Przedstawiono procedurę hodowli much stajennych (Stomoxys calcitrans). W zabiegu wykorzystuje się lokalnie dostępne materiały do produkcji składników diety, sprzętu i materiałów.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Hodowla laboratoryjna much stajennych i innych muchówek muskoidalnych
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Muchy stajenne, Stomoxys calcitrans, są poważnymi szkodnikami zwierząt gospodarskich, ludzi, zwierząt towarzyszących i dzikich zwierząt na całym świecie. W ciągu ostatnich 20+ lat zmiany w praktykach agronomicznych doprowadziły do poważnych wybuchów stabilnych much w kilku krajach. Ogniska te zakłóciły produkcję zwierzęcą i rekreację ludzi, co spowodowało publiczne zapotrzebowanie na zwiększenie wysiłków badawczych i w zakresie zarządzania tym szkodnikiem. Przedstawiono prostą i niedrogą procedurę hodowli stabilnych much do badań laboratoryjnych. W zabiegu wykorzystuje się lokalnie dostępne składniki, sprzęt i materiały dietetyczne. Procedura może być dostosowana do hodowli innych muszek muskoidalnych, w tym muchy jesiennej (Musca autumnalis), muchy rogatej (Haematobia irritans) i muchy domowej (Musca domestica). Procedura wytwarza stabilne poczwarki much, które średnio 12,5 mg i ~35% jaj osiągają przeżycie dorosłego osobnika. Na każdej patelni produkowanych jest około 3000 much.
Wprowadzenie
Stabilne muchy, Stomoxys calcitrans (L.), to hematofagiczne muchy, których bolesne ukąszenia zakłócają wypas zwierząt gospodarskich, powodują ból i cierpienie zwierząt towarzyszących oraz zakłócają działalność rekreacyjną ludzi na całym świecie. Niedojrzałe stajenne muchy rozwijają się w fermentującej materii wegetatywnej, często zanieczyszczonej odchodami zwierzęcymi. Zmieniające się praktyki agronomiczne i uprawy spowodowały poważne wybuchy stabilnych much w resztkach pożniwnych, warzywach w Australii1, trzcinie cukrowej w Brazylii2 i ananasach w Kostaryce3. Chociaż tylko 14 stabilnych much na zwierzę jest uważane za próg ekonomiczny4, podczas ostatnich epidemii przeprowadzono obserwacje ponad 2,000 much na zwierzę5. Taki poziom infestacji zmniejsza produktywność gospodarza prawie do zera i może powodować śmiertelność6. W wyniku epidemii związanych z agronomią stabilne muchy cieszą się ponownym zainteresowaniem, a zapotrzebowanie na kolonie laboratoryjne dramatycznie wzrosło.
Jeśli chodzi o wszystkie holometamorficzne owady, stabilne muchy otrzymują wszystkie składniki odżywcze potrzebne do wzrostu w fazie niedojrzałej lub larwalnej. Dlatego ważnym elementem systemu chowu jest dieta lub podłoże larwalne. Zaobserwowano, że stabilne larwy much rozwijają się w szerokim zakresie podłoży w terenie7 i są zależne od społeczności mikrobiologicznej podłoża8,9. Naturalne podłoża larwalne składają się głównie z rozkładających się lub fermentujących materiałów wegetatywnych, często zanieczyszczonych odpadami azotowymi.
Do hodowli laboratoryjnej, stabilne substraty larwalne much zazwyczaj składają się z materiału wegetatywnego i dodanego źródła azotu. Do stabilnej diety larw much wykorzystano wiele materiałów. Pierwsze diety larwalne naśladowały naturalne podłoża i obejmowały fermentację słomy owsianej oraz obornika końskiego lub krowiego10,11. Źródła węglowodanów obejmują otręby pszenne12,13,14, mączka z lucerny12,13,14 oraz komercyjna formuła opracowana przez Chemical Specialties Manufacturers Association (CSMA, 33% otręby pszenne, 27% mączka z lucerny, 40% granulki drożdży piwnych)13,14,15,16. Źródła azotu obejmują zawiesinę drożdżową12, mączkę rybną i wodorowęglan amonu17. Obojętne materiały wypełniające są często włączane do diet, w tym łuski owsiane12, bagasse13, wermikulit16, wióry drzewne13,18 i granulowane łuski orzechów ziemnych14.
