Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Uraz balonowy w celu wywołania przerostu mięśniowo-wewnętrznej w aorcie brzusznej myszy

9.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/56477

⸱

7 lutego 2018

 ,  ,  ,  , 
1Transplant and Stem Cell Immunobiology Lab, University Heart Center, 2Department of Surgery, Transplant and Stem Cell Immunobiology Lab, University of California San Francisco (UCSF), 3Cardiovascular Research Center (CVRC) and DZHK German Center for Cardiovascular Research, 4Cardiovascular Surgery, University Heart Center

W tym artykule

Podsumowanie

Ten artykuł demonstruje model mysi do badania rozwoju przerostu mięśniowo-intimalnego (MH) po uszkodzeniu balonu aorty.

Streszczenie

Wykorzystanie modeli zwierzęcych jest niezbędne dla lepszego zrozumienia MH, jednej z głównych przyczyn zwężenia tętnicy. W tym artykule przedstawiamy model obnażenia mysiego balonu, który jest porównywalny z ustalonymi modelami uszkodzeń naczyń u dużych zwierząt. Model denudacji aorty z cewnikami balonowymi naśladuje warunki kliniczne i prowadzi do porównywalnych zmian patobiologicznych i fizjologicznych. Krótko, po wykonaniu poziomego nacięcia w aorcie brzusznej, cewnik balonowy zostanie wprowadzony do naczynia, napompowany i wprowadzony wstecznie. Napompowanie balonu doprowadzi do uszkodzenia błony wewnętrznej i nadmiernego rozdęcia naczynia. Po usunięciu cewnika nacięcie aorty zostanie zamknięte pojedynczymi szwami. Model przedstawiony w tym artykule jest powtarzalny, łatwy do wykonania oraz można go szybko i niezawodnie ustalić. Jest szczególnie przydatny do oceny drogich eksperymentalnych środków terapeutycznych, które można stosować w sposób ekonomiczny. Stosując różne szczepy myszy z nokautem, można ocenić wpływ różnych genów na rozwój MH.

Wprowadzenie

Zwężenie tętnic w tętnicach wieńcowych i obwodowych ma duży wpływ na zachorowalność i śmiertelność pacjentów1. Jednym z podstawowych mechanizmów patologicznych jest przerost mięśni mięśniowo-błoniastych (MH), który charakteryzuje się zwiększoną proliferacją, migracją i syntezą białek macierzy zewnątrzkomórkowej z komórek mięśni gładkich naczyń krwionośnych (SMC)2. SMC znajdują się w warstwie pożywki naczynia i migrują po stymulacji na powierzchnię światła. Sygnały stymulujące obejmują czynniki wzrostu, cytokiny, kontakt komórka-komórka, lipidy, składniki macierzy zewnątrzkomórkowej oraz mechaniczne siły ścinania i rozciągania3,4,5,6. Urazy ściany naczynia, patologiczne lub jatrogenne, powodują uszkodzenie komórek śródbłonka i komórek mięśni gładkich oraz stymulują reakcje zapalne, a tym samym prowadzą do MH7.

Różne modele zwierzęce są obecnie dostępne do badania uszkodzeń tętnic i przerostu mięśni włosowych. Duże zwierzęta, takie jak świnie czy psy, mają tę zaletę, że mają podobną anatomię tętnic i naczyń wieńcowych jak ludzie i są szczególnie odpowiednie do badań nad technikami, procedurami i urządzeniami do angioplastyki8. Jednak modele świń mają tę wadę, że mają wyższą trombugeniczność9,10, podczas gdy psy mają tylko łagodną reakcję na uszkodzenie naczynia11. Ponadto wszystkie duże modele zwierząt wymagają specjalnych warunków mieszkaniowych, sprzętu i personelu, co wiąże się z wysokimi kosztami i nie zawsze jest dostępne w placówce. Małe modele zwierzęce obejmują szczury i myszy. W porównaniu ze szczurami myszy mają tę zaletę, że są tańsze i istnieją różne modele nokautujące. Model opisany w tym filmie można połączyć z myszami ApoE-/- karmionymi zachodnią dietą, aby ściśle naśladować warunki kliniczne angioplastyki w naczyniach miażdżycowych12. Poprzednie modele powodowały uszkodzenie naczyń krwionośnych poprzez uraz drutu13, wysuszenie płynu14, spring15, lub uraz mankietu16. Ponieważ charakter urazu będzie miał ogromny wpływ na rozwój i konstytucję MH, użycie cewnika balonowego do wywołania uszkodzenia naczynia jest najlepszym sposobem naśladowania warunków klinicznych.

