Opisujemy tutaj zwężenie w żyle głównej dolnej jako mysi model zakrzepicy żył głębokich. Model ten podsumowuje ograniczenie przepływu krwi, jeden z głównych czynników wywołujących zakrzepicę żylną u ludzi.
Artykuł metodologiczny
Zwężenie żyły głównej dolnej: mysi model zakrzepicy żył głębokich
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Zakrzepica żył głębokich (DVT) i jej wyniszczające powikłanie, zatorowość płucna, są poważnym problemem zdrowotnym o wysokiej śmiertelności. Mechanizmy powstawania skrzepliny w żyłach pozostają niejasne. Brak mobilności (np. po operacji lub długodystansowych lotach) jest jednym z głównych czynników prowadzących do zakrzepicy żył głębokich. Patofizjologiczną konsekwencją braku ruchomości jest zastój przepływu krwi w zastawkach żylnych. W tym miejscu opisano model, który naśladuje takie zaburzenie przepływu jako czynnik napędzający zakrzepicę. W tym modelu powstaje częściowe ograniczenie przepływu (zwężenie) w żyle głównej dolnej (IVC). Zamknięcie około 90% światła IVC przez 48 godzin powoduje rozwój skrzeplin strukturalnie podobnych do tych u ludzi. Podobieństwa są następujące: i) większość objętości skrzepliny jest czerwona, tj. składa się z czerwonych krwinek i fibryny, ii) obecność białej części (linie Zahna), iii) nieobnażona monowarstwa śródbłonka, iv) podwyższony poziom D-dimerów w osoczu oraz v) możliwość zapobiegania zakrzepicy przez heparynę drobnocząsteczkową. Ograniczenia obejmują zmienną wielkość skrzeplin oraz fakt, że pewien odsetek myszy typu dzikiego (0 - 35%) może nie wytwarzać skrzepliny. Oprócz obserwacji i pomiaru wzrokowego, skrzepliny mogą być wizualizowane za pomocą technologii nieinwazyjnych, takich jak ultrasonografia, która pozwala na monitorowanie dynamiki rozwoju skrzepliny. W krótszych punktach czasowych (1 - 6 godzin) mikroskopia przyżyciowa może być stosowana do bezpośredniej obserwacji zdarzeń (np. rekrutacji komórek do ściany naczynia) poprzedzających powstanie skrzepliny. Zastosowanie tej metody przez kilka zespołów na całym świecie umożliwiło odkrycie podstawowych mechanizmów inicjacji zakrzepicy żył głębokich i zidentyfikowanie potencjalnych celów, które mogą być korzystne w jej zapobieganiu.
Wprowadzenie
Zakrzepica żył głębokich (DVT) to rozwój skrzeplin w żyłach głębokich, zwykle (ale nie tylko) w nogach. W połączeniu z zatorowością płucną (PE; oznaczana razem jako żylna choroba zakrzepowo-zatorowa, ŻChZZ) rozwija się u około 900 000 Amerykanów rocznie i stanowi poważny problem zdrowotny i ekonomiczny1,2. PE, powikłanie zakrzepicy żył głębokich, występuje, gdy skrzeplina odłącza się od swojego początkowego miejsca i dociera do płuc, co może spowodować niewydolność oddechową i śmierć. Liczba zgonów z powodu ŻChZZ przewyższa śmiertelność z powodu AIDS, raka piersi i wypadków drogowych, combined3.
