Artykuł metodologiczny

In vivo (in vivo) Ocena rozwoju kalusa złamania podczas gojenia kości u myszy przy użyciu urządzenia do osteosyntezy kompatybilnego z MRI dla kości udowej myszy

9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/56679

⸱

14 listopada 2017

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Institute of Orthopedic Research and Biomechanics, University Medical Center Ulm, 2RISystem, 3Core Facility Small Animal MRI, University Medical Center Ulm, 4Department of Traumatology, Hand-, Plastic-, and Reconstructive Surgery, University Medical Center Ulm

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Ocena rozwoju tkanki w złamaniu modzeli podczas gojenia kości śródchrzęstnej jest niezbędna do monitorowania procesu gojenia. W tym miejscu informujemy o zastosowaniu zewnętrznego stabilizatora kompatybilnego z rezonansem magnetycznym (MRI) dla kości udowej myszy, aby umożliwić skany MRI podczas regeneracji kości u myszy.

Streszczenie

Gojenie złamań śródchrzęstnych to złożony proces obejmujący rozwój tkanki włóknistej, chrzęstnej i kostnej w modzelu złamania. Ilość różnych tkanek w kalusie dostarcza ważnych informacji na temat postępu gojenia się złamań. Dostępne techniki in vivo do podłużnego monitorowania rozwoju tkanki kalusa w przedklinicznych badaniach gojenia złamań na małych zwierzętach obejmują radiografię cyfrową i obrazowanie μCT. Jednak obie techniki są w stanie rozróżnić tylko tkankę zmineralizowaną i niezmineralizowaną. W związku z tym niemożliwe jest odróżnienie chrząstki od tkanki włóknistej. Natomiast obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego (MRI) wizualizuje struktury anatomiczne na podstawie ich zawartości wody i dlatego może być w stanie nieinwazyjnie zidentyfikować tkanki miękkie i chrząstki w złamaniu modzelowatego. W tym miejscu informujemy o zastosowaniu zewnętrznego stabilizatora kompatybilnego z MRI dla kości udowej myszy, aby umożliwić skany MRI podczas regeneracji kości u myszy. Eksperymenty wykazały, że stabilizator i wykonane na zamówienie urządzenie montażowe umożliwiają powtarzalne skany MRI, umożliwiając w ten sposób podłużną analizę rozwoju tkanki złamania i kalusa.

Wprowadzenie

Wtórne gojenie złamań jest najczęstszą formą gojenia kości. Jest to złożony proces naśladujący określone aspekty ontogennego kostnienia śródchrzęstnego1,2,3. Krwiak wczesnego złamania składa się głównie z komórek odpornościowych, ziarniny i tkanki włóknistej. Niskie ciśnienie tlenu i wysokie obciążenia biomechaniczne utrudniają różnicowanie osteoblastów w szczelinie złamania, ale sprzyjają różnicowaniu komórek progenitorowych w chondrocyty4,5,6. Komórki te zaczynają się namnażać w miejscu urazu, tworząc macierz chrzęstną zapewniającą początkową stabilność złamanej kości. Podczas dojrzewania kalusa chondrocyty stają się przerostowe, ulegają apoptozie lub różnicują się w osteoblasty. Neowaskularyzacja w strefie przejściowej między chrząstką a kością zapewnia podwyższony poziom tlenu, umożliwiając tworzenie tkanki kostnej7. Po kostnym zmostkowaniu szczeliny złamania zwiększa się stabilność biomechaniczna i następuje osteoklastyczna przebudowa zewnętrznego kalusa złamania w celu uzyskania fizjologicznego konturu i struktury kości3. Dlatego ilość tkanki włóknistej, chrzęstnej i kostnej w kalusie złamania dostarcza ważnych informacji na temat procesu gojenia się kości. Zaburzenia lub opóźnione gojenie stają się widoczne w wyniku zmian w rozwoju tkanki kalusa zarówno u ludzi, jak i u myszy8,9,10,11. Dostępne techniki in vivo do wzdłużnego monitorowania rozwoju tkanki kalusa w przedklinicznych badaniach gojenia złamań z wykorzystaniem małych zwierząt, obejmują radiografię cyfrową i obrazowanie μCT12,13. Jednak obie techniki są w stanie rozróżnić tylko tkankę zmineralizowaną i niezmineralizowaną. W przeciwieństwie do tego, MRI zapewnia doskonały kontrast tkanek miękkich i dlatego może być w stanie zidentyfikować tkankę miękką i chrząstkę w złamaniu modzela.

