Artykuł metodologiczny

Króliczy model trwałej ekspresji transgenu w przeszczepach interpozycji żyły szyjnej do tętnicy szyjnej wspólnej

DOI:

10.3791/57231

⸱

10 września 2018

 ,  , 
1Department of Medicine, University of Washington School of Medicine

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta metoda opisuje umieszczanie przeszczepów żył interpozycyjnych u królików, transdukcję przeszczepów i osiągnięcie trwałej ekspresji transgenu. Pozwala to na badanie fizjologicznych i patologicznych ról transgenów i ich produktów białkowych w przeszczepionych żyłach oraz testowanie terapii genowych w chorobach przeszczepów żył.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Operacja pomostowania przeszczepu żył jest powszechnym sposobem leczenia choroby tętnic okluzyjnych; jednak długoterminowy sukces jest ograniczony przez niepowodzenie przeszczepu z powodu zakrzepicy, przerostu błony wewnętrznej i miażdżycy. Celem tego artykułu jest zademonstrowanie metody umieszczania obustronnych przeszczepów żylnych u królika, a następnie transdukcji przeszczepów za pomocą wektora transferu genów, który osiąga trwałą ekspresję transgenu. Metoda pozwala na badanie biologicznych ról genów i ich produktów białkowych w prawidłowej homeostazie przeszczepu żyłowego. Pozwala również na testowanie transgenów pod kątem czynności, które mogą zapobiec niewydolności przeszczepu żyły, np. czy ekspresja transgenu zapobiega wzrostowi nowozetówki, zmniejsza stan zapalny naczyń krwionośnych lub zmniejsza miażdżycę u królików karmionych dietą wysokotłuszczową. Podczas początkowej operacji przeżycia odcinki prawej i lewej żyły szyjnej zewnętrznej są wycinane i umieszczane obustronnie jako odwrócone przeszczepy interpozycji tętnicy szyjnej wspólnej od końca do boku. Podczas drugiej operacji przeżycia, wykonywanej 28 dni później, każdy z przeszczepów jest izolowany z krążenia za pomocą klipsów naczyniowych, a światła są wypełniane (poprzez arteritomię) roztworem zawierającym wektor adenowirusowy zależny od pomocnika (HDAd). Po 20-minutowej inkubacji roztwór wektora jest odsysany, arteriotomia jest naprawiana i przywracany jest przepływ. Żyły są pobierane w punktach czasowych podyktowanych indywidualnymi protokołami eksperymentalnymi. 28-dniowe opóźnienie między wszczepieniem przeszczepu a transdukcją jest konieczne, aby zapewnić adaptację przeszczepu żyły do krążenia tętniczego. Ta adaptacja pozwala uniknąć szybkiej utraty ekspresji transgenu, która występuje w przeszczepach żylnych transdukowanych przed lub bezpośrednio po przeszczepie. Wyjątkowość tej metody polega na zdolności do osiągania trwałej, stabilnej ekspresji transgenu w przeszczepionych żyłach. W porównaniu z innymi dużymi modelami przeszczepów żył zwierzęcych, króliki mają zalety niskiego kosztu i łatwej obsługi. W porównaniu z modelami przeszczepów żył gryzoni, króliki mają większe i łatwiejsze do manipulowania naczynia krwionośne, które dostarczają obfitej tkanki do analizy.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Miażdżyca jest przewlekłą chorobą zapalną, w której nagromadzenie lipidów i stan zapalny w ścianie naczynia krwionośnego prowadzą do zwężenia światła naczynia, zawałów serca, udarów i utraty kończyn1,2. Interwencje przezskórne (np. angioplastyka i stentowanie) oraz terapia medyczna (np. statyny i leki przeciwpłytkowe) są użytecznymi metodami leczenia miażdżycy; Często jednak są nieskuteczne w leczeniu ciężkiej choroby obturacyjnej zarówno w krążeniu wieńcowym, jak i obwodowym. Przeszczep pomostowy, przy użyciu autogennych odcinków żyły, pozostaje powszechną procedurą leczenia pacjentów z ciężką, rozlaną chorobą wieńcową i obwodową chorobą naczyniową3,4. Jednak przeszczepy żył umieszczone zarówno w krążeniu wieńcowym, jak i obwodowym mają słabe wskaźniki drożności długoterminowej. W krążeniu wieńcowym około 10-20% przeszczepów żył jest niedrożnych po 1 roku, a 50% jest niedrożnych po 10 latach5,6. W krążeniu obwodowym odsetek niepowodzeń przeszczepów żył wynosi 30-50% po 5 latach7.

Terapia genowa jest atrakcyjnym podejściem do zapobiegania niewydolności przeszczepu żyły, ponieważ może dostarczyć terapeutyczny produkt genowy dokładnie w miejscu choroby. W związku z tym w licznych badaniach przedklinicznych przetestowano terapię genową przeszczepu żyłowego8,9. Jednak zasadniczo wszystkie te badania badały skuteczność we wczesnych punktach czasowych (2-12 tygodni)10,11,12,13,14,15,16,17. Nie znamy żadnych dowodów na to, że interwencje terapii genowej mogą zapewnić trwałą (wieloletnią) ochronę przed niewydolnością przeszczepu żyły, która zwykle wynika z przerostu neointimy i miażdżycy4. Opracowaliśmy metodę, która pozwala na trwałą ekspresję transgenu w przeszczepionych żyłach, a tym samym umożliwia testowanie interwencji terapii genowej zarówno w późnych, jak i wczesnych punktach czasowych. Aby osiągnąć trwałą ekspresję transgenu, metoda obejmuje wektory HDAd i strategię opóźnionej transdukcji. Wektory HDAd zapewniają przedłużoną ekspresję transgenu, ponieważ brakuje im genów wirusowych, co uniemożliwia rozpoznawanie (i odrzucanie) transdukowanych komórek przez układ odpornościowy18,19,20,21. Opóźniona transdukcja (wykonywana 28 dni po umieszczeniu przeszczepu) zapobiega utracie transdukowanych komórek podczas procesu tętniczenia, który następuje wcześnie po przeszczepie22.

Inne metody, które osiągają terapeutyczną ekspresję transgenu w ścianie przeszczepu żyłowego, polegają na transdukcji przeszczepu żyłowego w momencie wszczepienia przeszczepu10,11,12,15,16,17. Przy pomiarze szeregowym, ekspresja transgenu przy użyciu tego podejścia szybko spada po transdukcji22,23. W związku z tym w badaniach z zastosowaniem tego podejścia nie oceniano skuteczności po upływie 12 tygodni od przeszczepu żyły, przy czym większość z nich nie oceniała skuteczności po upływie 4 tygodni. W przeciwieństwie do tego, nasza metoda osiąga ekspresję transgenu przeszczepu żyłowego, która utrzymuje się stabilnie przez co najmniej 24 tygodnie i - w oparciu o podobne badania przeprowadzone w tętnicach - prawdopodobnie trwa znacznie dłużej22,24. Nie znamy żadnej innej interwencji w terapii genowej przeszczepu żyły, która osiągałaby stabilną ekspresję transgenu w tym czasie.

