Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Zabieg chirurgiczny polegający na podawaniu leków do ucha wewnętrznego u marmozety zwyczajnej (Callithrix jacchus) z rzędu naczelnych (Callithrix jacchus)

8.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/56574

⸱

27 lutego 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Regenerative Medicine, Jikei University School of Medicine, 2Department of Otorhinolaryngology, Jikei University School of Medicine, 3Department of Otorhinolaryngology, Head and Neck Surgery, Keio University School of Medicine, 4Laboratory Animal Facilities, Jikei University School of Medicine

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Opisujemy metodę chirurgiczną polegającą na podawaniu leków do ucha wewnętrznego naczelnego, marmozety zwyczajnej (Callithrix jacchus), przez okrągłą błonę okienną.

Streszczenie

Badania słuchu od dawna ułatwiają modele gryzoni, chociaż w niektórych chorobach nie można podsumować objawów u ludzi. Marmozeta zwyczajna (Callithrix jacchus) to mała, łatwa w obsłudze małpa z Nowego Świata, która ma podobną anatomię kości skroniowej, w tym łańcuchów kosteczek słuchowych ucha środkowego i ucha wewnętrznego do ludzi, niż u gryzoni. W tym artykule przedstawiamy powtarzalne, bezpieczne i racjonalne podejście chirurgiczne do wnęki okrągłego okienka ślimaka w celu dostarczania leku do ucha wewnętrznego marmozety zwyczajnej. Przyjęliśmy tympanotomię tylną, procedurę stosowaną klinicznie w chirurgii człowieka, aby uniknąć manipulacji błony bębenkowej, która może powodować przewodzeniowy ubytek słuchu. Ten zabieg chirurgiczny nie doprowadził do żadnego znaczącego ubytku słuchu. Takie podejście było możliwe ze względu na dużą budowę pęcherza marmozety zwyczajnej, chociaż należy dokładnie rozważyć boczny kanał półkolisty i pionową część nerwu twarzowego. Ta metoda chirurgiczna pozwala nam na bezpieczne i dokładne podawanie leków bez utraty słuchu, co ma ogromne znaczenie w uzyskaniu przedklinicznego dowodu słuszności koncepcji dla badań translacyjnych.

Wprowadzenie

Odbiorczy ubytek słuchu (SNHL) wynika głównie z uszkodzenia lub niedoboru ślimaka. Najczęstsze przyczyny SNHL to starzenie się (np. prezbiotyka), wady genetyczne, narażenie na głośny hałas, infekcje i leki ototoksyczne1. Światowa Organizacja Zdrowia (WHO) oszacowała, że ponad 360 milionów ludzi, co stanowi 5,3% światowej populacji, cierpi na ubytek słuchu2. Szacuje się również, że 1 na 900 do 1 na 2500 noworodków ma umiarkowany, ciężki i głęboki wrodzony trwały ubytek słuchu, a około jedna na trzy osoby dorosłe w wieku powyżej 65 lat ma pewien stopień ubytku słuchu3. Nie ma jednak skutecznego klinicznego leczenia ubytku słuchu u tych pacjentów.

Badania słuchu od dawna prowadzone są przy użyciu modeli gryzoni lub świnek morskich, a wiele podejść, takich jak terapia genowa i terapia regeneracyjna, zostało zasugerowanych jako nowe metody leczenia ubytku słuchu. Istnieje jednak duża różnica między ludźmi a gryzoniami pod względem układu słuchowego i bardzo trudno jest przełożyć modele zwierzęce na zastosowania u ludzi. Marmozeta zwyczajna (C. jacchus), małpa z Nowego Świata pochodząca z Amazonii, stała się atrakcyjnym modelem naczelnych dla różnych podstawowych badań naukowych z kilku powodów. Po pierwsze, jego anatomia i fizjologia są bardziej podobne do anatomii i fizjologii ludzi niż gryzoni. Po drugie, podstawowe informacje biologiczne o tym gatunku, w tym choroby, sieci neuronowe, zachowanie i genom, są dobrze scharakteryzowane. Zgłoszono również przetwarzanie słuchowe i wokalne, korowe kodowanie okresowości, reprezentację wysokości dźwięku oraz interakcje słuchowo-głosowe popularnych marmozet4,5,6,7,8,9,10. W ostatnich badaniach histologicznych naukowcy zidentyfikowali charakterystyczne wzorce ekspresji 20 genów głuchoty i wymieniaczy anionowych w ślimaku marmozety zwyczajnej i odkryli, że pięć genów, które są przyczyną postępującej głuchoty, oraz trzy wymieniacze anionowe, miały inne wzorce ekspresji niż u gryzoni11,12. Profile te skłaniają nas do przekonania, że marmozeta pospolita jest potężnym narzędziem do badań nad słuchem.

