Tutaj demonstrujemy protokół standaryzacji procedur pobierania próbek z ustalonego modelu ostrego zawału mięśnia sercowego u świń, aby zwiększyć jego wartość translacyjną w zrozumieniu patofizjologii niedokrwienia mięśnia sercowego/uszkodzenia reperfuzyjnego i przetestować nowych kandydatów na leki.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Udoskonalenie modelu zawału mięśnia sercowego u świń w zamkniętej klatce piersiowej poprzez standaryzację procedur pobierania próbek tkanek i krwi
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Uszkodzenie reperfuzji niedokrwiennej mięśnia sercowego (I/R) przyczynia się do prawie połowy obszaru martwiczego po zawale mięśnia sercowego. Do tej pory nie ma zatwierdzonego leku zapobiegającego lub zmniejszającego uszkodzenie mięśnia sercowego. Badanie i zrozumienie patofizjologicznych mechanizmów uszkodzenia I/R mięśnia sercowego jest niezbędne do opracowania skutecznych metod leczenia. Eksperymenty na dużych zwierzętach są ważnym krokiem w metodach translacyjnych. Świński model ostrego zawału mięśnia sercowego został ustalony i opisany przez nas samych i innych. Naszym celem było dalsze zwiększenie wartości modelu poprzez szczegółowe skupienie się na technikach próbkowania do wykorzystania w przyszłych eksperymentach. Ponadto kładziemy nacisk na małe, ale ważne kroki, które mogą wpłynąć na jakość końcowych wyników. Aby naśladować sytuację kliniczną uszkodzenia I/R mięśnia sercowego, wprowadzono cewnik przezskórnej interwencji wieńcowej (PCI) do lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej (LAD) znieczulonej świni. °°°Model ten naśladuje ostry zawał mięśnia sercowego i leczenie PCI u ludzi z możliwością dokładnego określenia obszaru ryzyka, a także martwiczej i żywotnej tkanki niedokrwiennej. W tym przypadku model został wykorzystany do zbadania wpływu bicyklicznego inhibitora peptydowego FXIIa. Model można również zmodyfikować, aby umożliwić dłuższy czas reperfuzji w celu zbadania późniejszych skutków zawału mięśnia sercowego.
Wprowadzenie
Choroba niedokrwienna serca, w szczególności ostry zawał mięśnia sercowego (MI), jest główną przyczyną zgonów w krajach rozwiniętych 1. Obecnie standardowym sposobem leczenia zawału serca jest przezskórna interwencja wieńcowa (PCI), leczenie cewnikiem balonowym. Jednym z kluczowych czynników wpływających na jakość życia i rokowanie pacjentów po ostrym zawale mięśnia sercowego leczonym PCI jest wielkość zawału. Zmniejszenie rozmiaru może mieć ogromny wpływ na przeżywalność i rokowanie pacjenta 2. Uszkodzenie mięśnia sercowego, niedokrwienie/reperfuzja (I/R) ma znaczący wpływ na wielkość zawału, dlatego jednym z głównych celów badań sercowo-naczyniowych jest zapobieganie lub zmniejszanie uszkodzenia I/R mięśnia sercowego 3. Dokładne mechanizmy uszkodzenia I/R są nadal badane 4. Aktywacja kaskad osocza i komórek śródbłonka jest cechą charakterystyczną uszkodzenia I/R 5. Aktywacja systemu krzepnięcia jest wyraźnie zaangażowana 6,7. Ostatnio rola FXII, jako wczesnego peptydu biorącego udział w aktywacji kaskady krzepnięcia w fazie kontaktowej, została pokazana w szczurzym modelu FXII knock out uszkodzenia mózgu I/R 8. Walidacja tych wyników w modelu świni jest ważnym krokiem w kierunku przełożenia klinicznego. Dlatego testujemy nowy bicykliczny (proteaza 80 kDa) inhibitor FXIIa w kontekście uszkodzenia I/R mięśnia sercowego w badaniu pilotażowym.
Modele zwierzęce, które naśladują sytuację kliniczną leczenia ostrym zawałem mięśnia sercowego i PCI, są niezbędne do lepszego zrozumienia patofizjologii uszkodzenia mięśnia sercowego I/R i do testowania nowych opcji leczenia. Świnie stanowią dobry model zwierzęcy do klinicznego uszkodzenia mięśnia sercowego I/R. Dzieje się tak nie tylko dlatego, że ich serca są bardzo podobne do ludzkich serc pod względem anatomii i krążenia wieńcowego, ale także wykazują podobne patofizjologiczne reakcje na niedokrwienie mięśnia sercowego i reperfuzję 9,10. Inne modele, takie jak szczury i myszy, nie spełniają tych kryteriów i wykazują znaczne różnice w porównaniu z ludzkimi sercami 11,12, podczas gdy psy na przykład mają znacznie więcej pobocznych naczyń wieńcowych w porównaniu z ludźmi 13.
