Celem tego protokołu jest dostarczenie zwierzęcego modelu implantacji ślimakowej, który może być wykorzystany do odpowiedzi na wiele pytań badawczych. Potencjalne zastosowania obejmują ocenę interwencji farmaceutycznych lub stymulacji elektrycznej pod kątem korzystnego wpływu na progi słyszenia lub impedancję elektrod.
Artykuł metodologiczny
Wszczepienie implantu ślimakowego śwince morskiej
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Implanty ślimakowe są wysoce wydajnymi urządzeniami, które mogą przywrócić słuch osobom z głębokim ubytkiem słuchu. Ze względu na poprawę wyników percepcji mowy, kryteria kandydowania zostały rozszerzone w ciągu ostatnich kilku dekad. Dotyczy to również pacjentów ze znaczną resztką słuchu, którzy czerpią korzyści ze stymulacji elektrycznej i akustycznej tego samego ucha, co sprawia, że zachowanie słuchu podczas wszczepienia implantu ślimakowego jest ważną kwestią. Impedancje elektrod i związana z nimi kwestia zużycia energii to kolejna ważna dziedzina badań, ponieważ postęp w tej dziedzinie może utorować drogę do w pełni wszczepialnych protez słuchowych. Aby rozwiązać te problemy w sposób systematyczny, niezbędne są odpowiednie modele zwierzęce. Dlatego celem tego protokołu jest dostarczenie zwierzęcego modelu implantacji ślimakowej, który można wykorzystać do odpowiedzi na różne pytania badawcze. Ze względu na dużą pęcherz bębenkowy, która umożliwia łatwy dostęp chirurgiczny do ucha wewnętrznego, a także zakres słyszenia, który jest stosunkowo podobny do zakresu słyszenia ludzi, świnka morska jest powszechnie wykorzystywanym gatunkiem w badaniach słuchowych. Wszczepienie implantu ślimakowego śwince morskiej odbywa się za pomocą dostępu zausznego. Przez pęcherzową stopę wykonaną jest wiercona ślimakowa, a elektroda implantu ślimakowego jest wprowadzana do błony bębenkowej. Elektroda ta może być następnie wykorzystana do stymulacji elektrycznej, oznaczania impedancji elektrod i pomiaru złożonych potencjałów czynnościowych nerwu słuchowego. Oprócz tych zastosowań, elektrody implantu ślimakowego mogą być również używane jako urządzenia do dostarczania leków, jeśli planowane jest miejscowe dostarczanie środków farmaceutycznych do komórek lub płynów ucha wewnętrznego.
Wprowadzenie
Ponad 500 milionów ludzi na całym świecie cierpi na ubytek słuchu. 1 Upośledzenie słuchu wiąże się z wyższym wskaźnikiem depresji, niższą samooceną i niższym poczuciem własnej wartości, co prowadzi do obniżenia jakości życia. 2 Podczas gdy aparaty słuchowe są odpowiednim sposobem na przywrócenie funkcji czuciowych w przypadku umiarkowanego ubytku słuchu, najskuteczniejszą metodą leczenia pacjentów cierpiących na głęboki ubytek słuchu jest implant ślimakowy (CI). Ze względu na doskonałe wyniki w zakresie percepcji mowy, kryteria kandydowania do wszczepienia implantu ślimakowegoobejmują obecnie również pacjentów, którzy mają znaczny szczątkowy słuch w obszarze niskich częstotliwości, ale nie odnoszą korzyści z aparatów słuchowych. 3 Ponieważ ci pacjenci mogą korzystać z połączonej stymulacji elektrycznej i akustycznej w uchu, w którym wszczepiono implant, zachowanie słuchu stało się głównym problemem dla chirurgów implantów ślimakowych. Podczas wszczepienia implantu ślimakowego układ elektrod jest wprowadzany do błony bębenkowej ślimaka, gdzie elektrycznie stymuluje nerw słuchowy. 4 Uraz związany z wprowadzeniem elektrody stanowi zagrożenie dla szczątkowego słuchu i wywołuje zwłóknienie, co zwiększa impedancję elektrod i zużycie baterii przez implant. W związku z tym niezbędne są modele do badania interwencji farmaceutycznych, które mogą zmniejszyć ubytek słuchu i zwłóknienie spowodowane wprowadzeniem elektrody.
