Poniżej opisano skuteczność pionowej rękawowej resekcji żołądka u myszy. Jest to rodzaj operacji odchudzającej, która polega na usunięciu około 70% żołądka.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Mysi model pionowej rękawowej resekcji żołądka
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Chirurgia bariatryczna, taka jak pionowa rękawowa resekcja żołądka (VSG), to operacja przewodu pokarmowego, która jest wykonywana w celu utraty wagi. Chirurgia bariatryczna jest obecnie najskuteczniejszym długoterminowym sposobem leczenia otyłości. Oprócz utraty wagi, chirurgia bariatryczna przynosi dodatkowe korzyści zdrowotne, takie jak remisja cukrzycy typu 2, remisja nadciśnienia i zmniejszone ryzyko zachorowania na niektóre rodzaje raka. Mechanizmy wykraczające poza utratę wagi dla tych korzyści pozostają nie do końca zdefiniowane. W związku z tym opracowywane i weryfikowane są modele zwierzęce chirurgii bariatrycznej w celu zidentyfikowania mechanizmów prowadzących do tych korzyści, w celu lepszego zrozumienia fizjologii przewodu pokarmowego i zidentyfikowania nowych celów terapeutycznych. VSG stał się najczęściej wykonywaną procedurą bariatryczną w klinice w Stanach Zjednoczonych, ponieważ jest wysoce skuteczny w uzyskiwaniu utraty wagi i poprawie metabolicznej oraz jest prostszy do wykonania niż inne procedury bariatryczne. W związku z tym opracowaliśmy i przeprowadziliśmy walidację mysiego modelu VSG. Ten mysi model VSG podsumowuje wiele efektów VSG obserwowanych u ludzi, w tym poprawę regulacji poziomu glukozy i ciśnienia krwi. Metoda opiera się na izolacji żołądka, podwiązaniu naczyń żołądkowych i usunięciu 70% żołądka poprzez transekcję wzdłuż większej krzywizny żołądka. Z powodzeniem zastosowaliśmy ten protokół chirurgiczny do różnych genetycznie zmodyfikowanych linii myszy, aby określić mechanistyczne czynniki przyczyniające się do korzyści płynących z VSG. Co więcej, ten mysi model VSG został połączony z innymi technikami chirurgicznymi, aby uzyskać głębszy wgląd mechanistyczny. Dlatego jest to prosty i wszechstronny model do badania fizjologii przewodu pokarmowego i korzyści zdrowotnych płynących z chirurgii bariatrycznej.
Wprowadzenie
Wraz z rozprzestrzenianiem się epidemii otyłości na całym świecie, chirurgia bariatryczna zyskała na popularności, ponieważ jest najskuteczniejszym długoterminowym sposobem leczenia otyłości1. Niestety, utrata masy ciała poprzez dietę i ćwiczenia jest trudna do osiągnięcia i stosunkowo nieskuteczna w dłuższej perspektywie2,3. Chirurgia bariatryczna, taka jak pionowa rękawowa resekcja żołądka (VSG), jest definiowana jako manipulacja przewodu pokarmowego w celu utraty wagi1,4. Chociaż utrata masy ciała jest znaczącym wynikiem chirurgii bariatrycznej, chirurgia bariatryczna zapewnia inne korzyści zdrowotne, takie jak poprawa chorób współistniejących otyłości i wydłużenie życia5. Na przykład chirurgia bariatryczna skutkuje wysokimi wskaźnikami remisji cukrzycy typu 2 i nadciśnienia tętniczego oraz zmniejszeniem ryzyka rozwoju niektórych rodzajów raka w ciągu całego życia1,6,7. Warto zauważyć, że efekt operacji bariatrycznej powodujący remisję cukrzycy typu 2 i nadciśnienia tętniczego jest często obserwowany wkrótce po operacji i przed utratą wagi8,9. Podkreśla to koncepcję, że istnieją mechanizmy niezależne od masy ciała, które przyczyniają się do korzyści zdrowotnych obserwowanych po operacji. Modele zwierzęce chirurgii bariatrycznej zostały opracowane i są wykorzystywane do badania mechanizmów, dzięki którym te korzyści zdrowotne występują10,11,12.