Poprzednie prace wykazały obiecujące wyniki dla pośmiertnego rezonansu magnetycznego u myszy ze złamaniami stawów14 oraz rezonansu magnetycznego in vivo u myszy podczas wewnątrzbłoniastego gojenia się ubytków kostnych15. Jednak oba badania wykazały również ograniczoną rozdzielczość przestrzenną i kontrast tkankowy. Wcześniej wykazaliśmy wykonalność rezonansu magnetycznego in vivo o wysokiej rozdzielczości do podłużnej oceny powstawania miękkiego kalusa podczas gojenia się złamań śródchrzęstnych u myszy 16. W tym miejscu przedstawiamy protokół stosowania zewnętrznego stabilizatora kompatybilnego z MRI do osteotomii kości udowej u myszy w celu monitorowania podłużnego rozwoju tkanki kalusa podczas procesu gojenia złamań śródchrzęstnych. Konstrukcja wykonanego na zamówienie urządzenia montażowego do wkładania zewnętrznego stabilizatora zapewniła ustandaryzowaną pozycję podczas wielokrotnych skanów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach były zgodne z międzynarodowymi przepisami dotyczącymi opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych i zostały zatwierdzone przez regionalne organy regulacyjne (nr 1250, Regierungspräsidium Tübingen, Niemcy). Wszystkie myszy utrzymywano w grupach od dwóch do pięciu zwierząt w klatce w 14-godzinnym jasnym, 10-godzinnym ciemnym rytmie okołodobowym z wodą i jedzeniem dostarczanym ad libitum.

1. Przygotowanie materiału chirurgicznego i wstępne leczenie myszy

  1. Wysterylizuj cały materiał chirurgiczny. Stosować w autoklawie o temperaturze 120-135 °C przez 20-30 minut sterylizacji.
  2. Kup myszy C57BL/6 lub myszy z innego szczepu, które mają od 19 do 35 g masy ciała. Postępuj zgodnie z odpowiednimi protokołami opieki nad zwierzętami i protokołami eksperymentalnymi zgodnie z krajowymi wytycznymi, które zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Wykorzystania Zwierząt. Przed rozpoczęciem zabiegu należy odczekać co najmniej 7 dni na okres aklimatyzacji.
  3. Zapewnij znieczulenie wszystkim myszom za pośrednictwem wody pitnej na jeden dzień przed zabiegiem do trzeciego dnia po operacji.