Świnka morska jest odpowiednim i wygodnym modelem zwierzęcym dla CI, ze względu na łatwiejszy i bardziej powtarzalny dostęp chirurgiczny do ucha wewnętrznego w porównaniu do myszoskoczków, szczurów czy myszy. 5,6,7,8 Co więcej, zakres słyszenia tego gatunku jest stosunkowo porównywalny do słuchu ludzkiego. 9 Większe gatunki, takie jak koty czy małpy, które zostały wykorzystane do odpowiedzi na konkretne pytania badawcze związane z CI, nie stanowią rozsądnego wyboru dla większości badań CI, zarówno ze względów etycznych, jak i finansowych. 10,11
Podsumowując, świnka morska jest wiarygodnym i stosunkowo opłacalnym modelem do oceny efektów interwencji farmakologicznych w warunkach implantacji ślimakowej.
Protokół
Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały zatwierdzone przez lokalny komitet ds. dobrostanu zwierząt oraz austriackie Federalne Ministerstwo Nauki, Badań i Gospodarki.
1. Przygotuj sprzęt i ustawienia wymagane do operacji
- Ustaw mikroskop chirurgiczny, wiertarkę, płytę grzewczą i pulsoksymetr tak, aby umożliwić łatwą i wydajną obsługę podczas operacji. Sprawdź działanie urządzeń w oparciu o instrukcję producenta. Upewnij się, że płyta grzewcza jest ustawiona na 38 °C, aby chronić zwierzę przed hipotermią podczas zabiegu.
- Załóż kaptur i maskę.
- Wykonaj chirurgiczną dezynfekcję rąk. Dokładnie myj ręce mydłem. Osusz ręce, a następnie użyj alkoholowego środka do dezynfekcji rąk do dezynfekcji rąk. Załóż rękawiczki po wyschnięciu rąk.
- Przygotuj wysterylizowane narzędzia chirurgiczne i sprzęt wymagany do wszczepienia implantu ślimakowego. Zapoznaj się z tabelą materiałów dotyczących narzędzi i sprzętu chirurgicznego używanego do implantacji implantu ślimakowego świnki morskiej w tym protokole.
- Gdy planowane są pomiary złożonego potencjału czynnościowego (CAP), przygotuj kawałek złotego drutu izolowanego teflonem o długości około 3,5 cm, ostrożnie usuwając części izolacji z obu końców za pomocą mikrokleszczyków (około 3 mm od jednego końca i 5 mm od drugiego końca). Przygotuj drugi kawałek złotego drutu (około 2,5 cm) z nieizolowanymi końcami o długości około 5 mm. Przygotowane druty umieść w alkoholu lub środku dezynfekującym.
2. Znieczulenie, leki i przygotowanie zwierząt
- Zważ zwierzę.
UWAGA: Wykorzystane zwierzęta to samice świnek morskich albinosów Dunkin-Hartley. Waga wykorzystanych zwierząt, które mają około 4-6 tygodni, waha się od 300 do 400 g. - Przygotuj środki znieczulające i leki wymagane do operacji w zależności od wagi zwierzęcia. Przygotować 0,72 ml mieszaniny znieczulającej, składającej się z 0,06 ml ketaminy (100 mg/ml), 0,18 ml medetomidyny (1 mg/ml), 0,12 ml midazolamu (5 mg/ml) i 0,36 ml fentanylu (50 μg/ml) do operacji na śwince morskiej o wadze 400 g. Patrz Tabela 1 w celu zapoznania się z dawkami środków znieczulających w zależności od masy ciała.
- Mieszaninę ketaminy, medetomidyny, midazolamu i fentanylu wstrzyknąć podskórnie w poduszeczkę tłuszczową w szyi zwierzęcia za pomocą igły o sile 27 G. Patrz Tabela 1, aby zapoznać się z dawkami środków znieczulających zależnymi od masy ciała. Przykryj klatkę i pozostaw zwierzę w cichym miejscu na 10 minut przed kontynuacją.
- Nasmaruj oczy zwierzęcia i utrzymuj je nawilżone podczas całego zabiegu. Ogolić głowę zwierzęcia, koncentrując się na okolicy zausznej, aby umożliwić wystarczający dostęp chirurgiczny do pęcherza.
- Umieść zwierzę na płycie grzewczej w pozycji leżącej i upewnij się, że zwierzę nie ma bezpośredniego kontaktu z płytą grzewczą, aby zapobiec poparzeniom termicznym. Umieść sondę pulsoksymetru na stopie zwierzęcia. Następnie ostrożnie otwórz pysk zwierzęcia za pomocą małego laryngoskopu i oczyść całą jamę ustną z resztek jedzenia za pomocą przyssawki.
- Trzymaj pysk zwierzęcia otwarty za pomocą laryngoskopu. Ostrożnie włóż rurkę żołądkową do przełyku zwierzęcia i powoli popychaj ją w kierunku żołądka, aż poczujesz opór.
