Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Korzyści z terapii resynchronizującej serce w asynchronicznym modelu niewydolności serca wywołanej ablacją lewej gałęzi pęczka Hisa i szybką stymulacją

10.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/56439

⸱

11 grudnia 2017

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Cardiology, Shanghai Institute of Cardiovascular Diseases, Zhongshan Hospital, Fudan University, 2Department of Echocardiography, Shanghai Institute of Medical imaging, Shanghai Institute of Cardiovascular Diseases, Zhongshan Hospital, Fudan University, 3Department of Cardiac surgery, Shanghai Institute of Cardiovascular Diseases, Zhongshan Hospital, Fudan University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Przedstawiono ustanowienie modelu przewlekłej asynchronicznej niewydolności serca (HF) poprzez szybką stymulację połączoną z ablacją lewej gałęzi pęczka Hisa. Dwuwymiarowe obrazowanie ze śledzeniem plamek i całka w czasie prędkości aorty są stosowane do walidacji tego stabilnego modelu HF z asynchronicznością lewej komory i korzyściami płynącymi z terapii resynchronizującej serce.

Streszczenie

Obecnie dobrze wiadomo, że pacjenci z niewydolnością serca (HF) z blokiem lewej odnogi pęczka Hisa (LBBB) czerpią znaczne korzyści kliniczne z terapii resynchronizującej serce (CRT), a LBBB stało się jednym z ważnych predyktorów odpowiedzi CRT. Konwencjonalny model HF indukowany tachypacingiem ma kilka głównych ograniczeń, w tym brak stabilnego LBBB i szybkie odwrócenie dysfunkcji lewej komory (LV) po ustaniu stymulacji. W związku z tym konieczne jest ustalenie optymalnego modelu przewlekłej niewydolności serca z izolowanym LBBB w celu zbadania korzyści płynących z CRT. W niniejszym badaniu ustalono psi model asynchronicznej HF indukowanej ablacją lewej gałęzi pęczka Hisa (LBB) i 4-tygodniową szybką stymulacją prawej komory (RV). Elektrody stymulujące RV i prawego przedsionka (RA) przez dostęp do żyły szyjnej, wraz z elektrodą stymulującą LV nasierdzia, wszczepiono w celu wykonania CRT. Przedstawiono tutaj szczegółowe protokoły ablacji cewnika o częstotliwości radiowej (RF), implantacji elektrod stymulacyjnych i strategii szybkiej stymulacji. Dostarczono również elektrogramy wewnątrzsercowe i powierzchniowe podczas operacji, aby lepiej zrozumieć ablację LBB. Dwuwymiarowe obrazowanie ze śledzeniem plamek i całka czasowa z prędkością aorty (aVTI) zostały uzyskane w celu walidacji przewlekłego stabilnego modelu HF z korzyściami płynącymi z asynchroniczności LV i CRT. Koordynując aktywację i skurcz komór, CRT ujednolicił pracę mechaniczną lewej komory i przywrócił funkcję pompy lewej komory, po czym nastąpiło odwrócenie dylatacji lewej komory. Ponadto badanie histopatologiczne wykazało znaczne przywrócenie średnicy kardiomiocytów i frakcji objętościowej kolagenu (CVF) po wykonaniu CRT, co wskazuje na histologiczną i komórkową przebudowę wsteczną wywołaną przez CRT. W tym raporcie opisaliśmy wykonalną i ważną metodę opracowania przewlekłego asynchronicznego modelu HF, który był odpowiedni do badania strukturalnego i biologicznego odwrotnego przebudowy po CRT.

Wprowadzenie

Zaawansowana przewlekła niewydolność serca jest główną przyczyną śmiertelności z powodu różnych chorób układu krążenia. W podgrupie pacjentów z zastoinową niewydolnością serca (CHF) rozwija się również dyskoordynacja przewodnictwa komorowego, która pogarsza objawy i rokowanie. CRT, określany również jako stymulacja dwukomorowa, jest wprowadzany jako alternatywna terapia dla tych pacjentów od ponad 20 lat1,2. Niestety, około 20-40% pacjentów wykazuje słabą odpowiedź na CRT. Od tego czasu przeprowadzono wiele badań w celu maksymalizacji odpowiedzi CRT3. Obecnie powszechnie wiadomo, że pacjenci z LBBB mogą odnieść większe korzyści z CRT niż pacjenci z nie-LBBB4, ponieważ wzorzec LBBB powoduje większą dyssynchronizację serca z powodu asymetrii w swobodnym ruchu ścian między ścianami przegrody i bocznych. Tymczasem ostatnie badania rozpoczęły badania nad zmianami w ekspresji genów i przebudowie molekularnej związanymi z CRT5. Bardzo interesujące jest strukturalne odwrócenie remodelingu wywołane przez CRT, powrót komórek i molekularnych do normalnego poziomu6. W związku z tym konieczne jest ustalenie optymalnego modelu CHF z izolowanym LBBB do badania korzyści z CRT.

Chroniczna, szybka stymulacja komorowa była kiedyś używana do wytwarzania CHF w modelu psów. Stymulacja RV może niewątpliwie powodować opóźniony skurcz LV jako model wzorca skurczu podobnego do LBBB. Jednak ten rodzaj funkcjonalnej asynchroniczności z nienaruszonym układem przewodzącym może nie naśladować anatomicznego LBBB i nie jest uważany za odpowiedni model do badania wydajności CRT, której istotą jest koordynacja upośledzonej aktywacji elektrycznej i skurczu mięśnia sercowego. Odnotowano również szybkie przywrócenie kurczliwości LV i częściowe odzyskanie wymiarów LV po ustaniu stymulacji7.