Użyliśmy modelu królika do opracowania naszej metody. Inni używali gryzoni, królików lub większych zwierząt do testowania terapii genowej przeszczepów żył10,11,12,15,16,17,25,26. W porównaniu z modelami gryzoni króliki są droższe i podlegają bardziej rygorystycznym wymogom regulacyjnym. Jednak w porównaniu z większymi zwierzętami (np. świniami i psami), króliki są znacznie tańsze w zakupie i trzymaniu w domu oraz znacznie łatwiejsze w obsłudze. Co więcej, naczynia królików przypominają fizjologicznie naczynia ludzkie27, są na tyle duże, że mogą być używane do testowania interwencji przezskórnych28,29, i dostarczają wystarczającą ilość tkanki, aby można było zbadać wiele punktów końcowych (np. histologia, białko, RNA) przy użyciu pojedynczej próbki naczynia krwionośnego22,30. Ponadto, gdy króliki z przeszczepami żył są karmione dietą wysokotłuszczową, rozwija się u nich miażdżyca przeszczepów żylnych31,32, co jest częstą przyczyną niewydolności przeszczepu żyły pomostowania tętnic wieńcowych4,5. Te miażdżycowe przeszczepy żył królika mogą służyć jako podłoże do testowania interwencji terapii genowej dostarczanych tą metodą. Dostarczony protokół może pomóc badaczom w opanowaniu umiejętności technicznych wymaganych do osiągnięcia trwałej ekspresji transgenu w przeszczepach żył królika.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie protokoły i badania na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Biuro ds. Dobrostanu Zwierząt Uniwersytetu Waszyngtońskiego.

1. Przed operacją (dla wszystkich operacji)

  1. Znieczulić królika 30 mg/kg ketaminy i 1,5 mg/kg ksylazyny we wstrzyknięciu domięśniowym (IM) w mięśnie przykolcowe.
    UWAGA: Jedzenie i woda nie są ograniczone przed zabiegiem.
  2. Czekając na wystarczającą głębokość znieczulenia, ustaw stoły w sali przygotowawczej i sali operacyjnej (OR).
    1. Przygotować pomieszczenie przygotowawcze do golenia szyi królika i umieszczenia portu dożylnego (IV) w uchu (tylko operacja przetrwania). Na stole przygotowawczym umieść maść okulistyczną, plaster z fentanylem (chirurgia przetrwania), maszynkę do strzyżenia włosów, podkładkę nasączoną alkoholem, cewnik 24-G x 3/4", port do wstrzykiwań i taśmę chirurgiczną.
    2. Na sali operacyjnej należy skonfigurować sprzęt monitorujący i powiązane sondy (elektrokardiogram (EKG), pulsoksymetria (SpO2) i temperatura). Przygotuj pompę dożylną z workiem dożylnym ze 100 ml soli fizjologicznej z igłą 18 G lub 19 G i ustaw natężenie przepływu na 10 ml/h/kg (tylko operacja przeżycia). Wyposażyć aparaturę tlenową i izofluranową w nos (przeszczep żył lub operacje poboru).
      1. Aby pomóc przymocować nos do królika, owiń pasek gazy wokół rurki, która dostarcza gaz do stożka. Ta pętla powinna otaczać rurkę, w której jest przymocowana do stożka. Wolne końce paska gazy powinny mieć około 45 cm długości. Umieść stożek (z dołączoną gazą) na wezgłowiu stołu.
    3. Włącz koc grzewczy z obiegową wodą i/lub wymuszonym powietrzem na stole operacyjnym. Na kocu rozgrzewającym umieść zwinięty ręcznik jako podparcie szyi i umieść płytkę elektrody dyspersyjnej do elektrokoagulacji.
    4. Jako miejscowy środek przeciwbólowy połącz w strzykawce 1 ml 2% chlorowodorku lidokainy i 1 ml 0,5% chlorowodorku bupiwakainy. Rozcieńczyć wirusa do pożądanego stężenia (tutaj użyj 2 x 1011 cząstek wirusa/ml dla HDAd) w sterylnym DMEM i trzymaj na lodzie (tylko operacja transferu genów).
    5. Po osiągnięciu odpowiedniej głębokości znieczulenia przygotuj królika do zabiegu.
      UWAGA: Przetestuj pod kątem braku odruchu wycofania pedału, aby zapewnić odpowiednią głębokość znieczulenia. Kontynuuj monitorowanie odruchu pedałowania przez cały czas trwania operacji.
      1. Nałóż maść okulistyczną na oczy królika.
      2. Aby umożliwić umieszczenie sondy temperatury w odbycie, naciśnij palcami w rękawiczce tuż nad odbytnicą i przesuń palce w kierunku odbytu, aby usunąć stolec z odbytnicy królika.
      3. Ogolić królika od wcięcia mostka do krawędzi żuchwy. Ogolić jedno ucho w celu umieszczenia dożylnego, a drugie ucho w celu podania plastra z fentanylem (tylko operacja przetrwania). Ogol lewe tylne środkowe palce u nóg w celu umieszczenia sondy SpO2.
    6. W przypadku operacji infuzji wektorowej zaintubuj królika. Użyj rurki dotchawiczej bez mankietu o średnicy zewnętrznej 4 mm / średnicy wewnętrznej 3 mm, nawleczonej na artroskop. Umieść królika w pozycji leżącej mostka i nadmiernie wyprostuj szyję. Trzymaj pysk królika szeroko otwarty i użyj artroskopu, aby uwidocznić głośnię i fałdy krtaniowe. Podczas wdechu delikatnie wprowadzić rurkę dotchawiczą przez krtań i do tchawicy.
    7. W przypadku operacji przetrwania należy umieścić i zabezpieczyć cewnik dożylny 24-G w lewej żyle ucha królika i zakryć go portem do wstrzykiwań. Nałóż plaster z fentanylem o stężeniu 25 μg/h na prawe ucho królika.
      UWAGA: Protokół jest przeznaczony dla chirurga umieszczonego po prawej stronie królika. Jeśli chirurg będzie znajdował się po lewej stronie królika, odwróć boki w tym kroku, aby druty i kroplówka były naprzeciwko chirurga. W razie potrzeby zmień strony w przyszłych krokach.
    8. W przypadku przeszczepu żyły i operacji pobrania należy podać znieczulenie ogólne za pomocą nosa; w przypadku operacji infuzji wektorowej należy podać znieczulenie ogólne przez rurkę dotchawiczą.
      UWAGA: Intubacja może być stosowana do wszystkich operacji. Jednak z naszego doświadczenia wynika, że ryzyko powikłań związanych z urazem tchawicy i krtani podczas intubacji może przewyższać korzyści płynące z intubacji. Operacja, która obejmuje transfer genów do przeszczepu (szczególnie u królików karmionych cholesterolem), jest jedyną operacją, w której intubacja wydaje się zapewniać korzyści netto.
    9. Zanieś królika na salę operacyjną. Ułóż królika w pozycji leżącej na stole operacyjnym z ręcznikiem podtrzymującym szyję umieszczonym tuż pod głową królika. Delikatnie rozciągnij szyję królika, aż będzie prosta i mniej więcej pozioma.
    10. Umieścić nosek u królika (przeszczep żył i operacje pobrania) lub połączyć rurkę dotchawiczą (operacja infuzji wektorowej) zO2 w dawce 1 l/min i rozpocząć izofluran. Jeśli używasz nosa, zabezpiecz go, owijając końce dołączonych pasków gazy wokół ręcznika podtrzymującego szyję królika. W razie potrzeby należy dostosować stężenie izofluranu (zwykle 1-2%), aby utrzymać chirurgiczny poziom znieczulenia.
    11. Wyśrodkuj płytkę elektrody dyspersyjnej do elektrokoagulacji pod grzbietem królika. Włóż sondę temperatury doodbytniczej i przyłóż sondę SpO2 i przewody EKG do królika.
    12. Podłącz przewód dożylny z solą fizjologiczną do portu cewnika w lewym uchu królika i uruchom pompę infuzyjną dożylną przy 10 ml/h/kg. Po upływie 1 godziny należy zmniejszyć szybkość infuzji soli fizjologicznej do 5 ml/h/kg.
    13. Luźno przywiąż przednie nogi królika do stołu operacyjnego jako ograniczenie.
      UWAGA: Opcjonalnie nad królikiem można umieścić mały plastikowy stolik, aby zapobiec naciskaniu chirurga na klatkę piersiową/brzuch królika i potencjalnemu powodowaniu refluksu żołądkowo-przełykowego i aspiracji.
    14. Lidokainę/bupiwakainę (2 ml, mieszanina 50/50, krok 1.2.4) wstrzyknąć podskórnie (SQ) w szyję wzdłuż planowanej linii nacięcia, w celu znieczulenia miejscowego.
    15. Poproś asystenta, aby zdezynfekował miejsce operacyjne za pomocą 3 naprzemiennych peelingów glukonianu chlorheksydyny i izopropanolu, a następnie spryskał miejsce jodowidonem. Poproś chirurga o szorowanie, fartuch i rękawicę, zgodnie z zasadami aseptyki.
      1. Przeprowadzać operacje przetrwania w warunkach aseptycznych. Poproś asystenta o zajęcie się wszelkimi niesterylnymi przedmiotami i aseptyczne przekazanie sterylnych materiałów chirurgowi lub aseptyczne umieszczenie ich na nakrytym stole narzędziowym.
      2. Poproś chirurga, aby używał sterylnych ręczników do aseptycznego manipulowania niesterylnym sprzętem, takim jak mikroskop. Niech chirurg założy 2 lupy chirurgiczne podczas wykonywania pierwszej połowy operacji.

