Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Szczurzy model ortotopowego przeszczepu wątroby z wykorzystaniem nowatorskiej techniki zespolenia magnetycznego do rekonstrukcji żyły głównej nadwątrobowej

10K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/56933

⸱

19 marca 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Shaanxi Provincial Center for Regenerative Medicine and Surgical Engineering, First Affiliated Hospital, Xi'an Jiaotong University, 2Institute of Advanced Surgical Technology and Engineering, First Affiliated Hospital, Xi'an Jiaotong University, 3Department of Hepatobiliary Surgery, First Affiliated Hospital, Xi'an Jiaotong University, 4Organ Transplantation Center, Tianjin First Center Hospital

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Rekonstrukcja żyły głównej nadwątrobowej (SHVC) pozostaje trudnym krokiem w ortotopowym przeszczepie wątroby u szczurów. W tym artykule przedstawiamy krok po kroku protokół rekonstrukcji SHVC u szczurów przy użyciu nowatorskiej techniki zespolenia magnetycznego.

Streszczenie

Szczurzy model ortotopowego przeszczepu wątroby (OLT) jest niezbędny do badań nad przeszczepami. Jest to bardzo wyrafinowany model zwierzęcy i wymaga stromej krzywej uczenia się. Wprowadzenie techniki mankietowej do zespolenia żyły wrotnej (PV) i żyły podwątrobowej (IHVC) znacznie uprościło procedurę przeszczepu u szczurów. Jednak ze względu na krótką przednią ścianę żyły nadwątrobowej biorcy (SHVC), technika mankietu jest bardzo trudna do zastosowania w rekonstrukcji SHVC. Większość badaczy w tej dziedzinie nadal stosuje technikę szycia ręcznego do rekonstrukcji SHVC, co sprawia, że jest to wąskie gardło w ortotopowym przeszczepie wątroby u szczurów. Technika zespolenia magnetycznego (czyli magnamozy) to metoda łączenia dwóch naczyń za pomocą siły przyciągania między dwoma magnesami. Nasze ostatnie badanie wykazało, że technika zespolenia magnetycznego jest lepsza od techniki szwu ręcznego w rekonstrukcji SHVC u szczurów. W tym artykule przedstawiamy krok po kroku protokół rekonstrukcji SHVC u szczurów przy użyciu nowatorskiej techniki zespolenia magnetycznego. W tym modelu rekonstrukcję PV i IHVC wykonano standardową techniką mankietową, natomiast rekonstrukcję przewodu żółciowego (BD) wykonano techniką stentu. Nie przeprowadzono rearterializacji wątroby. Technika zespolenia magnetycznego znacznie ułatwiła rekonstrukcję SHVC i znacznie skróciła fazę wątrobową. Po rozsądnej krzywej uczenia się, nawet badacze bez zaawansowanych umiejętności mikrochirurgicznych mogą uzyskać wiarygodne i powtarzalne wyniki przy użyciu tego szczurzego modelu OLT.

Wprowadzenie

Szczurzy model ortotopowego przeszczepu wątroby (OLT) jest niezbędny do badań nad przeszczepami1,2. Pierwszy szczurzy OLT został opisany przez Lee et al. w 1973 roku3. W tym modelu wszystkie naczynia zostały zrekonstruowane techniką szwu ręcznego. Technika szycia ręcznego wymaga zaawansowanych umiejętności mikrochirurgicznych, co znacznie ogranicza jej zastosowanie. Od tego czasu zgłoszono różne modyfikacje oryginalnego protokołu OLT u szczurów. Wśród nich technika mankietowa do zespolenia żyły wrotnej (PV) i żyły głównej podwątrobowej (IHVC) opisana przez Kamada i wsp. w 1979 roku jest uważana za znaczne ulepszenie tego modelu, ponieważ znacznie uprościła procedury rekonstrukcji4. Jednak ze względu na krótką przednią ścianę żyły nadwątrobowej biorcy (SHVC), technika mankietu jest bardzo trudna do zastosowania w rekonstrukcji SHVC. Większość badaczy w tej dziedzinie nadal używa techniki szycia ręcznego do rekonstrukcji SHVC, co sprawia, że jest to wąskie gardło w szczurzym OLT5,6,7.

