Artykuł metodologiczny

Skuteczność odpędzania powietrznego u dwóch ryb łososiowatych: pstrąga tęczowego (Oncorhynchus mykiss) i pstrąga potokowego (Salmo trutta morpha fario)

7.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/56894

⸱

16 września 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Gamete and Embryo Biology, Institute of Animal Reproduction and Food Research, Polish Academy of Science, 2Department of Salmonid Fish Research, The Stanisław Sakowicz Inland Fisheries Institute

W tym artykule

Podsumowanie

Głównym celem tego badania jest standaryzacja i przetestowanie metody pneumatycznej (air stripping) zbierania jaj u pstrąga tęczowego i pstrąga potokowego. Metoda ta pozwala na skuteczne i proste pobranie jaj bez konieczności wykonywania masażu brzucha ryb.

Streszczenie

Zbieranie jaj jest jedną z najważniejszych procedur podczas rozmnażania ryb w wylęgarniach łososiowatych. Klasyczne metody polegają na zastosowaniu masażu dłoni na brzuchu ryb w celu wydalenia jaj. Alternatywna metoda wykorzystuje ciśnienie gazu wstrzykiwanego do jamy ciała, co powoduje późniejsze uwolnienie jaj. Uważa się, że metoda ta ma mniejszy negatywny wpływ zarówno na dobrostan, jak i jakość jaj wylęgowych. W niniejszym artykule porównano wyniki metod odpędzania powietrznego i ręcznego w odniesieniu do rocznej przeżywalności oraz ilości i jakości ikry u dwóch ryb łososiowatych: pstrąga tęczowego (Oncorhynchus mykiss) i pstrąga potokowego (Salmo trutta morpha fario). Nasze wyniki wskazują, że stripping powietrzny przyniósł lepszą jakość ikry i wyższą roczną przeżywalność pstrąga tęczowego. Ponadto stripping powietrzny skutkował niższą śmiertelnością niż w grupie poddanej strippingowi ręcznemu (25% vs. 35%). pH i szybkość wylęgu w grupie odizolowanej ręcznie były niższe niż w grupie pozbawionej powietrza. W przypadku pstrąga potokowego jakość ikry uzyskanej zarówno metodą ręczną, jak i metodą pasowania powietrznego była podobna; Jednak roczne straty ryb były wyższe w grupie ryb pozbawionych powietrza (15% w porównaniu do 0% w grupie ryb odrywanych ręcznie). Chociaż korzyści płynące z metody odpędzania powietrznego w porównaniu z usuwaniem ręcznym pod względem jakości jaj mogą nie być obserwowane w przypadku wszystkich gatunków łososiowatych, procedura oddzielania powietrznego może być obiecującą opcją do zastosowania w wylęgarniach, ponieważ zapewnia wysoki poziom powtarzalności i wydajności.

Wprowadzenie

Pstrąg tęczowy (Oncorhynchus mykiss) i pstrąg potokowy (Salmo trutta morpha fario) należą do rodziny łososiowatych (Salmonidae) 1. Produkcja tych dwóch gatunków w światowej akwakulturze szybko się rozwija ze względu na ich znaczenie handlowe i rekreacyjne. W Polsce produkcja ryb łososiowatych wynosi około 20 000 ton, przy czym dominującym gatunkiem jest pstrąg tęczowy. Z drugiej strony pstrąg potokowy stanowi główne źródło zasobów ryb słodkowodnych w Europie ze względu na jego wartość handlową w akwakulturze i znaczenie dla wędkarstwa. W wielu ekosystemach wodnych istnienie populacji pstrąga potokowego jest zagrożone. W rezultacie, sztuczne rozmnażanie zostało zastosowane do odtworzenia lokalnych populacji tego gatunku2.

Pstrąg tęczowy i pstrąg potokowy osiągają dojrzałość płciową zwykle w wieku trzech lat, przy czym samce dojrzewają o rok wcześniej niż samice1. W sztucznych warunkach jaja i plemniki pstrąga tęczowego i pstrąga potokowego są zwykle zbierane poprzez delikatny masaż brzucha. W praktyce, na małą skalę, metoda zbierania jaj metodą ręcznego usuwania jest opłacalna. Jednak na dużą skalę metoda ręcznego usuwania izolacji może być pracochłonna i wyczerpująca. W rezultacie technika ta może skutkować rozbiciem jaj z powodu zmęczenia pracowników wylęgarni. Pękanie komórek jajowych często prowadzi do spadku pH płynu jajnikowego i uwalniania żółtka jaja, co negatywnie wpływa na zapłodnienie jaj3. Co więcej, ta tradycyjna metoda pobierania jaj (wielokrotne uciskanie odwłoka) może również powodować śmiertelność stad wylęgowych spowodowaną infekcją skóry związaną z pogorszeniem bariery ochronnej śluzu.

