Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Nowatorska mikroskopia fotoakustyczna i optyczna tomografia koherentna Obrazowanie naczyniówkowe siatkówki dwumodalnej w żywych oczach królika

10.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/57135

⸱

8 lutego 2018

 ,  ,  ,  , 
1Kellogg Eye Center, Department of Ophthalmology and Visual Sciences, University of Michigan, 2Department of Biomedical Engineering, University of Michigan, 3Institute of Biomedical Engineering, Chinese Academy of Medical Sciences & Peking Union Medical College, 4Department of Radiology, University of Michigan

W tym artykule

Podsumowanie

Ten manuskrypt opisuje nowatorską procedurę konfiguracji i obsługi mikroskopii fotoakustycznej i optycznej koherentnej tomografii dual-modality do nieinwazyjnego, bezznacznikowego obrazowania kosmówkowo-siatkówkowego większych zwierząt, takich jak króliki.

Streszczenie

Fotoakustyczne obrazowanie oka to nowa technologia obrazowania okulistycznego, która może nieinwazyjnie wizualizować tkankę oka poprzez przekształcanie energii świetlnej na fale dźwiękowe i jest obecnie intensywnie badana. Jednak większość zgłoszonych do tej pory prac koncentruje się na obrazowaniu tylnego odcinka oczu małych zwierząt, takich jak szczury i myszy, co stanowi wyzwanie dla klinicznej translacji u ludzi ze względu na małe rozmiary gałek ocznych. Niniejszy manuskrypt opisuje nowatorski system podwójnej modalności mikroskopii fotoakustycznej (PAM) i optycznej tomografii koherentnej (OCT) do obrazowania tylnego odcinka oczu większych zwierząt, takich jak króliki. Szczegółowo omówiono konfigurację systemu, dostosowanie systemu, przygotowanie zwierząt i protokoły eksperymentalne dwumodalności dla nieinwazyjnego, bezznacznikowego obrazowania naczyniówkowo-siatkówkowego u królików. Skuteczność metody wykazano za pomocą reprezentatywnych wyników eksperymentalnych, w tym unaczynienia siatkówki i naczyniówki, uzyskanych przez PAM i OCT. Niniejszy manuskrypt stanowi praktyczny przewodnik po odtwarzaniu wyników obrazowania u królików i rozwijaniu fotoakustycznego obrazowania oka u większych zwierząt.

Wprowadzenie

Ostatnie dziesięciolecia były świadkami gwałtownego rozwoju dziedziny biomedycznego obrazowania fotoakustycznego1,2,3,4,5,6,7,8. Opierając się na konwersji energii światła na dźwięk, powstające obrazowanie fotoakustyczne może wizualizować próbki biologiczne w skalach od organelli, komórek, tkanek, narządów do całego ciała małych zwierząt i może ujawnić jego informacje anatomiczne, funkcjonalne, molekularne, genetyczne i metaboliczne1,2,9,10,11,12. Obrazowanie fotoakustyczne znalazło unikalne zastosowania w wielu dziedzinach biomedycznych, takich jak biologia komórki13,14, biologia naczyniowa15,16, neurologia17,18, onkologia19,20,21,22, dermatologia23, farmakologia24, oraz hematologia25,26. Jego zastosowanie w okulistyce, czyli fotoakustyczne obrazowanie oka, wzbudziło duże zainteresowanie zarówno naukowców, jak i klinicystów, a obecnie jest przedmiotem aktywnych badań.

W przeciwieństwie do rutynowo stosowanych technologii obrazowania oka27, takich jak angiografia fluoresceinowa (FA) i zielona angiografia indocyjaninowa (ICGA) (oparta na kontraście fluorescencji), optyczna tomografia koherentna (OCT) (oparta na kontraście rozpraszania optycznego) i jej pochodna angiografia OCT (oparta na kontraście ruchu czerwonych krwinek), fotoakustyczne obrazowanie oka wykorzystuje absorpcję optyczną jako mechanizm kontrastu. Różni się to od konwencjonalnych technologii obrazowania oka i zapewnia unikalne narzędzie do badania właściwości absorpcji optycznej oka, które są zwykle związane ze stanem patofizjologicznym tkanki oka28. Do tej pory wykonano znakomitą pracę w dziedzinie fotoakustycznego obrazowania oczu29,30,31,32,33,34,35,36,37, ale badania te koncentrują się na tylnym segmencie oczu małych zwierząt, takich jak szczury i myszy. Pionierskie badania dobrze pokazują wykonalność obrazowania fotoakustycznego w okulistyce, ale wciąż jest długa droga do klinicznego zastosowania tej technologii, ponieważ rozmiary gałek ocznych szczurów i myszy są znacznie mniejsze (mniej niż jedna trzecia) niż u ludzi. Ze względu na rozchodzenie się fal ultradźwiękowych na znacznie większe odległości, intensywność sygnału i jakość obrazu mogą znacznie ucierpieć, gdy technika ta jest używana do obrazowania tylnego odcinka większych oczu.