W tym artykule opisujemy nowatorską metodę indukcji MH za pomocą cewnika balonowego u myszy. Zastosowanie cewnika balonowego (1,2 mm x 6 mm) z portem RX (Rysunek 1A) pozwala na zeskrobanie warstwy wewnętrznej i jednocześnie na indukcję nadmiernego rozdęcia naczynia. Oba te czynniki są ważnymi czynnikami wyzwalającymi rozwój MH. Czas obserwacji dla tego modelu wynosi 28 dni17.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Zwierzęta otrzymały humanitarną opiekę zgodnie z Przewodnikiem po zasadach postępowania ze zwierzętami laboratoryjnymi, przygotowanym przez Instytut Zasobów Zwierząt Laboratoryjnych i opublikowanym przez National Institutes of Health. Wszystkie protokoły dotyczące zwierząt zostały zatwierdzone przez właściwe władze lokalne ("Amt für Gesundheit und Verbraucherschutz, Hansestadt (Urząd Zdrowia i Ochrony Konsumentów) Hamburg").

1. Przygotowanie cewnika

UWAGA: Zapoznaj się z Tabelą Materiałów, aby uzyskać informacje na temat cewnika.

  1. Wyjmij cewnik z uchwytu cewnika.
  2. Wyciągnij prowadnik ze światła przez dystalny port na zewnątrz.
  3. Umieść kroplę kleju cyjanoakrylowego na dystalnym końcu cewnika.
    Uwaga: Nosić rękawice lateksowe lub nitrylowe.
  4. Umieść prowadnik w porcie RX cewnika i przesuń go przez światło do dystalnego portu. Następnie lekko pociągnij prowadnik do tyłu, aby pozostawić odstęp ~5 mm do końca.
  5. Odczekaj 5 minut, aby klej wyschł.
  6. Przesuń prowadnicę, powinna być zamocowana. Jeśli nadal jest mobilny, powtórz kroki 1.3 - 1.6.
  7. Napełnij strzykawkę o pojemności 3 ml 1,5 ml 0,9% soli fizjologicznej i podłącz ją do portu do napełniania balonów.
  8. Nacisnąć tłok strzykawki, aby sprawdzić napełnienie balonu. Pozostawić 0,6 ml soli fizjologicznej w strzykawce.

