz tkankę miękką od kości za pomocą rugine.
    5. Sprawdź, czy odsłonięta kość udowa jest wystarczająco długa.
      1. Włóż kołki w najbardziej proksymalne i dystalne otwory stabilizatora zewnętrznego.
      2. Ustawić stabilizator zewnętrzny i sprawdzić, czy oba kołki mogą być zakotwiczone w kości udowej.
    6. Implant 4 równoległe kołki z półgwintem 1 mm w kości udowej.
      1. Weź prowadnicę do wiercenia i rozsuń mięśnie za pomocą 2 zwijaczy Senna. Dokręć zacisk prowadnicy wiertniczej na środku kości udowej.
      2. Wywierć 4 otwory wstępne w kości udowej. Za pomocą wiertarki elektrycznej wywierć otwory z prędkością 2 000 obr./min, przepuszczając metalowe wiertło o średnicy 0,6 mm przez 4 otwory prowadzące.
        1. Zacznij od najbardziej proksymalnych i dystalnych otworów, a zakończ dwoma środkowymi otworami prowadnicy. Uważaj, aby przejść przez obie kory, ale nie uszkodzić tkanek miękkich tuż pod kością udową.
      3. Zdejmij prowadnicę wiercenia.
      4. Powiększ 4 otwory wstępne za pomocą kołka z półgwintem 0,8 mm.
        1. Przesuwaj szpilkę w przód iw tył przez otwory 0,6 mm. Uważaj, aby pozostać prostopadłym do kości udowej i zanurzyć się w obu korach.
      5. Implant 1 mm szpilki z półgwintem.
        1. Chwyć kołka z półgwintem 1 mm za pomocą uchwytu na igłę.
        2. Zanurz szpilkę, aby powiększyć otwór wstępny. Sprawdź, czy szpilki wbijają się w obie kory i nie wystają więcej niż 1 mm za pomocą zwijacza Senna.
      6. Podłącz zewnętrzny stabilizator do 4 kołków z półgwintem. Upewnij się, że przesunięcie (odległość między dwoma blokami stabilizatora a powierzchnią kości) wynosi około 6 mm, aby umożliwić łatwe zszywanie i dobrą sztywność systemu18.
      7. Dokręć 4 blokujące tak, aby zewnętrzny stabilizator był zablokowany na kołkach.
  4. Osteotomizacja kości udowej.
    1. Wykonaj osteotomię między 2 środkowymi szpilkami za pomocą piezotomu.
    2. Zamknąć ranę za pomocą ciągłego ściegu z wchłanialną nicią do szwów (5,0) i uchwytem na igłę Mayo-Hegar. Upewnij się, że zszyta jest tylko skóra, a nie mięśnie.
  5. Zweryfikuj operację i monitoruj zwierzęta.
    1. Wykonaj zdjęcie rentgenowskie tuż po operacji, gdy zwierzę jest jeszcze znieczulone. Sprawdź głębokość wszystkich szpilek i czy osteotomizowane kończyny są wyrównane wzdłuż długiej osi.
    2. Należy zapewnić analgezję i profilaktykę przeciwbiobioprofilaktyczną poprzez podskórne wstrzyknięcie buprenorfiny (0,03 mg/ml) i enrofloksacyny (50 mg/ml) odpowiednio w dawkach 0,05 mg/kg i 10 mg/kg.
    3. Określ i oblicz ilość antypamezolu, aby odwrócić znieczulenie. Stosować lek przeciwpamezol w dawce 1 mg/kg mc. i wykonać wstrzyknięcie podskórne w celu podania produktu. Pozwól zwierzęciu odzyskać przytomność i wróć do klatki.
    4. Sześć godzin po zabiegu należy wstrzyknąć drugą dawkę mieszaniny przeciwbólowej (buprenorfina i karprofen) odpowiednio w dawce 0,05 mg/kg i 5 mg/kg podskórnie.