Model ostrego zawału mięśnia sercowego u świń był szeroko stosowany w badaniach sercowo-naczyniowych do badania choroby niedokrwiennej serca, w tym uszkodzenia mięśnia sercowego I/R 14,15,16,17. Ten ostatni jest stanem zapalnym, z powodu którego niezbędne jest zminimalizowanie reakcji zapalnej związanej ze sternotomią lub torakotomią stosowaną w chirurgii na otwartej klatce piersiowej. Model zamkniętej klatki piersiowej wykorzystujący kliniczne ustawienie angiografii ramienia C rozwiązuje ten problem. Co więcej, jednym z najważniejszych punktów jest to, że nasz protokół zapewnia dokładne rozróżnienie między niedokrwiennymi (obszar zagrożony, AAR) i nieniedokrwiennymi obszarami lewej komory (obszar niezagrożony, ANR), dzięki czemu można dokładnie określić rozmiar zawału (martwicza tkanka niedokrwienna, NIT). Celem niniejszej pracy jest jasne zdefiniowanie powtarzalnej metodologii modelu uszkodzenia mięśnia sercowego u świń, w szczególności w odniesieniu do pobierania próbek tkanki mięśnia sercowego, co pozwoli na bardziej precyzyjną analizę molekularnych mechanizmów uszkodzenia mięśnia sercowego i jaśniejszy obraz efektów nowych terapii lekowych.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
1. Zwierzęta:
Wszystkie zwierzęta były traktowane zgodnie z wytycznymi szwajcarskiego prawa krajowego. Badania zostały zatwierdzone przez lokalną komisję ds. doświadczeń na zwierzętach kantonu Berno (pozwolenie nr 1). BYĆ 25/16).
Użyj dużych białych świń obu płci (~30 ± 5 kg). Podziel zwierzęta na ślepo na dwie grupy, z których jedna otrzymuje bicykliczny (proteaza 80 kDa) inhibitor FXIIa lub leczenie z wyboru, a druga nieaktywną kontrolę.
2. Zabieg chirurgiczny (Rysunek 1)
- Znieczulenie i przygotowanie zwierzęcia:
- Pościć zwierzęta przez 12 godzin przed rozpoczęciem eksperymentu.
- Zwierzę należy poddać premedykacji ketaminę w dawce 20 mg/kg i ksylazynę w dawce 2 mg/kg w postaci wstrzyknięcia domięśniowego w szyję za pomocą strzykawki o pojemności 10 ml. Zapisz wagę i płeć zwierzęcia.
- Wywołać znieczulenie, wstrzykując 0,5 mg/kg Midazolamu i 0,05 mg/kg Atropiny do żyły usznej. Zaintubuj zwierzę rurką dotchawiczą.
- Utrzymuj znieczulenie poprzez wentylację mechaniczną za pomocą respiratora (O2 / powietrze 1:3, Sevorane 1,5%), rurki do dróg oddechowych 7 - 8 mm i filtra. Dostosuj frakcję wdychanego tlenu (FiO2) do 35%, a objętość oddechową do 6-10 ml / kg.
- Głębokość znieczulenia ocenia się jako odpowiednią w przypadku braku motorycznych lub autonomicznych reakcji na szczypanie nosa. Odruchy powiekowe i napięcie żuchwy były również stale monitorowane, koncentrując się na rozluźnieniu tonu żuchwy i braku odruchów powiekowych. Temperatura ciała była stale monitorowana, a utrzymanie normotermii (38-38,5 °C) zapewniono za pomocą pasywnego ogrzewania (izolujące koce i ciepłe butelki).
- Rozwiń tętnice szyjne po obu stronach, jak wcześniej opisał Koudstaal i jego współpracownicy, kroki od 3-1 do 3-318, tętnice szyjne po obu stronach i kaniuluj je osłonką 7F. Kankaniuj lewą żyłę szyjną za pomocą osłonki 7F do pobierania próbek krwi żylnej.
- Podać dożylnie w bolusie dawkę 250 μg fentanylu przeciwbólowego przez centralną linię żylną, a następnie 250 μg/h w ciągłym wlewie dożylnym za pomocą pompy infuzyjnej. Monitoruj temperaturę ciała, tętno i rytm za pomocą 3-odprowadzeniowego elektrokardiogramu (EKG), ciśnienie tętnicze i centralne ciśnienie żylne podczas całego eksperymentu.
- Za pomocą standardowych probówek do pobierania krwi należy pobrać następujące wyjściowe próbki krwi z linii żylnej: 5 ml osocza cytrynianowego i 2,9 ml osocza EDTA do odpowiednich probówek. Natychmiast odwirować przy 2 000 x g przez 15 minut w temperaturze 4 °C. Pobrać 2,9 ml krwi do probówki surowiczej i pozostawić do koagulacji przez 30 minut w temperaturze pokojowej przed odwirowaniem, jak opisano powyżej.
- Podzielić 200 μl osocza lub surowicy na probówki o pojemności 500 μl i przechowywać wszystkie próbki w temperaturze -80 °C do dalszej analizy.