Technika zespolenia magnetycznego (np. magnamoza) to metoda łączenia dwóch naczyń lub innych struktur rurowych za pomocą siły przyciągania między dwoma magnesami8,9,10,11. Siła magnetyczna stopniowo ściska i przekształca tkankę w mocne, pozbawione szwów zespolenie12,13. Udowodniono, że to zespolenie kompresyjne jest skuteczne u ludzi14,15. Zaprojektowaliśmy parę pierścieni magnetycznych specjalnie do zespolenia SHVC u szczurów. Nasze ostatnie badania wykazały, że technika zespolenia magnetycznego jest lepsza od techniki szwu ręcznego w rekonstrukcji SHVC u szczurów OLT16. Celem tego artykułu jest przedstawienie szczegółowego protokołu rekonstrukcji SHVC krok po kroku u szczurów przy użyciu nowatorskiej techniki zespolenia magnetycznego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Protokół został przeprowadzony zgodnie z Wytycznymi dotyczącymi opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych i został zatwierdzony przez Komitet ds. Etyki Eksperymentów na Zwierzętach Uniwersytetu Xi'an Jiaotong, Xi'an, prowincja Shaanxi, Chiny.

UWAGA: Żadna z procedur w tym protokole nie została wykonana pod mikroskopem chirurgicznym.

1. Przygotowanie przedoperacyjne

  1. Konstrukcja i kształt pierścieni magnetycznych (Rysunek 1)
    1. Zmontuj urządzenie do zespolenia magnetycznego, dopasowując parę pierścieni magnetycznych neodymowo-żelazowo-borowych.
    2. Zaprojektuj pierścienie zgodnie z parametrami szczura SHVC o średnicy osi głównej, średnicy osi mniejszej, grubości i wadze odpowiednio 8 mm, 5,5 mm, 1 mm, 0,5 g.
    3. Za pomocą techniki cięcia drutowo-elektrodowego należy wygiąć pierścienie do pożądanego kształtu, a następnie pokryć otrzymane pierścienie aerografem z tlenku tytanu i sterylizować tlenkiem etylenu o stężeniu 500 mg/l w temperaturze 55-60 °C przez 6 godzin.
  2. Mankiety (Rysunek 2)
    1. Przygotuj mankiet do zespolenia IHVC i PV, przecinając rurkę polietylenową. Upewnij się, że korpus mankietu ma długość 5 mm z przedłużeniem mankietu 2 mm.
      UWAGA: Średnice wewnętrzna i zewnętrzna mankietu PV wynoszą 1.8 i 2.1 mm, podczas gdy średnice mankietu IHVC wynoszą odpowiednio 2.6 i 2.8 mm.
  3. Stent (Rysunek 2)
    1. Przygotować stent do zespolenia BD, przecinając kaniulę dożylną 24-G o długości 5 mm, aby uzyskać skos na obu końcach.
  4. Zwierzęta doświadczalne
    1. Jako dawców i biorców należy używać samców szczurów Sprague Dawley o wadze od 250 do 280 g. Upewnij się, że biorca ma taką samą wagę lub jest nieco cięższy (< 10 g) niż dawca.
    2. Przed zabiegiem należy trzymać szczury w klimatyzowanych pomieszczeniach ze swobodnym dostępem do jedzenia i wody.