Sprawdziliśmy mysi model VSG, który zastosowaliśmy do różnych genetycznie zmodyfikowanych modeli myszy, aby zbadać mechanizmy, dzięki którym chirurgia bariatryczna poprawia choroby współistniejące z otyłością, takie jak cukrzyca typu 2, nadciśnienie i rak jelita grubego10,11,12. Modele gryzoni pozwalają na większą kontrolę eksperymentalną i możliwość wykonywania manipulacji genetycznych lub farmaceutycznych w celu zdefiniowania roli określonych genów lub szlaków sygnałowych będących przedmiotem zainteresowania. Skupiamy się przede wszystkim na VSG, ponieważ VSG jest najczęściej wykonywanym zabiegiem bariatrycznym w klinice w Stanach Zjednoczonych13. Ponadto VSG jest prostym modelem chirurgicznym z mniejszą liczbą modyfikacji anatomicznych w porównaniu z innymi procedurami, takimi jak obejście żołądka Roux-en-Y lub przekierowanie żółciowo-trzustkowe.
Nasz mysi model VSG podsumowuje następujące efekty chirurgii bariatrycznej obserwowane u ludzi: utrata masy ciała, zmniejszone spożycie pokarmu, lepsza regulacja poziomu glukozy, poprawa funkcji wysp trzustkowych, zwiększone wydzielanie glukagonopodobnego peptydu-1 (GLP-1) po posiłku, obniżone ciśnienie krwi tętniczej i zwiększone stężenie krążących kwasów żółciowych10,11,12,13,14,15. Dlatego jest to idealny model do badania zależnych i niezależnych mechanizmów masy ciała, dzięki którym VSG poprawia lub rozwiązuje choroby współistniejące z otyłością. Ponadto jest to niezawodny model, który można łączyć z innymi procedurami chirurgicznymi, co pozwala na badanie wpływu VSG w różnych stanach chorobowych z większym wglądem mechanistycznym12.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Wszystkie protokoły eksperymentalne zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Cornella.
1. Przygotowanie przedoperacyjne
UWAGA: Badane myszy są zazwyczaj na tle otyłości wywołanej dietą C57BL, aby badania były translacyjnie istotne dla ludzkiej otyłości i insulinooporności. Samce i samice myszy można badać zgodnie z opisem w kolejnych krokach.
- W wieku 2 miesięcy umieść myszy na diecie o wysokiej zawartości tłuszczu 45% lub 60% przez 2 miesiące (patrz tabela materiałów).
UWAGA: Myszy są karmione dietą wysokotłuszczową, aby stworzyć fenotyp otyłości i insulinooporności. Krótsze lub dłuższe okresy karmienia dietą wysokotłuszczową mogą być stosowane w zależności od celów badania. - Kontynuuj karmienie myszy ad libitum aż do operacji. Jeśli potrzebne są pomiary wyjściowe, po 7 tygodniach karmienia dietą wysokotłuszczową, poszcz myszy przez 6 godzin lub przez noc i pobierz wyjściową próbkę krwi w celu pomiaru metabolitów będących przedmiotem zainteresowania (np. glukozy).
- Kontynuuj karmienie myszy dietą wysokotłuszczową i pozwól myszom na tydzień na powrót do zdrowia po pobraniu krwi przed pozorowaną operacją lub VSG. Umieść myszy na diecie płynnej (patrz Tabela materiałów) na 4 dni przed zabiegiem.
UWAGA: Myszy są utrzymywane na diecie płynnej przed i po operacji w celu oczyszczenia przewodu pokarmowego z cząstek stałych, które mogą upośledzać reakcję gojenia. - Przed zabiegiem należy wysterylizować następujące przedmioty: folię, gazę, aplikatory z bawełnianą końcówką (CTA) i narzędzia chirurgiczne (hemostat, nożyczki operacyjne, nożyczki tęczówki, kleszcz Dumonta, ząbkowany kleszcz Browna-Adsona, igła do zgłębnika, sterownik mikroigłowy, nożyczki sprężynowe).
2. Pionowa rękawowa resekcja żołądka i zabiegi pozorowane
- W dniu operacji zważ myszy, aby uzyskać wyjściowy pomiar masy.