W kierunku tego celu, niedawno opisaliśmy nieinwazyjne, bezznacznikowe obrazowanie kosmówkowo-siatkówkowe u żywych królików przy użyciu zintegrowanej mikroskopii fotoakustycznej (PAM) i OCT W DOMENIE SPEKTRALNEJ (SD-OCT)38. System ma doskonałą wydajność i może wizualizować siatkówkę i naczyniówkę oczu większych zwierząt w oparciu o endogenną absorpcję i kontrast rozpraszający tkanki oka. Wstępne wyniki na królikach pokazują, że PAM może nieinwazyjnie rozróżniać poszczególne naczynia krwionośne siatkówki i naczyniówki przy użyciu dawki ekspozycji na laser (~80 nJ) znacznie poniżej limitu bezpieczeństwa American National Standards Institute (ANSI) (160 nJ) przy 570 nm39; a OCT może wyraźnie rozdzielić różne warstwy siatkówki, naczyniówkę i twardówkę. Jest to pierwsza demonstracja obrazowania tylnego odcinka większych zwierząt przy użyciu PAM i może być ważnym krokiem w kierunku klinicznego zastosowania tej technologii, biorąc pod uwagę, że rozmiar gałki ocznej królików (18,1 mm)40 wynosi prawie 80% długości osiowej człowieka (23,9 mm).

W tej pracy szczegółowo opisujemy system obrazowania dwumodalnego i protokoły eksperymentalne używane do nieinwazyjnego, bezznacznikowego obrazowania kosmówkowo-siatkówkowego u żywych królików oraz demonstrujemy działanie systemu poprzez reprezentatywne wyniki obrazowania siatkówki i naczyniówki.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Króliki są gatunkiem objętym przez Departament Rolnictwa Stanów Zjednoczonych (USDA). Jego stosowanie w badaniach biomedycznych musi być zgodne z surowymi przepisami. Wszystkie eksperymenty na królikach zostały przeprowadzone zgodnie z oświadczeniem ARVO (The Association for Research in Vision and Ophthalmology) dotyczącym wykorzystania zwierząt w badaniach okulistycznych i wzrokowych, po zatwierdzeniu protokołu na zwierzętach laboratoryjnych przez Uniwersytecki Komitet ds. Użytkowania i Opieki nad Zwierzętami (UCUCA) Uniwersytetu Michigan (Protokół PRO00006486, kierownik projektu Yannis Paulus).