2. Operacja dawcy

  1. Buprenorfinę (0,05 mg/kg) należy wstrzyknąć podskórnie jako środek przeciwbólowy na 1 godzinę przed operacją.
  2. Znieczulić szczura dawcy przez inhalację izofluranu. Użyć 5% obj. izofluranu przy natężeniu przepływu 1,5 l/min w pudełku z pleksiglasu w celu indukcji znieczulenia i 2% obj. izofluranu o natężeniu przepływu 0,6-0,8 l/min na masce stożkowej w celu utrzymania znieczulenia. Potwierdź głębokość znieczulenia, wykonując szczypanie palców u nóg i szczypanie skóry.
  3. Ogol całą skórę brzucha szczura za pomocą golarki elektrycznej, aby umożliwić czystszą ekspozycję. Zdezynfekuj odpowiednią skórę roztworem jodu powidonu.
  4. Otwórz jamę brzuszną przez nacięcie w kształcie krzyża za pomocą nożyczek chirurgicznych od nasady prącia rozciągającej się do 1 cm powyżej wyrostka mieczykowatego wzdłuż linii białej, rozciągającej się od środka nacięcia podłużnego do linii środkowej pachy. Zewnętrz przewód pokarmowy po lewej stronie i przykryj go mokrą gazą.
  5. Zacisnąć i pociągnąć mieczykowate mostek w kierunku głowy za pomocą kleszczy hemostatycznych. Wypreparuj więzadło pospolite i tkanki łączne wokół wątroby. Wyizoluj i podwiąż lewą dolną żyłę przeponową za pomocą jedwabnego szwu 6-0.
  6. Wprowadzić stent do przewodu żółciowego.
    1. Zaciśnij BD tuż nad punktem, w którym żyła żołądkowo-dwunastnicza łączy się z żyłą wrotną i pociągnij ją, aby utrzymać niewielkie napięcie za pomocą mikrokleszczyków. Następnie wykonaj nacięcie w kształcie litery "V" o długości 1 mm na przedniej ścianie około 5 mm proksymalnie do zbiegu dróg żółciowych za pomocą mikronożyczek.
    2. Wprowadzić stent do światła przewodu żółciowego za pomocą zakrzywionych mikrokleszczyków. Upewnij się, że co najmniej połowa stentu znajduje się poza kanałem żółciowym.
    3. Zabezpiecz stent jedwabnym szwem 6-0. Odetnij jeden koniec szwu. Drugi trzymaj do przytrzymania podczas późniejszego zespolenia. Przeciąć przewód żółciowy poniżej stentu i upewnić się, że żółć może wydostać się ze stentu.
  7. Wyizolować IHVC do poziomu lewej żyły nerkowej. Uwolnij IHVC od przednich i bocznych tkanek otaczających przez rozwarstwienie patyczków kosmetycznych, aż IHVC zostanie zeszkieletowany. Oddziel i podwiąż prawą żyłę nadnerczową i prawą żyłę nerkową za pomocą jedwabnego szwu 6-0.
  8. Heparynizować szczura przez wstrzyknięcie 50 j. heparyny rozcieńczonej w 2 ml normalnego roztworu soli fizjologicznej przez żyłę grzbietową prącia.
  9. Perfuzja wątroby.
    1. Odizoluj aortę brzuszną poniżej lewej żyły nerkowej. Wprowadzić cewnik 22-G do aorty.
    2. Wykonaj torakotomię, zaciśnij aortę piersiową za pomocą mikrokleszczy.
    3. Przeprowadzić perfuzję wątroby dawcy przez cewnik w aorcie za pomocą 20 ml normalnego roztworu soli fizjologicznej zawierającego 25 j. heparyny (4 °C) z szybkością 3 ml/min za pomocą pompy infuzyjnej. W międzyczasie przeciąć żyłę główną poniżej prawej żyły nerkowej, aby umożliwić przepływ roztworu perfuzyjnego z wątroby.
    4. Przeciąć SHVC wraz z częścią przepony i IHVC na poziomie lewej żyły nerkowej, gdy wątroba dawcy stała się blada.
  10. Wypreparuj tkankę łączną otaczającą PV za pomocą dwóch mikrokleszczyków. Podwiązaj i podziel żyły odźwiernika za pomocą 8-0 szew prolenowy. Przeciąć PV na poziomie żyły śledziony. Wyciąć wątrobę dawcy i przepłukać ją zimnym, normalnym roztworem soli fizjologicznej. Umieścić go w zimnej kąpieli solankowej o temperaturze 4 °C.

3. Przygotowanie do przeszczepu

UWAGA: Wszystkie procedury przygotowania przeszczepu wątroby są wykonywane w zimnej kąpieli solankowej w temperaturze 4 °C.

  1. Przymocuj mankiet do IHVC dawcy (Rysunek 3).
    1. Włóż IHVC do mankietu z przedłużeniem mankietu skierowanym w stronę wątroby. Umieść przedłużenie mankietu na tylnej ścianie IHVC. Zamocuj przedłużenie mankietu i IHVC za pomocą zakrzywionych mikrokleszczyków przymocowanych za pomocą klipsa do pilnika do pojemnika do kąpieli.
    2. Wykonaj dystalny koniec IHVC nad korpusem mankietu za pomocą dwóch mikrokleszczyków.
    3. Zabezpiecz krawędź jedwabnym szwem 6-0. Upewnij się, że IHVC nie jest skręcony podczas procesu.
  2. Powtórz krok 3.1 na PV, aby przymocować mankiet do PV dawcy.
  3. Przymocuj pierścień magnetyczny do SHVC dawcy (Rysunek 4).
    1. Przeciągnij membranę przez cztery kleszcze i przytnij SHVC.
    2. Przełóż SHVC przez pierścień magnetyczny za pomocą mikrokleszczyków ze stopu tytanu.
    3. Evert dystalny koniec SHVC nad pierścieniem.
    4. Zabezpiecz pierścionek jedwabnym szwem 6-0. Upewnij się, że SHVC nie jest skręcony podczas tego procesu.
    5. Usuń nadmiar membrany wokół wątroby.
  4. Zanurzyć wątrobę dawcy w zimnej, normalnej kąpieli soli fizjologicznej i przechowywać w temperaturze 4 °C.