- Wyposaż salę operacyjną w system znieczulający, podgrzewaną łaźnię wodną i poduszkę grzewczą. Ustawić łaźnię wodną na 37 °C i użyć jej do ogrzania 0,9% roztworu soli do nawadniania. Oczyść pole operacyjne 70% etanolem i użyj sterylnej techniki, aby otworzyć autoklawowany pakiet chirurgiczny i narzędzia.
UWAGA: Poduszka grzewcza służy do utrzymywania zwierzęcia w cieple podczas operacji i rekonwalescencji po znieczuleniu. - Za pomocą komory indukcyjnej znieczulij mysz 5% izofluranem i natężeniem przepływuO2 1 l/min. Upewnij się, że mysz znajduje się w odpowiedniej płaszczyźnie znieczulenia, wykonując szczypanie palca u nogi. Utrzymuj mysz z 1-3% izofluranem i natężeniem przepływuO2 0,6 l/min po osiągnięciu stałej płaszczyzny znieczulenia.
- Po znieczuleniu myszy nałóż maść na oczy (patrz Tabela materiałów), aby utrzymać je wilgotne podczas operacji. W tym czasie należy również podać lek przeciwbólowy, taki jak meloksykam (2 mg/kg podskórnie). Przypnij włosy od pępka do pachy, delikatnie przytrzymując skórę, aby zapewnić napięcie.
- Ponieważ skóra myszy jest cienka i delikatna, należy uważać, aby nie powodować zmian skórnych podczas przycinania włosów. Oczyść skórę jodonem i alkoholem.
- Załóż sterylne rękawiczki i przygotuj sterylne pole operacyjne i narzędzia. Resztę zabiegu wykonaj techniką sterylną. Przygotuj sterylne pole operacyjne, umieszczając sterylne obłożenia chirurgiczne po obu stronach myszy. Użyj autoklawowanej folii aluminiowej, aby stworzyć serwetkę chirurgiczną dla myszy.
- Wytnij mały otwór w folii aluminiowej, aby umożliwić dostęp do brzucha myszy.
- Wykonaj nacięcie skóry od połowy brzucha (pępka) do poziomu chrząstki mieczykowatej za pomocą nożyczek do tęczówki. Zidentyfikuj linea alba i użyj nożyczek do tęczówki, aby przeciąć ścianę ciała wzdłuż linea alba. Użyj CTA, aby delikatnie podnieść żołądek z brzucha, a następnie tępo wypreparuj większą sieć z większej krzywizny żołądka.
- Podwiązać krótką tętnicę żołądkową, która biegnie między dnem żołądka a śledzioną, umieszczając dwie ligatury za pomocą wchłanialnego szwu monofilamentowego 7-0. Użyj nożyczek sprężynowych, aby przeciąć między dwoma ligaturami. Po przecięciu tętnicy całkowicie wyjdź z żołądka z jamy brzusznej. Umieść gazę pod brzuchem i zwilż solą fizjologiczną, aby tkanka była wilgotna.
- Procedura pozorowana
- W przypadku procedury pozorowanej należy umieścić luźny, prosty, ciągły wzór szwu za pomocą wchłanialnego szwu monofilamentowego 6-0 z igłą stożkową. Zacznij 2 mm po prawej stronie (po prawej stronie chirurga) od przełyku. Umieść linię szwu wzdłuż brzusznej ściany żołądka, a następnie kontynuuj wzdłuż grzbietowej ściany żołądka.
UWAGA: Do wszystkich manipulacji żołądka należy używać wyłącznie wchłanialnych szwów z monofilamentu, aby zmniejszyć ryzyko infekcji. Ponadto do wszystkich manipulacji żołądka należy używać wyłącznie szwów z igłą stożkową, ponieważ użycie igły tnącej zwiększa ryzyko "przeciągnięcia" szwu prowadzącego do uszkodzenia tkanki żołądkowej i rozejścia się rany. - Przełóż igłę całkowicie przez jedną ścianę żołądka podczas zakładania szwu. Upewnij się, że szew leży płasko, ale nie krępuje żołądka. Delikatnie zwiąż szew za pomocą 3-4 rzutów i przejdź do kroku 2.9.
- W przypadku procedury VSG pomiń krok 2.7 i przejdź do kroku 2.8.