1. Konfiguracja systemu

  1. Mikroskopia fotoakustyczna (PAM)
    1. Użyj lasera optycznego oscylatora parametrycznego (OPO) pompowanego przez pompowany diodą laser na ciele stałym jako źródło światła PAM. Wybierz odpowiednie specyfikacje techniczne, takie jak częstotliwość powtarzania impulsów 1 kHz, czas trwania impulsu 3 - 6 ns i przestrajalny zakres długości fali 405 - 2600 nm.
    2. Odbijaj wiązkę emitowaną przez laser o długości fali 570 nm przez dwa lustra (M1 i M2), następnie przepuść ją przez półfalowy tłumik płytkowy zamontowany na zmotoryzowanym stoliku obrotowym, a na koniec zogniskuj, przefiltruj i skolimuj za pomocą kolimatora wiązki (Rysunek 1). Zoptymalizuj konstrukcję kolimatora wiązki. Przykładowa konfiguracja kolimatora wiązki obejmuje soczewkę skupiającą L1 (ogniskowa 250 mm), otworek (średnica 50 μm) oraz soczewkę kolimacyjną L2 (ogniskowa 30 mm).
    3. Podziel skolimowaną wiązkę za pomocą rozdzielacza wiązki (BS1) o stosunku podziału 90/10 (odbicie/transmisja). Rejestruj przesyłaną część za pomocą fotodiody w celu monitorowania energii lasera impuls-impuls. Odbitą część należy kolejno odchylić za pomocą zwierciadła (M3) i zwierciadła dichroicznego (DM) i zeskanować raster za pomocą dwuwymiarowego galwanometru. Galwanometr jest wspólnym elementem z systemem SPiDR (SD)-OCT (opisanym poniżej).
    4. Przepuść zeskanowaną wiązkę przez teleskop składający się z soczewki skanującej (ogniskowa 36 mm) i soczewki okulistycznej (OL, ogniskowa 10 mm), a na koniec skieruj ją na dno oka za pomocą optyki oka królika.
    5. Wybierz igłowy przetwornik ultradźwiękowy o odpowiedniej specyfikacji technicznej, na przykład częstotliwość środkowa 27 MHz, dwukierunkowość −6 dB szerokość pasma 60%. Umieść go w kontakcie ze spojówką poza centralną osią wzrokową, aby uchwycić wzbudzony sygnał fotoakustyczny.
    6. Wzmocnij sygnał za pomocą wzmacniacza ultradźwiękowego (na przykład zyskaj 57 dB), przefiltruj go za pomocą filtra dolnoprzepustowego (na przykład częstotliwość odcięcia 32 MHz) i zdigitalizuj go za pomocą szybkiego digitizera z częstotliwością próbkowania 200 MS/s.
    7. Umieść miernik mocy nad okiem królika i zmierz energię impulsu laserowego na rogówce królika, aby utrzymać ją poniżej limitu bezpieczeństwa ANSI 160 nJ przy 570 nm38. Zablokuj wiązkę, aby uniknąć prześwietlenia lasera za pomocą migawki laserowej sterowanej z Matlaba za pomocą elektroniki synchronizacyjnej.
    8. Zsynchronizuj laser, galwanometr i digitizer za pomocą płytki do akwizycji danych (DAQ). Zaprogramuj oprogramowanie do sterowania systemem i akwizycji danych w Matlabie.
  2. Optyczna koherentna tomografia w domenie spektralnej (SD-OCT)
    1. Dostosuj system SD-OCT w oparciu o dostępny na rynku system, dodając soczewkę okulistyczną (OL) za soczewką skanującą (SL) i kawałek szkła kompensującego dyspersję (DCG) w ramieniu referencyjnym (Rysunek 1). Modyfikacja umożliwia systemowi OCT obrazowanie tylnego segmentu oka królika.
    2. Użyj rurki w obudowie do zmiany ogniskowej, aby wyregulować długość ramienia referencyjnego, aby zapewnić jego dopasowanie do długości ścieżki optycznej ramienia próbki. Użyj przysłony, aby kontrolować intensywność odbitego światła referencyjnego, aby zapewnić jego dopasowanie do natężenia światła rozproszonego wstecznie z dna królika, aby uzyskać maksymalny kontrast obrazu.
    3. Zastosuj kamerę ze sprzężeniem ładunkowym (CCD) umieszczoną w głowicy skanującej do wizualizacji dna oka królika w czasie rzeczywistym z diodą elektroluminescencyjną (LED) jako zewnętrznym źródłem oświetlenia.

2. Wyrównanie systemu

  1. Zainicjuj położenie galwanometru i wyrównaj system OCT, regulując mocowania kolimatora światłowodowego i kostki rozdzielacza wiązki.
    UWAGA: Procedury krok po kroku są dostępne w instrukcji obsługi komercyjnie nabytego systemu OCT i nie zostaną tutaj omówione. Ten krok ma głównie na celu zapewnienie prawidłowego wyrównania kolimatora światłowodowego, ramienia referencyjnego i soczewki skanującej, aby zmaksymalizować wydajność systemu OCT.
  2. Dostosuj położenie x, y i z otworu wokół ogniska soczewki skupiającej, aby przestrzennie odfiltrować wiązkę laserową i maksymalnie transmitować energię lasera. Sprawdź wysokości wiązki laserowej przed i za otworkiem za pomocą narzędzia do pomiaru wysokości, aby upewnić się, że są takie same.
  3. Dostosuj nachylenie, decentrację i pozycję z soczewki kolimacyjnej L2, aby skolimować przefiltrowaną wiązkę. Upewnij się, że wiązka ma w przybliżeniu ten sam rozmiar i wysokość, gdy jest obserwowana w bliskim i dalekim polu.
  4. Współosiowo połącz wiązkę laserową PAM i wiązkę światła OCT, dostrajając nachylenie lustra i DM. Po tym kroku laser PAM i światło OCT powinny być w pełni zbieżne, a obszary skanowania na dnie królika są takie same.
  5. Dostosuj nachylenie i środek soczewki OL, aby prawidłowo ustawić ją w ścieżce optycznej. Po zakończeniu dwumodalny system jest gotowy do obrazowania.
    UWAGA: Aby to osiągnąć, można użyć metody automatycznej kolimacji, tj. sprawdzenia światła odbitego wstecznie przez powierzchnię soczewki OL, aby upewnić się, że wraca ono w ten sam sposób, co padające światło.