2. Zabieg chirurgiczny i zastosowanie stabilizatora zewnętrznego

  1. Umieść mysz w probówce z fabrycznie załadowanym 5-7% izofluranem i 60 ml/min tlenu. Po utracie odruchów posturalnych wyjmij mysz z rurki indukcyjnej znieczulenia i utrzymuj znieczulenie za pomocą maski inhalacyjnej dostarczającej 1-3% izofluranu i 60 ml/min tlenu.
    1. Monitoruj wzorzec oddychania i odruch tylnej łapy podczas znieczulenia. Upewnij się, że częstość oddechów wynosi około 100 cykli/min, a odruch tylnej łapy jest nieobecny.
      UWAGA: Ilość potrzebnego gazu zależy od wieku, płci, masy ciała i wysiłku myszy.
  2. Przed zabiegiem chirurgicznym należy wstrzyknąć myszowi pojedynczą dawkę antybiotyków podskórnie (klindamycyna, 45 mg/kg). Ponadto, w celu utrzymania fizjologicznej równowagi płynów, wstrzyknij myszowi podskórny magazyn płynów w postaci 500 μl soli fizjologicznej (0,9% NaCl).
  3. Aby zapobiec wysuszeniu rogówki, nałóż maść do oczu myszy. Podczas znieczulenia i zabiegu chirurgicznego umieść mysz na płycie grzewczej w temperaturze 37 °C, aby utrzymać fizjologiczną temperaturę ciała.
  4. Usuń sierść z prawej tylnej kończyny i wyszoruj obszar operacyjny środkiem dezynfekującym na bazie alkoholu. Zakryj prawą tylną łapę niewielką częścią sterylnej rękawicy, aby uniknąć niesterylnych obszarów. Zdezynfekuj prawą tylną kończynę trzy razy. Umieść sterylną serwetkę na całej myszy z wyjątkiem obszaru operacyjnego.
  5. Naciąć skórę na około 1 cm wzdłużnie wzdłuż przedniej strony prawej kości udowej za pomocą skalpela. Oddziel tępo m. mięsień dwugłowy udowy i m. obszerny boczny za pomocą mikronożyczek i kleszczy. Przeciąć stronę początkową ścięgna przy krętarzu kości udowej za pomocą mikronożyczek, aby umożliwić swobodny dostęp do przednio-bocznej części kości. Upewnij się, że nerw kulszowy jest zachowany.
  6. Ustaw stabilizator zewnętrzny (sztywność osiowa 3 N/mm, Rysunek 1A) równolegle do kości udowej. Ręcznie wywierć otwory przez korę za pomocą wiertła 0,45 mm i umieść ceramiczne kołki montażowe w otworach. Zacznij od najbardziej proksymalnego szpilki, następnie najbardziej dystalnej szpilki i dwóch szpilek pomiędzy.
    1. Upewnij się, że podczas procedury montażu na stabilizatorze nie ma naprężeń rozciągających, ściskających ani ścinających, w przeciwnym razie uzyskana szczelina osteotomijna nie będzie wystarczająca ze względu na rozluźnienie stabilizatora.
  7. Nawilż kość niewielką ilością sterylnego NaCl, aby uniknąć odwodnienia podczas zabiegu piłowania.
  8. Wykonać osteotomię o średnicy 0,4 mm przez całą kość między dwoma wewnętrznymi szpilkami za pomocą piły drucianej gigli 0,4 mm.
    UWAGA: Opcjonalnie do wykonania osteotomii można użyć oscylacyjnej mikropiły. Upewnij się, że nie ma żadnych metalowych wiórów z piły w obszarze osteotomii.
  9. Ostrożnie przepłucz szczelinę osteotomii 2 ml sterylnego NaCl, aby usunąć wióry kostne między dwiema złamanymi korami.
  10. Dostosuj mięśnie, stosując szew ciągły z szwem wchłanialnym (patrz Tabela materiałów). Następnie dostosuj skórę za pomocą przerywanych, niewchłanialnych szwów (patrz Tabela materiałów). Aby uniknąć gryzienia rany, nie należy zakładać szwu w części czaszkowej rany.
    UWAGA: Nie używaj kleju do skóry ani klipsów, ponieważ myszy zwykle usuwają je z rany, powodując dalsze uszkodzenia skóry.
  11. Oczyść obszar operacyjny środkiem dezynfekującym i umieść mysz w klatce. Monitoruj mysz i dostarczaj wystarczającą ilość ciepła (np. za pomocą światła podczerwonego), aż całkowicie się obudzi. Monitoruj wodę, spożycie pokarmu i masę ciała po operacji, aby upewnić się, że zwierzę nie odczuwa bólu i stresu. Wszystkim myszom należy zapewnić środek przeciwbólowy za pośrednictwem wody pitnej do trzeciego dnia po operacji.
    UWAGA: Myszy mogą być trzymane w grupach do czterech zwierząt.
  12. Monitoruj aktywność myszy w dniach od 1 do 5 po zabiegu. W tym czasie mysz powinna przenosić ciężar na operowaną kończynę. W przeciwnym razie mysz musi zostać wykluczona z dalszej analizy.

