Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Wykorzystanie ultradźwięków o wysokiej rozdzielczości do monitorowania początku i wzrostu guza w genetycznie modyfikowanych modelach raka trzustki

10.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/56979

⸱

7 kwietnia 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department Gastroenterology and Gastrointestinal Oncology, University Medical Center Goettingen

W tym artykule

Podsumowanie

Ten artykuł opisuje wykorzystanie ultradźwięków o wysokiej rozdzielczości u genetycznie modyfikowanych myszy z rakiem trzustki. Podstawowym celem jest dostarczenie szczegółowej instrukcji wykrywania i oceny endogennych nowotworów trzustki.

Streszczenie

LSL-KrasG12D/+; LSL-TRP53R172H/+; Mysi model Pdx-1-Cre (KPC) stanowi uznany i często stosowany model transgeniczny do oceny nowych terapii raka trzustki. Początek nowotworu jest zmienny w modelu KPC od 8 tygodni do kilku miesięcy. Dlatego potrzebne są nieinwazyjne narzędzia do obrazowania w celu przeprowadzenia badań przesiewowych pod kątem wystąpienia guza i monitorowania odpowiedzi na leczenie. Aby rozwiązać ten problem, w ostatnich latach pojawiły się różne podejścia. Ultradźwięki o wysokiej rozdzielczości mają wiele zalet, takich jak nieinwazyjność, krótki czas sesji i wysoka rozdzielczość obrazu bez ekspozycji na promieniowanie. Jednak ultrasonografia u myszy nie jest trywialna i wymagana jest wystarczająca wiedza anatomiczna i umiejętności praktyczne, aby z powodzeniem wykonywać ultrasonografię o wysokiej rozdzielczości w przedklinicznych modelach raka trzustki. W poniższym artykule przedstawiono szczegółowy praktyczny przewodnik po ultrasonografii jamy brzusznej w modelach mysich ze szczególnym uwzględnieniem modeli endogennego raka trzustki. Ponadto znajduje się podsumowanie typowych błędów i sposobów ich unikania.

Wprowadzenie

Genetycznie modyfikowane modele myszy zyskują coraz większe znaczenie w badaniach nad rakiem ze względu na ich zdolność do dokładnego podsumowania złożonej natury ludzkiej rakotwórczości1,2,3. Jeden z najczęściej stosowanych modeli do badania rozwoju, progresji i odpowiedzi terapeutycznej raka trzustki charakteryzuje się mutacją aktywującą onkogen Kras połączoną z inaktywacją supresora nowotworu p534. Ten LSL-KrasG12D/+; LSL-TRP53R172H/+; Mysi model Pdx-1-Cre (KPC) naśladuje stopniową progresję od przedinwazyjnych zmian śródnabłonkowej neoplazji trzustki (PanIN) do raka inwazyjnego. Fenotypowo prawie wszystkie myszy rozwijają PDAC w ciągu pierwszych sześciu miesięcy po urodzeniu. Jednak w porównaniu z modelami przeszczepionymi, model KPC ujawnia bardzo zmienny początek guza od 8 tygodni do kilku miesięcy4. Gdy guzy trzustki osiągną określony rozmiar (5-9 mm średnicy), wzrost guza gwałtownie przyspiesza i myszy będą musiały zostać włączone do badań przedklinicznych5. W związku z tym dokładne wykrycie początku i wielkości guza jest niezbędnym warunkiem wstępnym dla logistyki badań przedklinicznych i monitorowania terapii. Ogólnie rzecz biorąc, do przeprowadzenia badań przesiewowych i terapii nowotworów można zastosować kilka podejść, takich jak obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego (MRI)6, tomografia komputerowa7,8,9 lub ultrasonografia o wysokiej rozdzielczości może być zastosowana do przeprowadzenia badań przesiewowych i terapii nowotworów10. Każda technika ma swoje zalety i wady. Chociaż obrazowanie MRI lub tomografia komputerowa (CT) umożliwia pozyskiwanie danych o wysokiej rozdzielczości, a także dokładne obliczanie objętości, wymagany jest wydłużony czas badania w sedacji ogólnej i bardzo drogi sprzęt, który nie pozwala na częste skanowanie przez długi czas. W przeciwieństwie do tego, ultrasonografia małych zwierząt jest uznaną metodą, którą można zastosować do badań przesiewowych w kierunku patologii jamy brzusznej u myszy11. Zaletami tej metody obrazowania są krótki czas skanowania, wysoka rozdzielczość oraz możliwość wykorzystania ultrasonografii dopplerowskiej lub ultrasonografii ze wzmocnieniem kontrastowym (CEUS) do równoległej wizualizacji perfuzji narządów. Jednak do prawidłowej interpretacji obrazu wymagana jest wiedza anatomiczna, wyobraźnia 3D i gruntowne szkolenie praktyczne