2. Operacja przeszczepu żyły (przeżycie)

  1. Przygotuj narzędzia i sterylne pole.
    1. Poproś asystenta, aby otworzył sterylne opakowania (serweta stołowa, serweta papierowa i 6 ręczników) i aseptycznie przeniósł zawartość do chirurga.
    2. Ułóż stół instrumentów. Umieść papierową zasłonę i sterylne ręczniki na udrapowanym stole instrumentów. Za pomocą 4 ręczników ułóż królika, pozostawiając odsłonięte tylko pole operacyjne na szyi. Połóż papierową zasłonę na króliku. Jeden ręcznik zostanie użyty później, a ostatni jest zapasowy.
    3. Poproś asystenta, aby otworzył opakowanie wysterylizowanych narzędzi i w aseptyki przekazał tacę na narzędzia chirurgowi. Ułóż instrumenty na stole z instrumentami.
    4. Poproś asystenta, aby otworzył następujący sprzęt i aseptycznie przekazał go chirurgowi lub położył na stole z narzędziami: jedna strzykawka 1 ml, jedna strzykawka 3 ml, jedna strzykawka 20 ml, jedna igła 21 G, szew 3-0 kwasu poliglikolowego (PGA), szew 5-0 PGA, szew polipropylenowy 7-0 i jeden cewnik dożylny 24 G.
    5. Przymocuj do elektrokoagulacji do zasłony przykrywającej królika za pomocą kleszczy Kantrowitza 7.25". Upuść końcówkę z wtyczką przez krawędź stołu operacyjnego, który ma być podłączony do aparatu elektrochirurgicznego i włączony przez asystenta.
    6. Napełnij strzykawkę o pojemności 20 ml sterylnym roztworem soli fizjologicznej z worka z solą fizjologiczną lub fiolki trzymanej przez asystenta. Użyj tego soli fizjologicznej w razie potrzeby, aby zapobiec odwodnieniu odsłoniętej tkanki podczas operacji.
    7. Przygotuj 5 ml heparynizowanego roztworu soli fizjologicznej, dodając 0,1 ml 5 000 j.m./ml heparyny do 5 ml roztworu soli fizjologicznej, tj. 100 j.m./ml, w małej misce chirurgicznej. Użyj tego roztworu, aby regularnie przepłukiwać tętnicę szyjną i przeszczep żyły podczas zabiegu szczepienia.
    8. Wytnij otwór w papierowej zasłonie nad polem operacyjnym na szyi królika. Użyj ręcznika clamps do clamp rogi otworu na miejscu do leżących pod spodem ręczników.
  2. Rozwarstwienie naczyniowe
    UWAGA: Użyj 2x lup chirurgicznych, aby pomóc w tej części operacji.
    1. Przeciąć skórę za pomocą elektrokoagulacji wzdłuż linii środkowej między wcięciem mostka a żuchwą (około 7-9 cm długości) i przycisnąć skórę szyi królika do ręczników za pomocą zacisków na ręczniki. Na końcu ogonowym wykonaj krótkie boczne cięcie przez powięź za pomocą elektrokoagulacji. Dosadnie wypreparuj pod powięzią wzdłuż całej linii środkowej za pomocą dużych nożyczek. Przeciąć rozciętą warstwę powięziową wzdłuż linii środkowej za pomocą elektrokoagulacji.
    2. Zacznij od prawej strony. Rozwiń mięsień mostkowo-gnykowy pokrywający tchawicę i mięsień mostkowy w kształcie litery V, aby odsłonić wspólną tętnicę szyjną.
    3. Ostrożnie wypreparuj 4-5 cm odcinek wspólnej tętnicy szyjnej i jej większe gałęzie (zwykle 1-2 na stronę) wolne od otaczających tkanek. Rozszerz rozwarstwienie od podstawy szyi proksymalnie do skrzyżowania nerwu gardłowego dystalnie. Użyj chirurgicznych pętli silikonowych, aby wspomóc cofnięcie tętnicy szyjnej podczas rozwarstwienia. Zwiększono większe gałęzie wspólnej tętnicy szyjnej za pomocą szwów jedwabnych 5-0 przed dystalnym przecięciem każdej gałęzi.
      UWAGA: Uważaj, aby nie naruszyć nerwu błędnego, który biegnie równolegle do tętnicy szyjnej wspólnej, ani mniejszych nerwów, które przecinają tętnicę.
    4. Powtórz sekcję po lewej stronie (krok 2.2.3).
    5. Użyj kleszczy przytrzymujących tkanki, aby tymczasowo zamknąć warstwę tkanki podskórnej. Odetnij powięź powierzchowną od skóry po prawej stronie, aż do odsłonięcia zewnętrznej żyły szyjnej. Wytnij 4-5 cm odcinek żyły szyjnej zewnętrznej i uwolnij jej gałęzie od otaczającej tkanki, podwiązując małe gałęzie szwami jedwabnymi 5-0 przed przecięciem gałęzi.
    6. Powtórz sekcję po lewej stronie (krok 2.2.5).
    7. Wstrzyknąć heparynę (150 j.m./kg) do cewnika dożylnego i przepłukać 10 ml soli fizjologicznej.
    8. Zmierz 3-centymetrowy odcinek żyły szyjnej zewnętrznej po prawej stronie i podwiąż ogonowy koniec segmentu za pomocą jedwabnego szwu 5-0. Pozwól, aby żyła wypełniła się krwią, a następnie podwiąż czaszkowy koniec odcinka żyły. Podziel czaszkowy koniec zewnętrznego odcinka żyły szyjnej, ostrożnie przepłucz naczynie heparynizowaną solą fizjologiczną (100 U/ml) za pomocą strzykawki 3 ml podłączonej do cewnika dożylnego 24 G. Podziel odcinek żyły na jej ogonowym końcu. Umieść odcinek żyły w ustandaryzowanej pozycji, w której końce ogonowe i czaszkowe są jednoznacznie identyfikowalne.
  3. Przeszczep żył
    1. Pozwól asystentowi zdjąć lupy chirurgiczne z chirurga i przesunąć mikroskop chirurgiczny (25X) na miejsce.
      UWAGA: Chirurg powinien nałożyć sterylny ręcznik na mikroskop. Dzięki temu chirurg może manipulować mikroskopem przy zachowaniu sterylności.
    2. Zacisnąć prawą wspólną tętnicę szyjną na każdym końcu izolowanego segmentu za pomocą mini-zacisków, umieszczając najpierw zacisk czaszkowy, aby umożliwić wypełnienie tętnicy, a następnie umieszczając zacisk ogonowy.