- Pobrać 0,5 ml krwi z linii tętniczej za pomocą specjalnych strzykawek do analizy gazometrii krwi (BGA) do pomiaru BGA za pomocą urządzenia BGA zgodnie z instrukcjami producenta.
- Pobrać 0,5 ml krwi z linii żylnej za pomocą standardowej strzykawki o pojemności 2 ml i natychmiast przenieść ją do wkładu ACT za pomocą igły 30 G. Włóż napełniony wkład do urządzenia ACT, aby zmierzyć czas krzepnięcia zgodnie z instrukcjami producenta. Zobacz Rysunek 2 dla punktów czasowych.
- Podać 5000 j.m. niefrakcjonowanej heparyny do linii żylnej za pomocą strzykawki o pojemności 2 ml i pozostawić zwierzęciu do ustabilizowania się przez 20 minut przed rozpoczęciem eksperymentu MI.
- Monitoruj ACT co 30-45 minut, jak wspomniano w 2.1.11. Wstrzyknąć dożylnie 2500 j.m. heparyny niefrakcjonowanej, jeśli ACT wynosi < 180 s.
- Eksperyment z zawałem mięśnia sercowego
- Do wykonania zabiegu wieńcowego należy użyć standardowego sprzętu do fluoroskopii ramienia C (program koronarografii, kąt 0°, 12 klatek na sekundę, ~70 kV) - lub alternatywnie dedykowanego systemu do angiografii.
- Za pomocą wskazówek fluoroskopowych wprowadzić cewnik ciśnieniowy (5F, 120 cm) przez wcześniej umieszczoną osłonkę w lewej tętnicy szyjnej. Przesuń go do lewej komory. Podłącz cewnik ciśnieniowy do systemu akwizycji, aby zarejestrować ciśnienie w lewej komorze. System akwizycji musi w sposób ciągły obliczać i rejestrować tętno, rozwinięte ciśnienie, maksimum dP/dt (kurczliwość lewej komory) i minimum dP/dt (rozluźnienie lewej komory) podczas całego eksperymentu. Zapisuj wartości bazowe przez 10 minut.
- Wprowadzić cewnik prowadzący 6F (100 cm, EB3.75) przez wcześniej umieszczoną osłonkę do prawej tętnicy szyjnej. Przesuń go do lewej tętnicy wieńcowej, aby dotrzeć do lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej (LAD) pod kontrolą promieniowania rentgenowskiego. Wstrzyknąć środek kontrastowy za pomocą strzykawki o pojemności 20 ml przez cewnik prowadzący, aby wykonać wyjściową koronarografię.
UWAGA: Wstrzykiwanie środka kontrastowego odbywało się ręcznie, ale można było również użyć dedykowanego systemu wtryskiwaczy mocy. - Oceń rozmiar LAD na monitorze rentgenowskim, aby wybrać odpowiedni rozmiar cewnika do przezskórnej interwencji wieńcowej (PCI). Należy używać balonów PCI o długości 15-25 mm i średnicach od 2 do 3,5 mm w zależności od rozmiaru LAD. Zamontować cewnik PCI i prowadnik wieńcowy (F 014/J, 175 cm). Połącz cewnik PCI z urządzeniem do napełniania wstępnie napełnionym środkiem kontrastowym.
UWAGA: Średnicę LAD można zmierzyć bezpośrednio na skalibrowanym monitorze za pomocą linijki, a następnie odpowiednio dobrać rozmiar balonu PCI. - Wprowadzić zmontowany system z 2.2.4 do światła cewnika prowadzącego. Wsuń prowadnik do LAD, aż wyjdzie poza drugą ukośną gałąź LAD.
- Użyj wskazówek fluoroskopowych, aby przesunąć cewnik PCI, aż dotrze on mniej więcej do środka LAD. Wybierz miejsce blokowania LAD w zależności od anatomii naczyń wieńcowych, zwykle po drugiej, czasami po pierwszej gałęzi ukośnej (Rysunek 3), aby uzyskać podobny procent AAR lewej komory (LV).
UWAGA: Wybór miejsca blokowania zależy od długości ukośnych gałęzi, a tym samym od obszaru tkanki, który jest zaopatrywany w krew przez odpowiednią gałąź. W przypadku długiej, rozwidlonej pierwszej gałęzi po przekątnej miejsce blokowania będzie znajdować się tuż za tym. W przypadku krótszej pierwszej gałęzi ukośnej, blokowanie odbywa się po drugiej przekątnej. - Usuń prowadnik, a następnie zwiększ ciśnienie w urządzeniu do pompowania do 7-10 barów, aby napompować balon cewnika PCI i wywołać niedokrwienie mięśnia sercowego na 1 godzinę. Stopniowo zwiększaj FiO2 do 50-60% między 15 a 40 minutami niedokrwienia. Utrzymuj objętość oddechową na poziomie 6-10 ml/kg.