.

W poniższym artykule przedstawiono szczegółowy protokół wykorzystania ultradźwięków o wysokiej rozdzielczości w modelu KPC. Ponadto standardowe obrazy ultrasonograficzne są przedstawiane i oznaczane strukturami narządów, aby ułatwić badaczowi orientację.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Ten protokół jest zgodny z wytycznymi dotyczącymi opieki nad zwierzętami w Uniwersyteckim Centrum Medycznym w Getyndze, Niemcy (33.9-42502-04-15/2056). W zależności od konkretnych wymagań poszczególnych komisji ds. oceny zwierząt, niektóre z etapów protokołu mogą być odpowiednio modyfikowane.

1. Badanie palpacyjne jamy brzusznej myszy KPC

  1. Aby uniknąć niepotrzebnych badań ultrasonograficznych, należy wykonać badanie palpacyjne brzucha myszy w celu zidentyfikowania myszy, które mogą mieć zmiany w jamie brzusznej, a następnie powinny zostać poddane badaniu ultrasonograficznemu jamy brzusznej.
    1. Wykonuj badanie palpacyjne jamy brzusznej co tydzień, począwszy od 8 tygodnia życia w modelu mysim KPC. Ultrasonografia o wysokiej rozdzielczości może być również stosowana w przeszczepionych modelach nowotworów (np. ortotopowych) lub innych genetycznie modyfikowanych modelach mysich.
      UWAGA: W zależności od kinetyki guza i celu badania (badanie prewencyjne, badanie interwencji terapeutycznej), wykrywanie bardzo małych guzów (1-2 mm) jest możliwe do monitorowania wystąpienia nowotworu przed badaniem palpacyjnym.
  2. Umieść mysz na siatce klatki i delikatnie unieś mysz za ogon i dotykaj brzucha, delikatnie poruszając się w górę i w dół palcem wskazującym i kciukiem ręki niemocującej (Rysunek 1).
  3. Jeśli mysz toleruje miękkie badanie dotykowe, kontynuuj, powoli zwiększając nacisk. Większy opór można łatwo wykryć w górnej i dolnej części brzucha. Czasami twardy kał może być błędnie interpretowany jako masa guza.

2. Przygotowanie miejsca pracy

  1. Zapewnij miejsce na co najmniej trzy różne jednostki robocze: obszar skanowania wstępnego, etap skanowania i klatkę odzyskiwania. Wymagany materiał jest przedstawiony w Rysunek 2.
  2. Wyczyść główną płytę roboczą (na przykład 70% etanolem) i włącz platformę grzewczą przed skanowaniem (Rysunek 3). Upewnij się, że temperatura docelowa 38-40 °C została osiągnięta przed przeniesieniem pierwszej myszy.
  3. Włącz aparat ultrasonograficzny i utwórz nowy folder dla pozyskanych danych (Rysunek 4). Ustawienie trybu B jest stosowane do obrazowania jamy brzusznej. Ponadto upewnij się, że przetwornik brzuszny jest podłączony do aktywnego portu maszyny. Zamocuj głowicę przetwornika w górnej części stage roboczego za pomocą systemu mocowania przetwornika.
  4. Przygotuj klatkę rekonwalescencji na płycie grzewczej lub macie termicznej (lub użyj lampy grzewczej), aby zapewnić termoregulację po zabiegu i szybki powrót do zdrowia zeskanowanych myszy. Umieść cienką warstwę tkanki jako poduszkę na dnie tej klatki, aby uniknąć zachłyśnięcia się ściółki z ryzykiem uduszenia (Rysunek 5).