    3. Wytnij kawałek sztywnego papieru o długości 1 × 2 cm (dostępny w sterylnym opakowaniu do szwów) i umieść go pod tętnicą szyjną wspólną, aby poprawić ekspozycję.
    4. Wykonaj arteriotomię tylko czaszką do zacisku ogonowego (arteritomia ogonowa). Długość arteriotomii powinna być równa średnicy czaszkowego końca odcinka żyły. Wprowadzić strzykawkę z cewnikiem dożylnym przez arteriotomię ogonową i przepłukać światło tętnicy szyjnej heparynizowaną solą fizjologiczną.
    5. Zszyj czaszkowy koniec żyły do tętnicy ogonowej, używając nici polipropylenowej 7-0 z pojedynczymi szwami (Ryc. 1).
      1. Umieść pierwszy ścieg, aby zszyć ogonowy koniec arteriotomii ogonowej do czaszkowego końca odcinka żyły. Umieść drugi ścieg pod kątem 180° od pierwszego ściegu, aby zszyć czaszkowy koniec arteriotomii ogonowej do czaszkowego końca odcinka żyły.
      2. Umieść trzeci ścieg w punkcie równo odległym od pierwszych dwóch ściegów, po bocznej stronie zespolenia. Umieść czwarty ścieg po przyśrodkowej stronie zespolenia, w równej odległości od pierwszych dwóch ściegów i naprzeciwko trzeciego ściegu. Umieść 4 dodatkowe oczka (oczka 5-8) między każdym ze ściegów 1-4.
      3. Wykonaj arteriotomię czaszki po ogonowej stronie klipsa czaszkowego. Odległość między czaszkowym końcem arteriotomii czaszkowej a ogonowym końcem arteriotomii ogonowej powinna być taka sama jak długość odcinka żyły. Długość arteriotomii czaszki jest równa średnicy ogonowego końca odcinka żyły.
    6. Przedłuż żyłę czaszkowo od zespolenia, kładąc ją na wierzchu tętnicy szyjnej, nie wprowadzając żadnych skrętów. Przepłukać tętnicę szyjną i żyłę heparynizowaną solą fizjologiczną przez arteritomię czaszki. Sól fizjologiczna przepłynie przez tętnicę, do żyły przez zespolenie ogonowe i wyjdzie z wolnego i niezszytego końca żyły. Przepłukanie żyły zapobiega również jej skręcaniu.
    7. Zszyj ogonowy koniec żyły do arteriotomii czaszki (Ryc. 1).
      1. Umieść pierwszy szew, aby zszyć ogonowy koniec arteriotomii czaszki do ogonowego końca odcinka żyły. Umieść drugi ścieg, aby zszyć czaszkowy koniec arteriotomii czaszki do ogonowego końca odcinka żyły. Zakończyć zespolenie zgodnie z opisem w kroku 2.3.5.2. Tuż przed zawiązaniem ostatniego węzła na zespoleniu czaszkowym należy na krótko otworzyć zacisk na końcu czaszki wyciętego odcinka tętnicy szyjnej wspólnej, aby umożliwić krwawienie wsteczne, które wypłukuje powietrze z tętnicy szyjnej i przeszczepionej żyły. Następnie zaciśnij ostatni węzeł.
    8. Zwolnij zacisk czaszkowy, aby umożliwić wypełnienie przeszczepu żyły krwią, a następnie zwolnij zacisk ogonowy. W przeszczepie żyły należy zaobserwować energiczne pulsacje. Delikatnie uciskaj suchą gazą, aby zatamować krwawienie w zespoleniach.
    9. Podwiązać oba końce wspólnego odcinka tętnicy szyjnej, który łączy zespolenia, za pomocą jedwabnego szwu 3-0 i podzielić tętnicę szyjną w połowie między ligaturami (Ryc. 1). Nanieś kilka kropli papaweryny (3,5 mg/ml) na tętnicę szyjną przylegającą do każdego zespolenia.
    10. Wstrzyknąć heparynę (75 j.m./kg) do cewnika dożylnego ucha i przepłukać 10 ml soli fizjologicznej. W tym czasie należy wstrzyknąć buprenorfinę (SQ, 0,02 mg/kg) w celu zapewnienia pooperacyjnej analgezji do momentu, gdy plaster z fentanylem dostarczy przeciwbólowe stężenie fentanylu w osoczu.
      UWAGA: Dodatkowe wstrzyknięcie buprenorfiny (SQ, 0,02 mg/kg) może być konieczne 6 godzin po pierwszym wstrzyknięciu w celu utrzymania działania przeciwbólowego do momentu, gdy fentanyl w osoczu osiągnie stężenie terapeutyczne.
    11. Powtórz szczepienie po lewej stronie (kroki 2.2.8, 2.3.2-2.3.9).
    12. Zamknij tkankę podskórną za pomocą szwu 5-0 PGA za pomocą ciągłego wzoru. Zamknij skórę szwem 3-0 PGA za pomocą wzoru śródskórnego. Zakop węzły na obu końcach.
  4. Rekonwalescencja pooperacyjna, sprzątanie i pielęgnacja
    UWAGA: Pozwól królikowi dojść do siebie po znieczuleniu w spokojnym, cichym otoczeniu. Stale monitoruj królika pod kątem prawidłowego natlenienia i temperatury ciała, aż w pełni wyzdrowieje.
    1. Wyłącz izofluran i tlen i odłącz aparat do znieczulenia od królika. Odłącz rurkę płynu dożylnego od królika, ale pozostaw port dożylny w żyle usznej, aby uzyskać natychmiastowy dostęp.
    2. Przetransportuj królika do klatki ratunkowej i połóż go na boku. Zapewnij wsparcie termiczne za pomocą koca z ciepłą wodą (lub ogrzewania z wymuszonym powietrzem). Podawać O2 przez nos, aż SpO2 się ustabilizuje.
    3. Dopóki królik nie będzie mógł usiąść i poruszać się w klatce, przewracaj go na drugą stronę co 15 minut. Następnie wyjmij kaniulę dożylną ucha i włóż królika z powrotem do klatki. Zwróć królika do towarzystwa innych zwierząt dopiero po całkowitym wyzdrowieniu ze znieczulenia.
    4. Wszelkie odpady należy utylizować zgodnie z odpowiednimi protokołami usuwania zagrożeń biologicznych i odpadów zawierających ostre przedmioty.
    5. Po operacji codziennie sprawdzaj stan zdrowia królika i ranę pooperacyjną. Buprenorfinę należy podawać w razie potrzeby w przypadku bólu, którego nie kontroluje plaster z fentanylem. Usuń plaster z fentanylem w 3. dniu po operacji.