Najbardziej charakterystyczne cechy marmozety pospolitej jako zwierzęcia doświadczalnego są następujące:

  • Łatwa obsługa przy niewielkich rozmiarach ciała w porównaniu z niektórymi gatunkami małp Starego Świata: Dorosłe marmozety ważą 300 - 400 g i mają około 60 cm wysokości, co jest podobne do szczurów.
  • Wysoce reprodukcyjne naczelne: Marmozety osiągają dojrzałość płciową w wieku 18 miesięcy i są w stanie rodzić dwa razy w roku i rodzić od 4 do 6 potomstwa rocznie.
  • Dostępne są modyfikacje genetyczne: Sasaki E i in. udało się stworzyć transgeniczne13 i knock-out14 naczelnych wykorzystujących marmozety za pomocą modyfikacji genetycznych związanych z zaburzeniami neurologicznymi (np. chorobą Parkinsona i chorobą Alzheimera).
  • Ustalono zarówno embrionalne komórki macierzyste (ES), jak i indukowane pluripotencjalne komórki macierzyste (iPS)15,16. Chociaż raczej trudno jest utrzymać taką samą liczbę marmozet w porównaniu z gryzoniami, dostępność komórek macierzystych lub komórek iPS zapewnia testy in vitro, które zmniejszą liczbę wymaganych testów in vivo.

Aby ułatwić lepsze badania translacyjne w dziedzinie głuchoty i jej potencjalnej terapii, ustaliliśmy protokół badania obrazowego z wykorzystaniem tomografii komputerowej i rezonansu magnetycznego, znieczulenia ogólnego i testów słuchu z wykorzystaniem słuchowych odpowiedzi pnia mózgu (ABR). Te systemy eksperymentalne mogą zapewnić nam lepsze możliwości uzyskania przedklinicznych badań potwierdzających słuszność koncepcji, które są niezbędne do wypełnienia luk między badaniami na gryzoniach a badaniami klinicznymi. W tym miejscu przedstawiamy metodę chirurgiczną polegającą na podawaniu leków do ucha wewnętrznego marmozety pospolitej przez okrągłą błonę okienną. Aby uzyskać wyraźny widok wokół okrągłego okna, bez manipulowania błoną bębenkową, która może spowodować przewodzeniowy ubytek słuchu, warto podejść od strony jamy wyrostka sutkowatego. Klinicznie to podejście, określane jako "tympanotomia tylna", jest dobrze ugruntowane i zwykle stosowane do implantacji ślimakowej i chirurgii cholesteatoma. Wierzymy, że tympanotomia tylna pozwala nam na dokładne podawanie leków bez wywoływania ubytku słuchu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury eksperymentalne zostały przeprowadzone na Uniwersytecie Jikei w Tokio w Japonii. Postępowanie ze zwierzętami i procedury eksperymentalne zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Wykorzystania Uniwersytetu Jikei (nr zezwolenia: 26-060) i przeprowadzone zgodnie z Instytucjonalnymi wytycznymi dotyczącymi wykorzystywania zwierząt laboratoryjnych na Uniwersytecie Jikei, które zgadzają się z Wytycznymi dotyczącymi prawidłowego prowadzenia doświadczeń na zwierzętach przez Radę Naukową Japonii (2006). Opiekę nad zwierzętami prowadzono zgodnie z zaleceniami Przewodnika opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych (Instytut Zasobów Zwierząt Laboratoryjnych, 1996).