- Monitorować nasycenieO2-zwierzęciem, aby upewnić się, że rurka żołądkowa nie znajduje się w tchawicy. Usunąć rurkę żołądkową, jeśli nastąpi spadek wysyceniaO2 i spróbować ponownie, gdy zwierzę zostanie całkowicie natlenione.
- Za pomocą igły 23 G wstrzyknąć mieszaninę soli fizjologicznej, 5% glukozy i enrofloksacyny do poduszeczki tłuszczowej na szyi zwierzęcia.
- Użyj alkoholowego środka do dezynfekcji rąk, aby ponownie zdezynfekować ręce. Załóż nowe, czyste rękawice.
- Przygotuj pole operacyjne za pomocą naprzemiennych peelingów jodu powidonu i 70% etanolu i przykryj zwierzę. Użyj samoprzylepnych zasłon lub zacisków do ręczników, aby upewnić się, że podczas zabiegu nie zakryte pozostaje tylko pole operacyjne.
- Podskórnie wstrzyknąć 0,1 ml 2% roztworu lidokainy w miejsce planowanego nacięcia w celu odpowiedniego znieczulenia miejscowego i ułożyć zwierzę bokiem.
- Ponownie dawkować zwierzęciu 1/4 początkowej dawki mieszaniny znieczulenia co 30 minut po pierwszym wstrzyknięciu, aby utrzymać wystarczające znieczulenie.
3. Implantacja ślimakowa
- Wykonaj około 2-3 cm nacięcie skóry 3-5 mm za małżowiną uszną za pomocą skalpela. W razie potrzeby należy stosować kauteryzację dwubiegunową, aby zminimalizować krwawienie.
Uwaga: Głębokość znieczulenia powinna być potwierdzona brakiem wyjęcia pedału przed pierwszym nacięciem. Test ten należy powtarzać co 15-20 minut, aby monitorować głębokość znieczulenia przez cały zabieg. - Ostrożnie przeciąć mięśnie w okolicy zausznej po badaniu palpacyjnym pęcherza słuchowego za pomocą skalpela 15 lub nożyczek chirurgicznych.
UWAGA: Wykonaj badanie palpacyjne pęcherza słuchowego jako uwypuklenie pod mięśniami. - Wypreparuj mięśnie z pęcherza, delikatnie odpychając je na bok za pomocą tarki lub wacika. Użyj retraktora, aby odsłonić całą długość nacięcia i mieć nieograniczony dostęp do pęcherza.
- Użyj końcówki skalpela 15, aby wywiercić otwór w bulli. Ostrożnie obracaj skalpel, aż kość zostanie perforowana, aby umożliwić inspekcję struktur ucha środkowego.
- W razie potrzeby powiększ pęcherzową stopę osadu, aby upewnić się, że podstawowy skręt ślimaka i wnęka okrągłego okna mogą być odpowiednio uwidocznione. Ustaw głowę zwierzęcia w pozycji odchylonej, aby uzyskać dostęp do tych struktur. Przykryj obszar pęcherzowej estrady małym kawałkiem kompresu, aby zapobiec przedostawaniu się krwi i płynu zewnątrzkomórkowego do ucha środkowego.
UWAGA: Odchylona pozycja głowy może blokować drogi oddechowe zwierzęcia. Dlatego nasycenie zwierzęcia tlenem musi być często sprawdzane. - Ustaw zwierzę w pozycji leżącej. Odsłoń wierzchołek zwierzęcia, wykonując prostokątne nacięcie i usuwając skórę. Wypreparuj okostną i oczyść kość z wszelkiego rodzaju tkanek lub krwi za pomocą skalpela.
- Gdy planowane są pomiary CAP, zakończ przygotowanie 3,5 cm złotego drutu izolowanego teflonem, formując mały haczyk z mikro kleszczami na końcu drutu, który został nieizolowany na 3 mm.
- Gdy planowane są pomiary CAP, poprowadź koniec złotego drutu, który został nieizolowany na 5 mm, podskórnie do wierzchołka przez cewnik do żył obwodowych 18 G za pomocą mikrokleszczyków. Drugą ręką użyj kolejnych mikro kleszczyków, aby ostrożnie poprowadzić haczykowaty koniec drutu do ucha środkowego.
- Gdy planowane są pomiary CAP, odchyl głowę zwierzęcia, aby uwidocznić obszar okrągłej niszy okiennej przez pęcherzyk. Drugą ręką zaczep złoty drut o kościste wypukłości okrągłej wnęki okiennej za pomocą mikro kleszczyków.