4. Operacja odbiorcy

UWAGA: Schemat implantacji przeszczepu u szczura biorcy jest pokazany w Rysunek 5.

  1. Buprenorfinę (0,05 mg/kg) należy wstrzyknąć podskórnie jako środek przeciwbólowy na 1 godzinę przed operacją. Znieczulić szczura dawcy przez inhalację izofluranu. Użyć 5% obj. izofluranu przy natężeniu przepływu 1,5 l/min w pudełku z pleksiglasu w celu indukcji znieczulenia i 2% obj. izofluranu o natężeniu przepływu 0,6-0,8 l/min na masce stożkowej w celu utrzymania znieczulenia.
  2. Ogol całą skórę brzucha szczura. Zdezynfekuj odpowiednią skórę roztworem jodu powidonu.
  3. Otwórz jamę brzuszną przez 4-centymetrowe nacięcie w linii środkowej. Umieść zwijacze brzuszne. Odciągnij żebra jak najdalej od linii środkowej.
  4. Zacisnąć i pociągnąć mieczykowate mostek w kierunku głowy za pomocą kleszczy hemostatycznych. Wypreparuj tkanki łączne i więzadła wokół wątroby. Podwiązać i podzielić więzadło wątrobowo-przełykowe. Podwiązać i podzielić tętnicę wątrobową za pomocą 8-0 szew prolenowy.
  5. Odizoluj wspólny przewód żółciowy od pierwszego wrotu wątroby. Umieść jedwabny szew 6-0 wokół wspólnego przewodu żółciowego tuż poniżej jego podziału i podwiąż wspólny przewód żółciowy.
  6. Wypreparuj IHVC aż do prawej żyły nerkowej. Podwiązaj i podziel prawą żyłę nadnercza. Umieść pasek w SHVC wątroby.
  7. Zacisnąć IHVC tuż nad prawą żyłą nerkową za pomocą klipsów do mikronaczyń. Zacisnąć PV na poziomie żyły odźwiernikowej za pomocą klipsów do mikronaczyń.
    1. Aby wypłukać krew z wątroby, powoli wstrzyknij 2 ml zwykłej soli fizjologicznej przez PV. Przeciągnij w dół wątrobę, pociągając za wcześniej umieszczony pasek. Zaciśnij SHVC i część membrany za pomocą zacisku Satinsky.
    2. Przeciąć IHVC w pobliżu miąższu i PV w guzie wątrobowym. Wyciąć wątrobę, przecinając SHVC tuż nad wątrobą. Szybko usuń wątrobę biorcy.
  8. Przymocuj pierścień magnetyczny do SHVC odbiorcy.
    1. Włóż pozostały SHVC odbiorcy do pierścienia magnetycznego.
    2. Zamocuj pierścień magnetyczny na zacisku Satinsky za pomocą przyciągania magnetycznego.
    3. Umieść SHVC nad pierścieniem magnetycznym, aż naczynie zakryje krawędź pierścienia.
  9. Przeszczep wątroby dawcy należy umieścić ortotopowo i przykryć zimną mokrą gazą.
  10. Napełnij światło SHVC dawcy i biorcy normalnym roztworem soli fizjologicznej. Dokładnie usuń pęcherzyki powietrza, aby zapobiec zatorowi powietrznemu. Zakończ rekonstrukcję SHVC, łącząc ze sobą pierścienie magnetyczne osadzone w SHVC dawcy i biorcy za pomocą siły magnetycznej.
  11. Zrekonstruuj fotowoltaikę.
    1. Przeciągnij prawą i lewą gałąź PV odbiorcy, ciągnąc 8-0 szew prolenowy w celu utrzymania napięcia PV.
    2. Przesunąć zacisk PV biorcy w dół od żyły odźwiernika do żyły śledziony, aby w pełni odsłonić żyłę.
    3. Naciąć przednią ścianę biorcy. Napełnij światło PV zwykłym roztworem soli fizjologicznej.
    4. Przytrzymaj przedłużenie mankietu PV dawcy za pomocą zakrzywionych kleszczy.
    5. Włóż korpus mankietu PV dawcy do PV biorcy, jednocześnie przepłukując światło PV zwykłą solą fizjologiczną.
    6. Zabezpiecz go obwodową jedwabną ligaturą 6-0. Przywróć przepływ krwi do wątroby przeszczepu, zwalniając zaciski na PV i SHVC.
  12. Powtórz krok 4.11 na IHVC, aby zrekonstruować IHVC.
  13. Zrekonstruuj przewód żółciowy za pomocą techniki stentu.
    1. Naciąć literę "V" na przedniej ścianie wspólnego przewodu żółciowego biorcy.
    2. Wprowadzić stent dawcy do światła biorcy BD i przymocować go jedwabnym szwem obwodowym 6-0. Pociągnij szwy na dwóch drogach żółciowych do siebie i zawiąż szwy, aby zbliżyć BD do siebie.
    3. Owiń tkankę sieci wokół miejsca zespolenia, aby zapobiec wyciekowi żółci.
  14. Przepłukać jamę brzuszną ciepłym normalnym roztworem soli fizjologicznej. Zamknij nacięcie brzucha w dwóch warstwach za pomocą ciągłego niewchłanialnego szwu chirurgicznego 3-0.
  15. Cefuroksym (antybiotyk) należy podać w dawce 16 mg/kg (antybiotyk) i 0,05 mg/kg buprenorfiny (lek przeciwbólowy) we wstrzyknięciu podskórnym bezpośrednio po operacji.