      Przez co najmniej 3 następne dni podawaj te zastrzyki dwa razy dziennie w przypadku mieszaniny przeciwbólowej i raz dziennie w przypadku profilaktyki przeciwbiobiologicznej. W celu oceny skuteczności analgezji należy przeprowadzać regularne badania kliniczne i należy je modyfikować zgodnie z objawami zachowania każdego zwierzęcia.  
    5. Sprawdź, czy zwierzęta mogą normalnie chodzić, używając operowanej kończyny tylnej następnego dnia po operacji.

3. Rozproszenie uwagi

  1. Pozostaw stabilizator zewnętrzny w neutralnym utrwaleniu na 1 tydzień. Prześwietl kończynę na końcu tej fazy. Sprawdź położenie szpilek i wyrównanie segmentów kości.
  2. Ręcznie obracaj kwadratową nakrętkę o pół obrotu (0.25 mm) zgodnie z ruchem wskazówek zegara co 12 godzin, aby odwrócić uwagę. Odwróć uwagę przez 10 dni, co powinno doprowadzić do wydłużenia kości o 5 mm, co stanowi wydłużenie o 12% w stosunku do początkowej długości operowanego odcinka kości.
    1. Nie znieczulaj zwierzęcia na tym etapie. Prześwietl kończynę w połowie i na końcu tego okresu, aby sprawdzić położenie szpilek i wyrównanie segmentów kości.
  3. Utrzymuj stabilizator zewnętrzny przez 47 dni. Co tydzień prześwietlaj kończynę, aby sprawdzić postęp zwapnienia rozproszonej szczeliny. W 64 dniu usuń zewnętrzny stabilizator i pozwól zwierzęciu swobodnie chodzić przez kolejne 2 dni (dzień 66). Łączny okres konsolidacji trwa 7 tygodni.
  4. Poddać eutanazji wszystkie szczury po 7 tygodniach konsolidacji z powodu przedawkowania wziewnego sewofluranu.
  5. Wyciąć rozproszone i przeciwległe kości udowe bez otaczających tkanek.
    1. Wykonaj nacięcie skóry na bliźnie znajdującej się na linii środkowej wzdłuż płaszczyzny strzałkowej za pomocą skalpela. Uruchom nacięcie od górnej części biodra do przedniej części kolana.
    2. Przeciąć skalpelem między mięśniem dwugłowym uda i obszernym bocznym, aż kość udowa zostanie całkowicie odsłonięta. O ile to możliwe, odłącz mięsień przyczepiony do kości.
    3. Przetnij wszystkie więzadła kolana i zdemontuj staw.
    4. Przeciąć torebkę stawową biodra.
    5. Dokładnie oczyść kość bez wyjmowania kołków z półgwintem. Usuń całą tkankę miękką za pomocą skalpela.
  6. Powtórz kroki od 3.5.1 do 3.5.5 dla przeciwległej kości udowej.
  7. Promieniowanie rentgenowskie rozproszone i przeciwległe kości udowe. Usuń 4 kołki z półgwintem i przechowuj wszystkie kości udowe w temperaturze -20 °C do analizy mikrotomografii komputerowej (rozdzielczość 10 μm).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zdjęcia rentgenowskie wykonane od końca zabiegu chirurgicznego do końca konsolidacji nie wykazały poluzowania półgwintowanych szpilek w kości udowej, co wskazuje na stabilne zakotwiczenie. Kołki były równoległe i dobrze zachowane. Osteotomizowane kończyny były dobrze ustawione wzdłuż osi podłużnej kości podczas procesu DO (Ryc. 2). Pod koniec okresu utajenia nie były widoczne żadne zwapniałe obszary (Rysunek 2B). Pod koniec okresu r...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W badaniu tym opisano powtarzalny protokół obejmujący odpowiednią konstrukcję stabilizatora zewnętrznego do wydłużania kończyn szczura, ze szczegółową techniką chirurgiczną, która umożliwia fizjologiczne przenoszenie ciężaru przez zwierzę po usunięciu stabilizatora zewnętrznego. Nasz protokół DO doprowadził do funkcjonalnej zregenerowanej kości. Po 47 dniach konsolidacji, usunięcie domowego stabilizatora zewnętrznego i 2 dni fizjologicznego obciążania przez zwierzę nie spowodowało złamania regenerującego się modzela. Dzi...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana i finansowana przez wyzwanie CNRS Mecabio.