- W przypadku procedury pozorowanej należy umieścić luźny, prosty, ciągły wzór szwu za pomocą wchłanialnego szwu monofilamentowego 6-0 z igłą stożkową. Zacznij 2 mm po prawej stronie (po prawej stronie chirurga) od przełyku. Umieść linię szwu wzdłuż brzusznej ściany żołądka, a następnie kontynuuj wzdłuż grzbietowej ściany żołądka.
- Procedura VSG
- W przypadku zabiegu VSG podwiązaj wydatne gałęzie tętnicy i żyły żołądkowej za pomocą nici wchłanialnej monofilamentowej 7-0 z igłą stożkową, używając 3 rzutów na każdy węzeł. Umieść ligatury tuż poniżej (tj. w kierunku mniejszej krzywizny żołądka) zamierzonej linii przecięcia.
UWAGA: Zamierzona linia przecięcia zaczyna się na ~2 mm powyżej (co oznacza w kierunku większej krzywizny żołądka) wcięcia serca żołądka i co najmniej 2 mm poniżej margo pilcatus i rozciąga się do bliższego końca prawego płata trzustki. Zazwyczaj na ścianę żołądka przypadają 4 naczynia, które należy podwiązać; Może się to jednak różnić w zależności od myszy. - Aby zapobiec rozlaniu się treści żołądkowej podczas resekcji żołądka, umieść prostą ciągłą linię szwu przechodzącą przez obie ściany żołądka tuż poniżej zamierzonej linii przecięcia za pomocą wchłanialnego szwu monofilamentowego 6-0 ze stożkową igłą. Rozpocznij linię szwu po prawej stronie przełyku i poniżej margo pilcatus i zakończ tuż nad trzustką.
- Umieść hemostatyki z cienką końcówką powyżej linii szwów i użyj nożyczek sprężynowych, aby przeciąć między linią szwów a hemostatami. Usunąć przeciętą tkankę żołądkową ze sterylnego pola operacyjnego. Użyj CTA, aby oczyścić żołądek z krwi i trawienia.
- Wzmocnić przyleganie ścian żołądka za pomocą nici wchłanialnej z żyłki 6-0 z igłą stożkową za pomocą prostego wzoru nieciągłego.
UWAGA: Zalecany jest prosty wzór szwu nieciągłego, ponieważ zapewnia on bezpieczniejsze zamknięcie niż prosty wzór szwu ciągłego. - Resztki żołądka należy przepłukiwać solą fizjologiczną przez cały czas trwania zabiegu, aby tkanka była wilgotna i czysta. Użyj igły do zgłębnika 20G dołączonej do strzykawki o pojemności 20 ml, aby wykonać płukanie żołądka solą fizjologiczną. Użyj tego rozmiaru, aby zapewnić odpowiednie ciśnienie bez ryzyka uszkodzenia tkanki żołądka z powodu nadmiernego nacisku lub przypadkowego uszkodzenia tkanki żołądka w wyniku użycia zwykłej spiczastej igły.
- Użyj co najmniej 20 węzłów, aby bezpiecznie zamknąć żołądek; zwróć uwagę na zamknięcie wzdłuż strony przełyku, ponieważ ta strona jest trudniej dostępna i dlatego często jest miejscem rozejścia się.
- Upewnij się, że nie ma wycieków, delikatnie naciskając na żołądek za pomocą CTA. Jeśli zostaną zidentyfikowane nieszczelności, umieść dodatkowe proste, nieciągłe węzły w obszarach wycieku, a następnie ponownie przeprowadź test szczelności. Test szczelności, dopóki nie zostanie wykryty wyciek.
- Wykonaj ostatnie dokładne płukanie żołądka przy użyciu co najmniej 60 ml soli fizjologicznej, aby upewnić się, że nie pozostały żadne zakaźne cząstki stałe.
- W przypadku zabiegu VSG podwiązaj wydatne gałęzie tętnicy i żyły żołądkowej za pomocą nici wchłanialnej monofilamentowej 7-0 z igłą stożkową, używając 3 rzutów na każdy węzeł. Umieść ligatury tuż poniżej (tj. w kierunku mniejszej krzywizny żołądka) zamierzonej linii przecięcia.