Głównym celem hodowli laboratoryjnej jest wytworzenie produktu, który jest jak najbardziej fizjologicznie podobny do "dzikiego typu", aby eksperymenty laboratoryjne przyniosły wyniki odzwierciedlające wyniki populacji polowych. Wymaga to zminimalizowania chowu wsobnego i selekcji, aby utrzymać różnorodność genetyczną, a zasoby odżywcze były porównywalne z tymi w terenie. Drugorzędnymi celami są minimalizacja pracy i wydatków. Głównym elementem minimalizacji wydatków jest wykorzystanie lokalnie dostępnych składników diety. Zaprezentowany stabilny system chowu much został opracowany z myślą o spełnieniu tych celów.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
1. Kolekcja jaj (Rysunek 1)
- Przygotuj kubek do jajek, umieść jeden koniec ściereczki w zlewce o pojemności ~500 ml wypełnionej ciepłą (~40 °C) wodą. Załóż na boki kubka i przymocuj gumką. Złóż luźny koniec szmatki z powrotem na wierzch kubka.
- Umieść kubek jajowy w klatce z 8-10 dniowymi muchami na ~2 godziny. Ciężarne samice much stajennych będą składać jaja na tkaninie.
- Wyjmij kubek do jajek z klatki i opłucz jajka ze ściereczki do jajka na małą patelnię z wyciśniętą butelką do mycia.
2. Przygotuj patelnię do hodowli larw
- Przygotować podłoże (ilość na 1 patelnię hodowlaną)
- Połącz otręby pszenne (500 g), wióry drzewne (200 g) i mączkę rybną (115 g) w 10-litrowej plastikowej patelni i dobrze wymieszaj.
- Dodaj wodorowęglan amonu (50 g) do wody (~25 °C, 1600 mL) i mieszaj do rozpuszczenia.
- Dodaj roztwór wodny do suchych składników i wymieszaj, aby upewnić się, że nie ma niezwilżonego materiału. Wypoziomuj medium na patelni, ale nie kompresuj.
- Dodaj stabilne jaja muchowe
- Zrób płytką bruzdę na środku długości patelni.
- Umieść 1 ml stabilnych jaj much (~ 8 000 jaj) w bruździe za pomocą pipety do jaj (Rysunek 2).
UWAGA: Pipeta do jajek wykonana przez przecięcie plastikowej pipety z podziałką w żądanym punkcie, włożenie sitka o oczkach 100 i sklejenie pipety z powrotem. - Przykryj jajka cienką warstwą podłoża, aby zapobiec wysuszeniu.
- Przykryj patelnię poszewką na poduszkę, zamknij gumką i etykietą. Umieść patelnie w pomieszczeniu dla larw (23 ± 2 °C, 30–50% wilgotności względnej i 12:12 [L:D] h fotoperiod).
UWAGA: Rozwój larw trwa 10–14 dni od momentu złożenia jaj.
3. Przetwarzanie poczwarki, larwy przenoszą się na krawędź podłoża 7-9 dni po złożeniu jaj i przepoczwarzają się w 13 lub 14 dniu
- Zgarnij poczwarki, znajdujące się głównie wokół krawędzi patelni pod skórką, która tworzy się na powierzchni podłoża, wyjmij i umieść na czystej patelni.
- Napełnij patelnię poczwarkami w 1/2 do 3/4 pełnej wody. Rozbij kępy poczwarek i podłoża. Otręby pszenne i składniki białkowe pożywki toną podczas gdy poczwarki >1-dniowy float19.