2. Przygotowanie myszy

  1. Uzyskać samce myszy w wieku 14 tygodni o wadze około 30 g.
    UWAGA: Wykorzystaliśmy zwierzęta pozyskane z Instytutu Zwierząt Doświadczalnych. Użyliśmy tutaj C57BL/6J.
  2. Użyj komory indukcyjnej, aby znieczulić mysz 2,0-2,5% izofuranem (500 ml/min natężenie przepływu tlenu).
  3. Połóż mysz na plecach na poduszce grzewczej i utrzymuj znieczulenie za pomocą maski na twarz zakrywającej usta i nos myszy. Sprawdź, czy znieczulenie jest wystarczająco głębokie, ściskając tylne łapy i ogon, aby zweryfikować brak odruchów.
  4. Usuń włosy na brzuchu za pomocą trymera do włosów.
  5. Rozłóż tylne nogi i ustal ich pozycję za pomocą taśmy.
  6. Zdezynfekuj okolice brzucha za pomocą jodu powidonu, a następnie 80% etanolu. Powtórz ten krok jeszcze dwa razy.
  7. Użyj serwety chirurgicznej, aby upewnić się, że miejsce operacji nie zostanie zanieczyszczone. Otwórz warstwy skóry i mięśni wzdłuż linea alba za pomocą nożyczek (lub skalpela), aby odsłonić narządy jamy brzusznej.
  8. Połóż jelita w rękawicy nawilżanej z 0,9% solą fizjologiczną i zawiń, aby były wilgotne.
  9. Użyj dwóch cienkich kleszczyków, aby usunąć tkankę tłuszczową powyżej aorty brzusznej.
  10. Za pomocą strzykawki insulinowej (30G) wstrzyknij 250 μl roztworu heparyny (50 U/ml) do żyły głównej dolnej (IVC) i odczekaj 3 minuty na jego ogólnoustrojową dystrybucję. Heparyna zahamuje hemostazę i zapobiegnie niepożądanemu krzepnięciu podczas operacji.
  11. Za pomocą dwóch kleszczy rozetnij aortę podnerkową aż do jej rozwidlenia i wychodzących naczyń rozgałęzionych.
  12. Podwiązywać naczynia boczne, które mają być umieszczone w zaciśniętym obszarze, za pomocą kauteryzatora wysokotemperaturowego.
  13. Zatrzymaj przepływ krwi, zaciskając aortę podnerkową bezpośrednio pod tętnicami nerkowymi.
  14. Umieść drugi zacisk w dystalnej pozycji tuż nad rozwidleniem aorty.
  15. Wykonaj małe poziome nacięcie za pomocą nożyczek w punkcie środkowym między zaciskami wzdłuż naczynia.
    UWAGA: Wielkość nacięcia powinna być równa 1/3 obwodu naczynia.
  16. Wprowadzić strzykawkę z igłą (30 G) do nacięcia i przepłukać aortę 250 μl roztworu heparyny (50 U/ml).
  17. Używając szwów 10-0, umieść po jednym węźle z każdej strony nacięcia.
  18. Rozszerz aortę, wprowadzając rozszerzacz naczynia do nacięcia i lekko rozchyl naczynie. Powtórz dylatację 2 do 3 razy.
  19. Nawilż cewnik balonowy 0,9% solą fizjologiczną.
  20. Włóż spłaszczony cewnik balonowy do aorty i przesuń go w kierunku bliższego zacisku na aorcie.
  21. Po dotarciu do bliższego zacisku ostrożnie otwórz proksymalny zacisk i napompuj balon, aby zapobiec wyciekowi krwi, wstrzykując ~ 0,6 ml soli fizjologicznej.
    UWAGA: Stosunek napompowanego balonu do naczynia wynosi 1,5:1.
  22. Przesuń cewnik do tyłu o około 2 cm.
  23. Odciągnąć rozszerzony cewnik do tyłu, jednocześnie lekko opróżniając balon, zwalniając strzykawkę.
  24. Ponownie zamocuj zacisk proksymalnym, gdy cewnik dotrze do nacięcia aorty. Całkowicie opróżnij balon i usuń go.
  25. Przepłukać aortę 250 μl roztworu heparyny (50 j./ml) za pomocą strzykawki 30G.
  26. Zamknij nacięcie aorty za pomocą szwów 10-0. Umieść przerwane szwy po każdej stronie bocznej, a następnie jeden lub dwa szwy po stronie brzusznej.
  27. Otwórz dystalny zacisk. W przypadku krwawienia należy ponownie zamknąć zacisk i założyć dodatkowe szwy.
  28. Ostrożnie otwórz proksymalny zacisk.
  29. Umieść dwa waciki na szwie, aby go podeprzeć i zatrzymać krwawienie.
  30. Umieść wchłanialne hemostatyki na szwie, aby go podtrzymać.
    UWAGA: Tętno aortalne powinno być widoczne dystalnie od nacięcia.
  31. Umieść jelita z powrotem w jamie brzusznej.
  32. Przepłukać jamę brzuszną sterylnym 0,9% roztworem soli fizjologicznej, który został wstępnie podgrzany do temperatury 37 °C.
  33. Zamknij warstwę mięśni brzucha za pomocą szwów biegowych 6-0.
  34. Zamknij skórę za pomocą szwów biegowych 5-0.
  35. Należy wstrzyknąć podskórnie 4-5 mg/kg karprofenu przed umożliwieniem myszowi obudzenia się. Monitoruj zwierzę, aż odzyska przytomność, utrzymuj leżącą mostek. Trzymaj zwierzę samo w klatce do czasu całkowitego wyzdrowienia.
  36. Dodaj metamizol do wody pitnej (50 mg/100 ml) jako lek przeciwbólowy przez 3 dni i codziennie monitoruj zwierzę. Zwykle myszy lubią słodki smak metamizolu i zaczynają pić natychmiast po operacji. Jeśli jest to preferowane, zamiast metamizolu.
    można stosować środki do wstrzykiwań o przedłużonym uwalnianiu. UWAGA: Okres obserwacji dla tego modelu wynosi 28 dni.