3. Znieczulenie wziewne

  1. Kontynuuj, wkładając mysz do komory indukcyjnej. Otworzyć zawór przepływu nośnika gazu (1 l/min tlenu lub powietrza) i ustawić stężenie izofluranu na 4%, co pozwala na powolne zwiększanie nasycenia komory indukcyjnej. Upewnij się, że zastosowano odpowiednie oczyszczanie izofluranu (filtrowanie pasywne lub aktywne). Po około 2-4 minutach mysz zwykle znajduje się pod wpływem głębokiego sedacji.
    1. Utrzymuj sedację, podając 2% izofluranu przez stożek nosowy na etapie pracy.
  2. Ostrożnie przenieś zwierzę z komory indukcyjnej do etapu roboczego. Sprawdź, czy stożek nosowy ma stały przepływ gazu. Umieść pysk myszy w stożku nosowym wylotu przewodu anestezjologicznego. Normalną pozycją do początkowego skanowania jest pozycja leżąca. Mysz można również umieścić po prawej lub lewej stronie, aby poprawić widoczność guzów głowy lub ogona trzustki (Rysunek 6).
  3. Chociaż USG jamy brzusznej samo w sobie nie jest bolesne, wykonaj test szczypania stopy jako wskaźnik stanu wolnego od bólu i głębokiego znieczulenia. Jeśli mysz jest nadal aktywna lub aktywnie się porusza, przenieś zwierzę z powrotem do komory indukcyjnej w celu wielokrotnej i przedłużonej indukcji.
  4. Używaj maści chroniącej oczy, aby zapobiec urazom rogówki z powodu utraty płynów.
  5. Podczas znieczulenia należy korzystać z systemu monitorowania. Jednak EKG i temperatura w odbycie nie są regularnie wykorzystywane do badań ultrasonograficznych jamy brzusznej. Co ważne, myszy tracą zdolność do termoregulacji pod narkozą. Dlatego należy uważnie obserwować objawy kliniczne hipotermii lub niewydolności oddechowej, takie jak sapanie lub bezdech. Jeśli którykolwiek objaw jest oczywisty, należy przerwać stosowanie izofluranu i natychmiast umieścić mysz w klatce ratunkowej.

4. Ustawienia ultrasonografu

  1. Włączyć system ultrasonograficzny zgodnie z instrukcją producenta. Upewnij się, że ustawienie podstawowe jest ustawione na obrazowanie ogólne z aktywowanym pakietem brzusznym. Zazwyczaj obrazowanie w trybie B jest standardowo używane do pozyskiwania danych.
  2. Osiągnij zoptymalizowaną jakość obrazu dzięki następującym parametrom: częstotliwość 40 MHz, wzmocnienie 2D 25-30 dB, głębia obrazu 10 mm, szerokość obrazu 10 mm, 3 strefy ogniskowej z środkiem w zakresie 3-6 mm.