- Usuń pływające materiały, poczwarki i niektóre składniki podłoża za pomocą durszlaka i przemyj przez szereg sitek (#5, #7, #12, #20), aby usunąć pozostałe podłoże. Sito #12 zbiera poczwarki, a #20 zapobiega przedostawaniu się odpadów stałych do odpływu. Umyj poczwarki między sitami za pomocą opryskiwacza do zlewu.
- Opłucz poczwarki na sicie #12 na czystą patelnię. Napełnij miskę do 1/2 objętości wody. Wlej pływające poczwarki do durszlaka i pozwól nadmiarowi wody spłynąć.
- Przenieś odsączone poczwarki na sitko do suszenia za pomocą wentylatora i pozostaw do wyschnięcia (Rysunek 3).
4. Półka poczwarki, alternatywna metoda zbierania poczwarek to półka poczwarki18
UWAGA: Półka wykonana jest z kawałka plastiku wyciętego z końca 10-litrowej patelni (10,2 cm wysokości x 10,2 cm szerokości x 31,9 cm długości).
- Przygotować podłoże zgodnie z opisem w ppkt 2.1. Zmniejsz medium na patelni od ~2,5 cm głębokości z jednej strony do ~7,5 cm z drugiej.
- Umieść półkę na podłożu w płytkim końcu miski hodowlanej i przyklej taśmę, aby zapobiec pełzaniu larw wzdłuż półki (Rysunek 4).
- Nasącz gąbkę (~14,5 x 9,0 x 4,5 cm3, regenerowana celuloza) i zawiń ją w nasączoną wodą szmatkę (30,5 x 42 cm2, bawełna) i umieść na półce około pół cala od podłoża.
- Dodać jajka zgodnie z opisem w ppkt 2.2 i postępować jak poprzednio.
- Codziennie sprawdzaj patelnie, aby upewnić się, że gąbka pozostaje wilgotna.
- Opłucz poczwarki z półki, gąbkę i szmatkę do czystej patelni i wlej do durszlaka 14 dni po złożeniu jaj.
5. Kontrola jakości
- Zważyć wszystkie poczwarki wyprodukowane na patelni (całkowita waga).
- Wyizolować 100 poczwarek, zważyć i umieścić na szalce Petriego o średnicy 9 cm.
- Policz i dokonaj płci dorosłych ~ 5–8 dni później, aby określić szybkość pojawiania się i stosunek płci. Przechowuj szalki Petriego z wschodzącymi dorosłymi osobnikami w zamrażarce, aby w razie potrzeby policzyć je w późniejszym terminie. Muchy są określane płcią na podstawie kształtu ich oczu i szerokości płytki czołowo-oczodołowej20 lub genitaliów w małym powiększeniu.
- Rekordowa masa całkowita, waga 100 poczwarek oraz liczba wynurzonych dorosłych samców i samic.
6. Przygotowanie krwi
- Świeżą krew bydlęcą z lokalnej rzeźni należy pobrać do 19-litrowych wiader zawierających 70 g cytrynianu sodu trójzasadowego dwuwodnego w 500 ml wody. Mieszaj energicznie krew przez 5–10 minut i wróć do laboratorium.
- Przecedzić krew przez durszlak w celu usunięcia skrzepów i podzielić na 2-litrowe pojemniki, oznaczyć etykietą datę pobrania i przechowywać w zamrażarce (-20 °C).
- Wyjmij pojemnik z zamrażarki i umieść w lodówce 2 dni przed potrzebą. Krew może być używana przez ~ 2 tygodnie po rozmrożeniu i przechowywana w zamrażarce przez okres do 1 roku.
7. Opieka nad osobami dorosłymi
- Przygotuj klatki, wyłóż dno klatki papierem rzeźniczym, aby ułatwić czyszczenie.
- Umieść 50 g suchych, stabilnych poczwarek much (~3,500) w każdej klatce. Dorosłe osobniki zamykają się od kilku godzin do kilku dni po przetworzeniu poczwarki.