Głównym czynnikiem powodującym DVT, oprócz znanych przyczyn, takich jak rak czy uraz, jest brak mobilności 4,5. Może to wynikać z operacji (zwłaszcza ortopedycznej), paraliżu, lotów długodystansowych lub z innych przyczyn. Przepływ krwi w żyłach zależy od pompy mięśniowej i dlatego unieruchomienie kończyny powoduje zastój przepływu krwi w zastawkach żylnych, co prowadzi do zakrzepicy. Celem opisanej tutaj metody jest zrekapitulowanie takiego zniekształcenia przepływu krwi6,7. Częściowe ograniczenie przepływu w żyle głównej dolnej (IVC) naśladuje warunki powstałe w ludzkich zastawkach żylnych i powoduje powstawanie skrzepliny o strukturze podobnej do ludzkiej skrzepliny6. Duża część skrzepliny jest czerwona i składa się z czerwonych krwinek, fibryny i wbudów płytek krwi. Skrzepliny mają niewielką "białą część" wzbogaconą w płytki krwi (Ryc. 1), które przypominają "linie Zahna" opisywane w ludzkich skrzeplinach żylnych. Obie części skrzepliny zawierają również neutrofile 8, które są jednymi z pierwszych komórek rekrutowanych w miejscu przyszłej skrzepliny6,9. Neutrofile w części czerwonej wydalają pułapki zewnątrzkomórkowe neutrofili (NET), podczas gdy neutrofile w części białej wydają się być pozbawione NETs8. Podobnie jak w przypadku zakrzepicy żył głębokich u myszy, zakrzepicy u myszy towarzyszy podwyższony poziom D-dimerów w osoczu (Rysunek 2). Heparyna drobnocząsteczkowa (enoksaparyna), stosowana w profilaktyce zakrzepicy żył głębokich u pacjentów, zapobiega również zakrzepicy u myszy. Istotną zaletą tej metody jest brak denudacji śródbłonka9, co jest charakterystyczne dla ludzkiego DVT10. Ta cecha sprawia, że zwężenie IVC jest bardziej klinicznie istotnym modelem zakrzepicy żył głębokich niż na przykład indukcja zakrzepicy przez chlorek żelaza, który indukuje denudację śródbłonka i w którym skrzepliny składają się głównie z płytek krwi11,12,13. Model całkowitego zastoju w IVC jest preferowany przez kilka zespołów14,15,16. W przeciwieństwie do zwężenia, w którym w naczyniu utrzymuje się przepływ resztkowy, zastosowanie zastoju całkowicie zatrzymuje przepływ, a tym samym ogranicza dostępność substancji podawanych ogólnoustrojowo do miejsca zakrzepicy. Wydaje się również, że mechanizmy leżące u podstaw zakrzepicy wywołanej zwężeniem i zastojem są różne: zwężenie powoduje rozwój miejscowego stanu zapalnego (aktywacja śródbłonka, uwolnienie zawartości ciała Weibela-Paladego, rekrutacja komórek odpornościowych i płytek krwi do ściany naczynia) powodującego "immunozakrzepicę"6,9,17, podczas gdy zastój wydaje się wywoływać raczej zakrzepicę opartą w szczególności na czynniku tkankowym i innych mechanizmach związanych z krzepnięciem i fibrynolizą18,19,20. Tak więc modele zwężenia i zastoju odzwierciedlają nieco inne aspekty rozwoju skrzepliny żylnej, choć ich mechanizmy z pewnością mogą się pokrywać. Elektrolityczny model IVC (EIM) DVT21,22 indukuje skrzeplinę tylko częściowo zasłaniającą ścianę naczynia. Dlatego wygodnie jest testować wpływ ogólnoustrojowego podawania różnych leków na wzrost skrzepliny. Model ten zakłada jednak przerwanie integralności ściany IVC (wkłucie igły) i indukcję zakrzepicy przez prąd elektryczny, co sprawia, że patofizjologiczne znaczenie tego mechanizmu jest co najmniej dyskusyjne.
Protokół
Wszystkie procedury dotyczące zwierząt zostały zatwierdzone przez Animal Welfare Ethical Review Body oraz brytyjskie Ministerstwo Spraw Wewnętrznych (UK, Project License 40/3745). Wykorzystuje się myszy na tle C57BL/6, w wieku 8 - 12 tygodni, o masie ciała 19 - 25 g, obu płci.
1. Znieczulenie zwierząt
- Umieść mysz w komorze indukcyjnej i wywołaj znieczulenie mieszaniną 5% izofluranu ze 100% tlenem. Stosować natężenie przepływu 0,5 l/min. Poczekaj, aż mysz całkowicie przestanie się poruszać, a jej częstotliwość oddychania stanie się rzadka.
- Wyjmij mysz z komory i ogol brzuch elektryczną maszynką do strzyżenia. Usuń włosy z brzucha tak dokładnie, jak to możliwe, aby uniknąć zanieczyszczenia jamy brzusznej.
- Umieść mysz w pozycji leżącej na plecach i umieść nos myszy w stożku połączonym z systemem znieczulającym. Zmniejsz zawartość procentową izofluranu do 2-3% (dokładny procent może się nieznacznie różnić w zależności od zwierzęcia). Upewnij się, że zwierzę śpi z częstością oddechów niższą niż zwykle, ale unika sapania. Jeśli wystąpi sapanie, zmniejsz zawartość procentową izofluranu o 0,5%.