Badania eksperymentalne wywołały przewlekłe LBBB za pomocą ablacji RF w celu ustalenia asynchronicznego skurczu komorowego8. Połączenie zmniejszenia globalnej funkcji pompy i regionalnej nieprawidłowej pracy mechanicznej może zaostrzyć niewydolność serca poprzez generowanie niewydolności serca, a także przebudowę serca na poziomie tkankowym, komórkowym i molekularnym. W sercach LBBB obciążenie pracą jest najmniejsze w przegrodzie, a największe w ścianie bocznej LV. W konsekwencji przebudowa serca jest najbardziej widoczna w ścianie bocznej9. Celem niniejszego badania jest: (i) opracowanie stabilnego i przewlekłego modelu HF z mechaniczną asynchronicznością międzykomorową i wewnątrzkomorową za pomocą szybkiej stymulacji RV w połączeniu z ablacją LBB; (ii) potwierdzenie dyssynchronicznej HF w naszym modelu i korzyści CRT w koordynowaniu skurczu za pomocą dwuwymiarowej echokardiografii śledzenia plamek i aVTI; oraz (iii) wstępne zbadanie komórkowej przebudowy wstecznej wywołanej przez CRT.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Zakupiono piętnaście samców psów rasy beagle (w wieku od 12 do 18 miesięcy, ważących około 10,0-12,0 kg) i poddano je eksperymentom. Wszystkie procedury zostały przeprowadzone zgodnie z Przewodnikiem dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych opublikowanym przez amerykańskie Narodowe Instytuty Zdrowia (publikacja nr 85-23, poprawiona w 1996 r.) i zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami w Szpitalu Zhongshan na Uniwersytecie Fudan. Rysunek 1 pokazuje schematyczny przebieg pracy dla wszystkich kroków protokołu.

1. Przygotowanie do operacji i zbieranie danych wyjściowych

  1. Ogol włosy jednej tylnej kończyny do nakłucia żyły. Ustalić dostęp żylny przez boczną gałąź żyły odpiszczelowej małej żyły odpiszczelowej doświadczalnych psów rasy beagle za pomocą cewnika żylnego (22 G, 0,9 mm × 25 mm). Pentobarbital sodu (30 mg/kg) należy wstrzykiwać powoli przez cewnik żylny w celu wywołania znieczulenia, które potwierdza się utratą odruchu rzęs. Podać dodatkowo pentobarbital sodu w dawce 10 mg/kg w przypadku powrotu do zdrowia po znieczuleniu podczas operacji.
  2. Przymocuj kończyny do stołu operacyjnego za pomocą grubej liny i utrzymuj zwierzę w pozycji leżącej.
  3. Przytnij włosy kończyn, kończyn i klatki piersiowej. Wklej elektrody odprowadzające kończyny do kończyn kończyn, a elektrody ołowiane przedsercowe w sześciu wyznaczonych miejscach na ścianie klatki piersiowej. Zapisz wyjściowy elektrokardiogram (EKG).
  4. Ocena echokardiograficzna
    1. Wklej elektrody ołowiane echokardiografu do kończyn zwierzęcia.
    2. Przeprowadzić standardowe badanie echokardiograficzne. Z konwencjonalnych wierzchołkowych czterokomorowych (A4C) i wierzchołkowych dwukomorowych (A2C) uzyskaj objętość końcoworozkurczową LV (LVEDV), objętość końcowoskurczową LV (LVESV) i frakcję wyrzutową LV (LVEF) obliczoną przy użyciu dwupłatowej metody Simpsona.
    3. Oceń odkształcenie podłużne lewej komory za pomocą dwuwymiarowego obrazowania śledzenia plamek. Wykonaj śledzenie plamek w widoku A4C, A2C i wierzchołkowym widoku długiej osi (APLAX).
    4. Uzyskaj podłużne krzywe odkształcenia z powyższych trzech widoków wierzchołkowych na poziomie podstawy, środkowej i wierzchołkowej w każdej ścianie (A4C: przegroda i ściana boczna; A2C: ściana przednia i ściana dolna; APLAX: przegroda przednia i ściana tylna). Oprogramowanie automatycznie zintegruje te dane, aby stworzyć mapę 17 segmentów, w tym 6 segmentów na poziomie podstawowym (przegroda, ściana boczna, ściana przednia, ściana dolna, przegroda przednia i ściana tylna), 6 segmentów na poziomie środkowej komory (przegroda, ściana boczna, ściana przednia, ściana dolna, przegroda przednia i ściana tylna), 4 segmenty na poziomie wierzchołkowym (przegroda, ściana boczna, ściana przednia, ściana dolna) i jedna czapeczka wierzchołkowa.
    5. Czas do szczytowego odkształcenia (TTP) definiuje się jako przedział czasu od początku zespołu QRS do najniższego punktu krzywej odkształcenia, który wskazuje maksymalne odkształcenie podłużne. Obliczyć odchylenie standardowe 17-segmentowego TTP (PSD) w celu oceny synchronizacji mechanicznej niskiego napięcia.
    6. Rejestruj prędkości przepływu dopplerowskiego przez aortę w wierzchołkowym widoku pięciokomorowym. Zmierz i uśrednij aVTI w 3-4 kolejnych uderzeniach.
  5. Intubacja ustno-tchawicza i wentylacja mechaniczna
    1. Delikatnie wyciągnij język i utrzymuj wyprost języka, przygotowując się do intubacji jamy ustnej i tchawicy. Ustaw zwierzę w pozycji "wąchania".
    2. Powoli przesuwaj zakrzywione ostrze laryngoskopu, aż końcówka ostrza znajdzie się między podstawą języka a nagłośnią. Podnieś laryngoskop do góry, aby odsłonić struny głosowe. Włóż rurkę dotchawiczą do jamy ustnej i przeprowadź rurkę poza struny głosowe. Przymocuj rurkę do głowy zwierzęcia za pomocą taśmy klejącej.
    3. Osłuchiwanie obu płuc w celu potwierdzenia prawidłowego umieszczenia rurki dotchawiczej, o czym świadczą obustronne i symetryczne dźwięki oddechu podczas wentylacji nadciśnieniowej.
    4. Podłącz zewnętrzny koniec rurki dotchawiczej do respiratora z cykliczną objętością. Uruchomić i utrzymać pomocniczą wentylację mechaniczną za pomocą powietrza w pomieszczeniu. Ustaw częstotliwość oddychania na 8-20 razy na minutę z objętością oddechową na 8-15 ml/kg. Ustaw parametry zgodnie z SpO2 mierzone za pomocą pulsoksymetrii.