- Utrzymuj delikatne napięcie na złotym drucie i przymocuj go do krawędzi czaszki bulostomii za pomocą 10 - 15 μl kleju tkankowego za pomocą strzykawki o pojemności 1 ml z igłą 27 G. Unikaj przemieszczania się kleju do ucha środkowego. Zobacz Rysunek 1 dla śródoperacyjnego zdjęcia okrągłego obszaru okna ze złotym drutem in situ.
- Gdy planowane są pomiary CAP, podłącz nieizolowany koniec złotego drutu do sprzętu używanego do pomiaru potencjałów słuchowych i wykonaj podstawowe pomiary CAP. Zobacz Honeder et al., 2016, aby uzyskać szczegółowy opis pomiarów CAP rutynowo wykonywanych w naszym laboratorium. 12
- Ustaw zwierzę w pozycji leżącej. Wywierć 2 otwory 1 mm przed szwem lambda za pomocą zadziorów 1 mm, nie powodując uszkodzenia opony twardej. Implant 2 ze stali nierdzewnej 2mm w czaszce.
UWAGA: służą jako punkty mocowania złącza elektrody. Dostosuj odległość między w stosunku do rozmiaru złącza. - Użyj cewnika do żył obwodowych 18 G, aby poprowadzić elektrodę od łącznika do pęcherza w warstwie tkanki jak najbliżej czaszki.
- Wymieszaj proszek cementu dentystycznego z płynem do proszku cementu dentystycznego za pomocą szpatułki zgodnie z instrukcją producenta.
- Umieść 0,5 - 0,7 ml półpłynnego cementu dentystycznego między za pomocą szpatułki. Umieść złącze elektrody między.
- Utrzymuj łącznik na miejscu, aż cement dentystyczny stwardnieje. Upewnij się, że są otoczone cementem, aby umożliwić stabilne zamocowanie łącznika.
- Ustaw zwierzę bokiem. Ostrożnie wywierć ślimak w odległości 1 mm od wnęki z okrągłym okienkiem za pomocą diamentowego frezu o średnicy 0,5 mm z prędkością obrotową 5000 pocisków na minutę.
- Ostrożnie włożyć elektrodę do błony bębenkowej scala na głębokość 4 mm. Wyjmij elektrodę i powtórz wkładanie. Zobacz Rysunek 2 przedstawia elektrodę używaną do wszczepienia implantu ślimakowego świnki morskiej.
- Za pomocą prostej igły uszczelnij obszar ślimaka małym kawałkiem mięśnia. Przymocować elektrodę do krawędzi czaszki bulostomii za pomocą 10 μl kleju tkankowego za pomocą strzykawki o pojemności 1 ml z igłą 27 G.
- Przygotować cement dentystyczny, jak wspomniano w ppkt 3.14. Ostrożnie zamknij buldotomię około 0,3 ml cementu dentystycznego za pomocą szpatułki. Zamknij nacięcie zauszne za pomocą szwów wchłanialnych 5-0.
- Obróć zwierzę do pozycji leżącej.
- Gdy planowane są pomiary CAP, chwyć tylną krawędź prostokątnego nacięcia na wierzchołku zwierzęcia za pomocą kleszczy tkankowych. Drugą ręką użyj nożyczek, aby wykonać podskórny tunel o długości około 2 cm w szyi zwierzęcia.
- Gdy planowane są pomiary CAP, wszczepić 2,5 cm złoty drut podskórnie w szyję zwierzęcia za pomocą kleszczy. krótszy nieizolowany koniec do wyznaczonego styku złącza na wierzchołku zwierzęcia.
- Gdy planowane są pomiary CAP, okrągłą elektrodę wnęki okiennej (złoty drut) do odpowiedniego pinu złącza na wierzchołku zwierzęcia.
- Nałóż dodatkową ilość cementu dentystycznego na górną część złącza, aby całkowicie pokryć izolowane styki i elektrodę.
- Gdy planowane są pomiary CAP, należy wykonać pomiary pooperacyjne zgodnie z protokołem badania.
4. Opieka pooperacyjna
- Atipamezol i flumazenil należy zastosować podskórnie po zabiegu chirurgicznym i pomiarach w celu zantagonizowania znieczulenia.
- Zastosuj sól fizjologiczną jako substytucję płynów, aby wspomóc powrót zwierzęcia do zdrowia po operacji.
- Umieść zwierzę pod lampą grzewczą, aż w pełni wyzdrowieje ze znieczulenia i zacznie poruszać się w klatce.
- Zapobiegaj hipertermii lub oparzeniom, umieszczając lampę grzewczą w odległości około 50 cm od zwierzęcia. Upewnij się, że temperatura ciała zwierzęcia zawsze wynosi od 37,5 °C do 39 °C.