3. Przezskórne badanie ultrasonograficzne

  1. Aby ocenić drożność przeszczepu, należy wykonać badanie ultrasonograficzne na nieznieczulonym króliku 5-7 dni po operacji przeszczepu żyły i operacji transferu genów.
    1. Owiń nieznieczulonego królika bezpiecznie w koc i umieść królika na wznak w weterynaryjnym korycie w kształcie litery V z wyciągniętą szyją. Ogol szyję lub, jeśli to konieczne, usuń włosy środkiem do depilacji. Nałóż żel do ultradźwięków na szyję i wykonaj badanie ultrasonograficzne.
      UWAGA: Badanie ultrasonograficzne jest również wykonywane na znieczulonych królikach zarówno w czasie operacji transferu genów, jak i operacji końcowego pobrania przeszczepu w celu zbadania drożności przeszczepu i zmierzenia średnicy światła przeszczepu. Badanie wykonuje się tuż przed peelingiem szyi i odbywa się w podobny sposób, jak w przypadku królików nieznieczulonych.

4. Operacja transferu genów przeprowadzona ~ 28 dni po wszczepieniu przeszczepu (Operacja Przeżycia)

  1. Przygotuj narzędzia i sterylne pole.
    1. Wykonaj kroki 2.1.1-2.1.3. w chirurgii przeszczepu żyły.
    2. Pozwól asystentowi otworzyć następujący sprzęt i albo aseptycznie przekaż go chirurgowi, albo umieść go na stole z narzędziami: sześć strzykawek 1 ml (z igłą), jedna strzykawka 3 ml, jedna strzykawka 20 ml, jedna igła 21 G, jedna igła 19 G, szew 3-0 PGA, szew 5-0 PGA, szew polipropylenowy 7-0, dwa cewniki dożylne 24 G, i sterylna sonda przepływu krwi.
    3. Wykonaj kroki 2.1.5-2.1.6. w chirurgii przeszczepu żyły.
    4. Przygotować jedną strzykawkę o pojemności 1 ml z 1 ml DMEM do przemywania tętnicy i przeszczepu żyły oraz przygotować dwie strzykawki o pojemności 1 ml z roztworem wirusa (~ 0,5-0,7 ml roztworu wirusa/przeszczep żyły). Pozwól asystentowi rozmrozić wirusa i rozcieńczyć go w DMEM. Przygotować jedną strzykawkę o pojemności 3 ml z 0,5 ml lidokainy/bupiwakainy (mieszanka 50/50, krok 1.2.4).
    5. Postępuj zgodnie z krokiem 2.1.8 w chirurgii przeszczepu żyły.
  2. Izolacja przeszczepów żył i przyległych tętnic szyjnych
    UWAGA: Do tej części należy użyć 2x lup chirurgicznych.
    1. Przeciąć skórę za pomocą elektrokoagulacji wzdłuż linii środkowej między wcięciem mostka a żuchwą (około 7-9 cm długości) i zacisnąć skórę za pomocą zacisków na ręczniki. Nanieść 0,5 ml lidokainy/bupiwakainy (mieszanka 50/50, krok 1.2.4) na tkankę podskórną.
    2. Na końcu ogonowym wykonaj krótkie boczne cięcie przez powięź za pomocą elektrokoagulacji. Tępo rozetnij pod powięzią wzdłuż całej linii środkowej. Za pomocą elektrokoagulacji przeciąć rozciętą powięź wzdłuż linii środkowej.
    3. Zacznij od prawej strony. Rozbij mięsień mostkowo-gnykowy pokrywający tchawicę i mięsień mostkowo-rdzeniowy w kształcie litery V, aby odsłonić przeszczep żyły. Ostrożnie odizoluj przeszczep żyły i 1,5-2,0 cm tętnicy szyjnej przylegającej do przeszczepu zarówno po stronie czaszki, jak i ogona.
    4. Powtórz sekcję po lewej stronie zgodnie z krokiem 4.2.3.
  3. Zmierz przepływ krwi w przeszczepach żylnych.
    1. Wypełnij jamę rany operacyjnej po prawej stronie solą fizjologiczną, aby umożliwić transmisję fal dźwiękowych. Zanurz sondę przepływu okołonaczyniowego o średnicy 2 mm (podłączoną do przepływomierza) w soli fizjologicznej w jamie rany i ustaw natężenie przepływu na zero.
    2. Umieść sondę przepływu wokół tętnicy szyjnej, ogonowej lub czaszkowej do przeszczepu żyły. Rejestruj dane z sondy przepływu za pomocą elektronicznego systemu akwizycji danych.
    3. Powtórzyć pomiar przepływu po lewej stronie zgodnie z krokiem 4.3.2.
    4. Oblicz pulsowalność na podstawie szczytowego skurczowego natężenia przepływu, minimalnego rozkurczowego natężenia przepływu i średniego natężenia przepływu. Oblicz również laminarne naprężenie ścinające, na podstawie natężenia przepływu i średnicy światła (mierzonej za pomocą przezskórnych ultradźwięków).
  4. Wlać roztwór wektora do przeszczepów żylnych
    UWAGA: Mikroskop chirurgiczny (16X) jest używany w razie potrzeby do nakłuwania, infuzji i naprawy tętnicy szyjnej.
    1. Poproś asystenta, aby usunął lupy chirurgiczne chirurga i ustawił mikroskop chirurgiczny na miejscu. Poproś chirurga, aby nałożyli sterylny ręcznik na mikroskop. Sterylny ręcznik pozwala chirurgowi manipulować mikroskopem przy zachowaniu sterylności.
    2. Poproś asystenta o wstrzyknięcie heparyny (150 j.m./kg) do cewnika dożylnego i przepłukanie solą fizjologiczną.
    3. Użyj dużego wkrętaka igłowego, aby zgiąć igłę 21 G pod kątem około 80° tuż nad skosem (nie zginaj skosu; Rysunek 2A).
    4. Zacisnąć wspólną tętnicę szyjną na każdym końcu przeszczepu żyły za pomocą mini-zacisków, umieszczając najpierw zacisk czaszkowy, aby umożliwić wypełnienie tętnicy, a następnie umieszczając klips ogonowy. Umieść klips ogonowy około 10 mm ogonowo do zespolenia, aby pozostawić trochę miejsca na arteriotomię.