3. Procedura MRI i analiza obrazu

  1. Przed procedurą rezonansu magnetycznego znieczulij mysz zgodnie z protokołem w krokach 2.1 i 2.3 i utrzymuj częstość oddechów na poziomie około 100 cykli/min. Ostrożnie włóż zewnętrzny stabilizator na prawej tylnej kończynie myszy do specjalnie przygotowanego urządzenia montażowego (Rysunek 1B, C).
    1. Upewnij się, że na tym etapie nie zgina ani nie ściskasz stabilizatora, ponieważ może to zakłócić gojenie się złamań.
      Uwaga: Skany MRI można przeprowadzić już 3 dni po zabiegu, w zależności od opieki nad zwierzętami i protokołu eksperymentalnego.
  2. Umieść mysz na podstawce o kontrolowanej temperaturze w celu wprowadzenia do urządzenia do rezonansu magnetycznego. Przymocuj urządzenie montażowe sztywno do czteroelementowej cewki głowicy.
  3. Pozyskiwanie danych MRI za pomocą dedykowanego systemu MRI dla małych zwierząt o wysokim polu działającego na poziomie 11,7 T.
    UWAGA: Geometria akwizycji danych MRI jest wyrównana z kością udową, prostopadle do.
    1. Pozyskaj dane, stosując wielorzędową sekwencję TSE O STŁUMIONEJ GĘSTOŚCI PROTONÓW (PD-TSE) przy użyciu parametrów akwizycji: czas echa/powtarzania TE = 5,8 ms/TR = 2 500 ms, rozdzielczość Δr = 52 × 52 × 350 μm³, pole widzenia (FOV) = 20 × 20 mm² i szerokość pasma Δω = 150 KHz.
    2. UWAGA: Całkowity czas akwizycji dla 22 plasterków wynosi 36 min.
  4. Otwórz pozyskane dane za pomocą oprogramowania do analizy obrazu. Wprowadź rozmiar woksela jako 0,05 x 0,05 x 0,35 mm3. Podziel na segmenty różne tkanki w kalusie złamania (kość, chrząstka, tkanka włóknista/szpik kostny) na podstawie ich intensywności z półautomatycznym progowaniem w następujący sposób.
    1. Kliknij "Edytuj nowe pole etykiety", kliknij "Dodaj materiał" i zmień nazwę materiału na "kalus". Odróżnij obszar kalusa od otaczających tkanek na podstawie hipointensywnego sygnału z okostnej za pomocą narzędzia "Lasso".
    2. Kliknij "dodaj do materiału". Kliknij "Dodaj materiał" i zmień nazwę materiału na "chrząstka". Podziel chrząstkę na segmenty za pomocą narzędzia "próg" i "Wybierz tylko bieżący materiał" z "kalusa". Kliknij "chrząstka" i "dodaj do materiału". Powtórz te kroki z "kością" i "szpikiem kostnym/tkanką włóknistą".