UWAGA: Ta procedura zmniejszy występowanie dodatkowych skurczów i zmniejszy częstotliwość migotania komór. - Nagraj sekwencję wideo trwającą 5-10 s podczas wstrzykiwania środka kontrastowego przez cewnik prowadzący, aby uzyskać angiogram balonu cewnika PCI na miejscu tuż po rozpoczęciu niedokrwienia; powtórz po 10 minutach niedokrwienia, aby sprawdzić całkowitą niedrożność dystalnego LAD do balonu cewnika PCI.
- Uważnie obserwować zwierzę w celu natychmiastowego wykrycia i leczenia (2.2.10) zaburzeń rytmu serca. Dodatkowe skurcze zwykle występują i zwiększają częstość (>3 na minutę) między 20 a 40 minutami po indukcji niedokrwienia mięśnia sercowego. Jeśli tak się stanie, delikatnie masuj szyję po obu stronach tuż pod policzkiem. W większości przypadków będzie to wystarczające do przywrócenia regularnego bicia serca, prawdopodobnie poprzez stymulację baroreceptorów nerwu błędnego zlokalizowanych na tętnicy szyjnej wspólnej.
- Jeśli zaburzenia rytmu serca przekształcą się w migotanie komór, użyj zewnętrznego, dwufazowego defibrylatora, aby przywrócić rytm zatokowy. Bezpośrednio przed zastosowaniem wstrząsu należy wykonać 5-10 uciśnięć klatki piersiowej za pomocą elektrod defibrylacyjnych w celu napełnienia naczyń wieńcowych natlenioną krwią, a następnie wstrząsu o natężeniu 150 J (dla zwierząt o wadze 30 kg).
- W razie potrzeby powtórz czynność i zwiększ energię do 175 J po 3wstrząsie. Użyj wyższych ustawień energii dla cięższych zwierząt.
- Pięć minut przed końcem czasu niedokrwienia powtórzyć pobieranie krwi, o którym mowa w ppkt 2.1.8-2.1.13. Wstrzyknąć substancję badaną (albo bicykliczny inhibitor FXIIa, albo grupę kontrolną 4 mg/kg, zrobić to na ślepo) dożylnie przez centralną linię żylną i przepłukać linię 20 ml soli fizjologicznej.
- Pobrać jedną próbkę cytrynianu osocza (jak wspomniano w ppkt 2.1.8 i 2.1.9) 4 minuty po wstrzyknięciu substancji w ppkt 2.2.12.
- Wykonać angiogram (2.2.3) w celu potwierdzenia okluzji LAD, a następnie opróżnić balon cewnika PCI i usunąć ten cewnik z cewnika prowadzącego. Potwierdzić perfuzję LAD dystalnie do miejsca niedrożności za pomocą angiogramu natychmiast po opróżnieniu i usunięciu balonu cewnika PCI, 10 minut później, gdy objawy niedokrwienia mięśnia sercowego były widoczne w EKG przez więcej niż 5 minut i bezpośrednio przed ponownym zamknięciem LAD.
- Pozwól na reperfuzję niedokrwionego mięśnia sercowego przez 2 godziny. Pobrać próbki osocza i surowicy po 10, 30, 60 i 115 minutach reperfuzji (2.1.8 i 2.1.9). Monitoruj BGA po 60 i 115 minutach (2.1.10).
- Ponownie włóż cewnik PCI wraz z prowadnikiem do dokładnie tej samej pozycji, która jest używana w przypadku niedokrwienia. Napompować balon cewnika PCI jak poprzednio i potwierdzić okluzję LAD za pomocą angiogramu (2.2.3). Usuń cewnik ciśnieniowy z lewej komory i zatrzymaj nagrywanie.
- Wstrzyknąć 100 ml 2% Evans Blue w roztworze soli fizjologicznej buforowanej fosforanem (PBS, pH 7,4) do centralnej linii żylnej. Około 30 s później, gdy całe zwierzę zmieni kolor na niebieski, wstrzyknij 40 ml 20% KCl w celu eutanazji zwierzęcia. Śmierć została potwierdzona przez brak sygnałów EKG i fal tętna.
3. Techniki pobierania próbek
- Ekstrakcja, preparacja i pobieranie próbek serca (ryc. 4)
- Wykonaj sternotomię, aby odsłonić serce. Postępuj zgodnie z protokołem opisanym wcześniej przez Koudstaala i współpracowników, kroki 8-2 i 8-318. Rozciąć osierdzie podczas sprawdzania pod kątem nieprawidłowości, które mogą wynikać z wcześniejszego zapalenia osierdzia, i wykluczyć zwierzę z dalszej oceny.
- Opróżnij i usuń PCI, a także cewnik prowadzący. Wytnij serce do dalszej analizy. Przeciąć żyłę główną i usunąć krew za pomocą pompy ssącej, a następnie przeciąć wszystkie duże naczynia łączące serce z ciałem.
- Opłucz serce wewnątrz i na zewnątrz solą fizjologiczną o temperaturze pokojowej. Waż całe serce.