2. Implantacja elektrody stymulującej nasierdzie LV

  1. Podłącz przewody defibrylatora/monitora serca do elektrod skórnych, które są przymocowane do kończyn. Wstępnie podaj zwierzęciu dożylnie 0,3 g lewofloksacyny.
  2. Po zgoleniu włosów na szyi i klatce piersiowej wysterylizuj przedni odcinek klatki piersiowej i lewy odcinek szyjny jodoforem i ułóż sterylne prześcieradła.
  3. Torakotomia
    1. Wykonaj torakotomię oszczędzającą mięśnie w prawostronnej pozycji odleżynowa. Po podaniu dożylnym fentanylu w ciągłym wlewie (0,01 mg/kg mc./godz.) należy naciąć skórę poprzecznie od lewej linii przymostkowej w czwartej przestrzeni międzyżebrowej.
    2. Po rozwarstwieniu 3 warstw mięśnia piersiowego (mięsień piersiowy większy, mięsień piersiowy mniejszy, międzyżebrowe), otwórz lewą jamę opłucnej w czwartej przestrzeni międzyżebrowej (między 4. a 5. żebrem) przez ostre rozwarstwienie. Umieść zwijacz żeber w przestrzeni międzyżebrowej. Spakuj sterylną gazę zanurzoną w 0,9% NaCl wokół płatów płuc, aby chronić płuca i zachować czyste pole widzenia.
    3. Ostrożnie naciąć boczną osierdzie za pomocą elektrokoagulacji. Otwórz osierdzie, aby całkowicie odsłonić boczną ścianę lewej komory za pomocą szwów podtrzymujących (0-szew).
  4. Implantacja elektrody stymulującej nn
    1. Zszyj jednobiegunową elektrodę stymulującą LV do mięśnia sercowego na bocznej ścianie lewej komory za pomocą jednego szwu za pomocą szwu 4-0. Wykonaj delikatny węzeł na szwie, aby zapobiec uszkodzeniu tkanek mięśnia sercowego.
    2. Podłącz metalowy styk zacisku przewodu stymulacyjnego do mostkowego, aby przetestować parametry przewodu. Po osiągnięciu zadowalających parametrów przewodu przy progu stymulacji <2,0 V przy 0,48 ms i impedancji przewodu <2 000 Ω, należy lekko pociągnąć przewód elektrody, aby zagwarantować mocne zamocowanie.
  5. Usuń szwy podtrzymujące i dokładnie zbadaj obszar operacji, aby wyeliminować aktywne krwawienie.
  6. Zamknij osierdzie dwoma szwami za pomocą szwów 2-0/T. Usuń wypchaną gazę i zwijacz żeber.
  7. Użyj dwóch szwów okołożebrowych (szew 0), aby przybliżyć 4. i 5. żeber. Zamknij powięź międzyżebrową kilkoma szwami za pomocą szwów 2-0/T. Odpowiednio napompuj płuca za pomocą balonu pomocniczego poprzez intubację ustno-tchawiczą przed ostatnim szwem. Spójrz przez przestrzenie międzyżebrowe, aby potwierdzić normalne rozszerzanie się płuc.
  8. Zmień położenie warstw mięśni z powrotem na miejsce bez szwów. Elektroda stymulująca przenika kolejno przez osierdzie, powięź międzyżebrową i warstwy mięśniowe przez szczelinę między węzłami operacyjnymi.
  9. Naciąć skórę lewej części szyjki macicy i wypreparować tkankę podskórną, aż do dotarcia do powięzi głębokiej za pomocą zakrzywionego zacisku. Zbuduj podskórny tunel nad głęboką powięzią od obszaru przedsercowego do lewej okolicy szyjnej za pomocą prostego zacisku.
  10. Przeciągnij kołek końcowy przewodu przez tunel do lewej części szyjki macicy za pomocą prostego zacisku. Zakryj kołek końcowy tuleją izolacyjną, która jest podwiązywana za pomocą szwów 2-0/T. Zszyj przewód wokół rękawa do powięzi i miejscowo osadź przewód po lewej stronie szyi.
  11. Zamknij tkankę podskórną i skórę zarówno nacięć klatki piersiowej, jak i szyjki macicy za pomocą szwów 0.
  12. Przerwij indukcję znieczulenia, gdy zwierzę zaczyna spontanicznie oddychać, odłącz rurkę dotchawiczą od respiratora. Po wyzdrowieniu zwierzęcia ze znieczulenia należy usunąć intubację tchawicy i cewnik żylny. Zwierzę należy obserwować aż do całkowitego wyzdrowienia.
  13. Wstrzykiwać domięśniowo 800 000 j. penicyliny co 12 godzin przez 2 tygodnie po operacji.