- Sprawdź zwierzę pod kątem objawów uszkodzenia przedsionka, takich jak oczopląs, krążenie lub przewracanie się. 13,14
- Stosuj buprenorfinę w celu znieczulenia dwa razy dziennie przez kolejne dwa dni po zabiegu.
UWAGA: Przed pierwszym zastosowaniem buprenorfiny po operacji należy upewnić się, że zwierzę całkowicie wyzdrowiało i ma stabilny oddech. Stosowanie tego leku, gdy zwierzę jest jeszcze pod narkozą, może prowadzić do depresji oddechowej. - Zważ zwierzę w ciągu pierwszych 3 dni po operacji, aby wykryć możliwą utratę masy ciała jako zastępczy marker stresu w tym czasie.
UWAGA: Można spodziewać się utraty masy ciała o około 10% w ciągu pierwszych 3 dni po operacji i należy ją uznać za powszechną. Ta utrata wagi jest tymczasowa i ustąpi w ciągu kilku dni.
Wyniki
Zazwyczaj rany pooperacyjne w modelu świnki morskiej goją się szybko i bez powikłań, a punkty kontaktu dla pooperacyjnych pomiarów elektrofizjologicznych pozostają łatwo dostępne w okolicy ciemienia zwierzęcia (Rysunek 3). Rysunek 4 przedstawia przed- i pooperacyjny pomiar click-CAP u reprezentatywnego zwierzęcia. Wprowadzenie elektrod spowodowało przesunięcie progu o 16 decybeli (dB) (Rysunki 4A i 4B). Rysunek 4C ilustruje przed- i pooperacyjne, specyficzne dla częstotliwości progi CAP u tego samego zwierzęcia. Progi CAP pozostają niemal niezmienione w niskich częstotliwościach, natomiast w obszarze wysokich częstotliwości, począwszy od 8 kHz, uzyskano przesunięcie progu o około 25 do 30 dB.
Wprowadzenie elektrody może spowodować uraz ucha wewnętrznego. Oprócz ostrego urazu chirurgicznego, reakcja organizmu na ciało obce w postaci elektrody negatywnie wpływa na działanie implantu ślimakowego. Rysunek 5 przedstawia ślimaki świni morskiej po wprowadzeniu implantu ślimakowego i zastosowaniu różnych procedur histologicznych. Na Rysunku 5A elektroda, umieszczona prawidłowo w scala tympani, pozostała in situ, natomiast na Rysunku 5B elektroda została usunięta przed analizą histologiczną. Na Rysunku 5A niemal nie widać reakcji na ciało obce, podczas gdy na Rysunku 5B znaczny obszar scala tympani jest wypełniony tkanką włóknistą. Rysunek 5C przedstawia złamanie kostnej błony spiralnej spowodowane wprowadzeniem elektrody implantu ślimakowego, co u tego zwierzęcia doprowadziło również do utraty komórek zwoju spiralnego. Takie złamania mogą wyjaśniać wyższe niż oczekiwano przesunięcia progowe u niektórych zwierząt.
Rycina 1Obszar okna owalnego z wszczepionym drutem złotym. Gwiazdką zaznaczono okno owalne, znakiem x podstawowy zwój ślimaka. Drut złoty zaznaczono strzałką. Pasek skali 2 mm. Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
Rysunek 2Elektroda implantu ślimakowego u świnki morskiej. Elektrodę z dwoma kontaktami wprowadza się na głębokość 4 mm. Średnica elektrody zwęża się od 0,3 mm na końcówce do 0,5 mm. Linie wskazują odcinek 0,5 mm. Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej figury.
Rycina 3Świnia morska około dwóch tygodni po implantacji ślimikowej. Elektroda CI jest in situ a kontakty do pomiarów elektrofizjologicznych są łatwo dostępne w okolicy czubka głowy zwierzęcia. Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej figury.