- W ciągu 30-40 minut pokrój serce na plastry o grubości około 3-5 mm od wierzchołka do struny ścięgnistej zastawki mitralnej, prostopadle do osi długiej za pomocą ostrego noża.
- Uważaj, aby zawsze umieszczać serce w tej samej orientacji z brzuszną stroną skierowaną do góry, aby zachować orientację ciętych próbek (Rysunek 5).
- Sfotografuj wycinki serca za pomocą cyfrowej lustrzanki jednoobiektywowej.
- Odetnij prawą komorę (wyrzuć, ponieważ nie jest potrzebna). Sfotografuj plastry lewej komory i zważ wszystkie plastry na całkowitą masę lewej komory.
- Rozróżnij tkankę dodatnią w kolorze niebieskim Evansa i ujemną w kolorze niebieskim Evansa we wszystkich sekcjach. Rozetnij plastry, aby oddzielić tkankę niedokrwienną (Evans Blue ujemna) od nieniedokrwiennej (Evans Blue dodatnia) za pomocą skalpela.
- Najpierw przeanalizuj ujemne sekcje Evans Blue (obszar niedokrwienny zagrożony, AAR). Zważ je wszystkie i włóż do plastikowego pojemnika.
- Przykryj plastry w całości 100-150 ml (w zależności od wielkości serca) roztworu chlorku trifenylotetrazolowego (2 g TTC, 16 g dekstranu, masa cząsteczkowa 48000-90000, w 200 ml PBS, świeżo przygotowanych), tak aby kawałki serca mogły swobodnie poruszać się wewnątrz roztworu. Przykryć pojemnik i inkubować przez 20 minut w temperaturze 37 °C, delikatnie wstrząsając.
- Podczas tego 20-minutowego czasu inkubacji zważyć fragmenty dodatnie w skali Evansa (obszar niezagrożony, ANR), pobrać próbki do osadzenia w Tissue-Tek (wybrać najbardziej odległą część urazu) i przechowywać w temperaturze -80 °C do dalszej analizy. Resztę przenieś do 4% roztworu formaldehydu i przechowuj w temperaturze pokojowej do sekcji histologicznych.
- Usunąć kawałki AAR z roztworu TTC. Tkanka barwiona na czerwono jest żywotną tkanką niedokrwienną (VIT), a tkanka niebarwiona jest tkanką martwiczo-niedokrwienną (NIT). Wytnij 2 małe kawałki (bloki o długości 2-3 mm) zarówno z NIT, jak i VIT, zanurz je w Tissue -Tek i przechowuj w temperaturze -80 °C do dalszej analizy. Próbki te powinny mieć taką samą masę.
- Resztę kawałków (wszystkie plastry pochodzące z AAR) przymocować do pojemnika ze styropianu i całkowicie przykryć 4% roztworem formaldehydu na 24 godziny w temperaturze pokojowej w dygestorium. Kawałki powinny pozostać płaskie do dokumentacji fotograficznej w następnym kroku.
- Następnego dnia sfotografuj obie strony kawałków aparatem o wysokiej rozdzielczości z tym samym ustawieniem zoomu i odległością od tkanki (to samo powiększenie). Dodaj automatyczne paski skali do wszystkich obrazów. Wszystkie pręty muszą mieć tę samą długość.
UWAGA: Aparat o wysokiej rozdzielczości powinien być podłączony do oprogramowania, które automatycznie dodaje podziałkę do każdego zdjęcia.
- Obliczanie rocznego sprawozdania z działalności i wielkości zawału
- % AAR lewej komory = (masa AAR w g/ masa lewej komory w g)* 100.
- Użyj oprogramowania ImageJ, aby obliczyć całkowitą powierzchnię zarówno AAR, jak i NIT (obie strony każdego elementu) na podstawie zdjęć.
- Dostosuj podziałkę liniową, wybierając długość podziałki liniowej za pomocą linii prostej z narzędzia kąta. Wybierz z menu Analizuj > Ustaw skalę i wstaw znaną odległość oraz jednostkę podziałki liniowej. Wybierz "globalny", aby ta sama skala została zastosowana do wszystkich zdjęć.
- Zaznacz całą powierzchnię tkanki za pomocą narzędzia do zaznaczania z wolnej ręki, aby obliczyć AAR. Należy uważać, aby nie uwzględnić boku (wysokość) tkanki i/lub tkanki tłuszczowej (ryc. 6-C).
- Ustaw pomiar, wybierając "obszar" i "wyświetl etykietę" z menu Analizuj > Ustaw pomiary. Zmierz pole powierzchni za pomocą narzędzi Analizuj > Mierz.
- Powtórz krok 3.2.5, aby zmierzyć NCW (zaznacz tylko niezabarwioną tkankę). Uwaga: Nie uwzględniaj tkanki tłuszczowej (ryc. 6-D) w obliczeniach NIT. Powtórz ten krok po drugiej stronie tkanki.