3. Przygotowanie królika

  1. Weź królika rasy nowozelandzkiej białej z zakładu dla zwierząt i zapisz indywidualne informacje, takie jak masa ciała i numer zwierzęcia.
  2. Zamontuj platformy dla królików, w tym podparcie ciała i podparcie głowy, na stole optycznym poniżej systemu obrazowania. Połóż koc grzewczy z cyrkulacją wody na podparciu ciała i ustaw temperaturę krążącej wody na 38 °C, aby utrzymać temperaturę ciała królika w cieple na czas trwania eksperymentu i rekonwalescencji.
  3. Zapisz parametry życiowe przed zabiegiem, w tym ogólny stan zwierzęcia, kolor błony śluzowej, tętno, częstość oddechów i temperaturę ciała w odbycie. Znieczulić królika mieszaniną ketaminy (40 mg/kg) i ksylazyny (5 mg/kg) poprzez wstrzyknięcie domięśniowe (IM) i zarejestrować użycie ketaminy (substancji kontrolowanej z grupy III). Potwierdź poziom znieczulenia, sprawdzając jego tętno, częstość oddechów i ogólny stan.
  4. Rozszerz źrenice królika, używając po jednej kropli Tropicamidu 1% okulistycznego i chlorowodorku fenylefryny 2,5% okulistycznego.
  5. Użyj wziernika, aby utrzymać powieki z dala od drogi i nałóż kroplę lubrykantu do oczu, aby zwilżyć rogówkę. Przed zabiegiem obrazowania należy wkroplić kroplę miejscowej tetrakainy 0,5% do oka.
    UWAGA: W przypadku dłuższych zabiegów lub procedur powodujących możliwy dyskomfort dla zwierzęcia, przed eksperymentem należy podać królikowi podskórne wstrzyknięcie meloksykamu, aby zapewnić zwierzęciu komfort.

4. Obrazowanie SD-OCT

  1. Przenieś królika na platformę obrazowania klinicznej kamery do badania dna oka i wykonaj zdjęcia dna oka pod kątem 50 stopni, wolne od czerwieni i autofluorescencji przed sesją obrazowania OCT. Pomaga to sprawdzić przezroczystość optyczną oka i rozpoznać morfologię dna oka oraz punkty orientacyjne, takie jak nerw wzrokowy i unaczynienie siatkówki rdzeniowej.
  2. Przenieś królika na platformę systemu OCT i dostosuj jego postawę, aby z grubsza umieścić jedno z oczu pod OL. Oświetl oko za pomocą światła LED.
    Uwaga: Aby ułatwić kliniczne przełożenie techniki, oczy królika nie są stabilizowane żadnymi innymi metodami, a głowa królika jest po prostu umieszczana na podpórce pod głowę bez żadnej fiksacji.
  3. Otwórz oprogramowanie OCT i najpierw sprawdź obraz dna oka z kamery CCD. W razie potrzeby dokładnie wyreguluj wysokość i kąt podparcia głowy, aby upewnić się, że obszary zainteresowania (ROI), takie jak naczynia naczyniówkowe i naczynia siatkówki, znajdują się w polu widzenia (FOV) kamery.
    Uwaga: Jeśli królik jest pod dobrym poziomem znieczulenia, jedna sekwencyjna sesja obrazowania może trwać nawet 10 minut bez konieczności ponownej regulacji głowy królika.
  4. Narysuj linię prostą, aby przedstawić interesujący Cię skan OCT B i rozpocznij skanowanie. Dostosuj długość ramienia referencyjnego, aby wyświetlić obraz OCT i zoptymalizuj współczynnik kompensacji dyspersji w oprogramowaniu OCT, aby uzyskać najostrzejsze obrazy.
    Uwaga: Podczas regulacji długości ramienia referencyjnego pojawią się dwa lustrzane obrazy OCT jeden po drugim. Prawidłowy obraz można było odróżnić na podstawie wcześniejszej wiedzy na temat anatomii dna oka.
  5. Ustaw parametry pozyskiwania danych, takie jak liczba pikseli i średnie, a następnie zapisz obrazy.
  6. Obserwuj częstość oddechów i tętno królika, aby oszacować poziom znieczulenia i komfort zwierzęcia. W przypadku dłuższych sesji można rozważyć jedną trzecią dawki uzupełniającej ketaminy lub wziewnego izofluranu z intubacją dotchawiczą, żelem V-gel lub maską na twarz, aby w razie potrzeby utrzymać płaszczyznę znieczulenia.
  7. Podczas eksperymentu należy płukać rogówkę królika płynem do płukania oczu co 2 minuty, aby zapobiec odwodnieniu powierzchni rogówki i powierzchownej punktowej keratopatii nabłonkowej rogówki. Monitoruj i rejestruj parametry życiowe zwierząt co 15 minut.