1. Badanie przedoperacyjne

  1. Wykonaj tomografię komputerową czaszki (CT) zwierząt (marmozety) w celu ułatwienia identyfikacji poszczególnych struktur anatomicznych co najmniej miesiąc przed operacją.
  2. Badanie audiometryczne należy wykonać co najmniej miesiąc przed zabiegiem.
    UWAGA: W tym przypadku użyliśmy ABR do oceny stanu słuchu. Krótko mówiąc, elektrodę dodatnią umieszczono podskórnie w wierzchołku, a elektrodę ujemną odniesienia u podstawy grzbietowej stymulowanego ucha. Elektrodę masową umieszczono podskórnie w grzbietowej części szyi. 17,18 ABR zostało wywołanych za pomocą tone burst (czas trwania serii tonów 1,0 ms z czasem narastania i opadania 0,1 ms). Poziom dźwięku został następnie zmniejszony o 10 dB w stosunku do maksymalnej amplitudy. Na każdym poziomie dźwięku uśredniono 512 odpowiedzi (ze zmienioną polaryzacją bodźca). Próg ABR został zdefiniowany jako najniższy poziom ciśnienia akustycznego (SPL), przy którym można wykryć dowolną falę.

2. Znieczulenie

  1. Zwierzęta na czczo z nocy przed zabiegiem w znieczuleniu ogólnym.
  2. Podawać 4% izofluranu i powietrze z otoczenia w tempie 5 - 6 ml / min z wentylacją typu maska do twarzy lub w komorze indukcyjnej w celu powolnej indukcji (Rysunek 1A). Upewnij się, że zwierzę nie reaguje na bolesne bodźce, takie jak szczypanie palca u nogi.
  3. Znieczulenie popularnych marmozet za pomocą wstrzyknięcia domięśniowego (do mięśnia udowego) kombinacji medetomidyny (0,04 mg/kg), midazolamu (0,4 mg/kg) i butorfanolu (0,4 mg/kg).
  4. Ampicylinę (0,08 mg/g) wstrzyknąć podskórnie 30 minut lub więcej przed nacięciem skóry jako antybiotyk przedoperacyjny.
  5. Ułóż marmozetę w pozycji leżącej z głową skierowaną do góry, a następnie wyprostuj głowę i szyję. Przymocuj szczękę do stołu za pomocą nylonowej nici i pociągnij język do góry, aby uzyskać dobry widok, lub użyj laryngoskopu, aby uwidocznić nagłośnię i wejście krtani alternatywnie (Rysunek 1B).
  6. Wprowadzić rurkę dotchawiczą wzdłuż powierzchni krtani nagłośni.
    UWAGA: Możliwe jest użycie cewnika dożylnego o rozmiarze 16 lub rurki do karmienia o rozmiarze 6 French jako rurki dotchawiczej (Rysunek 1C).
  7. Sprawdź EtCO2 z rurki dotchawiczej, aby potwierdzić, że został prawidłowo umieszczony w tchawicy. Po umieszczeniu rurki i sprawdzeniu ruchu gazów oddechowych przymocuj rurkę dotchawiczą do twarzy marmozety za pomocą taśmy.
  8. Utrzymuj znieczulenie na poziomie 1-3% izofluranu podczas operacji.
  9. Monitoruj SpO2, EtCO2, temperaturę ciała i temperaturę w odbycie podczas operacji. Wykonuj wszystkie zabiegi na macie grzewczej, aby zapobiec obniżeniu temperatury ciała.

3. Przygotowanie przedoperacyjne

  1. Przygotuj marmozetę w pozycji leżącej na plecach i pochyl głowę pod kątem 30 - 45 stopni w stronę nieoperacyjną (Rysunek 2A).
  2. Ogolić obszar zauszny po stronie operacyjnej.
  3. Zdezynfekuj obszar operacyjny alkoholem i jodowidonem, zarówno w okolicy zausznej, jak i w przewodzie słuchowym zewnętrznym.
  4. Umieść na marmozecie arkusz serwety chirurgicznej z okrągłym otworem (Ryc. 2B).