- Oblicz średni AAR i NIT dla każdego fragmentu tkanki.
- Wartości uzyskane z ppkt 3.2.7 należy wykorzystać do obliczenia NCW jako procentu AAR:%NIT AAR = (Σ średnia powierzchnia NCW w cm2/ Σ średnia powierzchnia AAR w cm2)* 100.
- Dwóch różnych badaczy powinno powtórzyć powyższą metodę. Dopuszczalny margines różnicy wynosi < 10%.
- Markery niedokrwienia
- Użyć próbek osocza EDTA, które były wcześniej przechowywane w temperaturze -80 °C (2.1.9), aby zmierzyć poziom sercowej troponiny-I przy użyciu testu typu Luminex z pojedynczą pleksą, jak opisano wcześniej 19.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Jedno zwierzę padło przedwcześnie przed podaniem inhibitora FXIIa lub peptydu kontrolnego z powodu błędu technicznego (nagły spadek ciśnienia tętniczego podczas niedokrwienia, przed dodaniem substancji testowej). Jedno zwierzę zostało wykluczone z grupy inhibitora FXIIa, ponieważ nie zaobserwowano u niego uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego ze względu na nieprawidłową anatomię lewej tętnicy wieńcowej przedniej zstępującej (LAD). U tego zwierzęcia znaczna część lewej komory, w tym jej...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Uszkodzenie I/R mięśnia sercowego ma istotny wpływ na ostateczną wielkość zawału, co bezpośrednio przekłada się na rokowanie pacjenta po ostrym zawale mięśnia sercowego3. Zrozumienie patofizjologii uszkodzenia I/R mięśnia sercowego jest pierwszym krokiem do jego zmniejszenia lub zapobieżenia. Uraz I/R mięśnia sercowego jest ostrym stanem, który występuje bezpośrednio po reperfuzji niedrożnych naczyń. Uszkodzenie I/R prowadzi do aktywacji wrodzonej odpowiedzi immunologicznej, a uszkodzenie komórek ...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.
Podziękowania
Autorzy pragną podziękować profesorowi Christianowi Heinisowi za dostarczenie inhibitora FXIIa i odpowiedniej kontroli. Serdecznie dziękujemy również Olgice Beslac, dr Danielowi Mettlerowi i Kay Nettelbeck z Oddziału Chirurgii Eksperymentalnej Wydziału Badań Biomedycznych Uniwersytetu w Bernie za wsparcie techniczne. Celine Guillod i Matthias Rausch z Oddziału Radiologii Diagnostycznej, Interwencyjnej i Dziecięcej Szpitala Uniwersyteckiego w Bernie w Inselspital zapewnili wsparcie w zakresie sprzętu i technik rentgenowskich. Projekt ten został sfinansowany przez Szwajcarską Narodową Fundację Nauki, nr projektu 320030_156193. Chcielibyśmy również podziękować Panu Reto Haenni z działu komunikacji i marketingu, Szpital Uniwersytecki w Bernie, Inselspital za nagranie wideo naszego eksperymentu.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| ABL 90 Flex, analizator parametrów krytycznych | Radiometr-Gazometr | - Gazometria krwi (BGA) | |
| ACT Plus | Medtronic-Aktywowany | czas krzepnięcia | |
| Atropin | Sintetica-Atropinum | Sulfas, 0,5 mg / ml | |
| Waga (20-500 kg) | Waga NAGATA, Tiwan | HTB/HTR | Można stosować alternatywne produkty |
| Waga (21-4200 g) | METTLER TOLEDO, Szwajcaria | MS4002SDR | Można stosować produkty alternatywne |
| Probówki do pobierania krwi: EDTA, cytrynian i surowica | S-Monovette, Nuembrecht, Niemcy | 05.1167.001, 05.1071.001 i 05.1557.001 | Można stosować produkty alternatywne Można stosować produkty alternatywne |
| BV Pulsera mobile C-arm | Można stosować produkty alternatywne Philips-Alternative | stosować | |
| wirówki | Labcare, Wielka Brytania | ALC PK120R | Można stosować produkty alternatywne |
| Defibrylator Lifepak 12 | stosować produkty Medtronic-Alternative | ||
| Dekstran z Leuconostoc mesenteroides | Sigma-Aldrich, Niemcy | D3759 | Średnia M.wt 48000-90000 |
| Cyfrowa lustrzanka jednoobiektywowa | Sony, Tajlandia | DSLR-A500/A550 | Można stosować alternatywne produkty |
| Kleszcze preparacyjne | Można stosować alternatywne produkty | ||
| Cewnik dylatacyjny EMPIRA RX PCI | Cordis, Johnson& Johnson, USA | 85R15300S | Średnica 3 mm, długość 15 mm, Można stosować alternatywne produkty |
| Cewnik dylatacyjny EMPIRA RX PCI | Cordis, Johnson& Johnson, USA | 85R15350S | Średnica 3,5 mm, długość 15 mm, Można stosować produkty alternatywne |