    5. Umieść dwa jedwabne krawaty wokół tętnicy tuż doogonowo do przeszczepu i zawiąż pojedynczy węzeł na każdym z nich - bez ich zaciskania.
    6. Nakłuć ogon szyjny do przeszczepu zgiętą igłą 21 G tuż przy czaszce ogonowego klipsa naczyniowego. Uważaj, aby nie przebić tylnych ani bocznych ścian. Dwukrotnie wsuń igłę w światło w przód iw tył, aby upewnić się, że światło jest czyste, a następnie ostrożnie wyjmij igłę.
      Uwagi: Zwykłe nakłucie tętnicy szyjnej można wspomóc, chwytając przydankę tętniczą cienkimi kleszczami i delikatnie podnosząc przednią ściankę, jednocześnie wkładając końcówkę igły tylko doogonowo do punktu podnoszenia (Rysunek 2A). Zmniejsza to ryzyko uderzenia igły w tylną ścianę.
    7. Za pomocą kilku rozłożonych gazików utwórz gniazdo, w którym umieścisz strzykawkę używaną do infuzji. Umieść to gniazdo gazy ogonowo w miejscu operacji.
    8. Umieść cewnik dożylny 24 G na strzykawce z samym DMEM i dokręć cewnik na strzykawce na tyle, aby zapobiec wyciekowi (strzykawka zostanie usunięta później podczas tej operacji) i zegnij cewnik ~ 4 mm od końcówki, tak aby zgięcie utrzymało się pod kątem około 75° po jego zwolnieniu.
    9. Wprowadzić cewnik dożylny do arteriotomii tętnicy szyjnej wspólnej do punktu zgięcia i dwukrotnie przemyć światło przeszczepu żyły 0,5 ml DMEM. Przy każdym powtórzeniu wypełnij przeszczep żyły DMEM. Następnie usuń DMEM z przeszczepu, lekko naciskając palcem w rękawiczce na czaszkowym końcu przeszczepu. Ostrożnie przesuń palec w kierunku ogonowego końca przeszczepu, aby wypłukać zawartość światła przez arteriotomię.
    10. Wyjąć strzykawkę DMEM z cewnika, pozostawiając cewnik w naczyniu. Podłączyć strzykawkę zawierającą roztwór wirusa, upewniając się, że powietrze nie dostało się do cewnika. Przesuń luźno zawiązane jedwabne opaski w dół tętnicy, aż znajdą się wokół końcówki cewnika, ale nie zaciskaj ich.
    11. Wlej 0,03 ml roztworu wirusa, aby wypchnąć pozostały DMEM z cewnika. Usuń cały płyn ze światła przeszczepu żyły palcem, delikatnie naciskając od czaszki do ogona.
    12. Zaciśnij dwie opaski wokół tętnicy i końcówki cewnika, aby uszczelnić światło. Podawać roztwór wirusa, aż żyła zostanie rozszerzona. Delikatnie położyć strzykawkę na gnieździe gazy.
      UWAGA: Bardzo ważne jest, aby przeszczep żyły rozszerzył się do kalibru sprzed transdukcji i pozostał napompowany podczas wlewu wirusa. Jeśli nie, ilość transferu genów zostanie znacznie zmniejszona.
    13. Pozostawić roztwór zawierający wirusa w świetle przeszczepu żylnego na 20 minut, a następnie zastąpić strzykawkę zawierającą wirusa dołączoną do cewnika pustą strzykawką. Delikatnie odessać roztwór zawierający wirusa z przeszczepu, aż naczynie się zapadnie. Wyjąć strzykawkę, pozostawiając cewnik na miejscu. Przeciąć i rozwiązać jedwabne szwy i wyjąć cewnik z naczynia. Ostrożnie wyjmij cewnik z tętnicy szyjnej, aby uniknąć uszkodzenia śródbłonka.
    14. Za pomocą mikroskopu chirurgicznego zamknij arteriotomię szwem polipropylenowym 7-0 za pomocą wzoru X (Ryc. 2B).
      1. Chwyć szew za pomocą uchwytu na igłę, wejdź do naczynia w prawym dolnym rogu arteriotomii i wyjdź z naczynia w lewym dolnym rogu. Przejdź przez otwór na zewnątrz naczynia i wykonaj drugie przejście od prawego górnego rogu do lewego górnego rogu.
      2. Przed zaciśnięciem szwu należy na krótko zwolnić klips naczyniowy czaszki, aby wypłukać powietrze i resztki wirusa z przeszczepu żyły i tętnicy. Krew wypłynie z arteriotomii po zwolnieniu zacisku.
      3. Zamknij arteriotomię, delikatnie pociągając za końce szwów i zwiąż je razem 2 węzłami kwadratowymi.
        UWAGA: Zbyt mocne naciągnięcie szwu spowoduje zbijanie się tkanki, co zakłóci przepływ, zwiększy ryzyko zakrzepicy i potencjalnie wprowadzi niekontrolowane zmienne.
    15. Zwolnij klips naczyniowy czaszki, a następnie klips ogonowy. Zatamuj krwawienie, używając gazy do lekkiego ucisku.
    16. Mniej więcej w tym czasie należy wstrzyknąć buprenorfinę (SQ, 0,02 mg/kg) w celu zapewnienia pooperacyjnej analgezji do momentu, gdy plaster z fentanylem zapewni przeciwbólowe stężenie fentanylu w osoczu.
      UWAGA: Dodatkowe wstrzyknięcie buprenorfiny (SQ, 0,02 mg/kg) może być konieczne 6 godzin po pierwszym wstrzyknięciu w celu utrzymania działania przeciwbólowego do momentu, gdy fentanyl w osoczu osiągnie stężenie terapeutyczne.
    17. Powtórz protokół infuzji wirusa po lewej stronie, wykonując kroki 4.4.5-4.4.15.
  5. Zamykanie ran
    1. Zamknij tkankę podskórną szwem 5-0 PGA, używając ciągłego wzoru. Zamknij skórę szwem 3-0 PGA za pomocą wzoru śródskórnego. Zakop węzły na obu końcach.
  6. Rekonwalescencja pooperacyjna, sprzątanie i pielęgnacja
    1. Wykonaj krok 2.4.