  5. Generuj rekonstrukcje 3D złamanych kości udowych na podstawie danych segmentacji tkanek za pomocą oprogramowania do analizy obrazu. Kliknij "Generuj powierzchnię", zastosuj "Brak" dla "Typu wygładzania" i kliknij "Widok powierzchni".
    UWAGA: Bardzo małe, nadmiernie intensywne obszary otaczające końce złamanej kory mózgowej mogą być artefaktami spowodowanymi przejściem od tkanki kostnej do miękkiej. Obszary te powinny zostać wyłączone z dalszej analizy. Nadmiernie intensywne obszary w środku modzela złamania podczas śródchrzęstnej fazy gojenia się złamania reprezentują tkankę chrzęstną. Hipointensywne obszary na złamaniu modzel dystalny od szczeliny osteotomii w fazie kostnienia śródchrzęstnego oraz obszary o tej samej intensywności na całej długości złamania modzela na późniejszych etapach gojenia reprezentują nowo powstałą tkankę modzela kostnego. Chociaż obszary te mają sygnał hipointensywny, intensywność sygnału z dojrzałej kości (kory) jest jeszcze niższa. Po progowaniu intensywności sygnału dla tkanki kostnej i tkanki chrzęstnej w kalusie złamania, należy oznaczyć pozostałą tkankę jako szpik kostny i tkankę włóknistą. Wartości segmentacji tkanek to: tkanka kostna (w tym dojrzała kora, kość beleczkowa i tkanka kalusa kostnego) jest segmentowana w zakresie 1-3,3 (znormalizowane natężenie sygnału do dojrzałej kory), szpik kostny/tkanka włóknista w zakresie 3,4-5,4 i chrzęstna tkanka kalusa w zakresie 5,5-6,2.
  6. W razie potrzeby powtórz badanie MRI wzdłużnie podczas procesu gojenia się złamania. Aby monitorować rozwój modzela chrzęstnego, skanuj myszy w 10, 14 i 21 dniu po operacji.
    UWAGA: Punkty czasowe mogą zależeć od opieki nad zwierzętami i protokołu eksperymentalnego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W pierwszej kolejności sukces procedury chirurgicznej można potwierdzić analizą obrazów MRI (patrz przykład na Rysunku 2). Wszystkie cztery piny powinny znajdować się w połowie trzonu kości udowej. Wielkość szczeliny osteotomii powinna wynosić od 0,3-0,5 mm. Jeśli wielkość szczeliny osteotomii znacznie odbiega od tych wartości, mysz należy wykluczyć z dalszej analizy.