Rycina 4Reprezentatywne progi CAP (A) Przedoperacyjny próg CAP dla kliknięcia u reprezentatywnego zwierzęcia. (B) Pooperacyjny próg CAP dla kliknięć u tego samego zwierzęcia, wykazujący przesunięcie progu o 16 dB. Linie oznaczają 10 dB. (C) Przed- i pooperacyjne progi CAP dla określonych częstotliwości. Podczas gdy niskie częstotliwości pozostają niemal niezmienione, w zakresie częstotliwości od 8 do 32 kHz można zaobserwować przesunięcie progu o 25–30 dB. Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
Rycina 5Potencjalne miejscowe następstwa wprowadzenia elektrody CI. (A) Mikrograf podstawowego zwoju ślimaka świnki morskiej z wszczepioną elektrodą CI (#) i jedynie minimalną reakcją ciała obcego. Analizę histologiczną przeprowadzono przy użyciu techniki szlifowania i polerowania po zatopieniu w żywicy i barwieniu metodą Giemsy.15 Skala 100 µm (B) Mikrograf przewodu bębenkowego górnego zakrętu podstawowego ślimaka z widoczną reakcją tkankową pozostawiającą kanał po usunięciu elektrody CI (#). Pasek skali 100 µm (C) Dolny zakręt podstawowy ślimaka z złamaną kostną blaszką spiralną (gruba strzałka) i przyległą odpowiedzią tkankową: (i) utrata komórek zwoju spiralnego (strzałka) w kanale Rosenhala, (ii) włóknienie i osteoneogeneza w kanale przedsionkowym (●) oraz (iii) utrata narządu Cortiego (*). Otwór wiertniczy pod implant ślimakowy (○) z przyległą osteoneogenezą. Pasek skali 500 µmRyciny 5B i 5C wybarwiono hematoksyliną (kolor niebieski) & eozyna (czerwona). Prosimy o kliknięcie tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej figury.
Dyskusja
Prezentowany protokół opisuje sposób wykonania implantu ślimakowego w modelu świnki morskiej. Protokół ten może być wykorzystany do oceny różnych interwencji pod kątem ich wpływu na resztki słuchu i reakcję ciała obcego na elektrodę CI. Należy podjąć kilka środków ostrożności w celu osiągnięcia wysokiej odtwarzalności i dokładności eksperymentów.
Wyjściowe progi słyszenia wszystkich świnek morskich powinny być mierzone przed operacją , np . za pomocą słuchowych odpowiedzi pnia mózgu. Niektóre z dostępnych na rynku świnek morskich wykazują znaczny ubytek słuchu i dlatego nie powinny być włączane do kohorty eksperymentalnej. W zależności od czasu trwania operacji i protokołu, ocenę tę można przeprowadzić bezpośrednio przed operacją lub kilka dni przed implantacją ślimakową, dając zwierzęciu wystarczająco dużo czasu na powrót do zdrowia po znieczuleniu.
Podczas wykonywania operacji w znieczuleniu ogólnym u spontanicznie oddychającego zwierzęcia ważna jest szybkość. Dlatego niezbędne jest skrupulatne przygotowanie przed zabiegiem, a także wybór protokołu znieczulającego. Stosowanie ketaminy, medetomidyny, midazolamu i fentanylu w połączeniu ze znieczuleniem miejscowym powoduje wystarczające znieczulenie i analgezję, podczas gdy zwierzę nadal oddycha spontanicznie. W porównaniu z często opisywanym stosowaniem ketaminy i ksylazyny, schemat ten skutkuje lepszą analgezją oraz zmniejszeniem zachorowalności i śmiertelności okołooperacyjnej. Ważne jest, aby przed uśpieniem zwierzęcia mieć pod ręką wszystkie instrumenty i leki (w tym środek znieczulający) pod ręką.
Ze względu na zmianę pozycji zwierząt podczas operacji (zmiana pozycji z leżącej na bok i z powrotem) istnieje ryzyko zachłyśnięcia się treści żołądkowej do płuc. Z tego powodu protokół obejmuje również zastosowanie sondy żołądkowej, która jest szybkim i łatwym sposobem ochrony zwierzęcia przed zachłyśnięciem i zmniejszenia śmiertelności okołooperacyjnej.
Aby zachować sterylność podczas zmiany pozycji, miejsca, w których zwierzę jest dotykane, muszą być przykryte sterylnymi zasłonami, rękawice muszą zostać zmienione lub zmiana pozycji musi być wykonana przez inną osobę, która nie jest sterylna.
Monitorowanie saturacjiØ 2 ma również ogromne znaczenie podczas zabiegu. Ułożenie głowicy wymagane do wizualizacji cypla i okrągłej wnęki okiennej może spowodować niedrożność dróg oddechowych, z którą można łatwo sobie poradzić, jeśli zostanie odpowiednio wcześnie zidentyfikowana.
Zazwyczaj podczas operacji zwierzęta tracą dużą ilość płynów ustrojowych (np . krwi, płynu pozakomórkowego, moczu). Dlatego protokół substytucji płynów wprowadzony w tym manuskrypcie stanowi dobrze tolerowaną metodę stabilizacji hemodynamiki zwierząt i wspiera ich szybki powrót do zdrowia po znieczuleniu.
W celu uniknięcia pomyłek podczas wykonywania pomiarów audiometrycznych zaleca się podłączenie tego samego pinu złącza do określonej elektrody podczas każdego zabiegu.
