Prosty protokół o wysokiej skuteczności izolacji wysp trzustkowych od myszy

Podsumowanie

Ten protokół izolacji wysp opisał nową drogę wstrzykiwania kolagenazy w celu trawienia tkanki zewnątrzwydzielniczej oraz uproszczoną procedurę gradientu do oczyszczania wysp trzustkowych z myszy. Obejmuje trawienie enzymatyczne, gradientową separację/oczyszczanie i ręczne zbieranie wysepek. Udana izolacja może dać 250–350 wysokiej jakości i w pełni funkcjonalnych wysepek na mysz.

Streszczenie

Wyspy trzustkowe, zwane również wysepkami Langerhansa, to skupisko komórek endokrynnych, które produkują hormony do regulacji poziomu glukozy i innych ważnych funkcji biologicznych. Wysepki składają się głównie z pięciu typów komórek wydzielających hormony: α komórki wydzielają glukagon, β komórki wydzielają insulinę, δ komórki wydzielają somatostatynę, ε komórki wydzielają grelinę, a komórki PP wydzielają polipeptyd trzustkowy. Sześćdziesiąt do 80% komórek w wyspach trzustkowych to β komórki, które są najważniejszą populacją komórek do badania wydzielania insuliny. Wyspy trzustkowe są kluczowym systemem modelowym do badania wydzielania insuliny ex vivo. Pozyskiwanie wysokiej jakości wysepek ma ogromne znaczenie dla badań nad cukrzycą. Większość procedur izolacji wysp trzustkowych wymaga technicznie trudnego dostępu do miejsca wstrzyknięcia kolagenazy, trudnych i złożonych procedur trawienia oraz wielu etapów oczyszczania w gradieniu gęstości. W artykule przedstawiono prostą, wysokowydajną metodę izolacji wysepek trzustkowych myszy ze szczegółowymi opisami i realistycznymi demonstracjami, pokazującymi następujące konkretne kroki: 1) wstrzyknięcie kolagenazy P do bańki Vatera, małego obszaru łączącego przewód trzustkowy i przewód żółciowy wspólny, 2) trawienie enzymatyczne i mechaniczne oddzielenie zewnątrzwydzielniczej trzustki oraz 3) pojedynczy etap oczyszczania gradientowego. Zaletami tej metody są wstrzyknięcie enzymu trawiennego przy użyciu bardziej dostępnej bańki Vatera, pełniejsze trawienie przy użyciu kombinacji metod enzymatycznych i mechanicznych oraz prostszy etap oczyszczania z pojedynczym gradientem. Ten protokół generuje około 250—350 wysepek na mysz; a wysepki nadają się do różnych badań ex vivo. Możliwymi zastrzeżeniami tej procedury są potencjalnie uszkodzone wyspy trzustkowe w wyniku trawienia enzymatycznego i/lub długotrwałej inkubacji gradientowej, których w dużej mierze można uniknąć poprzez staranne uzasadnienie czasu inkubacji.

Wprowadzenie

W literaturze istnieją dwie popularne metody izolacji wysp trzustkowych. Należy wyciąć trzustkę i pokroić ją w małe kawałki za pomocą nożyczek chirurgicznych, a następnie trawić w roztworze kolagenazy^1,2,3. Inną, bardziej precyzyjną metodą jest wykorzystanie sieci przewodów obecnych w trzustce do wprowadzenia enzymu trawiennego. Do wstrzykiwania enzymu trawiennego wykorzystano następujące miejsca: połączenie przewodu żółciowego i torbielowatego, pęcherzyk żółciowy do przewodu żółciowego wspólnego lub sam przewód żółciowy wspólny^1,4,5. Wiadomo, że wysepki nie są równomiernie rozmieszczone w trzustce; Obszar śledziony zawiera najwięcej wysepek⁶. Podczas gdy druga metoda wykorzystująca anatomiczne drogi dostarczania enzymów trawiennych pozwala na pełniejszą perfuzję trzustki, w tym okolicy śledziony, procedura ta często wymaga zaciśnięcia lub zszycia bańki Vatera, co jest technicznie trudne. Jeśli chodzi o oczyszczanie wysepek, do oczyszczania wysepek zastosowano wiele gradientów gęstości, a także sitka komórkowe i retrakcję magnetyczną^3,7. Wykorzystanie tych gradientów może być czasochłonne, a gradienty Ficoll mogą powodować toksyczne uszkodzenia wysepek⁸.