3. Implantacja elektrod stymulacyjnych RA i RV

  1. Wszczepić elektrody stymulujące RA i RV 2 tygodnie po implantacji elektrod LV, kiedy zwierzę dochodzi do siebie po torakotomii. Operację przeprowadzić w sali operacyjnej cewnikowania serca wyposażonej w aparat do fluoroskopii.
  2. Wywołaj znieczulenie, jak w kroku 1.1. Przymocuj kończyny do stołu operacyjnego i utrzymuj zwierzę w pozycji leżącej. Wstępnie podaj zwierzęciu dożylnie 0,3 g lewofloksacyny.
  3. Przytnij włosy kończyn. Podłącz przewody prowadzące monitora EKG do elektrod skóry i wklej elektrody skóry do kończyn. Włącz monitor EKG i wybierz przewód II do monitorowania śródzabiegowego.
  4. Po ogoleniu włosów na szyi wysterylizuj lewą okolicę szyjki macicy jodoforem i udrapuj sterylne prześcieradło. Fentanyl należy podawać dożylnie w infuzji o ciągłej szybkości (0,01 mg/kg/godz.) podczas całego zabiegu.
  5. Dostęp żylny
    1. Wykonaj małe pionowe nacięcie w pobliżu poprzedniej rany po lewej stronie szyjki macicy. Za pomocą rozwarstwienia oddziel powięź, aby odsłonić lewą żyłę szyjną zewnętrzną. Ostrożnie oddziel żyłę od tkanek łącznych za pomocą zacisku na komary.
    2. Delikatnie pociągnij żyłę do góry za pomocą zakrzywionego zacisku i przełóż dwa szwy 2-0/T poniżej żyły. Zawiąż szew dystalny.
    3. Delikatnie podnieś szew dystalny i wytnij mały otwór tuż pośrodku dwóch szwów nożyczkami do tęczówki. Za pomocą wytrychaka do żył włóż pasywny przewód RA w kształcie litery J i aktywny przewód RV do lewej zewnętrznej żyły szyjnej.
  6. Implantacja odprowadzeń RV
    1. Gdy odprowadzenie RV zostanie przesunięte do dolnego prawego przedsionka lub dolnej żyły głównej pod wpływem fluoroskopii, wyjmij prosty trzpień z przewodu RV. Uformuj kształt litery J w dystalnej części sztyftu i włóż go ponownie przez przewód RV.
    2. Za pomocą zakrzywionego trzpienia wprowadzić przewód przez zastawkę trójdzielną do drogi odpływowej. Powoli wycofaj zarówno ołowianie, jak i sztylet, pozwalając, aby końcówka ołowiu wypadała w kierunku wierzchołka RV.
    3. Zamień zakrzywiony stylik na prosty. Przesuń smycz w kierunku wierzchołka.
    4. Przetestuj parametry ołowiu przy trzpieniu trzpienia mniej więcej do połowy. Zadowalające parametry to próg stymulacji <1,0 V przy 0,48 ms, amplituda fali R >5,0 mV oraz impedancja przewodu <2 000 Ω. Po uzyskaniu akceptowalnych parametrów elektrycznych wysuń aktywną spiralę, usuń sfatyg i ponownie zmierz parametry.
  7. Implantacja odprowadzeń RZS
    1. Trzymając przewód RA skierowany w stronę wysokiego przedniego przedsionka, powoli wycofaj prosty sztyft, umożliwiając wycofanie wstępnie uformowanego przewodu w kształcie litery J, którego końcówka wchodzi do wyrostka. Można zaobserwować charakterystyczny ruch elektrody w przód i w tył wraz z aktywnością przedsionkową.
    2. Zadowalające parametry to próg stymulacji <1,0 V przy 0,48 ms, amplituda fali P >2,0 mV oraz impedancja przewodu <2 000 Ω. Podobnie, gdy zostaną uzyskane akceptowalne parametry, należy wyregulować luz przewodu i usunąć stryft.
  8. Po sprawdzeniu stabilności obu odprowadzeń zaciśnij szew proksymalnie do wenotomii. Przywiąż oba przewody do leżącej poniżej powięzi głębokiej za pomocą dwóch lub trzech szwów 2-0/T wokół rękawów szwów. Po zszyciu ponownie sprawdź parametry elektryczne i położenie obu przewodów pod fluoroskopią.
  9. Wykonaj kieszeń generatora impulsów w pobliżu wejścia żylnego i w płaszczyźnie tuż nad warstwą powięziową i poniżej podskórnej tkanki tłuszczowej. Utwórz kieszeń za pomocą rozwarstwienia za pomocą zakrzywionego zacisku. Powinien być wystarczająco duży, aby pomieścić zarówno generator, jak i nadmiarowe przewody.
  10. Oczyść i osusz kołki ołowiane. Przykryj trzpień końcowy przewodu przedsionkowego tuleją izolacyjną i przymocuj przewód do dna kieszeni. Włóż przewód komorowy do generatora impulsów rozrusznika serca i dokręć go dystalnym stykiem złącza obok ustalających generatora.
  11. Umieść generator w kieszeni z nadmiarowymi przewodami zwijającymi się pod urządzeniem. Przymocuj generator do deski rozdzielczej za pomocą szwu 2-0/T przez otwór mocujący w głowicy generatora. Wykonaj badanie fluoroskopowe całego układu.
  12. Po sprawdzeniu, czy nie ma hemostazy, zamknij kieszeń i powięź powierzchowną warstwami za pomocą szwów 2-0/T. Na koniec przybliż krawędzie skóry za pomocą szwów 0 i zaprogramuj rozrusznik w trybie OVO za pomocą różdżki telemetrycznej.
  13. W przypadku zwierząt z grupy pozorowanej należy wszczepić przewody LV, RV i RA w podobny sposób, ale bez wprowadzania generatora.