3. Histopatologia

  1. Zbierz aortę uszkodzoną przez balon po 28 dniach, przygotowując myszy zgodnie z opisem w krokach od 2.2 do 2.9.
  2. Użyj nożyczek, aby usunąć aortę uszkodzoną przez balon (między rozwidleniem a 0,3 mm powyżej naczyń nerkowych) i poddać mysz eutanazji, wycinając jej serce.
  3. Przepłukać światło naczynia 0,9% NaCl.
  4. Utrwal zebrane naczynie w 4% paraformaldehydzie (PFA) przez noc i odwadniaj je w rosnących stężeniach etanolu, zaczynając od 70% etanolu przez 2 godziny, 80% etanolu przez 1 godzinę, 95% etanolu przez 2 godziny i 100% etanolu przez 5 godzin. Następnie inkubować próbki w ksylenie przez 2 godziny 3 razy, przed infiltracją próbek parafiną.
    UWAGA: Zamiast przepłukiwać zebrane naczynie 0,9% NaCl, można je przepłukać 4% PFA.
    Uwaga: PFA i ksylen są toksyczne i należy obchodzić się z nimi ze szczególną ostrożnością.
  5. Zanurzyć próbkę w parafinie i pokroić w plastry o grubości 5 μm za pomocą mikrotomu.
  6. Odparafinować szkiełka ksylenem 3 razy przez 5 minut.
  7. Nawilżaj szkiełka tkankowe za pomocą zmniejszającej się serii etanolu. Zacznij od 100% etanolu 2 razy przez 5 minut, a następnie 3 minuty 95%, 80% i 70% etanolu.
  8. Barwić szkiełka za pomocą trichromowego barwienia Massona zgodnie z opisem18.
  9. Odwodnić poplamione szkiełka w 100% etanolu 2 razy po 10 minut każda. Wyczyść ksylenem 2 razy przez 10 minut każdy i zamontuj w podłożu montażowym.
  10. Obejrzyj preparaty pod mikroskopem jasnego pola. Użyj obiektywu o 5-krotnym powiększeniu i aperturze numerycznej 0,12 do zdjęcia poglądowego lub obiektywu z 20-krotnym powiększeniem i aperturą numeryczną 0,35 do szczegółowej obserwacji.