Obecny protokół jest zbudowany na metodzie opisanej przez Li et al.⁷, z dodatkowymi modyfikacjami dodanymi w oparciu o doświadczenia nasze i innych^1,4. Najbardziej krytycznymi krokami naszego protokołu są zaciśnięcie wspólnego przewodu żółciowego w pobliżu końca wątroby, wstrzyknięcie kolagenazy P przez bańkę Vatera w celu strawienia tkanki zewnątrzwydzielniczej, a następnie użycie wstrząsającej łaźni wodnej w celu mechanicznego przyspieszenia trawienia^1,4,7. Następnie stosuje się roztwór "STOP" w celu zahamowania dalszego trawienia wysp trzustkowych; HBSS służy do zmywania pozostałego roztworu kolagenazy P i STOP. Gdy metoda Ficoll została użyta do oczyszczenia ludzkich wysp trzustkowych, stwierdzono, że wydajność była dwukrotnie wyższa niż w przypadku wysepek o większej zdolności funkcjonalnej (np. wydzielaniu insuliny) w porównaniu z zastosowaniem gradientów Percolla⁹. Jednak badania zakwestionowały stosowanie gradientu Ficoll ze względu na jego toksyczny wpływ na wysepki^1,10. Doniesiono, że gradient histopistyczny zapewnia optymalną kinetykę oczyszczania dla izolacji mysich wysp trzustkowych, co daje dobry plon wysokiej jakości wysepek przy prostszych krokach i niższych kosztach¹. W naszym protokole Histopaque-1077 służy do oczyszczania wysp trzustkowych z innych pozostałości tkanki^8,11. Zebrane wysepki mogą być hodowane w kompletnych pożywkach RPMI-1640 lub bezpośrednio wykorzystywane do ilościowego oznaczania RNA/białka.

Nasz protokół, wykorzystujący kombinację trawienia kolagenazy P i pojedynczego etapu oczyszczania gradientowego, jest prostszy niż inne opublikowane protokoły. Nasza metoda nie wymaga wymagających zabiegów chirurgicznych i składa się z zaledwie kilku prostych kroków. Co ważniejsze, protokół ten konsekwentnie zapewnia dobre plony wysokiej jakości funkcjonalnych wysepek (250-350/mysz), jak poinformowaliśmy¹².

Protokół

Wszystkie opisane tutaj metody zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania (ACUC) Uniwersytetu Texas A&M. Potrzebne narzędzia chirurgiczne są pokazane na Rysunek 1, a schemat ideowy procedury jest pokazany na Rysunek 2.