Po drugie, ocena skanów podłużn...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Modyfikacje i rozwiązywanie problemów:

Głównym celem tego badania było opisanie protokołu stosowania stabilizatora zewnętrznego zgodnego z MRI do osteotomii kości udowej u myszy z możliwością wzdłużnego monitorowania rozwoju tkanki kalusa podczas procesu gojenia złamań śródchrzęstnych. Konstrukcja wykonanego na zamówienie urządzenia montażowego do wkładania zewnętrznego stabilizatora zapewniła ustandaryzowaną pozycję podczas wielokrotnych skanów. Półautomatyczna segmentacja tk...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autor Romano Matthys jest pracownikiem firmy RISystem AG Davos w Szwajcarii, która produkuje implanty i instrumenty specyficzne dla implantów użyte w tym artykule. Wszyscy pozostali autorzy nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

Dziękujemy Sevil Essig, Stefanie Schroth, Verenie Fischer, Katji Prystaz, Yvonne Hägele i Anne Subgang za doskonałe wsparcie techniczne. Dziękujemy również Niemieckiej Fundacji Badawczej (CRC1149, INST40/499-1) oraz Niemieckiej Fundacji AO Trauma za sfinansowanie tego badania.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Rurka anestezjologicznaFMI, Seeheim, NiemcyZUA-82-ANA-TUB-Mysz Maszyna
anestezjologiczna FMI, Seeheim, NiemcyZUA-82-GME-MA
Kleszcze tętnicze Aesculap, Tuttlingen, NiemcyAutoklaw BH104R
Systec, Wettenberg, NiemcyDX-150
Opakowanie do autoklawowaniaStericlin, Feuchtwangen, Niemcy2301-04/06/10/12/16
Oprogramowanie AvizoFEI, Burlington, USA-Wersja8.0.1
System obrazowania rezonansu magnetycznego BioSpec 117/16Bruker Biospin, Ettlingen, Niemcy117/16
Zacisk Bulldog Aesculap, Tuttlingen, NiemcyBH 021R
Skalpel ze stali węglowej nr 11/15Aesculap, Tuttlingen, NiemcyBA211/215
Ceramiczny trzpień montażowy 0,45 mm RISystem, Davos, SzwajcariaHS691490
Klindamycyna (300 mg / 2ml)Ratiopharm, Ulm,Niemcy-Kleszcze
opatrunkowe 115 mm Aesculap, Tuttlingen, NiemcyBD210R
Kleszcze opatrunkowe 130 mm Aesculap, Tuttlingen, NiemcyBD025R
Wiertło z powłoką 0,45 mm RISystem, Davos, SzwajcariaHS820420
Uchwyt na igłę Durogrip 125 mm Aesculap, Tuttlingen, NiemcyBM024R
Foliodrape Hartmann, Heidenheim, Niemcy2513026
FrekadermFresenius, Bad Homburg, Niemcy4928211
Piła Gigli 0,44 mm RISystem, Davos, SzwajcariaRIS.590.110.25
Wiertarka ręcznaRISystem, Davos, SzwajcariaRIS.390.130-01
Płyta grzewcza FMI, Seeheim, NiemcyRękawice IOW-3704
Hygonorm Hygi, Telgte, Niemcy2706
IsofluraneAbbot, Londyn, Wielka BrytaniaKleszczyki Micro Forene
155 mm Aesculap, Tuttlingen, NiemcyBD343R
Mikronożyczki 120 mm Aesculap, Tuttlingen, NiemcyFD013R
Mysz FixEx L 0,7 mm RISystem, Davos, SzwajcariaRIS.611.300-10
Etui na igły do wierteł Aesculap, Tuttlingen, NiemcyBL911R
Uchwyt igłyAesculap, Tuttlingen, NiemcyBB078R
OcteniseptSchü lke, Norderstedt, Niemcy121403
Oprogramowanie OsirixPixmeo SARL, Bernex, Szwajcaria-wersja 4.0
Tlen, klasa medycznaMTI, Ulm, Niemcy-
Resolon 5/0Resorba, Nü rnberg, Niemcy88143
Saline 0,9%Braun, Melsungen, Niemcy3570350
Trzonek skalpela 125 mmAesculap, Tuttlingen, NiemcyBB073R
Nożyczki 150 mm Aesculap, Tuttlingen, NiemcyBC006R
Zgrzewarka do opakowań autoklawowych Hawo GmbH, Obrigheim, NiemcyHM500
Sterican 27 g Braun, Melsungen, Niemcy4657705
Sterylne ostrza chirurgiczne nr 11/15 Aesculap, Tuttlingen, NiemcyBB511/515
Rękawice chirurgiczne Hartmann, Heidenheim, NiemcyPeha-mikron 9425712
Światło chirurgiczne Maquet SA, Ardon, FrancjaNiebieska linia 80
Strzykawki 5 ml Braun, Melsungen, NiemcyInjekt 4606051V
Kleszczyki do tkanek 80 mm Aesculap, Tuttlingen, NiemcyOC091R
Tramadol 25 mg/lGrü nenthal, Akwizgran, Niemcy100mg/ml
Vasofix Bezpieczeństwo Braun, Melsungen, Niemcy4268113S-01
Vicryl 5-0 Ethicon, Norderstedt, NiemcyV30371
Maść do oczu Visdisic Bausch & Lomb, Berlin, Niemcy3099559