4. Mikroskopia immunofluorescencyjna

  1. Nawilżaj szkiełka tkankowe za pomocą zmniejszającej się serii etanolu. Zacznij od 100% etanolu 2 razy przez 5 minut, a następnie 3 minuty 95%, 80% i 70% etanolu.
  2. Pobranie antygenu należy przeprowadzić poprzez podgrzewanie szkiełek w roztworze do pobierania antygenu w parowarze przez 20 minut.
  3. Pozwól szkiełkom ostygnąć do temperatury pokojowej.
  4. Po trzykrotnym umyciu szkiełek solą fizjologiczną buforowaną fosforanami (PBS), należy nanieść roztwór blokujący antygen na odcinki na 30 minut.
  5. Myj szkiełka trzy razy przez 5 minut za pomocą PBS.
  6. Inkubować skrawki z pierwszorzędowym przeciwciałem rozcieńczonym w pierwszorzędowym rozcieńczalniku przeciwciał.
    UWAGA: Odpowiednie stężenie i czas inkubacji należy dobierać osobno dla każdego przeciwciała.
  7. Przemyć szkiełka trzy razy przez 5 minut PBS w celu usunięcia niezwiązanego przeciwciała.
  8. Inkubować skrawki ze wstępnie sprzężonym przeciwciałem drugorzędowym rozcieńczonym w rozcieńczalniku przeciwciał drugorzędowych.
    UWAGA: Odpowiednie stężenie i czas inkubacji należy dobierać osobno dla każdego przeciwciała.
  9. Usunąć niezwiązane przeciwciała, myjąc szkiełka trzykrotnie przez 5 minut.
  10. Przeciwbarwić jądra komórkowe za pomocą 4',6-diamidyn-2-fenyloindolu (DAPI) przez 15 minut; końcowe stężenie DAPI powinno wynosić 350 nM.
  11. Zamontuj szkiełka w roztworze montażowym zgodnym z immunofluorescencją.
    UWAGA: Użycie niewłaściwego rozwiązania montażowego może przesłonić sygnał fluorescencji.
  12. Zobacz preparaty z mikroskopem fluorescencyjnym. Użyj obiektywu o powiększeniu 40x i przysłonie numerycznej 1,3.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Denudacja balonowa jest odpowiednim modelem do badania rozwoju MH u myszy. Zwierzęta dobrze regenerują się po zabiegu i wykazują doskonałą kondycję fizyczną po operacji. Ustanowiliśmy ten model u 50 myszy, przy czym wskaźnik śmiertelności wynikający z procedury chirurgicznej wyniósł mniej niż 3%. Ryciny 1B-C przedstawiają kluczowe etapy operacji. Po nacięciu skóry wzdłuż linea alba, należy zidentyfikować aorta abdominalis. N...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W artykule przedstawiono model mysi do badania rozwoju przerostu mięśniowo-błony włosowej i umożliwiono eksplorację leżących u ich podstaw procesów patologicznych oraz testowanie nowych leków lub opcji terapeutycznych.

Najważniejszym krokiem w tym protokole jest denudacja aorty. Na tym etapie należy zachować szczególną ostrożność, ponieważ nadmierna denudacja doprowadzi do powstania tętniaka i niepowodzenia modelu. Z drugiej strony, jeśli denudacja zostanie wykonana w niewystarczającym stopniu...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy dziękują Christiane Pahrmann za jej pomoc techniczną.