5. Obrazowanie PAM

  1. Załóż odpowiednie okulary ochronne do lasera i włącz laser OPO.
  2. Uruchom oprogramowanie sterujące PAM, dostosuj długość fali lasera do jednego z pików absorpcji docelowych chromoforów (np. 570 nm dla hemoglobiny), zainicjuj położenie galwanometru i monitoruj energię lasera przed rogówką królika, aby upewnić się, że jest poniżej limitu bezpieczeństwa ANSI.
  3. Zamontuj przetwornik ultradźwiękowy na trójwymiarowym (3D) stoliku translacyjnym i ustaw końcówkę przetwornika w kontakcie z spojówką królika, wskazując na dno oka. Użyj kropli lubrykantu do oczu, aby lepiej połączyć końcówkę przetwornika i spojówkę królika.
  4. Włącz oświetlenie LED i wizualizuj dno królika za pomocą oprogramowania Matlab.
  5. Ustaw zwrot z inwestycji skanowania (naczynia siatkówki lub naczynia naczyniówkowe), w tym środek i rozmiar fizyczny. Otwórz migawkę lasera i rozpocznij skanowanie B wiązki. Poprzez przybliżone ustawienie przetwornika, powinno być w stanie zobaczyć wykryty sygnał fotoakustyczny na oscyloskopie. Jeśli nie, nieznacznie dostosuj pozycję oka, aby zeskanować inny obszar rogówki lub przełącz się na drugie oko i powtórz powyższe procesy.
  6. Obserwuj wykryty sygnał fotoakustyczny na oscyloskopie i precyzyjnie dostosuj położenie przetwornika, aby zmaksymalizować intensywność sygnału wzdłuż całego B-scan.
    Uwaga: Ze względu na ograniczoną szerokość wiązki, przetwornik ultradźwiękowy ma zwykle mały FOV41. Ten krok określa modulację tła końcowych obrazów PAM. Niewspółosiowość doprowadzi do powstania obrazów PAM z niejednorodnym tłem i znacznie pogorszy jakość obrazu.
  7. Ustaw parametry akwizycji danych. Obejmuje to liczbę pikseli (np. 256×256 pikseli), częstotliwość próbkowania (np. 200 MS/s) i czas opóźnienia. Rozpocznij pobieranie danych. Oprogramowanie Matlab automatycznie otworzy migawkę, aby przejść przez wiązkę laserową po uruchomieniu i zamknie migawkę, aby zablokować wiązkę po zakończeniu, aby uniknąć prześwietlenia lasera.
    Uwaga: Ograniczona częstotliwością powtarzania impulsów (1 kHz) lasera, zakończenie akwizycji danych obrazu o rozdzielczości 256 × 256 pikseli zajmuje około 1 minuty.
  8. Przetwarzaj surowe dane i wizualizuj obraz PAM w dwóch wymiarach (2D) za pomocą projekcji o maksymalnej intensywności (MIP)13 lub w 3D za pomocą renderowania wolumetrycznego38.
  9. Odmontuj przetwornik ultradźwiękowy, opłucz końcówkę wodą dejonizowaną i włóż ją z powrotem do walizki do przechowywania.
  10. Przenieś królika do kamery dna oka i ponownie zbadaj dno. Ten krok pomaga sprawdzić, czy po sesji obrazowania nie występują żadne zmiany morfologiczne dna oka.
  11. Podczas eksperymentu przepłucz rogówkę królika płynem do płukania oczu co dwie minuty, aby zapobiec odwodnieniu powierzchni rogówki i keratopatii. Monitoruj i rejestruj parametry życiowe zwierząt co 15 minut
    Uwaga: Sesje obrazowania PAM, OCT i badania dna oka trwają około 1 godziny.

6. Po obrazowaniu

  1. Po ponownym badaniu dna oka za pomocą kamery do badania dna oka odłącz V-żel, jeśli jest podłączony. Przepłukać oko płynem do płukania oczu, nałożyć flurbiprofen okulistyczny i neomycynę oraz siarczany polimyksyny B i maść okulistyczną deksametazonu i zamknąć oko.
  2. Przenieś królika z kocem cyrkulacyjnym do komory regeneracyjnej. Osłoń pudełko przed światłem i poczekaj, aż królik naturalnie się obudzi. W tym okresie należy monitorować parametry życiowe zwierząt co 15 minut i prowadzić dokumentację, a jej kopię należy zwrócić do obiektu dla zwierząt w celu prowadzenia dokumentacji.
  3. Gdy królik się obudzi i będzie aktywny, czujny i będzie normalnie chodził, przetransportuj go z powrotem do obiektu dla zwierząt. Jeśli planowane jest ostre doświadczenie, należy poddać zwierzę eutanazji za pomocą roztworu do eutanazji (np. Beuthanazja, 0,22 ml/kg, wstrzyknięcie dożylne w żyłę ucha brzeżnego) i usunąć tuszę.
  4. Wyłącz oprogramowanie i laser. Wyczyść ławkę optyczną.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

System obrazowania dwumodalnego oraz protokół eksperymentalny zostały z sukcesem przetestowane w laboratorium autorów z wykorzystaniem czterech królików rasy New Zealand White. Poniżej przedstawiono reprezentatywne wyniki.