  16. Umieść szczura w czystej klatce i pozwól mu jeść i pić ad libitum.
  17. Cefuroksym (16 mg/kg) i buprenorfinę (0,05 mg/kg) należy wstrzykiwać do jamy brzusznej co 12 godzin przez 3 dni.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Po około 10 próbach technika magnetycznego zespolenia w celu rekonstrukcji SHVC została z powodzeniem opanowana przez badacza, który nie posiadał wcześniejszego przeszkolenia w zakresie mikrochirurgii. Rekonstrukcja SHVC zajęła mniej niż 2 min. Faza anhepatyczna u szczurów biorców trwała około 10 min. W miejscu zespolenia SHVC nie zaobserwowano zakrzepicy, krwawienia ani angiostenozy w 1., 5. i 30. dniu po reperfuzji. Kawografia żyły głównej dolnej została wykonana 2 tygodnie po transplan...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Wiele postępów klinicznych w transplantacji wątroby można przypisać badaniom na zwierzętach. Szczurzy OLT jest szeroko stosowanym i dobrze akceptowanym modelem w badaniach nad konserwacją narządów, immunologią transplantacyjną, fizjologią i patologią. Jest to jednak również bardzo skomplikowany zabieg i wymaga zaawansowanych umiejętności mikrochirurgicznych. Pomimo wielu ulepszeń w procedurze OLT u szczurów, zespolenie SHVC pozostało trudnym krokiem. W tym artykule opisano nowatorską technikę zespolenia magnetycznego do ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez granty z Programu Rozwoju Zespołu Innowacji Ministerstwa Edukacji Chin (No. IRT16R57), Chińska Narodowa Fundacja Nauk Przyrodniczych (nr 81470896) oraz fundusz badawczy na rzecz planów rekrutacji młodych talentów Uniwersytetu Xi'an Jiaotong (RW).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Aparat anestezjologicznyHarvard  stołowyZnieczulenie zwierząt
PLX7000B HF Mobilny cyfrowy system ramienia CPerlong MedicalPLX7000BJest używany głównie do angiografii i fotografii różnych operacji
: Pompa strzykawkowaMindrayBeneFusion SP5infuzji dożylnej
IsofluraneRWD life Science Co.znieczulenie: do indukcji i utrzymania znieczulenia
iohexolShanghai General Pharmaceutical Co  wewnątrznaczyniowe środki kontrastowe   
heparyna sodowa do wstrzykiwańSPH nr 1 Biochemiczne i Pharmaceutical Co., LTD   zapobiegać powstawaniu zakrzepicy 
cefuroksym Glaxo Operations UK Limited antybiotyk
buprenorfina TIPR Pharmaceutical Responsible Co., Ltdprzeciwbólowe zakrzywione
mikrokleszczeShanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp.W40350narzędzie chirurgiczne
kleszcze hemostatyczne (proste)Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp.J31010narzędzie chirurgiczne
kleszcze hemostatyczne (zakrzywione)Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp.Narzędzie chirurgiczneJ31020
Zacisk SatinskyShanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp.do narzędzi chirurgicznychXEC050
Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp.J32010uchwyt
na mikroigłęShanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp.WBA040kleszcze z ząbkiem do narzędzi chirurgicznych
Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp.J42010kleszczyki do tkanek narzędzi chirurgicznych
(z hakiem)Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp.J41010chirurgiczne
nożyczki do tkanekShanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp.Y00040narzędzie chirurgiczne
nożyczki chirurgiczneShanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp.Y00030mikronożyczki do narzędzi chirurgicznych
Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp.MR-S121TNarzędzie chirurgiczne
Klipsy do mikronaczyńShanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp.Narzędzie chirurgiczneXEC240
proste mikrokleszcze (stop tytanu)Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp.WCC010narzędzie chirurgiczne
zakrzywione mikrokleszcze  (stop tytanu)Shanghai Medical Instruments (Grupa) Ltd., Corp.Narzędzie chirurgiczneWCC020
do Uchwyt igły narzędzia chirurgicznego narzędzie