| Evans Blue | Sigma-Aldrich, Niemcy | E2129 | Toksyczny |
| półmaska oddechowa premium Fabius GS | Drä ger, Lü beck, Niemcy | - | Stacja robocza anestezjologii, Można stosować produkty alternatywne |
| Fentanyl | Inselspital ISPI-Fentanyl | 2500mcg / 50ml | |
| Instytut Patologii Formaldehydu, Uniwersytet w Bernie | SI148701 | Można stosować alternatywne produkty | |
| Inhibitor FXIIa | Dostarczone przez laboratorium prof. Christiana Heinisa w EPFL | Nowatorski peptyd bicykliczny | |
| Galeo, prowadnik wieńcowy | Biotronik, Niemcy | 125497 | Można stosować produkty alternatywne |
| Cewnik naprowadzający | Boston Scientific, Floryda, USA | 34356-06 | 6F (100 cm, EB3.75). Można stosować produkty alternatywne |
| Heparyna Sód | Drossapharm, Bazylea, Szwajcaria-Liquemin | , 25000 U.I./5 ml | |
| Wysokiej klasy elektrochirurgia | BOWA, Niemcy | ARC 400 | Źródło elektryczne do odsysania krwi. Można stosować produkty alternatywne |
| Filtr oddechowy Hydro-Guardmini | Intersurgical, Litwa | 1745000 | Filtry |
| Obraz J | Narodowy Instytut Zdrowia, USA | 1.47v | Można stosować produkty alternatywne |
| Urządzenie do pompowania, Atrion QL2530 | Produkt medyczny Atrion, Alabama, USA | 96402 | Można stosować produkty alternatywne |
| IntelliVue MP 70 | Philips, Boeblingen, | Germany-Monitor | (EKG, tętno, ciśnienie krwi i temperatura ciała). Można stosować produkty alternatywne |
| KCl | Sintetica SA | - | Chlorek potasu 15% |
| Ketamina | Vetoquinol-Narketan | , 1 ml / 100 mg | |
| LR-ACT | Specjalne strzykawki | Medtronic | 402-01 |
| Midazolam | Roche-Dormicum, 5 mg / ml | ||
| Skalpel | Można stosować produkty alternatywne | ||
| na igłę | Można zastosować alternatywne produkty | ||
| Kamera o wysokiej rozdzielczości, PathStand Macro Imaging Stand do obrzydliwego | obrazowania punktowego, USA | 1080 p HD. Można stosować produkty alternatywne | |
| PBS | Przygotowanie | własne-Można | stosować produkty alternatywne |
| Kaniula żylna obwodowa, 18 G | Można stosować produkty alternatywne | ||
| System akwizycji danych PowerLab 4/35 | Adinstruments, Spechbach, | ||
| Heidolph, Niemcy | 544-41200-00 | Shaker. Alternatywnie można użyć | |
| Rü schelit-Super Safety Clear Tube | Teleflex, Dublin, Irlandia | 112480 | Rurki powietrzne, Można stosować produkty alternatywne |
| Bezpieczne strzykawki z aspiratorem Pico | Radiometer | 956-622 | Specjalne strzykawki BGA |
| Sól | fizjologiczna Sintetica Bioren-NaCl | 0,9%. Można stosować produkty alternatywne | |
| Sevorane 1,5% | AbbVie AG-Sevorane | 250ml 100% | |
| Sheath | Cordis, Johnson& Johnson, USA | 504-607 A | AVANTI + / 7 F, Można stosować produkty alternatywne |
| Kosmiczna pompa infuzyjna | B.Braun Medical AG, | Niemcy-Do | infuzji fentanylu. Można stosować produkty alternatywne |
| SPR-350 (cewnik Millar) | Adinstruments, Teksas, USA | 840-8166 | MIKRO-TIP, 5F, 120 cm |
| Piła | Można stosować alternatywne produkty | ||
| Szwy | ETHICON, Johnson& Johnson, Stany Zjednoczone | Y3110H | Monocryl 3-0 SH-1 Plus. Można stosować alternatywne produkty |
| Strzykawki (20, 10 i 5 ml) | CODAN,Baar, Szwajcaria | 62.7602, 62.6616, 62.5607 odpowiednio | Służy do wstrzykiwania materiałów znieczulających domięśniowo lub bezpośrednio do centralnej linii żylnej. Również do wstrzykiwania heparyny lub FXIIa lub odpowiedniej kontroli. Można stosować produkty alternatywne |
| Rozpieracz | Można stosować produkty alternatywne | ||
| Tissue-tek | SAKURA, Holandia | 4583 | Związek O.C.T. |
| Kleszczyki | Można stosować produkty alternatywne | ||
| Środki kontrastowe Xenetix 300 | Guerbet, Zü bogaty, | Szwajcaria-Lobitridol, 300 mg jodku/ml | |
| Ksylazyna | Vetochinol-Xylapan | , 20mg/1 mL | |
| 2,3,5-trifenylotetrazolium choride | Sigma-Aldrich, Austria | T8877 | |
| 500 μ Rurki L (eppendorf) | Trefflab, Szwajcaria | 96.08185.9.03 | Można stosować alternatywne produkty |
Bibliografia
- Mozaffarian, D., et al. Heart Disease and Stroke Statistics-2016 Update. Circulation. 133, e338-e360 (2016).
