Artykuł metodologiczny

Ulepszona metoda pobierania płynu mózgowo-rdzeniowego od znieczulonych myszy

DOI:

10.3791/56774

⸱

19 marca 2018

 ,  ,  ,  ,  , 
1Shanghai Advanced Research Institute, University of Chinese Academy of Sciences, Chinese Academy of Science, 2Shanghai Institute of Materia Medica, University of Chinese Academy of Sciences, Chinese Academy of Science, 3Center of Functionally Integrative Neuroscience, Department of Clinical Medicine, Aarhus University, 4Sino-Danish Center for Education and Research (SDC), 5Department of Neurology, Xinhua Hospital Chongming Branch Affiliated to Shanghai Jiao Tong University School of Medicine, 6Department of Nuclear Medicine and PET-centre, Aarhus University Hospital

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół opisuje ulepszoną technikę obfitego gromadzenia płynu mózgowo-rdzeniowego (CSF) bez zanieczyszczenia krwią. Dzięki lepszemu pobieraniu i czystości próbek można wykonać więcej analiz przy użyciu płynu mózgowo-rdzeniowego, aby pogłębić naszą wiedzę na temat chorób wpływających na mózg i rdzeń kręgowy.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Płyn mózgowo-rdzeniowy (CSF) jest cennym płynem ustrojowym do analizy w badaniach neurobiologicznych. Jest to jeden z płynów mających najbliższy kontakt z ośrodkowym układem nerwowym, a zatem może być używany do analizy chorobowego stanu mózgu lub rdzenia kręgowego bez bezpośredniego dostępu do tych tkanek. Jednak u myszy jest trudny do uzyskania z cisterna magna ze względu na jego bliskość do naczyń krwionośnych, które często zanieczyszczają próbki. Obszar pobierania płynu mózgowo-rdzeniowego u myszy jest również trudny do wypreparowania i często uzyskuje się tylko małe próbki (maksymalnie 5-7 μl lub mniej). Protokół ten szczegółowo opisuje technikę, która ulepsza obecne metody pobierania, aby zminimalizować zanieczyszczenie krwią i umożliwić obfite pobieranie płynu mózgowo-rdzeniowego (średnio można pobrać 10-15 μl). Technika ta może być stosowana z innymi metodami preparacji do pobierania tkanek od myszy, ponieważ nie wpływa na żadne tkanki podczas ekstrakcji płynu mózgowo-rdzeniowego. W ten sposób mózg i rdzeń kręgowy nie są dotknięte tą techniką i pozostają nienaruszone. Dzięki lepszemu pobieraniu i czystości próbek płynu mózgowo-rdzeniowego, można zastosować więcej analiz tego płynu, aby jeszcze bardziej wspomóc badania neurobiologiczne i lepiej zrozumieć choroby wpływające na mózg i rdzeń kręgowy.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Płyn mózgowo-rdzeniowy jest cennym płynem ustrojowym do analizy w badaniach neurobiologicznych. Płyn mózgowo-rdzeniowy jest wytwarzany głównie z osocza krwi, zawiera niewiele komórek (brak czerwonych krwinek i tylko kilka białych krwinek) i jest prawie pozbawiony białka. Jest to jeden z płynów mających bliski kontakt z ośrodkowym układem nerwowym (OUN) i może przepuszczać wiele elektrolitów z mózgu i rdzenia kręgowego do układu obwodowego. U ludzi próbki płynu mózgowo-rdzeniowego można pobierać, aby pomóc w diagnozowaniu choroby lub do celów badawczych w badaniach klinicznych, ponieważ nakłucie lędźwiowe (lub nakłucie lędźwiowe) jest niewielką, inwazyjną procedurą: płyn płynu mózgowo-rdzeniowego może odzwierciedlać zmiany w OUN bez konieczności bezpośredniego dostępu do tych tkanek. Tak więc w ostatnich latach, do celów badawczych w klinice, próbki płynu mózgowo-rdzeniowego zostały uzyskane od pacjentów z chorobami neurodegeneracyjnymi, takimi jak choroba Alzheimera i inne demencje1,2,3. Istnieje wiele testów biomarkerów, które zostały opracowane przy użyciu próbek płynu mózgowo-rdzeniowego, aby potencjalnie pomóc w diagnozowaniu chorób w klinice2,3. Toczy się jednak wiele dyskusji na temat wiarygodności tych testów w celu uzyskania spójnych, czułych wyników w celu specyficznego diagnozowania choroby4,5. W związku z tym istnieje ogromna potrzeba opracowania lepszych testów i celów, które można znaleźć w płynie mózgowo-rdzeniowym, aby pomóc w stworzeniu standardowej techniki diagnozowania chorób neurodegeneracyjnych z większą czułością i swoistością. Ze względu na potencjalne znaczenie próbek ludzkiego płynu mózgowo-rdzeniowego w chorobie, interesujące jest również pobieranie płynu mózgowo-rdzeniowego od gryzoni w badaniach neurobiologicznych.