- Sprawdź odruch pedałowania, aby potwierdzić prawidłowe znieczulenie i rozpocznij operację tylko wtedy, gdy jest negatywny. Nałóż maść weterynaryjną na oczy, aby zapobiec wysuszeniu.
- Nałóż roztwór przeciwbakteriobójczy (1% hibitanu) na brzuch myszy i przetrzyj obszar sterylnym patyczkiem kosmetycznym w sposób wykluczający potencjalne ponowne zanieczyszczenie miejsca operowanego (np. od wewnątrz na zewnątrz w sposób okrężny). Powtórz 3 razy.
2. Zastosowanie zwężenia IVC i odzyskiwania myszy
UWAGA: Wszystkie narzędzia i materiały (patyczki kosmetyczne, gaza, sól fizjologiczna itp.) mające kontakt z obszarem operacyjnym muszą być sterylne. Operator musi wyszorować się przed zabiegiem i nosić sterylne rękawiczki i fartuch podczas zabiegu. Uchwyty mikroskopowe powinny być owinięte w sterylną folię.
- Podaj myszom leczenie przeciwbólowe przed zabiegiem chirurgicznym i przez cały okres eksperymentalny. Na przykład buprenorfinę w dawce 0,1 mg/kg należy stosować podskórnie 30 minut przed zabiegiem, a następnie co 12 godzin, aż zwierzę zostanie poddane eutanazji. Ponieważ zakrzepica w tej metodzie rozwija się podobnie do jałowego stanu zapalnego, należy unikać stosowania leków przeciwzapalnych jako premedykacji.
- Przykryj mysz sterylną serwetą i zrób w niej otwór, aby odsłonić miejsce operacji. Za pomocą nożyczek wykonaj nacięcie wzdłuż linii środkowej brzucha, 1,5 cm w dół od mostka. Za pomocą patyczków kosmetycznych wyprowadź jelita na zewnątrz po lewej stronie myszy i przykryj je sterylną gazą nasączoną ciepłą (37 °C) solą fizjologiczną, aby uniknąć wysuszenia.
- Zidentyfikuj IVC i jego boczne gałęzie (może być ich 0, 1 lub 2) w kierunku ogonowym od miejsca zespolenia IVC z lewą żyłą nerkową. Podwiązywać wszystkie widoczne gałęzie boczne za pomocą obojętnych szwów prolenowych 7-0 jak najbliżej IVC.
- Staraj się nie trzymać bocznych gałęzi bezpośrednio kleszczami, ale raczej podciągnij je do góry, trzymając otaczającą je tkankę tłuszczową kleszczami w jednej ręce i zrób tunel pod gałęzią za pomocą kleszczy w drugiej ręce. Nie zamykaj gałęzi.
- Trzymając otaczające tkanki kleszczami, pociągnij IVC do góry i w lewo, wytwarzając napięcie w małym obszarze między IVC a aortą dokładnie pod kątem między IVC a lewą żyłą nerkową. Weź pod uwagę, że praktycznie niemożliwe jest oddzielenie aorty od IVC nawet 2-3 mm poniżej (w kierunku ogonowym).
- Używając rozbieżnych ruchów z końcówkami kleszczy w prawej ręce, wykonaj otwór między aortą a IVC. Należy pamiętać, że im więcej wykonanych ruchów, tym większa szansa na uszkodzenie statku. Najlepiej postaraj się zminimalizować liczbę ruchów do 3-5.
- Przygotuj kawałek obojętnego szwu prolenowego 7-0 o długości około 2 cm. Umieść go w jamie otrzewnej myszy po lewej stronie operatora, w pobliżu IVC.
- Pociągnij IVC do góry i ponownie w lewo. Włóż prawe końcówki kleszczy do otworu między aortą a IVC, tak aby końcówki pojawiły się po drugiej stronie IVC. Weź szew i przeciągnij go z powrotem przez otwór (Rysunek 3A).
- Zrób tymczasowy węzeł ze szwem, ale nie zamykaj go. Umieść igłę 30G ("przekładkę") wygiętą jak haczyk w węźle w węźle i teraz ją zamknij (Rysunek 3B).