- Miller, T. D., et al. Infarct size after acute myocardial infarction measured by quantitative tomographic 99mTc sestamibi imaging predicts subsequent mortality. Circulation. 92, 334-341 (1995).
- Ovize, M., et al. Postconditioning and protection from reperfusion injury: where do we stand? Position Paper from the Working Group of Cellular Biology of the Heart of the European Society of Cardiology. Cardiovasc Res. 87, 406-423 (2010).
- Neri, M., Riezzo, I., Pascale, N., Pomara, C., Turillazzi, E. Ischemia/Reperfusion Injury following Acute Myocardial Infarction: A Critical Issue for Clinicians and Forensic Pathologists. Mediators Inflamm. 2017, 1-14 (2017).
- Yang, Q., He, G. -W., Underwood, M. J., Yu, C. -M. Cellular and molecular mechanisms of endothelial ischemia/reperfusion injury: perspectives and implications for postischemic myocardial protection. Am J Transl Res. 8, 765-777 (2016).
- Massberg, S., et al. Platelet-Endothelial Cell Interactions During Ischemia/Reperfusion: The Role of P-Selectin. Blood. 92, 507-515 (1998).
- Wang, J., et al. Antithrombin is protective against myocardial ischemia and reperfusion injury. J Thromb and Haemost. 11, 1020-1028 (2013).
- Hopp, S., et al. Targeting coagulation factor XII as a novel therapeutic option in brain trauma. Ann Neurol. 79, 970-982 (2016).
- Crick, S. J., Sheppard, M. N., Ho, S. Y., Gebstein, L., Anderson, R. H. Anatomy of the pig heart: comparisons with normal human cardiac structure. J Anat. 193 (Pt 1), 105-119 (1998).
- Heusch, G., Skyschally, A., Schulz, R. The in-situ pig heart with regional ischemia/reperfusion - ready for translation. J Mol Cell Cardiol. 50, 951-963 (2011).
- Poirier, P. Exercise, heart rate variability, and longevity: the cocoon mystery? Circulation. , 2085-2087 (2014).
- Milani-Nejad, N., Janssen, P. M. L. Small and large animal models in cardiac contraction research: advantages and disadvantages. Pharmacol Ther. 141, 235-249 (2014).
- Bloor, C. M., White, F. C. Functional development of the coronary collateral circulation during coronary artery occlusion in the conscious dog. Am J Pathol. 67, 483-500 (1972).
- Banz, Y. Locally targeted cytoprotection with dextran sulfate attenuates experimental porcine myocardial ischaemia/reperfusion injury. Eur Heart J. 26, 2334-2343 (2005).
- Krombach, G. A., Kinzel, S., Mahnken, A. H., Günther, R. W., Buecker, A. Minimally Invasive Close-Chest Method for Creating Reperfused or Occlusive Myocardial Infarction in Swine. Invest Radiol. 40, 14(2005).
- Suzuki, Y., Lyons, J. K., Yeung, A. C., Ikeno, F. In vivo porcine model of reperfused myocardial infarction: in situ double staining to measure precise infarct area/area at risk. Catheter Cardiovasc Interv. 71, 100-107 (2008).
- McCall, F. C., et al. Myocardial infarction and intramyocardial injection models in swine. Nat Protoc. 7, 1479-1496 (2012).
- Koudstaal, S., et al. Myocardial infarction and functional outcome assessment in pigs. J Vis Exp. , e51269(2014).
- Kamat, P., et al. Dexrazoxane Shows No Protective Effect in the Acute Phase of Reperfusion during Myocardial Infarction in Pigs. PLoS One. 11, e0168541(2016).
- Carden, D. L., Granger, D. N. Pathophysiology of ischaemia-reperfusion injury. J Pathol. 190, 255-266 (2000).
- Pérez de Prado, A., et al. Closed-chest experimental porcine model of acute myocardial infarction-reperfusion. J Pharmacol Toxicol Methods. 60, 301-306 (2009).
- Lown, B., Levine, S. A. The carotid sinus. Clinical value of its stimulation. Circulation. 23, 766-789 (1961).
- Regueiro-Purriños, M., et al. Ventricular Arrhythmias and Mortality Associated with Isoflurane and Sevoflurane in a Porcine Model of Myocardial Infarction. J Am Assoc Lab Anim Sci. , (2011).
- Roberts, L. N. Evans blue toxicity. Can Med Assoc J. 71, 489-491 (1954).
- Ellenbroek, G. H. J. M., et al. Primary Outcome Assessment in a Pig Model of Acute Myocardial Infarction. J Vis Exp. , e54021(2016).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