- Umieść żołądek z powrotem w jamie brzusznej pod wątrobą za pomocą CTA. Umieść CTA wzdłuż grzbietowej części jamy brzusznej, aby wchłonąć cały nadmiar płynu. Za pomocą igły 18G wstrzyknąć roztwór Ringera (LRS) z antybiotykami lub bez antybiotyków (0,5 ml LRS +/- 20 mg/kg enrofloksacyny) bezpośrednio do jamy brzusznej, tuż przed zamknięciem.
UWAGA: Zastępuje to utratę płynów występującą podczas operacji i zapewnia metodę bezpośredniego stosowania antybiotyków w miejscu operacyjnym, aby pomóc w powrocie do zdrowia. - Zamknij warstwę mięśni brzucha za pomocą wchłanialnego szwu monofilamentowego 6-0 z igłą stożkową w prostym nieciągłym wzorze. Następnie zamknij warstwę skóry za pomocą wchłanialnego szwu monofilamentowego 6-0 w prostym, ciągłym wzorze.
- Umieść klej tkankowy na skórze i zawiń skórę nad linią szwów, aby zakopać szew, aby mysz nie mogła zakłócić zamykania rany po operacji.
- Wyłącz izofluran i pozwól myszy zregenerować się na poduszce grzewczej przez 10-15 minut przed powrotem do klatki domowej. Nie pozostawiaj zwierzęcia bez opieki, dopóki nie odzyska przytomności i nie będzie w stanie się poruszać.
- Trzymaj zwierzęta w pomieszczeniach pojedynczo do czasu całkowitego wyzdrowienia po operacji.
UWAGA: Jeśli w trakcie badania mają być uzyskane dokładne pomiary spożycia pokarmu, myszy powinny być nadal trzymane pojedynczo przez cały czas trwania badania. Istnieje ryzyko zablokowania ciała obcego przez jedzenie ściółki z domowej klatki. Zwierzęta powinny być trzymane w klatkach wolnych od ściółki, z wyjątkiem materiału do budowy gniazda w celu wzbogacenia (patrz tabela materiałów).
3. Pooperacyjna pielęgnacja myszy i pomiary
- Umieść mysz z powrotem w klatce domowej i umieść klatkę na poduszce grzewczej. Utrzymuj myszy na diecie płynnej przez co najmniej 7 dni po zabiegu. Podawać lek przeciwbólowy, taki jak meloksykam (2 mg/kg podskórnie), przez 2 dni po zabiegu.
UWAGA: Antybiotyk, taki jak enrofloksacyna (20 mg/kg), może być podawany do 7 dni po zabiegu. Antybiotyki są podawane w celu zminimalizowania ryzyka infekcji związanej z zabiegiem chirurgicznym i mogą, ale nie muszą być wymagane, w zależności od poziomu sterylności utrzymywanego przez cały zabieg. Jeśli jednak stosowane są antybiotyki, należy je podać wszystkim myszom w tym samym badaniu, aby zachować spójność. - W okresie pooperacyjnym należy oceniać masę ciała, przyjmowane pokarmy, wypróżnianie, poziom aktywności i dyspozycję co najmniej raz dziennie, aby zapewnić prawidłowe gojenie i powrót do zdrowia. Prowadź monitorowanie pooperacyjne przez 14 dni po zabiegu.
UWAGA: Niepowodzenie chirurgiczne jest zwykle obserwowane bezpośrednio po operacji lub w ciągu trzech dni po operacji. Zwierzęta, które nie jedzą ani nie piją w drugiej dobie po operacji, muszą być ściśle monitorowane pod kątem powikłań chirurgicznych. - Po pomyślnym zakończeniu okresu pooperacyjnego należy regularnie mierzyć masę ciała i spożycie pokarmu przez cały czas trwania badania, aby zapewnić utrzymanie odpowiedniego fenotypu.
- Wykonaj doustny test tolerancji glukozy (OGTT), aby ocenić tolerancję glukozy, stymulowane glukozą wydzielanie insuliny i wydzielanie hormonów jelitowych.
- Wykonaj OGTT u myszy po poszczeniu ich przez 6 godzin, a następnie zgłębnik myszy z 50% roztworem dekstrozy w dawce 1 g / kg.