Autorzy dziękują technikowi opieki nad zwierzętami za opiekę nad zwierzętami podczas całej procedury. Autorzy uznają również IVTV Central Lyon, za pośrednictwem Thierry'ego Hoca. Podziękowania dla Marjorie Sweetko za korektę języka.

Jesteśmy wdzięczni Marylène Lallemand, Cécile Génovésio i Patrickowi Laurentowi za ich wkład w to eksperymentalne badanie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Ké tamineRenaudin578 540-2Dostawa przez animal house
Mé dé tomidynaVirbac6799091Dostawa przez zwierzę
SevofluraneCentravet567 477-2Dostawa przez hodowlę zwierząt
BuprenorphineIndivor Francja3400932731060Dostawa przez zwierzę w kurniku
EnrofloksacynaKanałFarmaceutycznyProdukcja FR/V/4955220Dostawa przez dom dla zwierząt
PiezotomeSatelec ActeonF57510
Podkładka grzewcza dla zwierzątTherasageAL8365936Dostawa przez dom dla zwierząt
Dental X-rayS.A.R.L Innovation mé dicales et dentairesWYZ - BLUEX
Winiwix SoftwareSoftys DentalPFT
Micro-CT systemnanoScan SPECT/CTGEIT-31105EN (05/14)Podwykonawstwo przez IVTV central Lyon
Oprogramowanie do analizy mikrotomografii komputerowejPhoenix Datos X2 rekonstrukcjabrakDarmowe oprogramowanie
Elektryczna maszynka do goleniaBrawnGT415Dostawa przez zwierzę
Senn' powiedział: s zwijaczeInstrumenty precyzyjneWord 501718wersja
Roztwór BetadineMundipharma Medical CompanyD08AG02Dostawa przez dom dla zwierząt
Resorbowalne nici do szwów (5.0)EthiconJV1023Dostawa przez dom dla zwierząt
RugineWord Precision Instruments503406
Uchwyt na igły Mayo-HegarInstrumenty precyzyjne Word
Wiertarka do metaluBeuterlockV020944018003
Micro Olsen-Hegar Uchwyt na igłęInstrumenty precyzyjne Word 501989
Nożyczki MayoInstrumenty precyzyjne Word501752
SkalpelInstrumenty precyzyjne Word 500236
Sprague-DawleyJanvierbrak12 słabe i męskie
V503382

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Jauregui, J. J., Ventimiglia, A. V., Grieco, P. W., Frumberg, D. B., Herznberg, J. E. Regenerate Bone stimulation following limb lengthening: a meta-analysis. BMC Musculoskelet Disord. 17 (1), 407(2016).
  2. Morcos, M. W., Al-Jallad, H., Hamdy, R. Comprehensive review of Adipose Stem Cells and Their Implication in Distraction Osteogenesis and Bone Regeneration. Biomed Res Int. 2015 (842975), 1-20 (2015).
  3. Cansü, E., Ünal, M. B., Parmaksizoglu, F., Gürcan, S. Distraction lengthening of the proximal phalanx in distal thumb amputations. Acta Orthop Traumatol Turc. 49 (3), 227-232 (2014).
  4. Singh, M., Vashistha, A., Chaudhary, M., Kaur, G. Biological Basis of Distraction Osteogenesis - A Review. J Oral Maxillofac Surg Med Pathol. 28 (1), 1-7 (2016).
  5. Sailhan, F., Gleyzolle, B., Parot, R., Guerini, H., Viguier, E. Rh-BMP-2 in Distraction Osteogenesis: Dose Effect and Premature Consolidation. Injury. 41 (7), 680-686 (2010).