4. Ablacja LBB

  1. Ablację cewnika należy przeprowadzić pod kontrolą fluoroskopii bezpośrednio po implantacji odprowadzeń RV i RA. Ogol włosy na klatce piersiowej, plecach i prawej okolicy pachwinowej. Trzymaj zwierzę w pozycji leżącej.
  2. Przygotuj wielokanałowy rejestrator elektrofizjologiczny do jednoczesnego zapisu elektrogramu powierzchniowego i wewnątrzsercowego, z ustawieniami filtrów 30-400 kHz (bipolarny) lub 0,05-500 kHz (unipolarny) i wzmocnieniem sygnału 5,000-krotnym. Przymocuj akumulatorową elektrodę powrotną z tyłu, a standardowe elektrody 12-odprowadzeniowe do kończyn i klatki piersiowej. Podłącz wszystkie przewody do rejestratora elektrofizjologicznego i zapisz elektrogram z prędkością przemiatania 100 mm/s.
  3. Dostęp żylny i tętniczy
    1. Po rutynowej dezynfekcji i nałożeniu na prawą okolicę pachwinową wykonaj małe nacięcie pionowo przez skórę. Za pomocą rozwarstwienia oddziel powięź, aby zidentyfikować prawą żyłę udową i tętnicę udową.
    2. Delikatnie pociągnij żyłę udową do góry i umieść dwa szwy rozciągowe (szew 2-0/T) pod żyłą. Zawiąż żyłę na dystalnym końcu. Wykonaj ten sam manewr na tętnicy udowej.
    3. Lekko podnieś żyłę udową i wprowadź igłę do mikronakłucia proksymalnie do żyły między dwoma szwami. Trzymać igłę stabilnie i wprowadzić przez nią prowadnik z elastyczną końcówką (w kształcie miękkiej litery J).
    4. Gdy wystarczająca ilość prowadnika zostanie wprowadzona do żyły, należy wyjąć igłę i wprowadzić kombinację rozszerzacza i osłonki (6-Fr) nad prowadnikiem do żyły udowej. Usuń prowadnik i rozszerzacz z pozostałą osłoną do wprowadzenia cewnika. Zawiązać luźny szew wokół żyły proksymalnie do wenotomii z założoną osłonką żylną.
    5. Podobnie włóż osłonkę 7-Fr do tętnicy udowej. Dostarczyć bolus 100 j./kg heparyny rozcieńczonej solą fizjologiczną do osłonki tętniczej, aby zapobiec zakrzepom.
  4. Mapowanie prawostronnego potencjału Jego wiązki
    1. Wprowadzić sterowany cewnik czterobiegunowy 6-Fr do żyły udowej przez osłonkę żylną. Podłącz koniec cewnika do wielokanałowego rejestratora elektrofizjologicznego za pomocą modułu wejściowego cewnika za pomocą.
    2. Przełóż cewnik do prawego przedsionka i przez zastawkę trójdzielną, aż znajdzie się wyraźnie w prawej komorze. W widoku fluoroskopii 30° prawego skośnego przedniego (RAO) należy wycofać cewnik w poprzek otworu trójdzielnego, aż pojawi się potencjał przedsionkowy i stanie się większy. Lekki moment obrotowy zgodnie z ruchem wskazówek zegara pomaga utrzymać elektrody w kontakcie z przegrodą. Gdy potencjały przedsionkowy i komorowy są w przybliżeniu równej wielkości, pojawia się między nimi dwufazowe lub trójfazowe odchylenie, reprezentujące prawostronny potencjał jego pęczka hisa.
  5. Mapowanie potencjału lewej gałęzi pęczka Hisa (LBP) i ablacja
    1. Wprowadzić sterowany cewnik ablacyjny 7-Fr 4 mm z końcówką do tętnicy udowej przez osłonkę tętniczą. Podłącz końcówkę cewnika ablacyjnego do generatora RF i wielokanałowego rejestratora elektrofizjologicznego za pomocą.
    2. Przełóż cewnik tętniczy wstecznie przez zastawkę aortalną i przejdź do lewej komory w widoku RAO 30°. Odchylić końcówkę cewnika w kierunku przegrody międzykomorowej. Utrzymuj elektrodę w bliskim kontakcie z przegrodą.
    3. W widoku fluoroskopowym 45° lewego skośnego przedniego (LAO) powoli wycofaj cewnik wzdłuż przegrody, aż lewostronny potencjał jego pęczka zostanie zarejestrowany między elektrogramem przedsionkowym a komorowym, tuż poniżej zastawki aortalnej. Następnie powoli przesuwaj cewnik wzdłuż przegrody i manipuluj końcówką, aby zidentyfikować dyskretny LBP, który jest rejestrowany pod zastawką aortalną, zwykle 1-1,5 cm niżej od lewostronnego miejsca rejestracji pęczka He.
    4. Gdy odstęp między elektrogramem potencjału a komorą jest o około 10 ms krótszy niż odstęp HV i obserwuje się stosunek elektrogramów A/V <1:10, identyfikuje się LBP. Zwykle LBP do najwcześniejszego interwału elektrogramu komorowego (LBP-V) jest krótszy niż 20 ms, co może zminimalizować ryzyko całkowitego bloku AV.
    5. Po osiągnięciu satysfakcjonującej pozycji LBP rozpocznij ablację cewnika za pomocą generatora RF, dostarczając niemodulowaną energię fali sinusoidalnej 500 kHz (zakres mocy 30-40 W). Dostosuj moc, aby osiągnąć temperaturę docelową 60 °C na granicy faz elektroda-tkanka. Jeśli temperatura nie wzrośnie powyżej 50 °C w ciągu 15 sekund, przerwij podawanie energii, wyreguluj końcówkę cewnika i zacznij od nowa.
    6. Monitoruj impedancję w sposób ciągły podczas aplikacji energetycznej. Spadek impedancji większy niż 6-8 Ω podczas dostarczania energii jest uważany za oznakę dobrego kontaktu z tkanką i odpowiedniego ogrzewania.
    7. Typowy LBBB definiuje się przez: wydłużenie czasu trwania zespołu QRS; QRS dodatni w odprowadzeniach I, II, V5, V6 z karbowanym załamkiem R i ujemny w odprowadzeniach aVR, V1; i utrata elektrogramu LBP. Jeśli po 10 sekundach nie ma zmian w morfologii zespołu QRS, przerwij dostarczanie energii i wyreguluj cewnik, aby znaleźć nowy cel LBP. Gdy na elektrogramie powierzchniowym pojawi się typowa morfologia LBBB QRS, kontynuuj podawanie energii przez 60-90 s lub do nagłego wzrostu impedancji.
    8. W przypadku całkowitego (3 stopnia) bloku przedsionkowo-komorowego lub migotania komór (VF) należy natychmiast przerwać podawanie energii. Szybko wdrażaj defibrylację elektryczną za każdym razem, gdy wystąpi VF.
    9. Po uzyskaniu morfologii LBBB QRS obserwuj elektrogram powierzchniowy przez okres stabilizacji wynoszący 30 minut. Jeśli prawidłowa morfologia zespołu QRS powróci, powtórz powyższą procedurę ablacji.
  6. Po zakończeniu procedury ablacji cewnika usuń oba cewniki. Usuń osłonkę żylną i tętniczą i szybko zawiąż ciasne węzły na szwach proksymalnych, aby zapobiec krwotokowi.
  7. Po dokładnym zbadaniu w celu wykluczenia czynnego krwawienia, zamknij powięź warstwami za pomocą szwów 2-0/T. Na koniec zamknij skórę za pomocą szwów 0.
  8. Odłącz wszystkie elektrody od zwierzęcia i często monitoruj zwierzę, aż do pełnego wyzdrowienia ze znieczulenia. Wstrzykiwać domięśniowo 800 000 j. penicyliny co 12 godzin przez 1 tydzień po operacji.
  9. Nie wykonuje się ablacji LBB w grupie pozorowanej.