1. Rozwiązania

1. Przygotuj zbilansowany roztwór soli Hanka (HBSS), dodając 100 ml 10X HBSS (z bulionu) do 900 ml wody destylowanej, aby uzyskać 1 l HBSS (1X).
2. Przygotować roztwór STOP (musi być świeży i powinien być zużyty w ciągu 1 godziny), dodając 50 ml 100X płodowej surowicy bydlęcej (FBS) do 450 ml lodowatego 1X HBSS; daje to 500 ml roztworu STOP. Roztwór STOP należy przechowywać w temperaturze 4 °C.
3. Przygotować roztwór kolagenazy P (musi być świeży w ciągu 1 godziny od użycia), dodając 1 mg/ml kolagenazy P do lodowatego 1X HBSS; użyć 6 ml / mysz.
   1. Dodać 0,05% (w/v) albuminy surowicy bydlęcej (BSA) do roztworu kolagenazy P (dostarcza to składniki odżywcze do izolowanych wysp trzustkowych). Na przykład użyj 3 mg BSA w 6 ml roztworu kolagenazy P. Trzymaj na lodzie.
   2. Oblicz i przygotuj ilość kolagenazy P potrzebną dla wszystkich myszy w jednej probówce o pojemności 50 ml.
4. Przygotuj kompletną pożywkę RPMI 1640, dodając 10% FBS, 100 U/ml penicyliny, 100 μg/ml streptomycyny, suplementu komórkowego INS-1 (10 mM HEPES, 2 mM L-glutaminy, 1 mM pirogronianu sodu i 0,05 mM 2-merkaptoetanolu) do 500 ml pożywki RPMI 1640 zawierającej 5,5 mM glukozy, która ma być użyta do nocnej hodowli i inkubacji.

2. Przygotowanie

1. Napełnij trzy probówki o pojemności 50 ml 25 ml roztworu hamującego RNazę, 70% etanolu lub destylowanego_H2O. Roztwory te będą wykorzystywane do czyszczenia narzędzi chirurgicznych przed i w trakcie zabiegu.
2. Namocz końcówki narzędzi w roztworze hamującym RNazę na 30 minut przed rozpoczęciem protokołu; eliminuje to wszelkie potencjalne RNazy na narzędziach.
3. Wstępnie przycięte wkładki chłonne o wymiarach 6 cali x 6 cali do użytku podczas operacji.
4. Przygotować 1X roztwór HBSS wcześniej i przechowywać w temperaturze 4 °C. Przygotować roztwór STOP przed zabiegiem. Przechowywać w temperaturze 4 °C.
5. Bezpośrednio przed zabiegiem należy przygotować roztwór kolagenazy P i przechowywać na lodzie.
   UWAGA: Należy go zużyć w ciągu 2 godzin od przygotowania.
6. Oznacz probówki o pojemności 50 ml do trawienia i oczyszczania; przygotuj 2 probówki dla każdej myszy, jedną do trawienia, a drugą do oczyszczania wysp trzustkowych. Upewnij się, że identyfikator zwierzęcia znajduje się na obu probówkach.
7. Dodać 3 ml roztworu kolagenazy P do pierwszej probówki o objętości 50 ml. Pozostałe 3 ml kolagenazy P zostaną wstrzyknięte.
8. Pobrać pozostałe 3 ml roztworu kolagenazy do strzykawki o pojemności 3 ml z igłą o sile 30 G 1/2 cala. Umieścić strzykawkę na lodzie.