Myszy są ważnymi zwierzętami w badaniach biologicznych i medycznych i pozwalają na testowanie potencjalnych związków terapeutycznych oraz badania potwierdzające słuszność koncepcji przed próbami klinicznymi na ludziach. Jednak u myszy trudno jest uzyskać próbki płynu mózgowo-rdzeniowego ze względu na jego bliskość do mózgu u małego zwierzęcia, ponieważ zwykłą metodą pobierania płynu mózgowo-rdzeniowego u myszy jest uzyskanie go przez cisterna magna, otwór między móżdżkiem a grzbietową powierzchnią rdzenia przedłużonego. Powoduje to trudności w pobieraniu próbek płynu mózgowo-rdzeniowego, ponieważ obszar ten jest trudny do wypreparowania i znajduje się w bliskiej odległości od naczyń krwionośnych, co zwiększa ryzyko zanieczyszczenia krwinkami. Ze względu na te trudności większość badaczy może uzyskać tylko niewielką ilość płynu mózgowo-rdzeniowego do analizy (zwykle podawaną jako 5-7 μl), a zanieczyszczenie próbek płynu mózgowo-rdzeniowego przez komórki krwi jest głównym problemem podczas analiz6,7,8,9. Zanieczyszczenie krwi może zaciemniać wyniki i nie odzwierciedlać w pełni stanu OUN. Co więcej, ograniczona liczba pobranych próbek może mieć wpływ na badania, ponieważ zwykła ilość pobrana od myszy wystarcza tylko na jeden pomiar (w duplikacie lub trzykrotnie) przy użyciu testu immunoenzymatycznego (ELISA). W związku z tym próbki płynu mózgowo-rdzeniowego są zwykle łączone od wielu myszy, aby mieć wystarczającą ilość próbki do przeprowadzenia wielu testów. Opracowanie protokołu obfitego, nieskażonego zbierania płynu mózgowo-rdzeniowego od myszy jest bardzo pożądane i będzie korzystne w poprawie badań neurobiologicznych z wykorzystaniem gryzoni.

W tym protokole, szczegółowo opisana jest technika obfitego (średnio 10-15 μL) pobierania płynu mózgowo-rdzeniowego od znieczulonych myszy, która ulepsza obecnie znaną metodę zbierania płynu mózgowo-rdzeniowego w celu zminimalizowania zanieczyszczenia krwią10. Solidny protokół pobierania płynu mózgowo-rdzeniowego pomoże w opracowaniu testów biomarkerów opartych na płynie mózgowo-rdzeniowym, które mogą być wykorzystane do pomocy w diagnozowaniu choroby, a także do usprawnienia badań nad mechanizmami leżącymi u podstaw chorób wpływających na OUN.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z zasadami komitetów etycznych Society for Neuroscience (USA) i Fudan University (Szanghaj, Chiny). Ta procedura jest przeznaczona do operacji, która nie daje szansy na przeżycie.