Rysunek 1 przedstawia schemat dwumodalnego systemu obrazowania PAM i SD-OCT. Składa się on z następujących modułów: fotoakustycznego źródła światła, regulowanego tłumika laseroweg...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Nienaruszony i regularny film łzowy jest niezbędny do uzyskania wysokiej jakości obrazów dna oka. Nieregularne i zniszczone filmy łzowe mogą znacznie pogorszyć jakość obrazu42. Aby zachować integralność filmu łzowego i zapobiec powierzchownej punktowej keratopatii rogówki, bardzo ważne jest bardzo częste smarowanie rogówki za pomocą płynu do płukania oczu, mniej więcej co dwie minuty. Jeśli istnieją jakiekolwiek obawy dotyczące zmętnienia oka, użyj lampy szczelinowej i pasków fluoresceinowych, aby...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez hojne wsparcie National Eye Institute 4K12EY022299 (YMP), Fight for Sight-International Retinal Research Foundation FFS GIA16002 (YMP), nieograniczonego wsparcia departamentu z Research to Prevent Blindness oraz Wydziału Okulistyki i Nauk Wizualnych Uniwersytetu Michigan. W pracy wykorzystano Core Center for Vision Research finansowane przez P30 EY007003 z National Eye Institute.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Dual-modality imaging system
OPOlaser Ekspla (Wilno, Litwa)NT-242
Tłumik wiązkiThorlabs, Inc. (Newton, NJ, USA)AHWP10M-600
Zmotoryzowany stopień rotacjiThorlabs, Inc. (Newton, NJ, USA)PRM1/MZ8
Zmotoryzowany sterownikstopnia obrotuThorlabs, Inc. (Newton, NJ, Stany Zjednoczone)TDC001
Soczewka skupiającaThorlabs, Inc. (Newton, NJ, Stany Zjednoczone)AC254-250-B
Soczewka otworkowaThorlabs, Inc. (Newton, NJ, USA)P50S
Soczewka kolimacyjnaThorlabs, Inc. (Newton, NJ, Stany Zjednoczone)AC127-030-B
FotodiodaThorlabs, Inc. (Newton, NJ, Stany Zjednoczone)PDA36A 
Migawka laserowaVincent Associates Inc. (Toronto, Kanada)LS6S2T0
Sterownik migawki laserowejVincent Associates Inc. (Toronto, Kanada)VCM-D1
Lustro dichroiczneSemrock, Inc. (Rochester, NY, USA)Di03-R785-t3-25i razy; 36
Soczewka skanującaThorlabs, Inc. (Newton, NJ, USA)OCT-LK3-BB
Soczewka okulistycznaThorlabs, Inc. (Newton, NJ, USA)AC080-010-B-ML
Przetwornik ultradźwiękowyOptosonic Inc. (Arcadia, CA, USA)Wzmacniacz niestandardowy
L3 Narda-MITEQ (Hauppauge, NY, USA)AU-1647
Filtr pasmowo-przepustowyMini-obwody (Brooklyn, Nowy Jork, Stany Zjednoczone)BLP-30+
DigitizerDynamicSignals LLC (Lockport, IL, USA)PX1500-4 
Elektronika synchronizacyjnaNational Instruments Corporation (Austin, TX, USA)Moduł USB-6353
OCTThorlabs, Inc. (Newton, NJ, USA)Ganimedes-II-HR
Szkło kompensacyjne dyspersjiThorlabs, Inc. (Newton, NJ, USA)LSM03DC
Oświetlenie LEDThorlabs, Inc. (Newton, NJ, USA)MCWHF2 
Miernik mocyThorlabs, Inc. (Newton, NJ, Stany Zjednoczone)S121C 
Interfejs miernika mocyThorlabs, Inc. (Newton, NJ, Stany Zjednoczone)PM100USB 
Narzędzie do pomiaru wysokości Thorlabs, Inc. (Newton, NJ, Stany Zjednoczone)Kamera BHM1
FundusTopcon Corporation (Tokio, Japonia) TRC 50EX
OscyloskopTeledyne LeCroy (Chestnut Ridge, NY, USA)WaveJet 354T
Eksperyment na zwierzętach
Koc cyrkulacyjnyStryker Corporation (Kalamazoo, MI, USA)TP-700
Chlorowodorek ketaminy iniekcjaPar pharmaceutical, Inc. (Woodcliff Lake, NJ, USA)Kod NDC 42023-115-10
Chlorowodorek ksylazynyVetOne (Boise, ID, USA)Kod NDC 13985-704-10
Tropicamid oftalmicznyAkorn Pharmaceuticals Inc. (Lake Forest, IL, USA)Kod NDC 17478-102-12
Chlorowodorek fenylefryny okulistycznyParaTeck, Inc. (Portland, OR, USA)Kod NDC 42702-102-15
Smar do oczuHub Pharmaceuticals LLC (Rancho Cucamonga, CA, USA)Kod NDC 17238-610-15
Płyn do płukania oczuAltaire Pharmaceuticals, Inc. (Aquebogue, NY, USA)Kod NDC 59390-175-18
Chlorowodorek tetrakainy roztwór okulistycznyBausch & Lomb, Inc. (Rochester, NY, USA)Kod NDC 24208-920-64
Flurbiprofen roztwór okulistyczny sodowyBausch & Lomb, Inc. (Rochester, NY, USA)Kod NDC 24208-314-25
Siarczany neomycyny i polimyksyny B oraz deksametazon Maść okulistycznaBausch & Lomb, Inc. (Rochester, NY, USA)KodNDC 24208-795-35
Wstrzyknięcie meloksykamuHenry Schein Inc. (Queens, NY, USA)Kod NDC 11695-6925-1
Matlab MathWorks (Natick, MA, USA)2017a