4. Zabiegi chirurgiczne

  1. Wstrzyknąć 1% chlorowodorku lidokainy (z epinefryną w proporcji 1:100 000, 0,1-0,2 ml) podskórnie w miejsce nacięcia skóry. Wykonaj nacięcie w skórze zausznej za pomocą okrągłego ostrza nr 15.
  2. W przypadku hemostazy należy uciskać obszar krwawienia za pomocą gazy nasączonej epinefryną rozcieńczoną w stosunku 1:5 000. Skuteczna jest również kauteryzacja dwubiegunowa (Rysunek 2C).
  3. Otwórz tkankę miękką okolicy zausznej, aby można było rozpoznać chrząstkę uszną (c) i mięsień zauszny (m). Odsłoń zewnętrzną kość przewodu słuchowego, która powinna być widoczna głęboko w chrząstce (Rysunek 3A).
  4. Aby potwierdzić głębokość błony bębenkowej, należy odsłonić kostną część brzegu błony bębenkowej, którą można rozpoznać jako zrost skóry i kości w najgłębszej części tylnego przewodu słuchowego.
    UWAGA: Ten krok pozwala nam rozpoznać, jak głęboka jest boczna część jamy ucha środkowego (Rysunek 3A).
  5. Obrać mięśnie zauszne (mięsień mostkowo-obojczykowo-sutkowy, mięsień splenius capitis i tylny brzuch mięśnia dwubrzuścowego) w kierunku strony ogonowej, oddzielonej od kości skroniowej. Następnie odsłoń boczną powierzchnię kości skroniowej (gwiazdka w Ryc. 3B).
  6. Wykonaj otwór około 5 mm za zewnętrznym kanałem słuchowym za pomocą wiertła diamentowego o średnicy 1,0 mm. (Rysunek 3C). Stosować prędkość wiercenia 1.000 - 8.000 obr./min w zależności od miejsca wiercenia.
    UWAGA: Niska prędkość jest wystarczająca do delikatnej manipulacji w pobliżu kanału półkolistego lub nerwu twarzowego. Prawidłowo wlej sól fizjologiczną w miejsce wiercenia, aby zapobiec urazom termicznym.
  7. Powiększ otwór przez wiercenie i potwierdź położenie poziomego kanału półkolistego (HSC), który wybrzusza się w kierunku jamy wyrostka sutkowatego (Rysunek 3D).
  8. Potwierdź położenie nerwu twarzowego, którego pionowa część biegnie przed HSC. Wywierć i usuń wszystkie przegrody kostne, jeśli istnieją, aby uzyskać wyraźny widok zachyłka twarzy, który znajduje się w środku trójkątnego obszaru między nerwem twarzowym a struną bębenkową
    9. .
  9. Wykonaj mały otwór, wiercąc między pionową częścią nerwu twarzowego a krawędzią błony bębenkowej (gwiazdka w Rysunek 4A) za pomocą wiertła diamentowego o średnicy 0,6 mm przy 1,000 obr./min.
  10. Przesuń wiertło równolegle do tylnej ściany kanału, aby zapobiec uszkodzeniu nerwu twarzowego, który można zobaczyć jako różową linię przez przerzedzoną kość. Przerwij wiercenie bezpośrednio przed odsłonięciem nerwu jako struktury białej linii (Rysunek 4B).
  11. Upewnij się, że okrągła wnęka okienna może być widoczna przez otwór (Rysunek 4C). Następnie podawaj leki do niszy za pomocą igły o rozmiarze 25 lub cieńszej. Aby zatrzymać leki we wnęce z okrągłym oknem, umieść lepki roztwór we wnęce (Rysunek 4D).
  12. Po upewnieniu się, że hemostaza jest bezpiecznie kontrolowana, zamknij warstwy (warstwę naskórka i warstwę skórną) prostym przerywanym szwem za pomocą nici chłonnych 6-0.
  13. Przymocuj gazę do rany chirurgicznej i przymocuj bandaż.