Jednym z ograniczeń tej metody jest stosunkowo duża zmienność pooperacyjnych przesunięć progu słyszenia, która często nie koreluje dobrze z percepcją chirurga. Mimo że ta zmienność wyników przypomina sytuację u pacjentów z implantem ślimakowym ze szczątkowym słuchem, nie jest w pełni zrozumiałe, jakie są przyczyny zmiennych wyników. 16,17,18 Ogólnie rzecz biorąc, zmienność zmniejsza się wraz z upływem czasu i doświadczeniem chirurga. Ważne jest, aby unikać nadmiernych sił podczas wkładania elektrody, co można osiągnąć dzięki niskiej prędkości wkładania. Ponieważ staranne wprowadzenie elektrody implantu ślimakowego może skutkować jedynie bardzo ograniczonym ubytkiem słuchu, prezentowany protokół opisuje wielokrotne wprowadzanie elektrody, co powoduje wyższy i bardziej przewidywalny ubytek słuchu. Ten ubytek słuchu jest najbardziej wyraźny w obszarze wysokich częstotliwości, od 16 do 32 kHz. Ponieważ uraz wewnątrzślimakowy zależy od głębokości wkłucia, należy wziąć pod uwagę morfologię ślimaka i podejście (ślimak kontra wprowadzenie okrągłego okienka). Wprowadzenie elektrody CI przez błonę z okrągłym okienkiem, zwykle wykonywane w implantacji ślimakowej z zachowaniem słuchu u ludzi, zostało również zastosowane w modelu świnki morskiej. 19 Ponieważ błona okienka okrągłego jest ukryta w śwince morskiej, a wprowadzenie elektrody przez błonę okienka okrągłego powoduje niekorzystny kąt wprowadzenia, wiercenie w ślimakomii prowadzi do bardziej przewidywalnych przesunięć progu słyszenia. W protokole tym proponuje się użycie skalpela zamiast wiertła do otwierania pęcherza bębenkowego, ponieważ powoduje to zmniejszenie ekspozycji na hałas w uchu, które ma być wszczepione. We wszystkich uszach z implantami należy przeprowadzić ocenę histologiczną ucha wewnętrznego pod kątem reakcji ciała obcego na elektrodę, ilości komórek rzęsatych i komórek zwojowych spirali, a także urazów struktur takich jak blaszka spiralna kości i szybkość translokacji elektrod, ponieważ wyniki te ułatwiają lepsze zrozumienie mierzonych wyników funkcjonalnych. 12,20
Oświadczenia
Christoph Arnoldner i Clemens Honeder są stypendystami grantu badawczego MED-EL Austria. Elektrody użyte w niniejszej publikacji zostały dostarczone przez firmę MED-EL Austria. Pozostali autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Autorzy pragną podziękować Sandrze Peiritsch za opiekę nad zwierzętami i Noelani Peet za pisanie tekstów medycznych. Z wdzięcznością dziękujemy za wsparcie finansowe ze strony Austriackiego Funduszu Naukowego (grant FWF P 24260-B19) oraz MED-EL Austria.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Skala | |||
| Inuflatator | |||
| Golarka | |||
| Przyssawka | |||
| Powidon Roztwór | |||
| Laryngoskop | |||
| alkoholowy | |||
| Rurka żołądkowa | Fr 06, Lg 80 cm | ||
| Chirurgiczny mikroskop | |||
| Wiertło | |||
| 0,5 mm Frez | |||
| 1 mm Frez | |||
| Płyta | |||
| Pulsoksymetr | |||
| Klej tkankowy | |||
| Cement dentystyczny w proszku | |||
| Płyn do cementu dentystycznego w proszku | |||
| Kauteryzacja bipolarna Kompres | |||
| z gazy | |||
| Wacik | |||
| Miska | |||
| Drut złoty izolowany | teflonem99.99 % złota, średnica: 0,125 mm, izolacja: 0,016 mm, PTFE (politetrafluoroetylen) | ||
| Skalpel z ostrzem nr 10 | |||
| Skalpel z ostrzem nr 15 | |||
| Nożyczki | |||
| Kleszcze | |||
| Kleszcze opatrunkowe | |||
| Kleszcze | |||
| Delikatne kleszcze opatrunkowe 2X | |||
| Micro kleszcze | |||
| Śrubokręt | |||
| średnica: 1 mm | |||
| Zwijacz | |||
| Sonda | |||
| Szpatułka | |||
| Uchwyt | |||
| 5-0 szwy wchłanialne | |||
| Igła 23G | |||
| Igła 27G | |||
| Medetomidyna 1 mg/ml | 0,36 mg/kg | ||
| Midazolam g mg/ml | 1,2 mg/kg | ||
| Fentanyl 50 µ g/ml | 0,036 mg/kg | ||
| Ketamina 100 mg/ml | 12 mg/kg | ||
| Lidokaina (znieczulenie miejscowe) | 4 mg/kg | ||
| Atipamezol 5 mg/ml | 1 mg/kg | ||
| Flumazenil 0,1 mg/ml | 0,1 mg/kg | ||
| Enrofloksacyna 100 mg/ml | 7 mg/kg | ||
| Buprenorfina 0,3 mg/ml | 0,05 mg/kg | ||
| Sól fizjologiczna (w temperaturze ciała) | 12,5 ml/kg (przed operacją) | ||
| Glukoza 5% (przed operacją, w temperaturze ciała) | 12,5 mL/kg | ||
| Sól fizjologiczna (w temperaturze ciała) | 25 ml/kg (po operacji) |
Bibliografia
- Stevens, G., et al. Global and regional hearing impairment prevalence: an analysis of 42 studies in 29 countries. Eur J Public Health. 23 (1), 146-152 (2013).