Bibliografia

  1. Wang, L. V., Hu, S. Photoacoustic tomography: in vivo imaging from organelles to organs. Science. 335 (6075), 1458-1462 (2012).
  2. Beard, P. Biomedical photoacoustic imaging. Interface Focus. , rsfs20110028 (2011).
  3. Taruttis, A., Ntziachristos, V. Advances in real-time multispectral optoacoustic imaging and its applications. Nat Photonics. 9 (4), 219-227 (2015).
  4. Tian, C., Xie, Z., Fabiilli, M. L., Wang, X. Imaging and sensing based on dual-pulse nonlinear photoacoustic contrast: a preliminary study on fatty liver. Opt Lett. 40 (10), 2253-2256 (2015).
  5. Tian, C., et al. Dual-pulse nonlinear photoacoustic technique: a practical investigation. Biomed Opt Express. 6 (8), 2923-2933 (2015).
  6. Tian, C., et al. Non-Contact Photoacoustic Imaging Using a Commercial Heterodyne Interferometer. IEEE Sens J. 16 (23), 8381-8388 (2016).
  7. Kim, K. H., et al. Air-coupled ultrasound detection using capillary-based optical ring resonators. Sci Rep. 7, 1(2017).
  8. Feng, T., et al. Bone assessment via thermal photo-acoustic measurements. Opt Lett. 40 (8), 1721-1724 (2015).
  9. Chen, S. -L., Xie, Z., Carson, P. L., Wang, X., Guo, L. J. In vivo flow speed measurement of capillaries by photoacoustic correlation spectroscopy. Opt Lett. 36 (20), 4017-4019 (2011).
  10. Dean-Ben, X., Fehm, T. F., Razansky, D. Universal Hand-held Three-dimensional Optoacoustic Imaging Probe for Deep Tissue Human Angiography and Functional Preclinical Studies in Real Time. J Vis Exp. (93), e51864(2014).
  11. Galanzha, E. I., et al. In vivo magnetic enrichment and multiplex photoacoustic detection of circulating tumour cells. Nat Nanotechnol. 4 (12), 855-860 (2009).
  12. Xiang, L., Wang, B., Ji, L., Jiang, H. 4-D photoacoustic tomography. Sci Rep. 3, (2013).
  13. Tian, C., et al. Plasmonic nanoparticles with quantitatively controlled bioconjugation for photoacoustic imaging of live cancer cells. Adv Sci. 3 (12), (2016).
  14. Zhou, F., Wu, S., Yuan, Y., Chen, W. R., Xing, D. Mitochondria-Targeting Photoacoustic Therapy Using Single-Walled Carbon Nanotubes. Small. 8 (10), 1543-1550 (2012).
  15. Maslov, K., Zhang, H. F., Hu, S., Wang, L. V. Optical-resolution photoacoustic microscopy for in vivo imaging of single capillaries. Opt Lett. 33 (9), 929-931 (2008).
  16. Hu, S., Maslov, K., Wang, L. V. Three-dimensional Optical-resolution Photoacoustic Microscopy. J Vis Exp. (51), e2729(2011).
  17. Yao, J., et al. High-speed label-free functional photoacoustic microscopy of mouse brain in action. Nat Methods. 12 (5), 407-410 (2015).
  18. Yang, X., Skrabalak, S. E., Li, Z. -Y., Xia, Y., Wang, L. V. Photoacoustic tomography of a rat cerebral cortex in vivo with au nanocages as an optical contrast agent. Nano Lett. 7 (12), 3798-3802 (2007).
  19. Agarwal, A., et al. Targeted gold nanorod contrast agent for prostate cancer detection by photoacoustic imaging. J Appl Phys. 102 (6), 064701(2007).
  20. Zackrisson, S., van de Ven, S., Gambhir, S. Light in and sound out: emerging translational strategies for photoacoustic imaging. Cancer Res. 74 (4), 979-1004 (2014).
  21. Ermilov, S. A., et al. Laser optoacoustic imaging system for detection of breast cancer. J Biomed Opt. 14 (2), 024007(2009).
  22. Mallidi, S., Luke, G. P., Emelianov, S. Photoacoustic imaging in cancer detection, diagnosis, and treatment guidance. Trends Biotechnol. 29 (5), 213-221 (2011).