5. Opieka pooperacyjna

  1. Podawać chlorowodorek atipamezolu (0,15 mg/kg) domięśniowo do mięśnia udowego w celu zantagonizowania medetomidyny.
  2. Kiedy rozpocznie się spontaniczne oddychanie, wyjmij rurkę dotchawiczą.
  3. Utrzymuj marmozetę pospolitą na oddziale intensywnej terapii w temperaturze 30%O2, 29 °C, aż znieczulenie ustąpi i nastąpi całkowite pobudzenie.
  4. Upewnij się, że nie ma wyników sugerujących dysfunkcję przedsionkową, takich jak oczopląs, i wróć do klatki hodowlanej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Tympanotomię tylną przeprowadzono bez żadnych powikłań, takich jak zakażenie miejsca operowanego, krwawienie z uszkodzeniem naczyń czy dysfunkcja przedsionkowa, która zdarza się niekiedy podczas manipulacji w uchu środkowym. Wykonaliśmy tympanotomię tylną w prawym uchu 7-letniego sajemistki zwyczajnej i podaliśmy 1 µL soli fizjologicznej w buforze fosforanowym do niszy okna owalnego. ABR mierzono przed operacją oraz dwa miesiące po jej zakończeniu (Rysunek 5<...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Objętość przepływu krwi w ślimaku jest niezwykle mała, szacuje się, że wynosi około 1/1 000 000 całkowitego rzutu serca u ludzi, a dostęp do niej jest ograniczony przez obecność bariery krew-ślimak, która oddziela ucho wewnętrzne od krążenia ogólnego19,20. Z tych powodów korzystne jest podawanie leków lub wektorów wirusowych do ucha wewnętrznego, nie poprzez podawanie ogólnoustrojowe, ale raczej przez podanie bezpośrednie. W eksperymentach na myszach i świnkach m...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Praca jest wspierana przez granty dla M.F. od japońskiego rządu MEXT KAKENHI (24592560, 15H04991 i 15K15624) oraz Fundacji Naukowej Takeda dla M.F. oraz Jikei University Strategic Prioritizing Research Fund dla H.J.O.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
marmozeta pospolitaCLEA JaponiaEDM:C. Marmozet(Jic)
izofluranPhizer
medetomidynaZENOAQ
midazolamastellas
butorfanolMeiji Seika
ampicylinaMeiji Seika
chlorowodorek lidokainySzczepionka AstraZeneca
  6-0 nić absorpcyjnaETHICONRD-1
chlorowodorek atipamezoluZENOAQ
fizjologiczna buforowana fosforanemWako045-29795
Surge WaveMoritaTR-900-OR
Sztabka diamentowa 006Morita14070057
Sztabka diamentowa 010Morita14070081
oddział intensywnej terapiiMenixP-100
sól