- Usuń podkładkę dystansową (Rysunek 3C).
- Przywróć jelita z powrotem do jamy otrzewnej za pomocą wacika i rozprowadź je w nim równomiernie.
- Zamknij otrzewną szwem vicryl 6-0 za pomocą ciągłych pętli. Zamknij pierwszą i ostatnią pętlę jako węzeł.
- Zamknij skórę za pomocą metalowych zszywek.
- Wstrzyknąć myszowi podskórnie 0,5 ml ciepłego (37 °C) soli fizjologicznej z glukozy, aby przywrócić równowagę płynów w organizmie.
- Umieść mysz w osobnej klatce w ciepłej (25 °C) komorze lub pomieszczeniu i wlej do niej jedzenie i wodę żelową. Obserwuj, aż mysz w pełni się zregeneruje (zwykle około 1 godziny).
Wyniki
W niniejszym opracowaniu opisano model zakrzepicy żył głębokich (DVT) indukowanej zaburzeniem przepływu w żyły głównej dolnej (IVC). Wywołanie zwężenia w IVC inicjuje zaburzenie i stagnację przepływu krwi, co po pewnym czasie (w tym przypadku po 48 h) prowadzi do rozwoju zakrzepu, strukturalnie podobnego do zakrzepów w ludzkiej DVT (Rycina 1A). Obecność zakrzepu wewnątrz IVC jest łatwo wykrywalna wizualnie (Rycina 1B). Istotnym podobieństwem między tym modelem a ludzką DVT jest podwyższony poziom D-dimerów w osoczu (Rycina 2). D-dimer jest produktem degradacji fibryny, a jego obecność we krwi sugeruje przebieg aktywnego procesu zakrzepowego.
Model przedstawiono krok po kroku na Rysunku 3A-C. Ostrożnie odsłania się żyłę główną dolną (IVC), wykonuje otwór między IVC a aortą i przeciąga przez niego szew (Prolene 7-0) pod IVC. Następnie IVC zostaje podwiązana szwem nad dystanserem (igła 30G, Rysunek 3D), po czym dystanser jest usuwany. Procedura ta pozwala na zamknięcie około 90% światła IVC, pozostawiając pozostałe 10% drożne. Zapewnia to zastój przepływu krwi, co w konsekwencji prowadzi do zakrzepicy.
Rysunek 4 obrazuje główną wadę modelu, jaką jest zmienność wielkości zakrzepu. Wszystkie te zakrzepy uzyskano w tym samym eksperymencie przeprowadzonym na samcach myszy typu dzikiego o tym samym pochodzeniu, wieku i podobnej masie ciała. Mimo że u wszystkich myszy doszło do powstania zakrzepów (częstość występowania zakrzepicy wyniosła 100%), ich wielkość wyraźnie różni się w szerokim zakresie.
Rysunek 1: Reprezentatywny zakrzep po 48 h restrykcji/zwężenia. (A) typowy zakrzep po 48 h zwężenia żyły głównej dolnej (IVC). Zwróć uwagę na części czerwone (bogate w erytrocyty) i białe (bogate w płytki krwi). (B) IVC z zakrzepem (lewo) lub bez zakrzepu (prawo). Paski skali = 2 mm. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
Rycina 2: Podwyższone poziomy D-dimerów w osoczu po wywołaniu stenozy IVC. U myszy wywołano stenozę IVC. Krew pobierano w indicated punktach czasowych, stabilizowano w stosunku 1:9 3,8% cytrynianem sodu, osocze przygotowano poprzez wirowanie (2,300 x g, 5 min), a poziomy D-dimerów oznaczono za pomocą zestawu ELISA zgodnie z instrukcją producenta. Kółka oznaczają myszy z grupy operacji pozorowanej (sham), krzyżyki oznaczają stenozę IVC. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
Rycina 3: Ograniczenie przepływu/stenoza w modelu zakrzepicy żył głębokich (DVT) w dolnej żyle głównej (IVC) u myszy. Przedstawiono kolejne etapy modelu. (A) wykonano otwór między IVC a aortą, a następnie przez niego przeciągnięto szew wokół IVC. (B) węzeł został zawiązany na dystanserze (igła 30 G). (C) dystanser został usunięty: końcowy widok, który chirurg widzi przed zamknięciem powłok myszy. Żółta przerywana linia wyznacza IVC. LRV oznacza lewą żyłę nerkową. Paski skali = 0,2 mm. (D) dystanser (igła 30 G). Paski skali = 2 mm. Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
Rysunek 4Zmienność wielkości zakrzepu.