5. Szybkie tempo indukcji HF

  1. Gdy zwierzę dojdzie do siebie po operacji, należy ponownie zarejestrować powierzchniowe EKG, aby potwierdzić stałą obecność LBBB 1 tydzień później. Następnie zaprogramuj rozrusznik do trybu VVI przy 260 uderzeniach na minutę (bpm) za pomocą różdżki telemetrycznej.
  2. Wywołaj znieczulenie (jak w kroku 1.1) i zaprogramuj rozrusznik w tryb OVO po 4 tygodniach szybkiej stymulacji.
  3. Wykonać echokardiografię w celu oceny LVEF (w odniesieniu do kroku 1.4). Jeśli LVEF spadnie poniżej 35%, przygotuj zwierzę do wykonania CRT. Jeśli LVEF nadal przekracza 35%, ponownie poddaj zwierzę szybkiemu stymulacji RV, przeprogramowując rozrusznik do trybu VVI przy 260 uderzeniach na minutę.
  4. Wykonuj echokardiografię co 2 tygodnie, aż LVEF spadnie poniżej 35%. Po osiągnięciu celu LVEF zakończ szybkie tempo RV i przygotuj się na strategię CRT.
  5. Zwierzęta z grupy pozorowanej nie są poddawane szybkiemu tempu.

6. Skuteczność terapii resynchronizującej serce

  1. Podziel losowo zwierzęta z HF na grupę kontrolną i grupę CRT. W przypadku grupy kontrolnej HF pozwól zwierzęciu przeżyć kolejne 8 tygodni bez interwencji. W przypadku grupy CRT rozpocznij wykonywanie CRT za pomocą stymulacji dwukomorowej.
  2. Po indukcji znieczulenia (jak w kroku 1.1) utrzymuj zwierzę w pozycji leżącej, przymocowując kończyny do stołu operacyjnego. Poddać zwierzę premedykacji 0,3 g lewofloksacyny dożylnie. Ogol włosy na szyi, wysterylizuj lewą okolicę szyjki macicy i udrapuj sterylne prześcieradło.
  3. Po podaniu fentanylu w infuzji ciągłej (0,01 mg/kg mc./godz.) dożylnie, należy wykonać małe pionowe nacięcie bezpośrednio obok poprzedniej rany po lewej stronie szyi. Używając sekcji, oddziel powięź, aby odizolować generator impulsów i przewody stymulacyjne (w tym przewody RV, LV i RA) bez obrażeń.
  4. Odłącz bolec zaciskowy przewodu RV od głowicy generatora, poluzowując. Ostrożnie odetnij szwy zaciśnięte na przewodach LV i RA i odkręć kołki zaciskowe. Oczyść styki wszystkich przewodów, zanurzając je w etanolu i kolejno używając suchej gazy.
  5. Włóż prawidłowo przewody RA, RV i LV do nagłówka generatora impulsów CRT i dokręć. Powiększ kieszeń za pomocą sekcji, aby pasowała do nowego generatora. Umieść generator w kieszeni i przywiąż generator do podłogi kieszeni za pomocą szwu 2-0/T.
  6. Sprawdź kieszeń pod kątem hemostazy. Zamknij kieszeń i powięź powierzchowną warstwami za pomocą szwów 2-0/T. Następnie zamknij skórę szwami 0.
  7. Zaprogramuj rozrusznik serca w trybie DDD z opóźnieniem przedsionkowo-komorowym (AV) ustawionym na wartość 70 ms i opóźnieniem międzykomorowym (VV) wynoszącym 0 ms. Często badaj zwierzę, aż do wyzdrowienia ze znieczulenia. Wstrzykiwać 800 000 j. penicyliny domięśniowo co 12 godzin przez 1 tydzień.
  8. Po 8 tygodniach od wykonania CRT należy ponownie wykonać echokardiografię przezklatkową na zwierzętach ze wszystkich grup (jak w kroku 1.4).

7. Zwierzęta ofiarne i analiza histologiczna

  1. Przymocuj kończyny zwierzęcia do stołu operacyjnego w znieczuleniu ogólnym. Wstrzyknąć 100 mg/kg dożylnie pentobarbitalu w celu złożenia ofiary ze zwierząt. Upewnij się, że zwierzę umrze z powodu braku bicia serca i ruchów oddechowych.
  2. Naciąć skórę w lewej okolicy szyjki macicy. Dzięki połączeniu ostrej i sekcji uwolnij generator i przewody. Odłącz wszystkie przewody od generatora, poluzowując.
  3. Stopniowo uwalniaj przewody z tkanki podskórnej i śledź je aż do punktu wejścia żylnego. Zidentyfikuj rękawy do szwów i odetnij wszystkie szwy retencyjne. Cofnij aktywną spiralę mocującą przewodu RV, aby ułatwić usunięcie.
  4. Wykonaj poprzeczne nacięcie w czwartej przestrzeni międzyżebrowej od linii mostka do lewej linii środkowej obojczyka. Uwolnić przewód LV z powięzi przedsercowej, wzdłuż tunelu podskórnego, aż do lewej okolicy szyjnej, za pomocą prostego zacisku.
  5. Po rozwarstwieniu mięśni piersiowych otwórz lewą jamę opłucnej. Umieść zwijacz żeber w przestrzeni międzyżebrowej. Całkowicie otwórz osierdzie.
  6. Przeciąć szew na elektrodzie ołowianej nasierdzia LV. Oddziel elektrodę od serca, odcinając mały kawałek tkanki mięśnia sercowego owijającego się wokół elektrody.
  7. Rozetnij prawe komory wraz z przegrodą. Odłącz elektrody RA i RV od mięśnia sercowego, stosując zarówno ostre, jak i rozwarstwienie. Zwykle końcówki elektrod są otoczone tkankami włóknistymi i mięśnia sercowego. W razie potrzeby odetnij otaczające tkanki od serca.
  8. Przełóż prosty trzpień do końcówki każdego przewodu przez kołek zaciskowy. Wyciągnij przewody RV i RA z wejścia żylnego i usuń przewód LV z tunelu podskórnego. Jeśli nie można usunąć przewodów z powodu zrostów włóknistych, usuń zrosty włókniste wzdłuż przewodów za pomocą rozwarstwienia.
  9. Delikatnie pociągnij serce do góry i przeciśnij się przez tkankę serca w pobliżu aorty, aby wyciąć serce. Umieść serce w sterylnej misce i opłucz je kilkakrotnie solą fizjologiczną. Wytnij przezścienny mięsień sercowy od bocznej ściany lewej komory w celu analizy histologicznej.
  10. Napraw tkanki mięśnia sercowego buforowaną formaliną, a następnie odwodnij i zanurz w parafinie. Po pocięciu na skrawki o grubości 5 μm należy odparafinować próbki i wybarwić je hematoksyliną i eozyną (HE) oraz trichromem Massona.
  11. Zmierz średnice komórek z odcinków podłużnych barwionych HE. Wyraź CVF jako procent obszaru barwionego kolagenem podzielony przez całkowitą powierzchnię tkanki w skrawkach barwionych trichromem Massona. Wybierz i policz losowo pięć pól o dużej mocy (400x) dla każdej sekcji. Rób zdjęcia cyfrowe i analizuj je za pomocą systemu cyfrowej analizy obrazu o wysokiej rozdzielczości.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Pomyślna ablacja LBB:

Rysunek 2 przedstawia typowy elektrokardiogram powierzchniowy i wewnątrzsercowy w przebiegu ablacji cewnikowej. Średni zmierzony LBP-V wyniósł 18,8 ±2,8 ms, co było o około 10 ms krótsze niż wyjściowy odstęp H-V (28,8 ±2,6 ms, p <0,01). Czas trwania zespołu QRS wydłużył się z 59,2 ±6,8 ms do 94,2 ±8,6 ms (p <0,01) po ablacji LBB. Zanik elektrogramu LBP potw...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Kardiomiopatia rozstrzeniowa stanowi główną przyczynę niewydolności serca, która charakteryzuje się rozszerzeniem komór, dysfunkcją skurczową ze zmniejszoną LVEF oraz nieprawidłowościami w wypełnianiu rozkurczowym11. Ponieważ przewlekła niewydolność serca wywołana tachykardią jest uznanym stanem klinicznym, szybka stymulacja przedsionka lub komory przez co najmniej 3 do 4 tygodni służy jako często stosowany model zwierzęcy do indukcji CHF11. Zmiany hemodynamiczne zachodzą j...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

Ta praca jest finansowana przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (81671685) oraz Szanghajską Komisję Zdrowia i Planowania Rodziny (nr 201440538)

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Zamknięty system cewnika dożylnego (0,9 mm i razy; 25mm)Becton Dickinson Medical5264442Używany jako igła do zatrzymywania żył
Pentobarbital soduSigma-Aldrich Company130205Do znieczulenia
Maszynka do strzyżenia zwierzątWuhan Shernbao pet supplies Co., Ltd.PGC-660Do golenia włosów
ElektrokardiografSzanghaj fotoelektryczny medyczny instrument elektroniczny Co., Ltd.ECG-6511Do zapisu elektrokardiogramu
EchokardiografGE-Vingmed Ultrasound CompanyVIVID E9Do oceny echokardiograficznej
Oprogramowanie EchoPACGE healthcareVersion201Analiza offline
LaryngoskopShanghai Medical Instrument Co., LtdIntubacja ustno-tchawicy
Rurka dotchawiczaSIMS Portex Inc, Wielka Brytania274093Intubacja ustno-tchawicza
Respirator z cyklicznymi zmianami objętościNewport CorporationC100Sztuczna wentylacja
Defibrylator/monitor HeartStart XLPhilips Medical SystemsM4735AMonitor elektrokardiogramu podczas operacji
Nalewka z bromku benzalkoniowegoShanghai Yunjia Pharmaceutical Co., Ltd.H31022694Używany do dezynfekcji skóry
Retraktor żeberShanghai Medical Instrument Co., Ltd.Do torakotomii
4-0 szewShanghai Pudong Jinhuan Medical Products Co., LTD.24L1005Szew elektrody nasierdziowej LV
Szew 2-0/TShanghai Pudong Jinhuan Medical Products Co., LTD.11M0505Szwy elektrod stymulacyjnych, powięzi, naczyń krwionośnych itp.
0-szwyShanghai Pudong Jinhuan Medical Products Co., LTD.11P0501szwów skórnych
w proszkuNorth China Pharmaceutical Co., Ltd.
Aparat rentgenowski DSAPhilipsAllura Xper FD10X-ray do fluoroskopii
, elektroda stymulująca LVMedtronic, Inc.LBT 4965
Elektroda stymulująca RVSt. JudeMedical Tendril 1888
Elektroda stymulującaRA St. Jude MedicalIsoFlex 1642T
Generator impulsów rozrusznika sercaMedtronic, Inc.Enpulse E2DR01Do szybkiego tempa RV
Generator impulsów CRTSt. Jude MedicalAnthem PM 3212Do wydajności CRT
Wielokanałowy rejestrator elektrofizjologicznyGE Medical Systems2003232-004Do elektrogramu powierzchniowego i wewnątrzsercowego
Moduł wejściowy cewnikaGE Medical Systems301-00202-08Przełączniki wielobiegunowe do stymulacji lub nagrywania
Generator częstotliwości radiowejJohnson-Johnson CompanyST-4460Do dostarczania prądu RF
Bezprzewodowa elektroda powrotnaCovidienE7509Do tworzenia obwodów prądowych
Cordis 6-Frosłona Johnson-Johnson Company504-606XDostęp do cewnika mapującego
Osłona Cordis 7-FrJohnson-Johnson Company504-607XDostęp do mapowania i cewnika ablacyjnego
Cewnik czterobiegunowy 6-FrCewnik mapującyF6QRA005RT firmy Johnson-Johnson Cewnik
ablacyjny sterowany 7-Fr 4 mm. Jude Medical402823 Cewnik do mapowania i ablacji
Prucka Cardio-Lab® 2000GE Medical Systems6.9.00.000Pakiet oprogramowania do zapisu elektrogramu
HeparinHaitong Pharmaceutical Co., Ltd160505Antykoagulant podczas ablacji cewnika
Cyfrowy system analizy obrazuLeica MicrosystemsQwin V3Do analizy histologicznej
Penicylina do F6034105 St