Pneumatyczna metoda zbierania jaj została po raz pierwszy użyta w Australii w 1957 roku4. Metoda opiera się na wstrzykiwaniu gazów (powietrza, azotu lub tlenu) do jamy ciała w celu wydalenia jaj za pomocą ciśnienia gazu. Ta szybka i łatwa technika została z powodzeniem zastosowana u ryb łososiowatych bez żadnych negatywnych skutków ubocznych dla fish4. Ostatnio metoda ta została zastosowana u dzikich gatunków (szczupak północny, Esox lucius) do zbierania dojrzałych jaj w sztucznych warunkach5. Wykazano, że jaja pozbawione powietrza miały wyższe wskaźniki zapłodnienia i wylęgu w porównaniu z jajami ogołoconymi ręcznie, niezależnie od roztworu użytego do zapłodnienia (roztwór Woynarowicza, bufor Billarda lub woda z wylęgarni)5.

Głównym celem tego badania było przetestowanie pneumatycznej metody zbierania ikry u pstrąga tęczowego i potokowego w porównaniu z tradycyjną metodą ręcznego strippingu. Porównano skuteczność obu metod (ilość pozyskanych jaj i czas pobrania, jakość gamet (pH płynu jajnikowego), a także wskaźnik wylęgu i śmiertelność po tarle).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Procedury zostały przeprowadzone zgodnie z Lokalną Komisją ds. Etyki Doświadczeń na Zwierzętach w Olsztynie, Polska.

1.Przygotowanie sprzętu

  1. Użyć strzykawki i igły do wstrzyknięcia gazu do jamy ciała ryby.
  2. Ustaw ciśnienie gazu na 0,5 bara i utrzymuj to ciśnienie poniżej 1 bara przez cały czas.
  3. Kontroluj przepływ powietrza. W przypadku ryb łososiowatych 1,5 l/min jest najbardziej efektywną prędkością wysysania gazów. Utrzymuj optymalną prędkość, ponieważ wyższa prędkość może nie doprowadzić do uzyskania wszystkich jaj, podczas gdy mniejsza prędkość może niepotrzebnie wydłużyć procedurę.
  4. Połączyć strzykawkę z przykręcaną igłą (o średnicy 0,8-1,2 mm), aby uniknąć odklejenia się igły spowodowanego ciśnieniem gazu.

2. Tarło powietrzne

  1. Znieczulić rybę 0,2% propycyną. Umieść rybę w łaźni wodnej z 0,2% proppiscyną i poczekaj, aż ryba przestanie reagować.
  2. Ostrożnie wysusz przed tarłem, wycierając suchą bawełnianą szmatką.
  3. Ułóż rybę na pochyłym łóżku pod kątem około 35-40°, bokiem ogonem do dołu. Delikatnym pchnięciem odwłoka ryby sprawdź wypływ jaj z dróg rodnych. Jeśli jaja nie są obecne, ryby nie powinny być tarło.
  4. Umieść pojemnik pokryty siatką poniżej brodawki rybnej, aby zebrać jaja.
  5. Szybko wbić igłę poniżej płetw brzusznych.
  6. Swobodnie usuwaj jaja za pomocą gazu, aż z ciała ryby zostaną usunięte tylko pojedyncze jaja.
  7. Delikatnie masuj brzuch, aby usunąć nadmiar gazu z ciała ryby.
  8. Po tarle delikatnie przenieś rybę do zbiornika z przepływem wody. Ryby wypuszczone do zbiornika po tarle powietrznym mogą początkowo pływać na powierzchni wody. Po kilku minutach ryba uwalnia pozostały gaz podczas pływania i zaczyna normalnie pływać.
    UWAGA: Uzyskane jaja są bardzo czyste i wolne od zanieczyszczeń krwią lub kałem.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Dojrzałe osobniki obu płci pstrąga tęczowego (wiek 2+, 170 ± 328 g) oraz pstrąga potokowego (wiek 3+, 190 ± 435 g) pozyskano z Salmonid Fish Hatchery (Rutki-Żukowo, Instytut Rybactwa Śródlądowego w Olsztynie, Polska). Samce i samice umieszczono w oddzielnych zbiornikach o objętości około 5 m³3Temperatura wody wynosiła 12±1 °CPrzed manipulacją ryby znieczulono 0,2% roztworem Propiscin. Ryby podzielono na dwie grupy. Część z nich poddano tradycyjnej metodzie pozyskiw...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Pneumatyczna metoda pobierania jaj od ryb, choć bardziej czasochłonna niż metoda tradycyjna (ręczne usuwanie jaj), może zapewnić wysoką jakość dojrzałych oocytów (ta praca). Jest to związane z niskim ryzykiem mechanicznego rozerwania jaj podczas stosowania tej procedury. Wysokie pH płynu jajnikowego, a także wzrost szybkości zapłodnienia świadczą o przydatności metody pneumatycznej. Ogólnie rzecz biorąc, metoda oddzielania jaj metodą powietrzną w procesie rozrodu ryb może być obiecującą opcją pod względem standaryzacji p...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Prezentowane badanie było wspierane przez Projekt "Pneumatyczna metoda strippingu ryb - możliwe zastosowanie, wpływ na jakość i ilość gamet oraz dobrostan ryb" (akronim: PNEUFISH) finansowany w ramach "Programu Operacyjnego Rozwój Sektora Rybołówstwa i Obszarów Przybrzeżnych 2007-2013" (OR-61724-OR1400001/10), środki przeznaczone na Instytut Rozrodu Zwierząt i Badań Żywności Polskiej Akademii Nauk, Olsztyn, Polska, przy wsparciu Biura COST (Food and Agriculture COST Action FA1205: AQUAGAMETE). Chcielibyśmy podziękować Stanleyowi Ifeanyi Ugwu za ogromne wsparcie w redagowaniu języka angielskiego. Podziękowania należą się również producentom animacji "Studio Filmowe Ruchome Obrazki".