Myszy poddano 48-godzinnej stenozie żyły głównej dolnej (IVC). Przedstawiono skrzepliny uzyskane w tym samym eksperymencie. Paski skali 2 mm. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
Dyskusja
W tym miejscu przedstawiono protokół zwężenia IVC, który naśladuje zniekształcenie przepływu krwi, główny czynnik wyzwalający zakrzepicę żył głębokich. Zwężenie IVC indukuje rozwój skrzeplin u 65-100% myszy C57BL/6 w ciągu 48 godzin i 25-50% myszy w ciągu 2-6 godzin 6,8,23 (Brill A, dane niepublikowane, 2016). Głównym ograniczeniem metody jest zmienność wielkości skrzepliny24 (ryc. 4), którą obserwuje się zarówno po krótkotrwałym (6 godzin), jak i długotrwałym (48 godzin) zwężeniu IVC. Przyczyny takiej zmienności (biorąc pod uwagę, że stosowane są te same warunki, takie jak przekładka, znieczulenie itp.) pozostają niejasne, ale można spekulować, że różnice anatomiczne między myszami (np. szerokość IVC, liczba i położenie zarówno bocznych, jak i tylnych gałęzi) leżą u podstaw tego zjawiska. Zmienność wielkości skrzepliny sprawia, że częstość występowania zakrzepicy (odsetek myszy z zakrzepą) jest głównym wynikiem. Częstość występowania zakrzepicy można porównać za pomocą tabeli kontyngencji i dokładnego testu Fishera. Jednym z eksperymentów był wyjątek, w którym zaobserwowano zmniejszony rozmiar skrzepliny z taką samą częstością występowania zakrzepicy po wstrzyknięciu przeciwciał hamujących podoplaninę 7.
Ta metoda jest szczególnie przydatna, gdy badana jest inicjacja zakrzepicy żylnej. Pozwala to na badanie wczesnych zdarzeń w ścianie naczynia, takich jak rekrutacja komórek, prowadząca ostatecznie do zakrzepicy. Za pomocą tego modelu można ocenić pro- lub przeciwzakrzepowe działanie leków, przy czym częstość występowania zakrzepicy jest podstawowym odczytem. Zwężenie trwające 48 godzin ma zastosowanie w celu ujawnienia fenotypu przeciwzakrzepowego, podczas gdy zwężenie po 6 godzinach może być stosowane, jeśli spodziewany jest fenotyp prozakrzepowy. Można również przeprowadzić analizę histologiczną skrzepliny i otaczającej ściany IVC.
Pytanie, czy boczne gałęzie powinny być podwiązane, czy pozostawić je do opatentowania, pozostaje otwarte. Jedna grupa wykazała, że podwiązanie gałęzi bocznych nie zwiększa rozmiaru skrzepliny, a lokalizacja bocznej gałęzi bliżej niż 1,5 mm od miejsca podwiązania IVC dramatycznie upośledza rozwój skrzepliny25. Zamknięcie bocznych gałęzi może wywołać w nich uszkodzenie śródbłonka, a także wydłużyć czas operacji26. W naszych rękach brak bocznego zamknięcia gałęzi znacznie zmniejsza częstość występowania zakrzepicy (do 10 - 30% po 48 godzinach zwężenia; Brill, niepublikowany) i w związku z tym podwiązujemy wszystkie widoczne gałęzie boczne.
Idealnie byłoby, gdyby kontrole z miotu były używane, ponieważ myszy, nawet na tym samym tle, ale z różnych źródeł, mogą mieć nieco inną częstość występowania zakrzepicy. Jeśli badany jest wpływ samej zakrzepicy żył głębokich na jakiekolwiek parametry (na przykład biochemiczne), należy wykorzystać zwierzęta operowane pozorowo. Myszy operowane pozorami przechodzą tę samą procedurę, ale więzadło wokół IVC jest luźno zamykane i pozostawiane tam bez powodowania zwężenia.