3. Procedura

1. Wyjmij wszystkie narzędzia z roztworu hamującego RNazę, a następnie zanurz je najpierw w probówce z 70% etanolem, następnie w probówce zawierającej destylowany H₂O, a następnie wysusz na powietrzu na czystym ręczniku papierowym.
2. Umieść mysz w komorze zawierającej 0,5 ml izofluranu, aż mysz zostanie głęboko znieczulona.
3. Wyjmij mysz z komory i sprawdź stan znieczulenia, ściskając opuszkę stopy kleszczami. Głębokie znieczulenie opiera się na obserwacji, że oddech staje się coraz wolniejszy, a mysz nie reaguje na szczypanie stóp. Po potwierdzeniu, że mysz jest głęboko znieczulona, należy poddać ją eutanazji ze zwichnięciem szyjki macicy, a następnie umieścić mysz na podkładce chłonnej.
   1. Umieść znieczuloną mysz na brzuchu, wywierając nacisk na szyję i zwichając kręgosłup od mózgu, ciągnąc za ogon.
4. Przyklej kończyny myszy w pozycji leżącej do wkładki chłonnej, spryskaj ciało 70% etanolem i zetrzyj nadmiar etanolu.
5. Do wykonania nacięć użyj kleszczyków ze szkła nakrywkowego i zakrzywionych nożyczek chirurgicznych. Najpierw wykonaj poziome nacięcie na skórze okolicy brzucha (~3 cm), pociągnij skórę szeroko, aby odsłonić ścianę brzucha. Następnie wykonaj pionowe nacięcie (~3–4 cm) na otrzewnej brzusznej, aby w pełni odsłonić trzustkę w jamie brzusznej (Ryc. 3).
6. Popchnij płaty wątroby wyżej, aby odsłonić przewód żółciowy, pojawi się on jako bladoróżowa rurka (Ryc. 3).
7. Ostrożnie przesuń jelita z prawego odcinka lędźwiowego/biodrowego jamy brzusznej w prawo, odsłaniając przewód żółciowy i tętnicę wątrobową (Rysunek 3).
8. Ostrożnie zaciśnij wspólny przewód żółciowy za pomocą mikro serrefines Schwartza (Rysunek 1) jak najbliżej wątroby.
9. Zidentyfikuj bańkę Vatera, która znajduje się na brodawce dwunastnicy, utworzonej przez połączenie przewodu trzustkowego i wspólnego przewodu żółciowego. Bańka Vatera wydaje się spuchnięta, gdy patrzy się na nią pod mikroskopem preparacyjnym, który jest punktem wejścia do wspólnego przewodu żółciowego (Ryc. 4).
   UWAGA: Regulacja intensywności/kąta światła mikroskopu preparacyjnego może ułatwić jego zlokalizowanie.
10. Wprowadzić strzykawkę z 3 ml roztworu kolagenazy P do bańki Vatera. Wbij igłę do przewodu na około 1/4 długości wspólnego przewodu żółciowego (bańka prowadzi do kanału), jak pokazano na Rysunek 5.
11. Gdy igła znajdzie się w bańce, upewnij się, że orientacja igły jest taka, aby była równoległa do przewodu.
12. Ustabilizuj igłę, zaciskając ją mikro kleszczami Adson, aby zapobiec jej przebiciu kanału (Rysunek 5).
13. Powoli i równomiernie wstrzyknij 3 ml roztworu kolagenazy P ze strzykawki do wspólnego przewodu żółciowego (wystarczająco dużo, aby poczuć opór), jak pokazano na Rysunek 6. Celem jest wytworzenie ciśnienia zwrotnego, aby zmusić kolagenazę do wejścia do przewodu trzustkowego. Wstrzyknięcie uważa się za udane, jeśli głowa, szyja, tułów i ogon trzustki są w pełni napompowane.
    UWAGA: Wydajność wysp trzustkowych będzie niska, jeśli trzustka nie jest w pełni napompowana lub obszar śledziony nie jest w pełni napompowany. Obszar śledziony zawiera największą liczbę wysepek⁶. Napompowanie można potwierdzić poprzez pojawienie się otwartych przestrzeni między tkanką trzustki, które są wypełnione roztworem.
14. Ostrożnie wypreparuj napompowaną trzustkę i umieść ją w probówce do wytrawiania o pojemności 50 ml zawierającej 3 ml lodowatego roztworu kolagenazy P.