- Zbierz próbki krwi z ogona po 0, 2,5, 5, 15, 30, 60 i 120 minutach po zgłębniku. Zmierz poziom glukozy we krwi za pomocą glukometru w tych punktach czasowych. Pobieraj próbki surowicy w każdym punkcie czasowym w celu pomiaru różnych hormonów, takich jak insulina i GLP-1.
- Pościć myszy przez 6 godzin przed eutanazją. Weź końcową próbkę krwi i zmierz poziom glukozy. Porównaj końcowy pomiar stężenia glukozy z pomiarem podstawowym. Poddaj myszy eutanazji za pomocą dootrzewnowego wstrzyknięcia pentobarbitalu w dawce 200 mg/kg.
- Użyj podstawowych i końcowych próbek surowicy, aby zmierzyć dodatkowe anality i porównać wartości chirurgiczne przed i po operacji.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Procedury pozorowane (sham) i VSG przedstawiono na Rysunku 1. Rysunek 1A pokazuje miejsce umieszczenia linii szwów wzdłuż ścian żołądka podczas procedury pozorowanej. Ten sam obszar jest miejscem przecięcia żołądka podczas operacji VSG. Rysunek 1B przedstawia rurkowatą pozostałość żołądka pozostawioną po wykonaniu VSG.
Statystyka i ...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Chirurgia bariatryczna jest najskuteczniejszym długoterminowym sposobem leczenia otyłości i przynosi inne korzyści zdrowotne, takie jak wysoki wskaźnik cukrzycy typu 2 i remisja nadciśnienia 1,9,15. Mysie modele chirurgii bariatrycznej stanowią potężne narzędzie do identyfikacji mechanizmów, za pomocą których chirurgia bariatryczna powoduje szybką i wyraźną poprawę w zakresie chorób współistniejących z otyłością. Co więcej, mysi...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy deklarują, że nie ma konfliktu interesów, z wyjątkiem tego, że dr Cummings otrzymał finansowanie od Eli Lilly and Company.
Podziękowania
To badanie było wspierane przez NIH/NCI R21CA195002-01A1, Prezydencką Radę Kobiet z Cornell oraz SUNY Graduate Diversity Fellowship. Laboratorium dr Cummingsa otrzymało również finansowanie w okresie trwania projektu od Cornell Comparative Cancer Biology Training Program oraz Eli Lilly and Company.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Dieta 45% wysokotłuszczowa | Research Diets | D12451 | |
| 60% dieta wysokotłuszczowa | Research Diets | D12492 | |
| Boost | Nestle | 160-67538 | bogaty smak czekoladowy |
| 6-0 Szew | Ethicon | Z432 | monofilament wchłanialny/stożkowy |
| 7-0 Szew | Covidien | 8866127-01 | monofilament wchłanialny/stożkowy |
| Waciki bawełniane | Fisherbrand | 23-400-118 | małe |
| Waciki bawełniane | Fisherbrand | 233-400-101 | duża |
| gaza | Różne | 4x4 4 warstwy i 2x2 4 warstwy | |
| Folia | Różne | ||
| Serwety chirurgiczne | Różne | ||
| 0,9% roztwór soli | Różne | ||
| LRS | Hospira | 170RX | |
| Betadine | Różne | ||
| alkohole | Maść | ||
| do oczu | Paralube® Maść weterynaryjna | 17033-211-38 | |
| Klej tkankowy | Vetbond | 1469SB | |
| Meloksykam (Metacam) | Boehringer Ingelheim | 141-213 | 5 mg/ml |
| Enrofloksacyna | Baytril | 08713254-186599 | 22,7 mg / ml |
| Hemostatyki z cienką końcówką | Narzędzia do nauki o nauce | 13021-12 | |
| Nożyczki Metzenbaum | Narzędzia do nauki | 14018-18 | |
| Nożyczki do tęczówki | Narzędzia do nauki o naczyniu | 14058-09 | |
| Kleszcze Dumont | Narzędzia naukowe | 11251-20 | |
| Ząbkowany kleszcz | Narzędzia do nauki o naczyniu | 11020-12 | |
| Igła do zgłębnika | Fine Science Tools | 18060-20 | |
| Sterownik mikroigłowy | Fine Science Tools | 12075-14 | |
| Sprężynowe nożyczki | Fine Science Tools | 15396-00 | |
| Strzykawka insulinowa | Różne | ||
| strzykawki 1 ml | Różne | ||
| strzykawki 20 ml | Różne | ||
| glukometry (jeden dotyk ultra mini) | Lifescan | 70021208 | |
| Multiplex insulina i zestaw GLP-1 | Odkrycie w skali mezo | K15171C-1 | |
| GraphPad Prism 6.00 | Oprogramowanie | ||
| Nestlets | Ancare | NES3600 |
Bibliografia
- Buchwald, H., et al. Bariatric surgery: a systematic review and meta-analysis. JAMA. 292 (14), 1724-1737 (2004).