Najczęstszym błędem (krytycznym krokiem) w tym protokole jest próba oddzielenia aorty i IVC nie dokładnie pod kątem między naczyniami, ale nieco niżej, co zwykle skutkuje krwawieniem. Kiedy wystąpi masywne krwawienie, dobre wyzdrowienie myszy staje się mało prawdopodobne i zaleca się przerwanie eksperymentu i eutanazję zwierzęcia. Zwykle myszy dobrze się regenerują, poruszają się w klatce i nie tracą znacząco na wadze. Zalecamy używanie myszy o wadze powyżej 20 g zarówno dla samców, jak i samic oraz trzymanie zwierząt (zwłaszcza samców) w indywidualnych klatkach po operacji do końca eksperymentu, aby uniknąć walki i obrażeń. W innym (elektrolitycznym) modelu zakrzepicy żył głębokich stwierdzono, że samce myszy wytwarzają większe skrzepliny niż samice27. Analiza naszych danych nie wykazała istotnej różnicy w częstości występowania zakrzepicy między samcami i samicami myszy (Brill, niepublikowane). Dlatego zachęca się naukowców do przeprowadzania eksperymentów z wykorzystaniem modelu zwężenia IVC na myszach obu płci.
Nie można wykluczyć rozplątania szwów i/lub zszywek, zwłaszcza w przypadku długich eksperymentów (tydzień i dłużej). Dlatego myszy powinny być sprawdzane co najmniej dwa razy dziennie, specjalnie pod kątem integralności szwów, a szczególną uwagę należy zwrócić na pojawienie się śladów krwi na ściółce klatki.
Należy zauważyć, że jak każdy inny model zwierzęcy, zwężenie IVC ma swoje ograniczenia w zakresie translacji na ludzi. Na przykład mysie IVC nie mają zastawek, podczas gdy ludzka zakrzepica żył głębokich rozwija się wewnątrz zastawek żylnych. Ponadto ludzie mają pionową orientację kręgosłupa, a pompa mięśniowa jest ważnym mechanizmem przyspieszającym przepływ krwi w żyłach. W przeciwieństwie do tego, myszy mają poziomą orientację kręgosłupa bez roli pompy mięśniowej we wspieraniu powrotu krwi do serca. Ograniczenia te powinny być brane pod uwagę przy przekładaniu danych na myszy na chorobę człowieka.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Ta praca była wspierana przez British Heart Foundation (PG/13/60/30406) i Uniwersytet w Birmingham.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| C57BL/6 myszy | Charles River | 8 - 10 tygodni, bothe płeć | |
| Nożyczki | WPI | 15922 | |
| Nożyczki | WPI | 14003 | |
| Kleszcze Dumont 5/45 | FST | 11251-35 | |
| 7-0 Szew prolenowy | Ethicon | W8725 | |
| 6-0 Szew Vicryl | Ethicon | W9981 | |
| Patyczki higieniczne | Spar | ||
| Millswabs sterylne | Weterynarz Millpledge | 611950 | |
| Zasłony | Kruuse | 141765 | |
| Sole glukozowe-Aqupharm3 | Animal Care | XVD589 | |
| Clear H20 HydroGel 98% sterylna woda | Clearh2o | ||
| Buprenorfina | Krajowe zaopatrzenie | ||
| Waporyzator izofluranu | Usługi | ||
| IsoFlo 100% W/W para inhalacyjna, płyn | Krajowe zaopatrzenie | ||
| Sterylizator Steri350 | Mikroskop Inotech | ||
| Olympus SZX10 | Olympus |
Bibliografia
- Heit, J. A. The epidemiology of venous thromboembolism in the community. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 28 (3), 370-372 (2008).
- Huang, W., Goldberg, R. J., Anderson, F. A., Kiefe, C. I., Spencer, F. A. Secular trends in occurrence of acute venous thromboembolism: the Worcester VTE study (1985-2009). Am J Med. 127 (9), 829-839 (2014).
- House of Commons Health Care Committee. The Prevention of Venous Thromboembolism in Hospitalised patients. The House of Commons. , (2005).
- Kuipers, S., et al. Travel and venous thrombosis: a systematic review. J Intern Med. 262 (6), 615-634 (2007).
- Lopez, J. A., Chen, J. Pathophysiology of venous thrombosis. Thromb Res. 123, Suppl 4 30-34 (2009).