1. Konfiguracja aparatury do pobierania płynu mózgowo-rdzeniowego

  1. Pociągnij szklaną kapilarnę (średnica wewnętrzna 0,75 mm, średnica zewnętrzna 1,0 mm) za pomocą ściągacza do mikropipet (jak pokazano w Liu i wsp.10; zaostrzona kapilara jest pokazana na Rysunek 1).
  2. Umieść zaostrzoną szklaną kapilę w uchwycie kapilarnym, mocno zamocowanym na mikromanipulatorze (Rysunek 1A).
  3. Pod mikroskopem preparacyjnym należy przełamać końcówkę zaostrzonej kapilary prostymi kleszczami, tak aby wewnętrzna średnica złamanej końcówki wynosiła około 10-20 μm (Rysunek 1C).
  4. Podłącz cienką rurkę i strzykawkę do drugiego końca uchwytu kapilary, a następnie połącz cienką rurkę i strzykawkę za pomocą zaworu trójdrogowego.
  5. Przesuń zawór trójdrogowy, aby otworzyć i zanurz strzykawkę, aby wdmuchnąć powietrze ze strzykawki przez rurkę do szklanej kapilary, aby usunąć wszelkie zanieczyszczenia i wytworzyć nadciśnienie w rurce kapilarnej.
  6. Powtórz to kilka razy, odłączając i ponownie podłączając strzykawkę do zaworu trójdrogowego i wciągając strzykawkę do ~ 100-200 μL przed ostatnim ponownym połączeniem strzykawki z zaworem trójdrogowym (Rysunek 1B).
  7. Przesuń mikromanipulator ze szklaną kapilarą na bok, aby zapobiec uszkodzeniom podczas sekcji myszy.

figure-protocol-1
Rysunek 1. Mikroskop, mikromanipulator i konfiguracja kapilarna. (A) Mikroskop i mikromanipulator z konfiguracją z podłączoną kapilarą, a także bliższy obraz (B) podłączonej strzykawki i zaworu trójdrogowego do otwierania (pokazanego tutaj) lub zamykania orurowania, oraz (C) nieprzerwanej (po prawej) i złamanej (po lewej) końcówki kapilarnej gotowej do pobrania płynu mózgowo-rdzeniowego. Po złamaniu końcówka kapilary powinna mieć średnicę wewnętrzną 0,75 mm, średnicę zewnętrzną 1,0 mm. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

2. Sekcja myszy

  1. Znieczulenie myszy.
    UWAGA: W tym protokole wykorzystano transgeniczne myszy C57BL / 6 i transgeniczne białko prekursorowe amyloidu / presenilinę 1 (APP / PS1) (mysi model choroby Alzheimera) i znieczulono je 4% hydratem chloralu (w dH20) przy 10 μl / g masy myszy poprzez wstrzyknięcie dootrzewnowe.
  2. Po całkowitym znieczuleniu upewnij się, że mysz jest odpowiednio znieczulona. Reakcja wycofania na szczypanie palca u nogi, poprzez lekkie wyprostowanie kończyn tylnych i uszczypnięcie palców u nóg oraz oczekiwanie na reakcję wycofania, jest wykonywana w celu zapewnienia odpowiedniego znieczulenia. Sprawdź, ściskając wszystkie cztery kończyny; Jeśli nie ma reakcji, mysz jest odpowiednio znieczulona. Przytnij i przytnij włosy z tyłu głowy myszy od góry oczu, między uszami aż do dołu szyi za pomocą nożyczek preparacyjnych (Rysunek 2A). Alternatywnie można użyć maszynki do strzyżenia lub kremu do depilacji, aby wspomóc depilację.
  3. Zabezpiecz głowę myszy za pomocą adaptera myszy (tył głowy skierowany do góry z nosem skierowanym w dół pod kątem ~ 45 °, Rysunek 2A). Zamocuj paski uszne między uszami a oczami myszy i dokręć. Upewnij się, że głowica nie może się poruszać i jest mocno zamocowana w adapterze, delikatnie dociskając do główki myszy.
  4. Ponownie sprawdź reakcję wycofania na uszczypnięcie palca u nogi przed wykonaniem nacięcia chirurgicznego, a następnie regularnie, aby zapewnić chirurgiczną płaszczyznę znieczulenia. Wzrokowo odnotuj wszelkie zmiany częstości oddechów podczas zabiegu, aby wskazać zmiany w płaszczyznach znieczulenia. Czysta, nieaseptyczna technika może być użyta do tej krótkiej operacji bez przeżycia. Za pomocą nożyczek i zakrzywionych kleszczy przeciąć skórę i pierwszą warstwę mięśni, aż podstawa czaszki zostanie odsłonięta tylko cienką warstwą mięśni.
    UWAGA: Przetnij skórę myszy z tyłu szyi, a następnie przetnij skórę na środku czaszki między uszami a oczami myszy. Skóra i tkanka mogą być następnie rozdzielone i usunięte z obszaru nad cisterna magna.
  5. Patrząc przez mikroskop preparacyjny, ostrożnie wypreparuj ostatnie cienkie warstwy mięśni nad podstawą czaszki za pomocą kleszczy i przesuń te warstwy mięśni na bok i poza obszar zainteresowania. Jeśli wystąpi krwawienie, użyj patyczków kosmetycznych, aby usunąć krwawienie i pomóc je zatrzymać.
  6. Gdy opona twarda nad cisterna magna zostanie odsłonięta (trójkątny kształt z zwykle 1-2 dużymi naczyniami krwionośnymi biegnącymi przez ten obszar; każda strona lub między naczyniami krwionośnymi jest optymalna do wprowadzenia naczyń włosowatych i pobrania płynu mózgowo-rdzeniowego, Rysunek 2B), użyj mokrego wacika, aby wytrzeć membranę do czysta, a następnie użyj suchego wacika, aby wysuszyć obszar.