Bibliografia

  1. Liberman, M. C., Kujawa, S. G. Cochlear synaptopathy in acquired sensorineural hearing loss: Manifestations and mechanisms. Hear Res. 349, 138-147 (2017).
  2. World Health Organization. Deafness and hearing loss (Fact sheet N8300). , Available from: http://www.who.int/mediacentre/factsheets/fs300/en/ (2015).
  3. Thompson, D. C., et al. Universal newborn hearing screening: summary of evidence. JAMA. 286 (16), 2000-2010 (2001).
  4. Wang, X. Neural coding strategies in auditory cortex. Hear Res. 229 (1-2), 81-93 (2007).
  5. Wang, X. On cortical coding of vocal communication sounds in primates. Proc Natl Acad Sci U S A. 97 (22), 11843-11849 (2000).
  6. Bendor, D., Wang, X. The neuronal representation of pitch in primate auditory cortex. Nature. 436 (7054), 1161-1165 (2005).
  7. Bendor, D., Wang, X. Neural coding of periodicity in marmoset auditory cortex. J Neurophysiol. 103 (4), 1809-1822 (2010).
  8. Eliades, S. J., Wang, X. Sensory-motor interaction in the primate auditory cortex during self-initiated vocalizations. J Neurophysiol. 89 (4), 2194-2207 (2003).
  9. Eliades, S. J., Wang, X. Dynamics of auditory-vocal interaction in monkey auditory cortex. Cereb Cortex. 15 (10), 1510-1523 (2005).
  10. Eliades, S. J., Wang, X. Neural substrates of vocalization feedback monitoring in primate auditory cortex. Nature. 453 (7198), 1102-1106 (2008).
  11. Hosoya, M., Fujioka, M., Ogawa, K., Okano, H. Distinct Expression Patterns Of Causative Genes Responsible For Hereditary Progressive Hearing Loss In Non-Human Primate Cochlea. Sci Rep. 6, 22250(2016).
  12. Hosoya, M., Fujioka, M., Kobayashi, R., Okano, H., Ogawa, K. Overlapping expression of anion exchangers in the cochlea of a non-human primate suggests functional compensation. Neurosci Res. 110, 1-10 (2016).
  13. Sasaki, E., et al. Generation of transgenic non-human primates with germline transmission. Nature. 459 (7246), 523-527 (2009).
  14. Sato, K., et al. Generation of a Nonhuman Primate Model of Severe Combined Immunodeficiency Using Highly Efficient Genome Editing. Cell Stem Cell. 19 (1), 127-138 (2016).
  15. Sasaki, E., et al. Establishment of novel embryonic stem cell lines derived from the common marmoset (Callithrix jacchus). Stem Cells. 23 (9), 1304-1313 (2005).
  16. Tomioka, I., et al. Generating induced pluripotent stem cells from common marmoset (Callithrix jacchus) fetal liver cells using defined factors, including Lin28. Genes Cells. 15 (9), 959-969 (2010).
  17. Harada, T., Tokuriki, M. Effects of click intensity and frequency on the brain-stem auditory evoked potentials in the common marmoset (Callithrix jacchus). J Vet Med Sci. 59 (7), 561-567 (1997).
  18. Harada, T., Tokuriki, M., Tanioka, Y. Age-related changes in the brainstem auditory evoked potentials of the marmoset. Hear Res. 128 (1-2), 119-124 (1999).
  19. Juhn, S. K., Hunter, B. A., Odland, R. M. Blood-labyrinth barrier and fluid dynamics of the inner ear. Int Tinnitus J. 7 (2), 72-83 (2001).
  20. Nakashima, T., et al. Disorders of cochlear blood flow. Brain Res Brain Res Rev. 43 (1), 17-28 (2003).
  21. Akil, O., Rouse, S. L., Chan, D. K., Lustig, L. R. Surgical method for virally mediated gene delivery to the mouse inner ear through the round window membrane. J Vis Exp. (97), (2015).
  22. Jero, J., Tseng, C. J., Mhatre, A. N., Lalwani, A. K. A surgical approach appropriate for targeted cochlear gene therapy in the mouse. Hear Res. 151 (1-2), 106-114 (2001).
  23. Iizuka, T., et al. Noninvasive in vivo delivery of transgene via adeno-associated virus into supporting cells of the neonatal mouse cochlea. Hum Gene Ther. 19 (4), 384-390 (2008).
  24. Kilpatrick, L. A., et al. Adeno-associated virus-mediated gene delivery into the scala media of the normal and deafened adult mouse ear. Gene Ther. 18 (6), 569-578 (2011).
  25. Yamasoba, T., Yagi, M., Roessler, B. J., Miller, J. M., Raphael, Y. Inner ear transgene expression after adenoviral vector inoculation in the endolymphatic sac. Hum Gene Ther. 10 (5), 769-774 (1999).
  26. Kawamoto, K., Oh, S. H., Kanzaki, S., Brown, N., Raphael, Y. The functional and structural outcome of inner ear gene transfer via the vestibular and cochlear fluids in mice. Mol Ther. 4 (6), 575-585 (2001).
  27. Praetorius, M., Baker, K., Weich, C. M., Plinkert, P. K., Staecker, H. Hearing preservation after inner ear gene therapy: the effect of vector and surgical approach. ORL J Otorhinolaryngol Relat Spec. 65 (4), 211-214 (2003).
  28. Nakagawa, T., et al. Topical insulin-like growth factor 1 treatment using gelatin hydrogels for glucocorticoid-resistant sudden sensorineural hearing loss: a prospective clinical trial. BMC Med. 8, 76(2010).
  29. Piu, F., et al. OTO-104: a sustained-release dexamethasone hydrogel for the treatment of otic disorders. Otol Neurotol. 32 (1), 171-179 (2011).
  30. Plontke, S. K., et al. double blind, placebo controlled trial on the safety and efficacy of continuous intratympanic dexamethasone delivered via a round window catheter for severe to profound sudden idiopathic sensorineural hearing loss after failure of systemic therapy. Laryngoscope. 119 (2), 359-369 (2009).
  31. Wenzel, G. I., Warnecke, A., Stover, T., Lenarz, T. Effects of extracochlear gacyclidine perfusion on tinnitus in humans: a case series. Eur Arch Otorhinolaryngol. 267 (5), 691-699 (2010).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Dostarczanie lekówtylna tympanotomianisza okna owalnegoodpowiedź słuchowa pnia mózgunerw twarzowyłańcuch kostekkość skroniowa
Zabieg chirurgiczny polegający na podawaniu leków do ucha wewnętrznego u marmozety zwyczajnej (Callithrix jacchus) z rzędu naczelnych (Callithrix jacchus)
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.