Bibliografia

  1. Claes, L., Recknagel, S., Ignatius, A. Fracture healing under healthy and inflammatory conditions. Nat Rev Rheumatol. 8 (3), 133-143 (2012).
  2. Einhorn, T. A. The cell and molecular biology of fracture healing. Clin Orthop Relat Res. (355), Suppl S7-S21 (1998).
  3. Einhorn, T. A., Gerstenfeld, L. C. Fracture healing: mechanisms and interventions. Nat Rev Rheumatol. 11 (1), 45-54 (2015).
  4. Augat, P., et al. Local tissue properties in bone healing: influence of size and stability of the osteotomy gap. J Orthop Res. 16 (4), 475-481 (1998).
  5. Claes, L. E., Heigele, C. A. Magnitudes of local stress and strain along bony surfaces predict the course and type of fracture healing. J Biomech. 32 (3), 255-266 (1999).
  6. Claes, L. E., et al. Effects of mechanical factors on the fracture healing process. Clin Orthop Relat Res. (355), Suppl 132-147 (1998).
  7. Hu, D. P., et al. Cartilage to bone transformation during fracture healing is coordinated by the invading vasculature and induction of the core pluripotency genes. Development. 144 (2), 221-234 (2017).
  8. Hankenson, K. D., Zimmerman, G., Marcucio, R. Biological perspectives of delayed fracture healing. Injury. 45, Suppl 2 8-15 (2014).
  9. Meyer, R. A., et al. Age and ovariectomy impair both the normalization of mechanical properties and the accretion of mineral by the fracture callus in rats. J Orthop Res. 19 (3), 428-435 (2001).
  10. Nikolaou, V. S., Efstathopoulos, N., Kontakis, G., Kanakaris, N. K., Giannoudis, P. V. The influence of osteoporosis in femoral fracture healing time. Injury. 40 (6), 663-668 (2009).
  11. Haffner-Luntzer, M., Kovtun, A., Rapp, A. E., Ignatius, A. Mouse Models in Bone Fracture Healing Research. Current Molecular Biology Reports. 2 (2), 101-111 (2016).
  12. Garcia, P., et al. Rodent animal models of delayed bone healing and non-union formation: a comprehensive review. Eur Cell Mater. 26, 1-14 (2013).
  13. Histing, T., et al. Small animal bone healing models: standards, tips, and pitfalls results of a consensus meeting. Bone. 49 (4), 591-599 (2011).
  14. Zachos, T. A., Bertone, A. L., Wassenaar, P. A., Weisbrode, S. E. Rodent models for the study of articular fracture healing. J Invest Surg. 20 (2), 87-95 (2007).
  15. Taha, M. A., et al. Assessment of the efficacy of MRI for detection of changes in bone morphology in a mouse model of bone injury. J Magn Reson Imaging. 38 (1), 231-237 (2013).
  16. Haffner-Luntzer, M., et al. Evaluation of high-resolution In Vivo MRI for longitudinal analysis of endochondral fracture healing in mice. PLoS One. 12 (3), 0174283(2017).
  17. Beckmann, N., Falk, R., Zurbrugg, S., Dawson, J., Engelhardt, P. Macrophage infiltration into the rat knee detected by MRI in a model of antigen-induced arthritis. Magn Reson Med. 49 (6), 1047-1055 (2003).
  18. Al Faraj,, Shaik A, S. ultana, Pureza, A., A, M., Alnafea, M., Halwani, R. Preferential macrophage recruitment and polarization in LPS-induced animal model for COPD: noninvasive tracking using MRI. PLoS One. 9 (3), 90829(2014).
  19. Rolle, A. M., et al. ImmunoPET/MR imaging allows specific detection of Aspergillus fumigatus lung infection in vivo. Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (8), 1026-1033 (2016).
  20. Niemeyer, M., et al. Non-invasive tracking of human haemopoietic CD34(+) stem cells in vivo in immunodeficient mice by using magnetic resonance imaging. Eur Radiol. 20 (9), 2184-2193 (2010).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Myszy z goj cymi si ko mistabilizator ko ci udowej myszypod u na analiza z amaaplikacja stabilizatora zewn trznegosegmentacja tkanek w MRItkanka chrz stno kostnaobrazowanie z t umieniem sygna u z t uszczu i g sto ci protonowtechnika chirurgicznej osteotomii

Powiązane artykuły