  23. Zhang, H. F., Maslov, K., Stoica, G., Wang, L. V. Functional photoacoustic microscopy for high-resolution and noninvasive in vivo imaging. Nat Biotechnol. 24 (7), 848(2006).
  24. Keswani, R. K., et al. Repositioning Clofazimine as a Macrophage-Targeting Photoacoustic Contrast Agent. Sci Rep. 6, 23528(2016).
  25. Strohm, E. M., Berndl, E. S., Kolios, M. C. Probing red blood cell morphology using high-frequency photoacoustics. Biophys J. 105 (1), 59-67 (2013).
  26. Nguyen, V. P., Kim, J., Ha, K. -l, Oh, J., Kang, H. W. Feasibility study on photoacoustic guidance for high-intensity focused ultrasound-induced hemostasis. J Biomed Opt. 19 (10), 105010(2014).
  27. Keane, P. A., Sadda, S. R. Retinal imaging in the twenty-first century: state of the art and future directions. Ophthalmology. 121 (12), 2489-2500 (2014).
  28. Keane, P., Sadda, S. Imaging chorioretinal vascular disease. Eye. 24 (3), 422-427 (2010).
  29. Jiao, S., et al. Photoacoustic ophthalmoscopy for in vivo retinal imaging. Opt Express. 18 (4), 3967-3972 (2010).
  30. Liu, T., et al. Near-infrared light photoacoustic ophthalmoscopy. Biomed Opt Express. 3 (4), 792-799 (2012).
  31. Song, W., et al. A combined method to quantify the retinal metabolic rate of oxygen using photoacoustic ophthalmoscopy and optical coherence tomography. Sci Rep. 4, 6525(2014).
  32. Liu, W., Zhang, H. F. Photoacoustic imaging of the eye: a mini review. Photoacoustics. 4 (3), 112-123 (2016).
  33. de La Zerda, A., et al. Photoacoustic ocular imaging. Opt Lett. 35 (3), 270-272 (2010).
  34. Hu, S., Rao, B., Maslov, K., Wang, L. V. Label-free photoacoustic ophthalmic angiography. Opt Lett. 35 (1), 1-3 (2010).
  35. Silverman, R. H., et al. High-resolution photoacoustic imaging of ocular tissues. Ultrasound Med Biol. 36 (5), 733-742 (2010).
  36. Wu, N., Ye, S., Ren, Q., Li, C. High-resolution dual-modality photoacoustic ocular imaging. Opt Lett. 39 (8), 2451-2454 (2014).
  37. Hennen, S. N., et al. Photoacoustic tomography imaging and estimation of oxygen saturation of hemoglobin in ocular tissue of rabbits. Exp Eye Res. 138, 153-158 (2015).
  38. Tian, C., Zhang, W., Mordovanakis, A., Wang, X., Paulus, Y. M. Noninvasive chorioretinal imaging in living rabbits using integrated photoacoustic microscopy and optical coherence tomography. Opt Express. 25 (14), 15947-15955 (2017).
  39. Laser Institute of America. American National Standard for Safe Use of Lasers ANSI Z136.1 - 2007. American National Standards Institute, Inc. , (2007).
  40. Hughes, A. A schematic eye for the rabbit. Vision Res. 12 (1), 123(1972).
  41. Ma, T., et al. Systematic study of high-frequency ultrasonic transducer design for laser-scanning photoacoustic ophthalmoscopy. J Biomed Opt. 19 (1), 016015(2014).
  42. Song, W., Wei, Q., Jiao, S., Zhang, H. F. Integrated photoacoustic ophthalmoscopy and spectral-domain optical coherence tomography. J Vis Exp. (71), (2013).
  43. Mattison, S., Kim, W., Park, J., Applegate, B. Molecular Imaging in Optical Coherence Tomography. Curr Mol Imaging. 3 (2), 88-105 (2014).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Obrazowanie dwumodalneobrazowanie nieinwazyjneobrazowanie bez znakowaniaobrazowanie tkanek okanaczy krwiono nych siatk wkinaczy krwiono nych naczyni wki
Nowatorska mikroskopia fotoakustyczna i optyczna tomografia koherentna Obrazowanie naczyniówkowe siatkówki dwumodalnej w żywych oczach królika
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.