Bibliografia

  1. Bristow, M. R., et al. Cardiac-resynchronization therapy with or without an implantable defibrillator in advanced chronic heart failure. N Engl J Med. 350 (21), 2140-2150 (2014).
  2. Cleland, J. G., et al. The effect of cardiac resynchronization on morbidity and mortality in heart failure. N Engl J Med. 352 (15), 1539-1549 (2005).
  3. Rickard, J., et al. Predictors of response to cardiac resynchronization therapy: A systematic review. Int J Cardiol. 225, 345-352 (2016).
  4. Ponikowski, P., et al. 2016 ESC Guidelines for the diagnosis and treatment of acute and chronic heart failure: The Task Force for the diagnosis and treatment of acute and chronic heart failure of the European Society of Cardiology (ESC). Developed with the special contribution of the Heart Failure Association (HFA) of the ESC. Eur J Heart Fail. 18 (8), 891-975 (2016).
  5. Yang, S., et al. Glycoproteins identified from heart failure and treatment models. Proteomics. 15 (2-3), 567-579 (2015).
  6. Barth, A. S., et al. Cardiac resynchronization therapy corrects dyssynchrony-induced regional gene expression changes on a genomic level. Circ Cardiovasc Genet. 2 (4), 371-378 (2009).
  7. Howard, R. J., Stopps, T. P., Moe, G. W., Gotlieb, A., Armstrong, P. W. Recovery from heart failure: structural and functional analysis in a canine model. Can J Physiol Pharmacol. 66 (12), 1505-1512 (1988).
  8. Vernooy, K., et al. Cardiac resynchronization therapy cures dyssynchronopathy in canine left bundle-branch block hearts. Eur Heart J. 28 (17), 2148-2155 (2007).
  9. Spragg, D. D., Kass, D. A. Pathobiology of left ventricular dyssynchrony and resynchronization. Prog Cardiovasc Dis. 49 (1), 26-41 (2006).
  10. Wang, J., et al. Effect of Cardiac Resynchronization Therapy on Myocardial Fibrosis and Relevant Cytokines in a Canine Model With Experimental Heart Failure. J Cardiovasc Electrophysiol. 28 (4), 438-445 (2017).
  11. Houser, S. R., et al. Animal models of heart failure: a scientific statement from the American Heart Association. Circ Res. 111 (1), 131-150 (2012).
  12. Shinbane, J. S., Wood, M. A., Jensen, D. N., Ellenbogen, K. A., Fitzpatrick, A. P., Scheinman, M. M. Tachycardia-induced cardiomyopathy: a review of animal models and clinical studies. J Am Coll Cardiol. 29 (4), 709-715 (1997).
  13. Helguera, M. E., Trohman, R. G., Tchou, P. J. Radiofrequency catheter ablation of the left bundle branch in a canine model. J Cardiovasc Electrophysiol. 7 (5), 415-423 (1996).
  14. Blanck, Z., Deshpande, S., Jazayeri, M. R., Akhtar, M. Catheter ablation of the left bundle branch for the treatment of sustained bundle branch reentrant ventricular tachycardia. J Cardiovasc Electrophysiol. 6 (1), 40-43 (1995).
  15. Auger, D., et al. Effect of induced LV dyssynchrony by right ventricular apical pacing on all-cause mortality and heart failure hospitalization rates at long-term follow-up. J Cardiovasc Electrophysiol. 25 (6), 631-637 (2014).
  16. Delgado-Montero, A., et al. Additive Prognostic Value of Echocardiographic Global Longitudinal and Global Circumferential Strain to Electrocardiographic Criteria in Patients With Heart Failure Undergoing Cardiac Resynchronization Therapy. Circ Cardiovasc Imaging. 9 (6), e004241(2016).
  17. Delgado, V., et al. Assessment of left ventricular dyssynchrony by speckle tracking strain imaging comparison between longitudinal, circumferential, and radial strain radial strain in cardiac resynchronization therapy. J Am Coll Cardiol. 51 (20), 1944-1952 (2008).
  18. Risum, N., et al. Variability of global left ventricular deformation analysis using vendor dependent and independent two-dimensional speckle-tracking software in adults. J Am Soc Echocardiogr. 25 (11), 1195-1203 (2012).
  19. Barold, S. S., Ilercil, A., Herweg, B. Echocardiographic optimization of the atrioventricular and interventricular intervals during cardiac resynchronization. Europace. 10 (Suppl 3), iii88-iii95 (2008).
  20. Höke, U., et al. Relation of Myocardial Contrast-Enhanced T1 Mapping by Cardiac Magnetic Resonance to Left Ventricular Reverse Remodeling After Cardiac Resynchronization Therapy in Patients With Nonischemic Cardiomyopathy. Am J Cardiol. 119 (9), 1456-1462 (2017).
  21. Osmancik, P., Herman, D., Stros, P., Linkova, H., Vondrak, K., Paskova, E. Changes and prognostic impact of apoptotic and inflammatory cytokines in patients treated with cardiac resynchronization therapy. Cardiology. 124 (3), 190-198 (2013).
  22. Francia, P., et al. Plasma osteopontin reveals left ventricular reverse remodelling following cardiac resynchronization therapy in heart failure. Int J Cardiol. 153 (3), 306-310 (2011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Model psiparametry echokardiograficzneśledzenie plamekcałkowa prędkość przepływu przez aortę w czasieanaliza histopatologicznaśrednica kardiomiocytów
Korzyści z terapii resynchronizującej serce w asynchronicznym modelu niewydolności serca wywołanej ablacją lewej gałęzi pęczka Hisa i szybką stymulacją
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.