5. Chirurgia żniwna (terminalna)

  1. Przygotuj narzędzia i pole operacyjne.
    1. Wykonaj kroki 2.1.1-2.1.3 w chirurgii przeszczepu żyły.
    2. Pozwól asystentowi otworzyć i aseptycznie umieścić na stole z narzędziami (lub przekazać chirurgowi): jedną strzykawkę o pojemności 20 ml, jedną igłę 21G, jedwabny szew 3-0 i sterylną sondę przepływu krwi.
    3. Postępuj zgodnie z krokami 2.1.5-2.1.6 i 2.1.8 chirurgii przeszczepu żyły.
  2. Izolacja tętnic szyjnych wspólnych i przeszczepów żył
    1. Przeciąć skórę za pomocą elektrokoagulacji wzdłuż linii środkowej między wcięciem mostka a żuchwą (około 7-9 cm długości) i przycisnąć skórę szyi królika do ręczników za pomocą zacisków na ręczniki.
    2. Na końcu ogonowym wykonaj krótkie boczne cięcie przez powięź za pomocą elektrokoagulacji. Tępo rozetnij pod powięzią wzdłuż całej linii środkowej. Przeciąć rozciętą powięź wzdłuż linii środkowej za pomocą elektrokoagulacji.
    3. Zacznij od prawej strony. Rozbij mięsień mostkowo-gnykowy pokrywający tchawicę i mięśnie mostkowe w kształcie litery V, aby odsłonić wspólny przeszczep tętnicy szyjnej i żyły.
    4. Wypreparuj prawy przeszczep żyły i tętnicę szyjną wspólną z otaczających tkanek. Użyj chirurgicznych pętli silikonowych do cofnięcia tętnicy i przeszczepu żyły podczas rozwarstwienia.
    5. Powtórz sekcję po lewej stronie, wykonując czynności 5.2.3-5.2.4.
  3. Wykonaj pomiary przepływu zgodnie z krokami 4.3.1-4.3.3 w chirurgii transferu genów.
  4. Pobieranie przeszczepów żył
    1. Za pomocą jedwabnego szwu 3-0 podwiązaj prawą wspólną tętnicę szyjną czaszki do przeszczepu. Następnie podwiąż ogon szyjny do przeszczepu.
    2. Wyciąć przeszczep żyły prawej, dzieląc sąsiednią tętnicę szyjną między każdym z podwiązaniami i sąsiednim zespoleniem. Usuń przeszczep żyły od królika i przepłucz światło solą fizjologiczną.
    3. Przyciąć tętnicę szyjną i zespolenia z obu końców przeszczepu żyły. Odciąć nadmiar tkanki przybyszowej z przeszczepu żyły i pociąć przeszczep na segmenty w razie potrzeby w celu przeprowadzenia różnych analiz końcowych.
    4. Pobrać przeszczep lewej żyły, powtarzając kroki 5.4.1-5.4.3.
  5. Wstrzyknij 1 ml fenytoiny/pentobarbitalu dożylnie, aby poddać królika eutanazji.
  6. Wszelkie odpady należy utylizować zgodnie z odpowiednimi protokołami usuwania zagrożeń biologicznych i odpadów zawierających ostre przedmioty.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Biegłość techniczna nowego operatora musi zostać zweryfikowana, zanim operator będzie mógł użyć tej metody do generowania danych eksperymentalnych. Pierwszym kamieniem milowym, który musi osiągnąć nowy operator, jest stała drożność przeszczepu żyły zarówno po początkowej operacji przeszczepu żyły, jak i późniejszej operacji opóźnionej transdukcji. Ponad 90% drożność po każdej z operacji jest pożądana i możliwa do osiągnięcia. Drożność można ocenić nieinwazyjnie za pomocą przezskórnego bad...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Kluczowe kroki w tym protokole obejmują postępowanie ze znieczuleniem, antykoagulację, chirurgiczną manipulację tętnicy/przeszczepionej żyły oraz pomiary hemodynamiczne przeszczepionej żyły. Właściwe postępowanie ze znieczuleniem ma kluczowe znaczenie w tym modelu chirurgii wielokrotnego przeżycia, który obejmuje dwie stosunkowo długie operacje (zwykle 3-3,5 godziny w przypadku obustronnego przeszczepu żyły i 1,5-2,5 godziny w przypadku obustronnej transdukcji przeszczepu). Podaliśmy znieczulenie zarówno przez nos, jak i...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Jednorazówki
3mL strzykawka z igłą 24GBecton Dickinson3095712x do operacji przeszczepu żyły; 2x do transferu genów  chirurgii
1 ml strzykawka z igłą 27GBecton Dickinson3096232x do operacji przeszczepu żył, 5x do operacji transferu genów
Igła 19GBecton Dickinson305187Gene chirurgia
transferowa Strzykawka 20 mL, luer lockCewniki Nipro Medical CorpJD+20L
, 24Ga x 3/4"Terumo Medical ProductsSROX2419V
igła 21GBecton Dickinson305165Chirurgia transferu genów oraz do strzykawki 20 ml z soli fizjologicznej
Gaza 4" x 4"Dynarex3242~ 10-15 na operację
3-0 jedwabny szewCovidien Ltd.S-244
5-0 szew jedwabnyCovidien Ltd.S-182
7-0 szew polipropylenowyCP Medical8703PChirurgia przeszczepu żył
7-0 szew polipropylenowyCP Medical8648PChirurgia transferu genów
5-0 szew kwasu poliglikolowegoCP Medical421A
3-0 szew z kwasem poliglikolowymCP Medical398A
Waciki nasączone alkoholemCovidien Ltd.6818Do umieszczania dożylnie
zatyczki cewnikaVetoquinol411498
Ketamina HCl, 100 mg / mlVedco Inc.
Ksylazyna, 100 mg/mlAkorn Inc.4821
Lidokaina, 20 mg/mlPfizer409427702
Marcaine 0,5%Pfizer409161050
Beuthanasia D-SpecialIntervet Inc.NDC 00061047305Tylko chirurgia Harvest
Buprenorfina HCl, 0,3 mg/mlPatterson Veterinary12496075705
Sól fizjologiczna dożylna, 0,9% chlorek soduBaxter2B1309
Heparyna  (5000 U/ml)APP PharmaceuticalsNDC 63323-047-10
Papaweryna (3,5 mg / ml)American Reagent Inc.NDC 0517-4002-25Rozcieńczony z 30 mg/ml zapasu; Stosować maksymalnie 1 ml
plastra z fentanylem, 25 mcg/hApotex Corp.NDC 60505-7006-2
IzofluranWielu dostawcówNumer katalogowy niedostępny
  WektorTylko chirurgia transferu genów
< silne>Instrumenty chirurgiczne
Metzenbaum uchwyt igły 7" prostyRobozRS-7900
Nożyczki operacyjne 6,5" proste /RobozRS-6828
Uchwyt igły / nożyczki do szwówMiltex8-14-IMC
Nożyczki CastroviejoRobozRS-5658
Uchwyt na igłę Castroviejo, 5,75" prosty z zamkiemNożyczki RobozRS-6412
Stevens 4,25" zakrzywione/RobozRS-5943
Retraktor Alm 4" 4X4 5mm zębyRobozRS-65142x
Zacisk do ręczników Backhaus 3,5"Roboz4x
Kleszczyki do ustawiania mikroklipsów 4,75"RobozRS-6496
Mikroklipsy naczyniowe, 11 mmRoboz
Surg-I-LoopScanlan International1001-81M Kleszczeo długości 5 cm
, 4" (10 cm) długie podłużne ząbki, końcówka ząbkowana krzyżowo, szerokość końcówki 1,2 mmRobozRS-5210
Dumont #3 Rozmiar końcówki Inox .17 i razy; .10 mmKleszczeRS-5042
4" (10 cm) długości ząbkowane proste, końcówka 0,8 mmRobozRS-5280
Kleszczyki do komarów Halstead,  5" proste, końcówki 1,3 mmRobozRS-71102x
kleszczyki do komarów Halstead,  5" zakrzywione, końcówki 1,3 mmRobozRS-7111
Kleszczyki do komarów Jacobson 5" zakrzywione bardzo delikatne, końcówki 0,9 mmRobozRS-7117
Kleszcze Kantrowitza, 7,25" 90 stopni delikatne, końcówki 1,7 mmRobozRS-7305
Kleszczyki do tkanek 5", 1X2 zęby, szerokość końcówki 2 mmRobozRS-8162
Kleszcze Allis-Baby, 12 cm, 4x5 zębów, szerokość końcówki 3 mmFine Science Tools11092-122x
kleszcze Adson, 12 cm, ząbkowane, prosteFine Science Tools11006-12
Rękojeść i elektroda do elektrochirurgii weterynaryjnejMACAN ManufacturingHPAC-1; R-F11
Sprzęt do sali operacyjnej
Cyrkulacyjny koc i pompa ciepłej wodyWielu dostawcówNumer katalogowy niedostępny
Jednostka grzewcza Bair hugger3MModel 505
IVHeskaVet IV 2.2
Waporyzator i zmiatacz izofluranuWielu dostawcówNumer katalogowy niedostępny
Wieloparametrowy monitor weterynaryjnySurgivet SurgivetAdvisor
Weterynaryjny agregat elektrochirurgicznyMACAN ProdukcjaMV-9
Mikroskop chirurgicznyD.F. VasconcellosM90025-krotne powiększenie do chirurgii przeszczepów żył; 16-krotne powiększenie do operacji transferu genów
5098916106 wirusowy Bonaccolto Kleszcze Graefe Roboz , Pompa infuzyjna