- Wadden, T. A., Butryn, M. L., Byrne, K. J. Efficacy of lifestyle modification for long-term weight control. Obes Res. 12, Suppl . 151s-162s (2004).
- Yanovski, S. Z., Yanovski, J. A. Obesity. N Engl J Med. 346 (8), 591-602 (2002).
- Abbatini, F., et al. Long-term effects of laparoscopic sleeve gastrectomy, gastric bypass, and adjustable gastric banding on type 2 diabetes. Surg Endosc. 24 (5), 1005-1010 (2010).
- Sjostrom, L., et al. Effects of bariatric surgery on mortality in Swedish obese subjects. N Engl J Med. 357 (8), 741-752 (2007).
- Adams, T. D., et al. Cancer incidence and mortality after gastric bypass surgery. Obesity (Silver Spring). 17 (4), 796-802 (2009).
- Vest, A. R., Heneghan, H. M., Schauer, P. R., Young, J. B. Surgical management of obesity and the relationship to cardiovascular disease. Circulation. 127 (8), 945-959 (2013).
- Ahmed, A. R., et al. Laparoscopic Roux-en-Y gastric bypass and its early effect on blood pressure. Obes Surg. 19 (7), 845-849 (2009).
- Pories, W. J., et al. Who would have thought it? An operation proves to be the most effective therapy for adult-onset diabetes mellitus. Ann Surg. 222 (3), 339-350 (1995).
- Garibay, D., et al. beta-Cell Glucagon-Like Peptide-1 Receptor Contributes to Improved Glucose Tolerance After Vertical Sleeve Gastrectomy. Endocrinology. 157 (9), 3405-3409 (2016).
- McGavigan, A. K., et al. TGR5 contributes to glucoregulatory improvements after vertical sleeve gastrectomy in mice. Gut. 66 (2), 226-234 (2017).
- McGavigan, A. K., et al. Vertical sleeve gastrectomy reduces blood pressure and hypothalamic endoplasmic reticulum stress in mice. Dis Model Mech. 10 (3), 235-243 (2017).
- Esteban Varela, J., Nguyen, N. T. Laparoscopic sleeve gastrectomy leads the U.S. utilization of bariatric surgery at academic medical centers. Surg Obes Relat Dis. 11 (5), 987-990 (2015).
- Laferrere, B., et al. Effect of weight loss by gastric bypass surgery versus hypocaloric diet on glucose and incretin levels in patients with type 2 diabetes. J Clin Endocrinol Metab. 93 (7), 2479-2485 (2008).
- Adams, T. D., et al. Health benefits of gastric bypass surgery after 6 years. Jama. 308 (11), 1122-1131 (2012).
- McGavigan, A. K., et al. TGR5 contributes to glucoregulatory improvements after vertical sleeve gastrectomy in mice. Gut. , (2015).
- Peterli, R., et al. Improvement in glucose metabolism after bariatric surgery: comparison of laparoscopic Roux-en-Y gastric bypass and laparoscopic sleeve gastrectomy: a prospective randomized trial. Ann Surg. 250 (2), 234-241 (2009).
- Ryan, K. K., et al. FXR is a molecular target for the effects of vertical sleeve gastrectomy. Nature. 509 (7499), 183-188 (2014).
- Wilson-Perez, H. E., et al. Vertical sleeve gastrectomy is effective in two genetic mouse models of glucagon-like Peptide 1 receptor deficiency. Diabetes. 62 (7), 2380-2385 (2013).
- Pressler, J. W., et al. Vertical sleeve gastrectomy restores glucose homeostasis in apolipoprotein A-IV KO mice. Diabetes. 64 (2), 498-507 (2015).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