5. Przygotowanie myszy

  1. Przymocuj kończynę górną i dolną za pomocą taśmy klejącej. Zachowaj ostrożność, jak to możliwe, aby uniknąć obrażeń zwierzęcia spowodowanych fiksacją (Rysunek 7).
  2. Usuń całe futro na brzuchu za pomocą elektronicznych maszynek do strzyżenia zwierząt. Ze względu na teksturę futra zacznij od dolnej części brzucha aż do klatki piersiowej. Zachowaj ostrożność w processus xiphoideus, aby uniknąć urazów skóry w tym obszarze.
    UWAGA: Futro myszy odbija fale ultradźwiękowe i zmniejsza widoczność.
  3. Użyj kremu do depilacji, aby zoptymalizować przygotowanie skóry i całkowite usunięcie sierści. Nałóż cienką warstwę kremu na ogolony brzuch za pomocą bawełnianych końcówek (Rysunek 8). Usuń krem (po 30 s lub później, w zależności od użytego kremu) suchymi chusteczkami, a następnie dużą ilością wody, aby całkowicie usunąć wszystkie pozostałości (Rysunek 9, Rysunek 10, Rysunek 11). Resztki kremu mogą powodować podrażnienia skóry i błon śluzowych po badaniu ultrasonograficznym, a tym samym mogą wpływać na zdrowie.
  4. Aby zapewnić odpowiednie warunki skanowania, nałóż dużą ilość żelu ultradźwiękowego na brzuch (Ryc. 12). Zwykle stosuje się ciepły żel do ultradźwięków w celu zminimalizowania hipotermii myszy.
  5. Ręcznie nałóż cienką warstwę żelu ultradźwiękowego na głowicę głowicy. Wykonaj test, dotykając wycięciem końca przetwornika. Na ekranie można zobaczyć sygnał po lewej górnej stronie, jeśli przetwornik jest prawidłowo ustawiony.

6. USG jamy brzusznej

  1. Dopasuj przetwornik do brzucha, mocno naciskając. Silny ucisk brzucha myszy może prowadzić do upośledzenia oddychania lub krążenia i należy go unikać.
  2. Skanowanie w górę i w dół. Wyreguluj ramę platformy roboczej i koła dla osi x i osi y.
  3. Pierwszym krokiem jest zidentyfikowanie obu nerek. Zwykle pojawiają się jako hiperechogeniczne jednorodne struktury w dolnej części brzucha. Połączone żyły nerkowe można łatwo znaleźć, co dalej prowadzi do żyły głównej dolnej (Ryc. 13).
  4. Użyj żyły linalistycznej, która służy jako naczynie orientacyjne dla trzustki. Spróbuj odróżnić żyłę nerkową od żyły prostej. Po wykryciu żyły linowej trzustka może być dokładnie zlokalizowana. Prawidłowa trzustka jest raczej błoną rozpościerającą się w jamie brzusznej niż solidną strukturą (Ryc. 14 i Ryc. 15).

7. Wykrywanie guza trzustki i ocena objętości

  1. Zidentyfikuj zmiany w trzustce ze wszystkich otaczających struktur. Na ogół pojawiają się jako hipoechogeniczne, niejednorodne, okrągłe lub wydłużone masy tkankowe (Ryc. 16). Guz jest zwykle twardy i prawie nie może być ściśnięty przez głowicę skanującą. Uwaga, od czasu do czasu może być trudno wyraźnie odróżnić guz od pętli jelita cienkiego. Zwróć uwagę na perystaltykę jelit, której nie należy obserwować w guzach trzustki.
  2. Po wykryciu guza ekran w górę iw dół, aby uzyskać wrażenie całkowitego rozmiaru i zmierzyć największą średnicę za pomocą suwmiarki ultradźwiękowej. Po znalezieniu odpowiedniego obrazu zamroź ekran i użyj narzędzia do pomiaru, aby precyzyjnie określić rozmiar guza. Uwaga, do późniejszego wykorzystania ważne będzie rozróżnienie, czy guz jest zlokalizowany w ogonie, tułowiu czy głowie trzustki.
  3. Przed powrotem do trybu na żywo zapisz zdjęcia, aby nagrać pracę. Zwróć uwagę, że podczas zamrażania obrazu może się zdarzyć, że pokrętło regulacyjne zostanie zwolnione, a sonda ultradźwiękowa zostanie jeszcze mocniej dociśnięta do brzucha myszy. Dlatego napraw regulację kompresji przed zmianą trybu na zamrażanie.
  4. Po zakończeniu pomiaru pierwszej płaszczyzny obróć głowicę skanującą o 90° w pozycji wzdłużnej (Rysunek 17), albo obróć mysz na bok, aby wykryć podłużne rozszerzanie się guzów. Niektóre nowotwory mogą wymagać zmiany pozycji myszy w celu uzyskania odpowiedniej widoczności. W przypadku guzów ogona trzustki mysz można umieścić po prawej stronie (Rysunek 10 i Rycina 19), w przypadku guzów głowy trzustki po lewej stronie (Rysunek 11 i Rycina 20).