    1. Usuń trzustkę za pomocą 2 kleszczy (zakrzywionych i Micro Adson; Zobacz Rysunek 1): (zaczynając od śledziony, odciągnij trzustkę od śledziony i kontynuuj usuwanie z żołądka i wzdłuż dwunastnicy.
       UWAGA: Nie są wymagane żadne nacięcia.
    2. Siekaj trzustkę przez 3-5 s w probówce wytrawiającej z 3 ml lodowatego roztworu kolagenazy P za pomocą cienkich nożyczek chirurgicznych (Ryc. 7A).
15. Przymocuj probówkę do stojaka w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C i potrząsaj z prędkością 100–120 obr./min przez około 12–13 minut.
16. Po inkubacji delikatnie potrząśnij probówkami ręcznie, aby rozbić tkankę, aż roztwór do trawienia kolagenazy P stanie się jednorodny (Rysunek 7B). Jednorodność potwierdza przypominający piasek wygląd drobnych cząstek trzustki. Zwykle wystarcza około 30 sekund delikatnego uścisku dłoni. Trzymaj probówkę do światła, aby sprawdzić, czy tkanka jest dobrze zhomogenizowana; W razie potrzeby wstrząsaj przez kolejne ~15 s.
17. Po strawieniu natychmiast umieść probówki na lodzie i dodaj 40 ml lodowatego roztworu STOP, aby zakończyć trawienie enzymatyczne.
    UWAGA: W tym momencie rurki do wytrawiania można pozostawić na lodzie do 2 godzin, jeśli pracujesz na wielu myszach.
18. Odwirować probówkę w wirówce z odchylanym wiadrem o sile 300 x g przez 30 s (temperatura wirówki jest elastyczna).
    UWAGA: Użyj wirówki z wahadłowym wiadrem, tak aby osad tkankowy powstał na dnie probówki o pojemności 50 ml, a nie na ściance probówki; Ma to kluczowe znaczenie dla lepszego plonowania wysepek.
19. Zdekantować i powtórzyć wirowanie z roztworem STOP jeszcze 2 razy, dekantując roztwór po każdym wirowaniu. Do każdego kolejnego prania należy stosować 20 ml roztworu STOP.
    1. Przed każdym wirowaniem należy rozbić osad, delikatnie potrząsając osadem tkankowym w probówce o pojemności 50 ml w roztworze STOP o pojemności 20 ml.
20. Ponownie zawiesić osad tkankowy w 40 ml lodowatego HBSS i odwirować przy 300 x g przez 30 s.
21. Zdekantować i powtórzyć wirowanie za pomocą wirówki z odchylanym wiadrem z roztworem HBSS jeszcze dwa razy, dekantując roztwór po każdym wirowaniu. Użyj 20 ml HBSS do każdego prania.
    1. Przed każdym wirowaniem należy rozbić osad, aby oderwać go od dna probówki, delikatnie potrząsając probówką zawierającą 20 ml roztworu HBSS.
22. Po ostatnim odwirowaniu usuń wszystkie HBSS.
23. Następnie dodać 5 ml gradientu gęstości w temperaturze pokojowej do probówki o pojemności 50 ml zawierającej osad. Krótko mieszać na niskich obrotach, aż do homogenizacji.
24. Dodaj kolejne 5 ml gradientu gęstości temperatury pokojowej do probówki o pojemności 50 ml. Nie mieszać/mieszać.
    UWAGA: Bardzo ważne jest, aby pozostać stabilnym i nieruchomym, aby umożliwić tworzenie się lepszego nachylenia bez zakłóceń.
25. Odpipetować 10 ml buforu HBSS o temperaturze pokojowej do probówki (zawierającej gradient gęstości), kropla po kropli, delikatnie i powoli, aby umożliwić utworzenie gradientu. Użyj pistoletu do pipet z pipetą o pojemności 10 ml, aby dodać HBSS kroplami.
26. Za pomocą wirówki z obrotowym kubełkiem wiruj probówki o sile 1700 x g przez 15 minut. Upewnij się, że prędkość zarówno przyspieszania/zwalniania, jak i zwalniania została zmieniona na najniższą, aby utrzymać nachylenie (Rysunek 7C).