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Libby, P., Bornfeldt, K. E., Tall, A. R. Atherosclerosis: Successes, Surprises, and Future Challenges. Circ Res. 118, 531-534 (2016).
  2. Fowkes, F. G., et al. Comparison of global estimates of prevalence and risk factors for peripheral artery disease in 2000 and 2010: a systematic review and analysis. Lancet. 382, 1329-1340 (2013).
  3. Mohr, F. W., et al. Coronary artery bypass graft surgery versus percutaneous coronary intervention in patients with three-vessel disease and left main coronary disease: 5-year follow-up of the randomised, clinical SYNTAX trial. Lancet. 381, 629-638 (2013).
  4. de Vries, M. R., Simons, K. H., Jukema, J. W., Braun, J., Quax, P. H. Vein graft failure: from pathophysiology to clinical outcomes. Nat Rev Cardiol. 13 (8), 451-470 (2016).
  5. Harskamp, R. E., Lopes, R. D., Baisden, C. E., de Winter, R. J., Alexander, J. H. Saphenous vein graft failure after coronary artery bypass surgery: pathophysiology, management, and future directions. Ann Surg. 257, 824-833 (2013).
  6. Sabik, J. F. Understanding saphenous vein graft patency. Circulation. 124 (3), 273-275 (2011).
  7. Owens, C. D., Ho, K. J., Conte, M. S. Lower extremity vein graft failure: a translational approach. Vasc Med. 13, 63-74 (2008).
  8. Robertson, K. E., McDonald, R. A., Oldroyd, K. G., Nicklin, S. A., Baker, A. H. Prevention of coronary in-stent restenosis and vein graft failure: does vascular gene therapy have a role. Pharmacol Ther. 136, 23-34 (2012).
  9. Yla-Herttuala, S., Baker, A. H. Cardiovascular Gene Therapy: Past, Present, and Future. Mol Ther. 25, 1095-1106 (2017).
  10. Schwartz, L. B., et al. Adenoviral-mediated gene transfer of a constitutively active form of the retinoblastoma gene product attenuates neointimal thickening in experimental vein grafts. J Vasc Surg. (5), 874-881 (1999).
  11. Eefting, D., et al. Local lentiviral short hairpin RNA silencing of CCR2 inhibits vein graft thickening in hypercholesterolemic apolipoprotein E3-Leiden mice. J Vasc Surg. 50, 152-160 (2009).
  12. Handa, M., et al. Adventitial delivery of platelet-derived endothelial cell growth factor gene prevented intimal hyperplasia of vein graft. J Vasc Surg. 48 (6), 1566-1574 (2008).
  13. Kloppenburg, G. T., Grauls, G. E., Bruggeman, C. A., Stassen, F. R. Adenoviral activin A expression prevents vein graft intimal hyperplasia in a rat model. Interact Cardiov Th. 8, 31-34 (2009).
  14. Eefting, D., et al. A novel urokinase receptor-targeted inhibitor for plasmin and matrix metalloproteinases suppresses vein graft disease. Cardiovasc Res. 88, 367-375 (2010).
  15. Eichstaedt, H. C., et al. Gene transfer of COX-1 improves lumen size and blood flow in carotid bypass grafts. J Surg Res. 161, 162-167 (2010).
  16. Kritz, A. B., et al. In vivo modulation of Nogo-B attenuates neointima formation. Mol Ther. 16 (11), 1798-1804 (2008).
  17. Peroulis, M., et al. The role of ex-vivo gene therapy of vein grafts with Egr-1 decoy in the suppression of intimal hyperplasia. Eur J Vasc Endovasc. 40, 216-223 (2010).
  18. Kochanek, S., et al. A new adenoviral vector: Replacement of all viral coding sequences with 28 kb of DNA independently expressing both full-length dystrophin and b-galactosidase. Proc Natl Acad Sci U S A. 93, 5731-5736 (1996).
  19. Parks, R. J., et al. A helper-dependent adenovirus vector system: Removal of helper virus by Cre-mediated excision of the viral packaging signal. P Natl Acad Sci USA. 93, 13565-13570 (1996).
  20. Chen, H. -H., et al. Persistence in muscle of an adenoviral vector that lacks all viral genes. P Natl Acad Sci USA. 94, 1645-1650 (1997).
  21. Wen, S., Graf, S., Massey, P. G., Dichek, D. A. Improved vascular gene transfer with a helper-dependent adenoviral vector. Circulation. 110, 1484-1491 (2004).
  22. Du, L., Zhang, J., Clowes, A. W., Dichek, D. A. Efficient gene transfer and durable transgene expression in grafted rabbit veins. Hum Gene Ther. 26, 47-58 (2015).
  23. Channon, K. M., et al. Efficient adenoviral gene transfer to early venous bypass grafts: comparison with native vessels. Cardiovasc Res. 35, 505-513 (1997).
  24. Flynn, R., et al. Expression of apolipoprotein A-I in rabbit carotid endothelium protects against atherosclerosis. Mol Ther. 19, 1833-1841 (2011).
  25. George, S. J., et al. Sustained Reduction of Vein Graft Neointima Formation by Ex Vivo TIMP-3 Gene Therapy. Circulation. 124, 11 Suppl 135-142 (2011).
  26. Chiu-Pinheiro, C. K., et al. Gene transfer to coronary artery bypass conduits. Ann Thorac Surg. 74, 1161-1166 (2002).
  27. Byrom, M. J., Bannon, P. G., White, G. H., Ng, M. K. Animal models for the assessment of novel vascular conduits. J Vasc Surg. 52, 176-195 (2010).
  28. Ribichini, F., et al. Effects of oral prednisone after stenting in a rabbit model of established atherosclerosis. J Am Coll Cardiol. 50, 176-185 (2007).
  29. Langheinrich, A. C., et al. Quantification of in-stent restenosis parameters in rabbits by Micro-CT. Rofo. 177 (4), 501-506 (2005).
  30. Wacker, B. K., Dronadula, N., Zhang, J., Dichek, D. A. Local Vascular Gene Therapy With Apolipoprotein A-I to Promote Regression of Atherosclerosis. Arterioscler Thromb. 37, 316-327 (2017).
  31. Zwolak, R. M., Kirkman, T. R., Clowes, A. W. Atherosclerosis in rabbit vein grafts. Arteriosclerosis. 9, 374-379 (1989).
  32. Qiang, B., et al. Statin therapy prevents expansive remodeling in venous bypass grafts. Atherosclerosis. 223, 106-113 (2012).
  33. Casa, L. D. C., Ku, D. N. Thrombus Formation at High Shear Rates. Annu Rev Biomed Eng. 19, 415-433 (2017).
  34. Chen, C., Coyle, K. A., Hughes, J. D., Lumsden, A. B., Ku, D. N. Reduced blood flow accelerates intimal hyperplasia in endarterectomized canine arteries. Cardiovasc Surg. 5 (2), 161-168 (1997).
  35. Binns, R. L., Ku, D. N., Stewart, M. T., Ansley, J. P., Coyle, K. A. Optimal graft diameter: effect of wall shear stress on vascular healing. J Vasc Surg. 10, 326-337 (1989).
  36. Oka, K., Mullins, C. E., Kushwaha, R. S., Leen, A. M., Chan, L. Gene therapy for rhesus monkeys heterozygous for LDL receptor deficiency by balloon catheter hepatic delivery of helper-dependent adenoviral vector. Gene Ther. 22, 87-95 (2015).
  37. Miyake, T., et al. Prevention of neointimal formation after angioplasty using nuclear factor-kappaB decoy oligodeoxynucleotide-coated balloon catheter in rabbit model. Circ Cardiovasc Interv. 7, 787-796 (2014).
  38. Chorny, M., et al. Site-specific gene delivery to stented arteries using magnetically guided zinc oleate-based nanoparticles loaded with adenoviral vectors. FASEB J. 27, 2198-2206 (2013).
  39. Hoshino, K., et al. Three catheter-based strategies for cardiac delivery of therapeutic gelatin microspheres. Gene Ther. 13, 1320-1327 (2006).
  40. Nouri, F., Sadeghpour, H., Heidari, R., Dehshahri, A. Preparation, characterization, and transfection efficiency of low molecular weight polyethylenimine-based nanoparticles for delivery of the plasmid encoding CD200 gene. Int J Nanomed. , 5557-5569 (2017).
  41. Jia, S. F., et al. Eradication of osteosarcoma lung metastases following intranasal interleukin-12 gene therapy using a nonviral polyethylenimine vector. Cancer Gene Ther. , 260-266 (2002).
  42. Morishita, R., et al. Intimal hyperplasia after vascular injury is inhibited by antisense cdk 2 kinase oligonucleotides. J Clin Invest. 93, 1458-1464 (1994).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Przeszczep ylnytransfer gen wwektor adenowirusowychirurgia naczyniowadro no przeszczepunaprawa arteriotomii

Powiązane artykuły