D.W. był wspierany przez Fundację Maxa Kade'a. T.D. otrzymał granty od Fundacji Else Kröner (2012_EKES.04) i Deutsche Forschungsgemeinschaft (DE2133/2-1_. S. S. otrzymał granty badawcze od Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG; SCHR992/3- 1, SCHR992/4-1).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
10-0 Szew EthilonEthicon 2814G
3 mL StrzykawkaBD Medical309658
37% HClSigma-AldrichH1758
5-0EthiconEH7229H
6-0 szew prolenowyEthicon8706H
Acid FuchsinSigma-AldrichF8129-25GBarwienie trichromem
Roztwór do odzyskiwania antygenuDakoS1699
AzophloxinWaldeck1B-103Barwienie trichromem
Bepanthen Maść do oczu i nosaBayer1578675Maść do oczu
Roztwór Betadine BetadinePurdue PharmaNDC: 67618-152
C57BL / 6JCharles RiverNumer katalogowy 000664
Aplikator zaciskowyFine Science Tools18056-14JAW WYMIARY: 4 x 0,75 mm DŁUGOŚĆ: 13 mm
Kolagen 3abcamab7778Przeciwciało
DAPIThermo FischerD1306
Donkey anty-kozie IgG AF555InvitrogenA21432Przeciwciało wtórne
Donkey anty-Rabbit IgG AF488InvitrogenA21206Przeciwciało wtórne
Donkey anty-Rabbit IgG AF488InvitrogenA11055Wtórne przeciwciało
Osioł anty-królik IgG AF555InvitrogenA31572Przeciwciało drugorzędowe
Etanol 70%Th. Geyer2270
Etanol 96%Th. Geyer2295
Etanol absolutnyTh. Geyer2246
FAPabcamab28246Kleszcze przeciwciał
drobneNarzędziado nauki11251-20
Kleszcze standardoweFine Science Tools11023-10
Lodowaty kwas octowySigma-Aldrich537020
Maszynka do strzyżenia włosówWAHL8786-451A ARCO SE
HeparynaRotexmedicaPZN 386234025.000 I.E./mL
Zestaw do kauteryzacji wysokotemperaturowejBovie18010-00
Image-iT FX Signal EnhancerInvitrogenI36933Roztwór blokujący
Jasnozielony SFWaldeck1B-211Barwienie trichromowe
Zacisk mikrochirurgicznyFine Science Tools18055-04Micro-Serrefine -
Cewnik rozszerzający wieńcowe 4 mm MINI TREK 1,20 mm x 6 mm / Rapid-ExchangeAbbott1012268-06U
Hydrat kwasu molibdetofosforowegoMerck1.00532.0100Barwienie trichromowe
NaCl 0,9%B.BraunPZN 06063042 Art. Nr.: 3570160
Uchwyt igłyFine Science Tools12075-14
NovaminsulfonRatiopharmPZN 03530402Metamizole
Orange GWaldeck1B-221Barwienie trichromowe
ParafinaLeica biosystemsREF 39602004
PBS pH 7,4Gibco10010023
PFA 4%Mikroskopia elektronowa Nauka#157135S
Roztwór Puceau SServa Elektroforeza33427Barwienie trichromowe Pierwszorzędowy
rozcieńczalnik przeciwciałDakoS3022
Prolong Gold Roztwór montażowyThermo FischerP36930Roztwór montażowy do szkiełek barwionych immunofluorescencyjnie
Wymienna cienka końcówkaBovieH101
Rezorcyna-Fuchsin WeigertWaldeck2E-30Barwienie trichromowe
RimadylPfizer400684.00.00karprofenowe
Narzędzia naukowe14028-10
NożyczkiNarzędzianaukowe w stylu Vannas15000-03
Drugorzędowy rozcieńczalnik przeciwciałDakoS0809
Szybko działający klej MINIS 3x1gUHU45370cyjanoakrylowe
Ted Pella21057
SM22abcamab10135Przeciwciało
SMAabcamab21027
Naczynie do barwieniaTed Pella21075
Mikroskop chirurgicznyLeicaM651
Tabotamp fibrylarnyEthicon431962Wchłanialna
taśma chirurgiczna Transpore3M1527-1
U-100 Strzykawka insulinowaBD Medyczny
Fine Science Tools18603-14
Vitro-CludLangenbrinck04-0001
Zestaw hematoksyliny żelaza WeigertsMerck1.15973.0002Barwienie trichromowe
KsylenTh. Geyer3410
Szew prolenowy Nożyczki Stojak na slajdy przeciwciał hemostat rozszerzacz naczyń 324825