- Brill, A., et al. von Willebrand factor-mediated platelet adhesion is critical for deep vein thrombosis in mouse models. Blood. 117 (4), 1400-1407 (2011).
- Payne, H., Ponomaryov, T., Watson, S. P., Brill, A. Mice with a deficiency in CLEC-2 are protected against deep vein thrombosis. Blood. 129 (14), 2013-2020 (2017).
- Brill, A., et al. Neutrophil extracellular traps promote deep vein thrombosis in mice. J Thromb Haemost. 10 (1), 136-144 (2012).
- von Bruhl, M. L., et al. Monocytes, neutrophils, and platelets cooperate to initiate and propagate venous thrombosis in mice in vivo. J Exp Med. 209 (4), 819-835 (2012).
- Sevitt, S. The structure and growth of valve-pocket thrombi in femoral veins. J Clin Pathol. 27 (7), 517-528 (1974).
- Witsch, T., et al. A novel hollow and perforated flexible wire allows the safe and effective local application of thrombolytic therapy in a mouse model of deep vein thrombosis. J Thromb Thrombolysis. 37 (4), 450-454 (2014).
- Shaya, S. A., et al. Comparison of the effect of dabigatran and dalteparin on thrombus stability in a murine model of venous thromboembolism. J Thromb Haemost. 14 (1), 143-152 (2016).
- Ni, H., et al. Persistence of platelet thrombus formation in arterioles of mice lacking both von Willebrand factor and fibrinogen. J Clin Invest. 106 (3), 385-392 (2000).
- Wrobleski, S. K., Farris, D. M., Diaz, J. A., Myers, D. D., Wakefield, T. W. Mouse complete stasis model of inferior vena cava thrombosis. J Vis Exp. (52), (2011).
- Diaz, J. A., Farris, D. M., Wrobleski, S. K., Myers, D. D., Wakefield, T. W. Inferior vena cava branch variations in C57BL/6 mice have an impact on thrombus size in an IVC ligation (stasis) model. J Thromb Haemost. 13 (4), 660-664 (2015).
- Siefert, S. A., et al. Enhanced venous thrombus resolution in plasminogen activator inhibitor type-2 deficient mice. J Thromb Haemost. 12 (10), 1706-1716 (2014).
- Schulz, C., Engelmann, B., Massberg, S. Crossroads of coagulation and innate immunity: the case of deep vein thrombosis. J Thromb Haemost. 11, Suppl 1 233-241 (2013).
- Day, S. M., et al. Macrovascular thrombosis is driven by tissue factor derived primarily from the blood vessel wall. Blood. 105 (1), 192-198 (2005).
- Diaz, J. A., et al. Impaired fibrinolytic system in ApoE gene-deleted mice with hyperlipidemia augments deep vein thrombosis. J Vasc Surg. 55 (3), 815-822 (2012).
- Zhou, J., May, L., Liao, P., Gross, P. L., Weitz, J. I. Inferior vena cava ligation rapidly induces tissue factor expression and venous thrombosis in rats. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 29 (6), 863-869 (2009).
- Diaz, J. A., et al. Electrolytic inferior vena cava model (EIM) of venous thrombosis. J Vis Exp. (53), e2737(2011).
- Diaz, J. A., et al. The electrolytic inferior vena cava model (EIM) to study thrombogenesis and thrombus resolution with continuous blood flow in the mouse. Thromb Haemost. 109 (6), 1158-1169 (2013).
- Brill, A., et al. Extrahepatic high-density lipoprotein receptor SR-BI and apoA-I protect against deep vein thrombosis in mice. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 32 (8), 1841-1847 (2012).
- Diaz, J. A., et al. Critical review of mouse models of venous thrombosis. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 32 (3), 556-562 (2012).
- Brandt, M., et al. Deep vein thrombus formation induced by flow reduction in mice is determined by venous side branches. Clin Hemorheol Microcirc. 56 (2), 145-152 (2014).
- Geddings, J., et al. Strengths and weaknesses of a new mouse model of thrombosis induced by inferior vena cava stenosis: communication from the SSC of the ISTH. J Thromb Haemost. 12 (4), 571-573 (2014).
- Alvarado, C. M., et al. Male mice have increased thrombotic potential: sex differences in a mouse model of venous thrombosis. Thromb Res. 127 (5), 478-486 (2011).
Przedruki i uprawnienia