- Ciorba, A., Bianchini, C., Pelucchi, S., Pastore, A. The impact of hearing loss on the quality of life of elderly adults. Clin Interv Aging. 7, 159-163 (2012).
- Arnoldner, C., et al. Electric acoustic stimulation in patients with postlingual severe high-frequency hearing loss: clinical experience. Adv Otorhinolaryngol. 67, 116-124 (2010).
- Kral, A., O'Donoghue, G. M. Profound deafness in childhood. N Engl J Med. 363 (15), 1438-1450 (2010).
- DeMason, C., et al. Electrophysiological properties of cochlear implantation in the gerbil using a flexible array. Ear Hear. 33 (4), 534-542 (2012).
- Eshraghi, A. A., et al. Pattern of hearing loss in a rat model of cochlear implantation trauma. Otol Neurotol. 26 (3), discussion 447 442-447 (2005).
- Mistry, N., Nolan, L. S., Saeed, S. R., Forge, A., Taylor, R. R. Cochlear implantation in the mouse via the round window: effects of array insertion. Hear Res. 312, 81-90 (2014).
- Wysocki, J. Topographical anatomy of the guinea pig temporal bone. Hear Res. 199 (1-2), 103-110 (2005).
- Heffner, H. E., Heffner, R. S. Hearing ranges of laboratory animals. J Am Assoc Lab Anim Sci. 46 (1), 20-22 (2007).
- Van Beek-King, J. M., Bhatti, P. T., Blake, D., Crawford, J., McKinnon, B. J. Silicone-coated thin film array cochlear implantation in a feline model. Otol Neurotol. 35 (1), 45-49 (2014).
- Marx, M., et al. Cochlear implantation feasibility in rhesus macaque monkey: anatomic and radiologic results. Otol Neurotol. 34 (7), 76-81 (2013).
- Honeder, C., et al. Effects of sustained release dexamethasone hydrogels in hearing preservation cochlear implantation. Hear Res. , (2016).
- Ris, L., Capron, B., de Waele, C., Vidal, P. P., Godaux, E. Dissociations between behavioural recovery and restoration of vestibular activity in the unilabyrinthectomized guinea-pig. J Physiol. 500, (Pt 2) 509-522 (1997).
- Jin, Z., Mannstrom, P., Skjonsberg, A., Jarlebark, L., Ulfendahl, M. Auditory function and cochlear morphology in the German waltzing guinea pig. Hear Res. 219 (1-2), 74-84 (2006).
- Honeder, C., et al. Effects of intraoperatively applied glucocorticoid hydrogels on residual hearing and foreign body reaction in a guinea pig model of cochlear implantation. Acta Otolaryngol. 135 (4), 313-319 (2015).
- Moteki, H., et al. Long-term results of hearing preservation cochlear implant surgery in patients with residual low frequency hearing. Acta Otolaryngol. 137 (5), 516-521 (2017).
- Eshraghi, A. A., et al. Clinical, surgical, and electrical factors impacting residual hearing in cochlear implant surgery. Acta Otolaryngol. 137 (4), 384-388 (2017).
- Reiss, L. A., et al. Morphological correlates of hearing loss after cochlear implantation and electro-acoustic stimulation in a hearing-impaired Guinea pig model. Hear Res. 327, 163-174 (2015).
- Chang, M. Y., et al. The Effect of Systemic Steroid on Hearing Preservation After Cochlear Implantation via Round Window Approach: A Guinea Pig Model. Otol Neurotol. 38 (7), 962-969 (2017).
- Eshraghi, A. A., Yang, N. W., Balkany, T. J. Comparative study of cochlear damage with three perimodiolar electrode designs. Laryngoscope. 113 (3), 415-419 (2003).
Przedruki i uprawnienia