8. Kwantyfikacja objętości guza

Uwaga: Jednym z głównych celów wszystkich wysiłków jest prawidłowe określenie objętości guza. Chociaż dostępnych jest kilka technik, metoda obliczeniowa, w tym wzór na elipsoidę, jest preferowana w Uniwersyteckim Centrum Medycznym w Getyndze.

  1. Wyposażony we wszystkie trzy wcześniej uzyskane średnice, oblicz przybliżoną objętość odpowiedniego guza (Rysunek 21).
  2. Alternatywnie, użyj układu motorycznego głowicy skanującej, aby wykonać automatyczny skan obszaru guza z późniejszym obliczeniem objętości i rekonstrukcją 3D.

9. Odzyskiwanie

  1. Po skanowaniu należy ostrożnie usunąć całą taśmę klejącą i ostrożnie usunąć cały żel ultradźwiękowy suchą chusteczką.
  2. Ostrożnie przenieś mysz do klatki odzyskiwania ( Rysunek 21). Unikaj wszelkich tkanek zakrywających pysk myszy, które mogą powodować upośledzenie oddychania. Należy preferować pozycję boczną do rekonwalescencji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Obrazowanie ultradźwiękowe to wszechstronna i nieinwazyjna technika stosowana do rozwiązywania wielu problemów w mysich modelach chorób ludzkich. W porównaniu z innymi metodami obrazowania, głównymi zaletami są wysoka przepustowość, efektywność kosztowa, krótki czas akwizycji oraz obrazowanie w czasie rzeczywistym. Jednak narzędzie to wymaga specjalistycznej wiedzy w celu generowania dokładnych, wysokiej jakości obrazów. Szczególnie w przypadku niepożądanych artefaktów bardzo pomocne jest...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W tym protokole przedstawiono szczegółowy opis ilościowego oznaczania guzów trzustki za pomocą obrazowania ultrasonograficznego jamy brzusznej o wysokiej rozdzielczości w genetycznie zmodyfikowanych modelach mysich. Niedawno Sastra i wsp. opublikowali szczegółowy opis, jak określić ilościowo guzy trzustki w modelach mysich, alenie pokazano żadnych wizualizowanych instrukcji dotyczących przygotowania i postępowania jako warunku wstępnego dla wszystkich dalszych kroków. Ogólnym celem tego m...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