  6. Schiller, J. R., Moore, D. C., Ehrlich, M. G. Increased Lengthening Rate Decreases Expression of Fibroblast Growth Factor 2, Platelet-Derived Growth Factor, Vascular Endothelial Growth Factor, and CD31 in a Rat Model of Distraction Osteogenesis. J Pediatr Orthop. 27 (8), 961-968 (2007).
  7. Aronson, J., Shen, X. C., Skinner, R. A., Hogue, W. R., Badger, T. M., Lumpkin, C. K. Rat Model of Distraction Osteogenesis. J Orthop Res. 15 (2), 221-226 (1997).
  8. Aida, T., Yoshioka, I., Tominaga, K., Fukuda, J. Effects of latency period in a rabbit mandibular distraction osteogenesis. Int J Oral Maxillofac Surg. 32, 54-62 (2003).
  9. Lammens, J., Liu, Z., Aerssend, J., Dequeker, J., Fabry, G. distraction Bone Healing Versus Osteotomy Healing: A Comparative Biochemical Analysis. J Bone Miner Res. 13 (2), 279-286 (1998).
  10. Isefuku, S., Joyner, C. J., Simpson, A. H. R. W. A Murine Model of Distraction Osteogenesis. Bone. 27 (5), 661-665 (2000).
  11. Eberson, C. P., Hogan, K. A., Moore, D. C., Ehrlich, M. G. Effect of Low-Intensity Ultrasound Stimulation on Consolidation of the Regenerate Zone in a Rat Model of Distraction Osteogenesis. J Pediatr Orthop. 23 (1), 46-51 (2003).
  12. Özdel, A., Sarisözen, B., Yalçinkaya, U., Demirag, B. The Effect of HIF Stabilizer on Distraction Osteogenesis. Acta Orthop Traumatol Turc. 49 (1), 80-84 (2015).
  13. Takamine, Y., et al. Distraction Osteogenesis Enhanced by Osteoblastlike Cells and Collagen Gel. Clin Orthop Relat Res. 399, 240-246 (2002).
  14. Wang, X., Zhu, S., Jiang, X., Li, Y., Song, D., Hu, J. Systemic Administration of Lithium Improves Distracted Bone Regeneration in Rats. Calcif Tissue Int. 96 (6), 534-540 (2015).
  15. Xu, J., et al. Human Fetal Mesenchymal Stem Cell Secretome Enhances Bone Consolidation in Distraction Osteogenesis. Stem Cell Res Ther. 7 (1), (2016).
  16. Yasui, N., et al. Three Modes of Ossification during Distraction Osteogenesis in the Rat. Bone Joint J. 79 (5), 824-830 (1997).
  17. Chang, F., et al. Stimulation of EP4 Receptor Enhanced Bone Consolidation during Distraction Osteogenesis. J Orthop Res. 25 (2), 221-229 (2007).
  18. Nyman, J. S., et al. Quantitative Measures of Femoral Fracture Repair in Rats Derived by Micro-Computed Tomography. J Biomech. 42 (7), 891-897 (2009).
  19. Hsu, J. T., Wang, S. P., Huang, H. L., Chen, Y. J., Wu, J., Tsai, M. T. The assessment of trabecular bone parameters and cortical bone strength: a comparison of micro-CT and dental cone-beam CT. J Biomech. 46, 2611-2618 (2013).
  20. Xue, J., et al. NELL1 Promotes High-Quality Bone Regeneration in Rat Femoral Distraction Osteogenesis Model. Bone. 48 (3), 485-495 (2011).
  21. Mark, H., Bergholm, J., Nilsson, A., Rydevik, B., Strömberg, L. An External Fixation Method and Device to Study Fracture Healing in Rats. Acta Orthop. 74 (4), 476-482 (2003).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Distraction OsteogenesisRat ModelExternal FixatorFemoral LengtheningBone RegenerationSurgical TechniqueOsteotomy ProcedurePin FixationX ray ImagingMicro CT Analysis

Powiązane artykuły