figure-protocol-2
Rysunek 2. Konfiguracja myszy i sekcji z reprezentatywnymi obrazami wprowadzania kapilar do pobrania płynu mózgowo-rdzeniowego. Ustawienie myszy gotowej do ekstrakcji płynu mózgowo-rdzeniowego z (A) ogoloną głową zaciśniętą w miejscu do wypreparowania i (B) szczegółowym obrazem (widok 10x) wypreparowanej opony twardej myszy pokrywającej cisterna magna (przerywana strzałka pokazuje naczynie krwionośne biegnące przez ten obszar, a ciągła strzałka pokazuje obszar optymalny do wprowadzenia kapilary). Szczegółowe obrazy (widok 10x) (C) zaostrzonej końcówki szklanej kapilary ustawionej w stosunku do opony twardej cisterna magna, (D) punktu w którym kapilara prawie przebija oponę twardą, z pewnym oporem ze strony opony twardej, oraz (E) końcówki kapilary przestukanej przez oponę twardą w celu zebrania płynu mózgowo-rdzeniowego. Płyn mózgowo-rdzeniowy powinien być przezroczystą cieczą zebraną w szklanej kapilarze (strzałka przerywana). Wszystkie paski skali w prawym dolnym rogu każdego obrazu mikroskopowego wskazują 100 μm. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