To badanie było wspierane przez Deutsche Krebshilfe (Max Eder Group do AN: 110972), stypendium DGVS na pracę doktorską (dla SMB) oraz stypendium Fundacji Else-Kröner-Fresenius (dla RGG) w Uniwersyteckim Centrum Medycznym w Getyndze. Dziękujemy Jutcie Blumberg i Ulrike Wegner za fachową pomoc techniczną. Dziękujemy również wszystkim zootechnikom z obiektu dla zwierząt Uniwersyteckiego Centrum Medycznego w Getyndze za hodowlę myszy. Wszystkie eksperymenty zostały przeprowadzone zgodnie z niemieckimi przepisami dotyczącymi dobrostanu zwierząt.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
System ultrasonograficzny o wysokiej rozdzielczości Visual Sonics Vevo2100, w tym stolik do obrazowania i linia anestezjologicznaFUJIFILM VisualSonics Inc, KanadaVS-11945
Przetwornik MicroScan Vevo 2100 MS-550-D (22-55 MHz)FUJIFILM VisualSonics Inc, KanadaVS-11874
System anestezjologiczny Vevo (komora indukcyjna znieczulenia z wlotem świeżych i odlotowych gazów)FUJIFILM VisualSonics Inc, KanadaSA-12055
Stacja obrazowania Vevo (stolik roboczy ze stożkiem nosowym do podawania znieczulenia)FUJIFILM VisualSonics Inc, KanadaSA-11982
  elektroniczne maszynki do strzyżenia zwierzątPanasonic Marketing Europe, Niemcy5025232484324Panasonic ER-PA10-s
Labotect Gorąca płytaLabor tech Gö ttingen, Niemcy13854
krem pod oczy (maść okulistyczna)Schü lke& Mayr, Niemcy9080249
weterynaryjny izofluranAbbvie, Niemcy4831867
krem do depilacjiRB healthcare UK, Wielka Brytania8218535
70% etanolu (v/v) w wodzie destylowanejTH. Geyer, Niemcy22941000
żel do ultradźwiękówAsmuth, Niemcy13477
chusteczki higieniczneKimberly-Clark Niemcy, Niemcy7558
bawełniane końcówkiMeditrade, Niemcy75481116
szklana miska na żel do ultradźwiękówARC Francja, FrancjaH1149
miska na wodęW & P Trading Co., Stany ZjednoczoneB00K2P6PLQ
gąbki z gazyFuhrmann, Niemcy960504

Bibliografia

  1. Kersten, K., de Visser, K. E., van Miltenburg, M. H., Jonkers, J. Genetically engineered mouse models in oncology research and cancer medicine. EMBO Molecular Medicine. 9 (2), 137-153 (2017).
  2. Olive, K. P., Politi, K. Translational therapeutics in genetically engineered mouse models of cancer. (2), Cold Spring Harbor. 131-143 (2014).
  3. Westphalen, C. B., Olive, K. P. Genetically engineered mouse models of pancreatic cancer. The Cancer Journal. 18 (6), 502-510 (2012).
  4. Hingorani, S. R., et al. Trp53R172H and KrasG12D cooperate to promote chromosomal instability and widely metastatic pancreatic ductal adenocarcinoma in mice. Cancer Cell. 7 (5), 469-483 (2005).
  5. Frese, K. K., et al. nab-Paclitaxel potentiates gemcitabine activity by reducing cytidine deaminase levels in a mouse model of pancreatic cancer. Cancer Discovery. 2 (3), 260-269 (2012).
  6. Paredes, J. L., et al. A non-invasive method of quantifying pancreatic volume in mice using micro-MRI. PLoS One. 9 (3), e92263(2014).
  7. Boj, S. F., et al. Organoid models of human and mouse ductal pancreatic cancer. Cell. 160 (1-2), 324-338 (2015).
  8. Aung, W., et al. Immunotargeting of Integrin alpha6beta4 for Single-Photon Emission Computed Tomography and Near-Infrared Fluorescence Imaging in a Pancreatic Cancer Model. Molecular Imaging. 15, (2016).
  9. Akladios, C. Y., et al. Contribution of microCT structural imaging to preclinical evaluation of hepatocellular carcinoma chemotherapeutics on orthotopic graft in ACI rats. Bulletin du Cancer. 98 (2), 120-132 (2011).
  10. Neesse, A., et al. CTGF antagonism with mAb FG-3019 enhances chemotherapy response without increasing drug delivery in murine ductal pancreas cancer. Proceedings of the National Academy of Science USA. 110 (30), 12325-12330 (2013).
  11. Sastra, S. A., Olive, K. P. Quantification of murine pancreatic tumors by high-resolution ultrasound. Methods in Molecular Biology. 980, 249-266 (2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Model mysi KPCmonitorowanie pojawienia się guzaUSG jamy brzusznejnakładanie żelu do USGpomiar objętości guzaocena odpowiedzi terapeutycznejznieczulenie izofluranemprotokół usuwania sierści
Wykorzystanie ultradźwięków o wysokiej rozdzielczości do monitorowania początku i wzrostu guza w genetycznie modyfikowanych modelach raka trzustki
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.