Bibliografia

  1. Aller, M. A., et al. A half century (1961-2011) of applying microsurgery to experimental liver research. World journal of hepatology. 4, 199-208 (2012).
  2. Aller, M. A., et al. The value of microsurgery in liver research. Liver international : official journal of the International Association for the Study of the Liver. 29, 1132-1140 (2009).
  3. Lee, S., Charters, A. C., Chandler, J. G., Orloff, M. J. A technique for orthotopic liver transplantation in the rat. Transplantation. 16, 664-669 (1973).
  4. Kamada, N., Calne, R. Y. Orthotopic liver transplantation in the rat. Technique using cuff for portal vein anastomosis and biliary drainage. Transplantation. 28, 47-50 (1979).
  5. Oldani, G., Lacotte, S., Morel, P., Mentha, G., Toso, C. Orthotopic liver transplantation in rats. Journal of visualized experiments : JoVE. , (2012).
  6. Nagai, K., Yagi, S., Uemoto, S., Tolba, R. H. Surgical procedures for a rat model of partial orthotopic liver transplantation with hepatic arterial reconstruction. Journal of visualized experiments : JoVE. , e4376(2013).
  7. Liu, X., He, C., Huang, T., Gu, J. Development of a New Technique for Reconstruction of Hepatic Artery during Liver Transplantation in Sprague-Dawley Rat. PloS one. 10, e0145662(2015).
  8. Jamshidi, R., Stephenson, J. T., Clay, J. G., Pichakron, K. O., Harrison, M. R. Magnamosis: magnetic compression anastomosis with comparison to suture and staple techniques. Journal of pediatric surgery. 44, 222-228 (2009).
  9. Pichakron, K. O., et al. Magnamosis II: Magnetic compression anastomosis for minimally invasive gastrojejunostomy and jejunojejunostomy. Journal of the American College of Surgeons. 212, 42-49 (2011).
  10. Gonzales, K. D., et al. Magnamosis III: delivery of a magnetic compression anastomosis device using minimally invasive endoscopic techniques. Journal of pediatric surgery. 47, 1291-1295 (2012).
  11. Wall, J., et al. MAGNAMOSIS IV: magnetic compression anastomosis for minimally invasive colorectal surgery. Endoscopy. 45, 643-648 (2013).
  12. Xue, F., et al. Choledochojejunostomy with an innovative magnetic compressive anastomosis: How to determine optimal pressure? World journal of gastroenterology. 22, 2326-2335 (2016).
  13. Yan, X., et al. Portacaval shunt established in six dogs using magnetic compression technique. PloS one. 8, e76873(2013).
  14. Dorman, R. M., Vali, K., Harmon, C. M., Zaritzky, M., Bass, K. D. Repair of esophageal atresia with proximal fistula using endoscopic magnetic compression anastomosis (magnamosis) after staged lengthening. Pediatric surgery international. 32, 525-528 (2016).
  15. Russell, K. W., Rollins, M. D., Feola, G. P., Scaife, E. R. Magnamosis: a novel technique for the management of rectal atresia. BMJ case reports. , (2014).
  16. Shi, Y., et al. Magnetic ring anastomosis of suprahepatic vena cava: novel technique for liver transplantation in rat. Transplant international : official journal of the European Society for Organ Transplantation. 28, 89-94 (2015).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

technika mankietowastent przewod w ciowychrearterializacja w trobyfaza anhepatycznaumiej tno ci mikrochirurgiczneprze ywalno pooperacyjna
Szczurzy model ortotopowego przeszczepu wątroby z wykorzystaniem nowatorskiej techniki zespolenia magnetycznego do rekonstrukcji żyły głównej nadwątrobowej
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.