3. Pobranie płynu mózgowo-rdzeniowego od znieczulonej myszy

  1. Dopasuj szklaną kapilarnę do tylnej części głowy myszy tak, aby zaostrzony punkt znajdował się tuż za membraną pod kątem ~ 30-45 ° (Rysunek 2C).
  2. Zanurz strzykawkę raz lub kilka razy i wyciągnij strzykawkę do ~ 100-200 μL (aby upewnić się, że nie ma zanieczyszczeń i nie ma podciśnienia w szklanej kapilarze).
  3. Za pomocą mikromanipulatora przesuń końcówkę kapilary bliżej membrany, aż będzie widać opór, ale nie przebijając jej (Rysunek 2D).
  4. Gdy pojawi się opór między końcówką kapilary a membraną, delikatnie postukaj rurką kapilarną przez membranę, stukając w elementy sterujące mikromanipulatora. Użyj mikroskopu, aby zobaczyć zaostrzony punkt nakłucia kapilary w cisterna magna. Płyn mózgowo-rdzeniowy powinien być automatycznie wciągany do rurki kapilarnej po przebiciu otworu ( Rysunek 2E).
  5. Pozostaw kapilarę, aby powoli zbierać płyn mózgowo-rdzeniowy. Jeśli płyn mózgowo-rdzeniowy przestał się wyciągać, powoli wciągnij strzykawkę do góry niewielką ilością (~ 50 μl), aby wytworzyć większe podciśnienie w kapilarze w celu wydobycia CSF.
    UWAGA: Alternatywnie, kapilar może być delikatnie i powoli wyciągany z mózgu za pomocą precyzyjnych elementów sterujących mikromanipulatora, aby umożliwić powrót płynu mózgowo-rdzeniowego do kapilary. Całkowita ilość ~ 10-15 μL płynu mózgowo-rdzeniowego (~ 3-4 cm w kapilarze) zajmuje ~ 10-30 min, a czasami można zebrać 20 μL lub więcej. Chociaż nie jest to absolutnie konieczne, zaleca się używanie poduszki rozgrzewającej podczas pobierania płynu mózgowo-rdzeniowego. Pobieranie płynu mózgowo-rdzeniowego przeprowadzono w temperaturze pokojowej (~ 23 °C).
  6. Po zebraniu żądanej ilości płynu mózgowo-rdzeniowego zamknij rurkę, przesuwając zawór trójdrogowy do zamknięcia (aby zatrzymać wyciąganie płynu mózgowo-rdzeniowego).
  7. Wyjąć strzykawkę podłączoną do rurki i otworzyć, a następnie zamknąć rurkę (aby wytworzyć wyrównane ciśnienie w kapilarze, rurki i obszarze na zewnątrz kapilary). Ponownie podłączyć strzykawkę do zaworu trójdrogowego, ale nie zanurzać strzykawki.
  8. Delikatnie usuń szklaną kapilę z myszy za pomocą mikromanipulatora.
  9. Umieść probówkę zbiorczą (1,5 ml mikroprobówek z 1 μl 20-krotnego inhibitora proteazy) pod zaostrzonym końcem szklanej kapilary.
  10. Otwórz rurkę i delikatnie zanurz strzykawkę: płyn mózgowo-rdzeniowy powinien wypłynąć z kapilary do probówki zbiorczej.
  11. Po zebraniu należy szybko odwirować (wirować pulsacyjnie przez 5 s z maksymalną prędkością za pomocą mini wirówki) płyn mózgowo-rdzeniowy, aby wymieszać próbkę z inhibitorem proteazy na dnie probówki zbiorczej.
    UWAGA: Próbki płynu mózgowo-rdzeniowego można podzielić na porcje, a następnie przechowywać do dalszej analizy w temperaturze -80 °C. Resztę myszy można wyciąć pod kątem innych tkanek, takich jak mózg i rdzeń kręgowy. Na tym etapie mysz jest jeszcze żywa, dzięki czemu w razie potrzeby można również pobrać krew.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Korzystając z procedury opisanej tutaj (Rysunek 1 i Rysunek 2), płyn mózgowo-rdzeniowy natychmiast zebrany w kapilarze powinien być przezroczysty (Rysunek 2E), a nie różowy lub czerwony. Jeśli płyn zebrany w kapilarze ma różowy lub czerwony odcień, oznacza to, że doszło do zanieczyszczenia krwią.

Jako przykład zastosowania próbki płynu mózgowo-...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół ten szczegółowo opisuje technikę, która ulepsza obecne metody10 pobierania płynu mózgowo-rdzeniowego w celu zminimalizowania zanieczyszczenia krwią i umożliwienia obfitego pobierania płynu mózgowo-rdzeniowego (średnio można uzyskać ~ 10-15 μL) od myszy. Podczas przerywania końcówki kapilarnej, końcówka naczynia włosowatego nie powinna być zbyt mała (ponieważ wtedy płyn mózgowo-rdzeniowy będzie usuwany bardzo powoli) lub zbyt duża (nie będzie wystarczająco drobna, aby zebrać płyn mózgowo-r...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (81650110527, 81371400) oraz Narodowy Kluczowy Program Badań Podstawowych Chin (2013CB530900).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Hydrat chloralu (stosowany jako środek znieczulający)Sinopharm Chemicals Reagen Co., Ltd.30037517Numer CAS 302-17-0.
Nożyczki preparacyjne66 technologia wizyjna54002
Kleszcze zakrzywione do preparowania66 technologia wizyjna53072
Kleszcze proste do preparowania66 technologia wizyjna53070
Adapter myszy (z nausznikami)Wyprodukowany we własnym zakresie.Nie dotyczyPodobny sprzęt dostępny w World Precision Instruments.
Mikroskop preparacyjnyMeiji LabaxModel 15381
MikromanipulatorWorld Precision InstrumentsM3301
Podstawa magnetyczna do mikromanipulatoraKanetecMB-K
szklaneWorld Precision Instruments1B100-4
Ściągacz do mikropipetSutterInstruments Model P-1000
Strzykawki (1ml)Tansoole02024692Na 1ml.
Mikroprobówki (1,5 ml)AxygenMCT-150-C
Inhibitor proteazy Zestaw koktajlowy IIICalbiochem539134
Human Aβ 42 Zestaw ELISAInvitrogenKHB3441
Piping (rurki teflonowe)World Precision InstrumentsMMP-KITOtrzymywany z zestawu do mikroiniekcji i przymocowany do uchwytu kapilarnego i strzykawki.
Mini wirówkaTiangen BiotechOSE-MC8
Patyczki kosmetyczne Otrzymywanez dowolnego sklepu gospodarstwa domowego/apteki.N/a
Kapilary bez EDTA