27. Po wirowaniu ostrożnie wyjmij rurki, nie naruszając gradientu. Za pomocą pistoletu do pipet wstępnie zwilżonego zimnym HBSS (pipeta HBSS w górę i w dół) odpipetuj warstwę wysepek (5–10 ml) utworzoną między gradientem gęstości a HBSS do nowej probówki do pobierania wysepek o pojemności 50 ml.
    UWAGA: Pomocne jest zwilżenie pipety zimnym HBSS przed pipetowaniem wysepek, aby zapobiec przywieraniu wysepek do wewnętrznych ścianek pipety.
    1. W przypadku, gdy separacja jest niekompletna, wysepki będą widoczne w warstwie gradientu gęstości, odpipetuj całe 10 ml gradientu gęstości (dolna warstwa) wraz z warstwą wysepek utworzoną na granicy faz (tylko po to, aby pozostawić około 8–10 ml górnej warstwy HBSS z tyłu).
       UWAGA: Zbieranie zarówno warstwy wysepek, jak i warstwy gradientu gęstości (warstwa dolna) może spowodować zbieranie zanieczyszczeń, co może wydłużyć czas wybierania wysepek, ale żadne inne kroki nie zostaną zmienione. Zbieranie obu tych warstw nie jest konieczne, gdy warstwa wysepek jest dobrze uformowana.
28. Dodać 20 ml lodowatego HBSS do nowej probówki o pojemności 50 ml zawierającej wysepki, a następnie odwirować przy 350 x g przez 3 minuty w wirówce z odchylanym wiadrem.
29. Po odwirowaniu ostrożnie odpipetować (nie dekantować) supernatant (pozostawić ~3 ml na dnie) bez naruszania osadu zawierającego wysepki na dnie. Odrzucić supernatant.
30. Powtórz mycie i odwirowywanie co najmniej 3 razy. Za każdym razem dodawaj 20 ml HBSS i pamiętaj, aby zawiesić granulkę przed każdym wirowaniem.
31. Przed użyciem podgrzej kompletną butelkę z mediami RPMI-1640 w łaźni wodnej w temperaturze 37 °C. Po ostatnim odwirowaniu usunąć cały HBSS i dodać 4 ml wcześniej przygotowanej kompletnej pożywki RPMI-1640 (zawierającej FBS, dodatek komórkowy INS-1 i penicylinę/streptomycynę) do osadu.
32. Usuń osad, delikatnie obracając probówkę i natychmiast wlej pożywkę RPMI-1640 do szalki Petriego o średnicy 100 mm. Dodaj kolejne 5 ml pożywki RPMI-1640 do probówki i delikatnie ją zamieszaj, aby zmyć wszelkie pozostałe wysepki, a następnie wlej pożywkę do tej samej szalki Petriego.
    1. Pod mikroskopem preparacyjnym pobrać zdrowe wysepki z szalki Petriego za pomocą pipety o pojemności 20 μl i umieścić je na nowej szalce Petriego zawierającej 10 ml kompletnej pożywki RPMI 1640. Oglądane pod mikroskopem sekcyjnym wysepki powinny mieć kulisty/podłużny i złotobrązowy kolor z gładką powierzchnią w porównaniu ze stosunkowo przezroczystą, delikatną tkanką zewnątrzwydzielniczą.
       UWAGA: Powiększenie mikroskopu preparacyjnego jest zwykle ustawione na 12,5–16x. Wydajność wysepek będzie się różnić w zależności od różnych czynników, w tym odmiany, wieku i płci myszy. Ten protokół zwykle daje 250-350 zdrowych wysepek od zdrowej myszy C57BL/6J w wieku 4-10 miesięcy.
33. Inkubować wyspy trzustkowe w sterylnym inkubatorze w temperaturze 37 °C z 5% naparem_CO2 i 95% nawilżonym powietrzem przez noc do eksperymentów następnego dnia lub zamrozić wysepki do pożądanej analizy w późniejszym czasie.
    1. Po zamrożeniu wysp trzustkowych nie można ich używać do oznaczania wydzielania, a jedynie do oznaczania ilościowego RNA lub białka. Aby zebrać komórki do zamrożenia, umieścić je w buforze HBSS, zebrać wszystkie wysepki w 200–500 μl buforu, przenieść do probówki o pojemności 1,5 ml, odwirować 350 x g przez 1–2 min, usunąć supernatant pozostawiając nie więcej niż 30–40 μl roztworu, umieścić w temperaturze -20 °C do krótkotrwałego przechowywania (kilka dni) lub -80 °C do długotrwałego przechowywania.