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Glicyna czysta P.A.AVANTOR527560117bufor aktywujący plemniki Baza
Trizma Buforaktywujący plemnikiSigma AldrichT1503
Bioodczynnik chlorku soduSigma AldrichS5886bufor aktywujący plemniki
Bezwodny chlorek wapniaSigma AldrichC4901bufor aktywujący plemniki
Propiscyna (0,2% roztwór etomidatu)IRS Olsztyn, Polskanie wskazano
kompresoraThomas  Sheboigan WI Stany Zjednoczone DT/SR
Camozzi cRJUS U7J
ZEC T.P.U.  SH.98 
syrgineEFD7012118
Etap tarła w powietrzuBiopasz, PolskaPNEU001
Elektroda Orion Ross UltraThermo Scientific, Waltham, MA, USA8102BNUWP
Zawór redukcyjny 070800001882 Wąż powietrzny

Bibliografia

  1. Nelson, J. S. Fishes of the World. , 4th, JohnWiley and Sons, Inc. Hoboken, NJ, USA. (2006).
  2. García-Marín, J. L., Sanz, N., Pla, C. Proportions of native and introduced brown trout in adjacent fished and unfished Spanish rivers. Conservation Biology. 12, 313-319 (1998).
  3. Dietrich, G. J., Wojtczak, M., Slowinska, M., Dobosz, S., Kuzminski, H., Ciereszko, A. Broken eggs decrease pH of rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) ovarian fluid. Aquaculture. 273, 748-751 (2007).
  4. Zurbuch, P. E. A structure for easy fish recovery during drainage of an impoundment. Progressive FishCulturist. 27, 237-238 (1965).
  5. Cejko, B. I., et al. Effects of different stripping methods of female and activation medium on fertilization success in northern pike (Esox lucius). Czech Journal of Animal Sciences. 10, 481-486 (2016).
  6. Morisawa, S., Morisawa, M. Induction of potential for sperm motility by bicarbonate and pH in rainbow trout and chum salmon. Journal of Experimental Biology. 136, 13-22 (1988).
  7. Billard, R., Cosson, J., Perchec, G., Linhart, O. Biology of sperm and artificial reproduction in carp. Aquaculture. 129, 95-112 (1995).
  8. Iuchi, I., Ha, C. R., Sugiyama, H., Nomura, K. Analysis of chorion hardening of eggs of rainbow trout, Oncorhynchus mykiss. Development Growth and Differentiation. 38, 299-306 (1996).
  9. Wojtczak, M. A., Kowalski, R. K., Dobosz, S., Goryczko, K., Kuźminski, H., Glogowski, J., Ciereszko, A. Assessment of water turbidity for evaluation of rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) egg quality. Aquaculture. 242, 617-624 (2004).
  10. Tabrizi, E. N., Khara, H., Nezami, S. A., Lorestani, R., Shamspour, S. Broken Eggs Influence on Fertilization Capacity and Viability of Eggs, Turbidity and pH of Ovarian Fluid and Fertilization Water in the Endangered Caspian Brown Trout, Salmo Trutta Caspius. International Journal of Biology. 3 (1), 161-166 (2011).
  11. Carl, G. C. Beware of the broken egg! A possible cause of heavy losses of salmon eggs. Progresive Fish-Culturist. 53, 30-31 (1941).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

R czne wyciskaniepobieranie ikryci nienie gazutar o rybjako ikryprze ywalno jednoroczna

Powiązane artykuły