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Anoop, A., Singh, P. K., Jacob, R. S., Maji, S. K. CSF Biomarkers for Alzheimer's Disease Diagnosis. Int. J. Alzheimers. Dis. 2010, 1-12 (2010).
  2. Blennow, K., Hampel, H., Weiner, M., Zetterberg, H. Cerebrospinal fluid and plasma biomarkers in Alzheimer disease. Nat. Rev. Neurol. 6 (3), 131-144 (2010).
  3. Schoonenboom, N. S. M., et al. Cerebrospinal fluid markers for differential dementia diagnosis in a large memory clinic cohort. Neurology. 78 (1), 47-54 (2012).
  4. Molinuevo, J. L., et al. The clinical use of cerebrospinal fluid biomarker testing for Alzheimer's disease diagnosis: A consensus paper from the Alzheimer's Biomarkers Standardization Initiative. Alzheimer's Dement. 10 (6), 808-817 (2014).
  5. Fagan, A. M. CSF biomarkers of Alzheimer's disease: impact on disease concept, diagnosis, and clinical trial design. Adv. Geriatr. 2014, 1-14 (2014).
  6. Ramautar, R., et al. Metabolic profiling of mouse cerebrospinal fluid by sheathless CE-MS. Anal. Bioanal. Chem. 404 (10), 2895-2900 (2012).
  7. Liu, L., Herukka, S., Minkeviciene, R., Vangreon, T., Tanila, H. Longitudinal observation on CSF Aβ42 levels in young to middle-aged amyloid precursor protein/presenilin-1 doubly transgenic mice. Neurobiol. Dis. 17 (3), 516-523 (2004).
  8. Schelle, J., et al. Prevention of tau increase in cerebrospinal fluid of APP transgenic mice suggests downstream effect of BACE1 inhibition. Alzheimer's Dement. , (2016).
  9. You, J. -S., Gelfanova, V., Knierman, M. D., Witzmann, F. A., Wang, M., Hale, J. E. The impact of blood contamination on the proteome of cerebrospinal fluid. Proteomics. 5 (1), 290-296 (2005).
  10. Liu, L., Duff, K. A Technique for Serial Collection of Cerebrospinal Fluid from the Cisterna Magna in Mouse. J. Vis. Exp. (21), (2008).
  11. Maia, L. F., et al. Changes in amyloid-β and Tau in the cerebrospinal fluid of transgenic mice overexpressing amyloid precursor protein. Sci. Transl. Med. 5 (194), 194re2(2013).
  12. Oshio, K. Reduced cerebrospinal fluid production and intracranial pressure in mice lacking choroid plexus water channel Aquaporin-1. FASEB J. , (2004).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Cerebrospinal Fluid CollectionMouse CSF ExtractionCisterna Magna AccessMicromanipulator TechniqueBlood Contamination ReductionCSF Sample PurificationProtease Inhibitor AdditionStereotaxic Frame UseDissecting Microscope ViewCapillary Tip Preparation

Powiązane artykuły