Bibliografia

  1. Kochanek, K. D., Xu, J., Murphy, S. L., Minino, A. M., Kung, H. C. Deaths: final data for 2009. Natl Vital Stat Rep. 60 (3), 1-116 (2011).
  2. Austin, G. E., Ratliff, N. B., Hollman, J., Tabei, S., Phillips, D. F. Intimal proliferation of smooth muscle cells as an explanation for recurrent coronary artery stenosis after percutaneous transluminal coronary angioplasty. J Am Coll Cardiol. 6 (2), 369-375 (1985).
  3. Greenwald, S. E., Berry, C. L. Improving vascular grafts: the importance of mechanical and haemodynamic properties. J Pathol. 190 (3), 292-299 (2000).
  4. Majesky, M. W., Schwartz, S. M. Smooth muscle diversity in arterial wound repair. Toxicol Pathol. 18 (4 Pt 1), 554-559 (1990).
  5. Owens, G. K. Regulation of differentiation of vascular smooth muscle cells. Physiol Rev. 75 (3), 487-517 (1995).
  6. Owens, G. K., Kumar, M. S., Wamhoff, B. R. Molecular regulation of vascular smooth muscle cell differentiation in development and disease. Physiol Rev. 84 (3), 767-801 (2004).
  7. Kleemann, R., Zadelaar, S., Kooistra, T. Cytokines and atherosclerosis: a comprehensive review of studies in mice. Cardiovasc Res. 79 (3), 360-376 (2008).
  8. Karas, S. P., et al. Coronary intimal proliferation after balloon injury and stenting in swine: an animal model of restenosis. J Am Coll Cardiol. 20 (2), 467-474 (1992).
  9. Ip, J. H., et al. The role of platelets, thrombin and hyperplasia in restenosis after coronary angioplasty. J Am Coll Cardiol. 17 (6 Suppl B), 77B-88B (1991).
  10. Mason, R. G., Read, M. S. Some species differences in fibrinolysis and blood coagulation. J Biomed Mater Res. 5 (1), 121-128 (1971).
  11. Lafont, A., Faxon, D. Why do animal models of post-angioplasty restenosis sometimes poorly predict the outcome of clinical trials? Cardiovasc Res. 39 (1), 50-59 (1998).
  12. Matter, C. M., et al. Increased balloon-induced inflammation, proliferation, and neointima formation in apolipoprotein E (ApoE) knockout mice. Stroke. 37 (10), 2625-2632 (2006).
  13. Lindner, V., Fingerle, J., Reidy, M. A. Mouse model of arterial injury. Circ Res. 73 (5), 792-796 (1993).
  14. Simon, D. I., et al. Decreased neointimal formation in Mac-1(-/-) mice reveals a role for inflammation in vascular repair after angioplasty. J Clin Invest. 105 (3), 293-300 (2000).
  15. Sata, M., et al. A mouse model of vascular injury that induces rapid onset of medial cell apoptosis followed by reproducible neointimal hyperplasia. J Mol Cell Cardiol. 32 (11), 2097-2104 (2000).
  16. Moroi, M., et al. Interaction of genetic deficiency of endothelial nitric oxide, gender, and pregnancy in vascular response to injury in mice. J Clin Invest. 101 (6), 1225-1232 (1998).
  17. Painter, T. A. Myointimal hyperplasia: pathogenesis and implications. 2. Animal injury models and mechanical factors. Artif Organs. 15 (2), 103-118 (1991).
  18. Stubbendorff, M., et al. Inducing myointimal hyperplasia versus atherosclerosis in mice: an introduction of two valid models. J Vis Exp. (87), e51459(2014).
  19. Deuse, T., et al. Dichloroacetate prevents restenosis in preclinical animal models of vessel injury. Nature. 509 (7502), 641-644 (2014).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

denudacja balonowamodel uszkodzenia naczyniabalonowe uszkodzenie aortybarwienie histologicznetrichrome Massonamarker SM22roztw r heparynyszwy chirurgiczne
Uraz balonowy w celu wywołania przerostu mięśniowo-wewnętrznej w aorcie brzusznej myszy
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.