Wyniki

Prawidłowe wykonanie tej procedury wymaga pewnego zrozumienia anatomii myszy w jamie brzusznej. Pozwala to na prawidłową identyfikację bańki Vatera i zaciśnięcie przewodu żółciowego wspólnego. Cała procedura trwa zwykle 1-2 godziny. Bardziej efektywne jest izolowanie wysepek od 4–6 myszy w tym samym czasie, dzięki czemu można odwirować razem kilka próbek. Czas zbierania wysepek różni się w zależności od liczby wysepek i efektywności trawienia; Wybranie 250–350 wysepek z 1 myszy może zająć około godziny.

Dyskusja

Protokół ten obejmuje perfuzję i trawienie kolagenazy, a następnie oczyszczanie wysp trzustkowych. Najbardziej krytycznymi etapami tego protokołu są skuteczne wstrzyknięcie i całkowita perfuzja trzustki ^1,4,7. Metoda dostarczania tego protokołu pozwala enzymowi pokonywać szlaki anatomiczne w celu lepszego trawienia tkanki zewnątrzwydzielniczej otaczającej wyspy trzustkowe¹. Ponadto technika ta doskonale n...

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
Strzykawka 3 ml	BD	309657	Kolagenaza Hodinga P
Kleszczyki szklane VWR		82027-396	Trzymanie skóry myszy w celu ułatwienia procedury nacięcia
Zakrzywione kleszcze	Sigma-Aldrich	Z168696	Trzymanie tkanek podczas usuwania trzustki
Izofluran	Piramal	B13B16A	Do znieczulenia myszy przed operacją
Szalki Petriego 100 mm	VWR	30-2041	Używany do hodowli wysp trzustkowych
30 G. & frac12; igła calowa	BD	305106	Do penetracji bańki w celu dostarczenia kolagenazy P - ten miernik jest używany, ponieważ dobrze pasuje do większości
tubek CBD 50 ml	VWR	89039-658	Utrzymuje strawioną tkankę trzustkową, kolagenazę P i oczyszczone wyspy trzustkowe
Wkłady chłonne z wodoodporną barierą dla wilgoci	VWR	82020-845	Aby wchłonąć krew z procesów urgicznych
Wirówka 5810R z wiadrem wahadłowym i funkcją zwalniania	Eppendorf	5811FJ478114	Służy do granulowania tkanek, na dnie stożkowej rurki tworzy się osad - potrzebna jest wirówka z wiadrem wahadłowym. Również funkcja dezelacji jest ważna dla tworzenia warstw gradientu.
Kolagenaza P-1g	Roche Diagnostics	11249002001	Do trawienia zewnątrzwydzielniczej trzustki
Zakrzywione nożyczki chirurgiczne	Fisher-Scientific	13-804-21	Do rozcinania brzucha myszy
Mikroskop preparacyjny	Olympus	SZX16	Służy do identyfikacji kluczowych struktur anatomicznych w celu dokładnego dostarczenia kolagenazy do trzustki
Zbilansowany roztwór soli Hanka 10x	Corning	20-023-CV	Komórki myjące
Histopaque-1077	Sigma	RNBF5100	Do tworzenia gradientów
Źródło światła	Leeds	LR92240	Poprawa widoczności mikroskopu
RNaseZap	Fisher-Scientific	AM9780	Do usuwania RNazy
RPMI-1640 Podłoża bez L-Glutaminy	Corning	15-040-CV	Hodowla wysepek
Mikro serfineny Schwartza (zacisk mikronaczyniowy)	Fine Science Tools	18052-01	Zaciskanie wspólnego przewodu żółciowego i tętnicy wątrobowej
Wstrząsająca kąpiel wodna	Boekel/Grant	8R0534008	Ważne dla mechanicznego trawienia tkanki zewnątrzwydzielniczej
Małe nożyczki chirurgiczne	VWR	82027-578	Tkanka tnąca, która przylega do trzustki