- Umieść świeżą, nasączoną krwią kobiecą serwetkę na wierzchu każdej klatki do karmienia. Karmienie należy rozpocząć w ciągu 24 godzin od wylęgu u dorosłego osobnika i powtarzać codziennie do dnia poprzedzającego złożenie jaj (9–10 dni po pojawieniu się).
- Po złożeniu jaj (sekcja 1) umieść klatkę w zamrażarce na 4–8 godzin, a następnie wyczyść poprzez usunięcie papieru, spłukanie boków i podłogi gorącą wodą i wyszorowanie wszystkich powierzchni detergentem do prania i wybielaczem chlorowym. Opłucz klatki gorącą wodą i pozostaw do wyschnięcia.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Larwy przechodzą w stadium poczwarki po 10–14 dniach, a osobniki dorosłe wykluwają się 14–16 dni po złożeniu jaj. Czas trwania generacji, od jaja do jaja, wynosi ok. 24 dni. Dane dotyczące hodowli z okresu od maja 2013 do stycznia 2017 roku, z zastosowaniem trzech różnych materiałów wypełniających i dwóch kolonii, przedstawiono w Rycina 5Najwyższą wydajność uzyskano w przypadku topoli bawełnianej, wynoszącą 3867 ±142 (
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Stabilne muchy można znaleźć rozwijające się na wielu różnych podłożach w naturze i mogą być hodowane w wielu rodzajach pożywek w laboratorium. Jako środki wypełniające użyliśmy wiórów drzewnych i wermikulitu. Wermikulit działał dobrze, ale utrudniał oddzielenie poczwarek od podłoża hodowlanego i był drogi (~0,60 USD/patelnię). Prawdopodobnie ze względu na dodatkowy rygor oddzielania poczwarek od podłoża, eklozja była również niższa w przypadku wermikulitu, 57% w porównaniu z 75% w przypadku wiórów drzewnych. Wióry baweł...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Chcielibyśmy podziękować Anthony'emu Weinholdowi i licznym studentom, którzy pracowali z nami przez lata, za wsparcie techniczne, a także sugestie dotyczące ulepszenia naszych procedur hodowli owadów.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Diamalt | Premier Malt Products, Inc., Saddle Brook, NJ | 2540 | |
| CSMA Fly media | Purina Animal Nutrition, Arden Hills, MN | 5S6Z | |
| Thin Maxi Pad | The Tranzonic Co., Cleveland, OH, USA | 5001M | |
| Cielęta Manna | MannaPro, Chesterfield, MO, USA | Manna Pro | |
| Widmo wodorowęglanu amonu | Chemiczny Manufacturing Corp, Gardena, CA | A1125 | |
| Otręby pszenne, Coarse | Siemer Milling Company, Teutopolis, IL | ||
| Wióry drzewne | Firma dostarczająca ciągniki, Brentwood, TN | 502770699 | |
| Dystrybucja mączki rybnej | konsumentów, North Sioux City, SD | F1550 | |
| Klatki dla dorosłych | Wszystkie aluminiowe okna Company, Lincoln, Ne | Custom | 45 i razy; 45 i razy; 45 cm, 18 i razy; Aluminiowy ekran o siatce 16, dostęp do pończochy |
| 9 i 28 cm bawełniana ściereczka | Robert Kaufman Tkaniny, Los Angeles, CA | K040-114 | Ściereczka do jajek |
| 10 L plastikowe patelnie do naczyń | Rubbermaid, Saratoga Springs, Nowy Jork | FG2951ARWHT | Patelnie dla larw |
| Pończocha, bawełna, rolka 12 cali x 25 jardów | Firma medyczna Tex-Care, Burlington, NC | 91311-225 |
Bibliografia
- Cook, D. F., Dadour, I. R., Keals, N. J. Stable fly, house fly (Diptera: Muscidae), and other nuisance fly development in poultry litter associated with horticultural crop production. J. Econ. Entomol. 92 (6), 1352-1357 (1999).
- Dominghetti, T. F., de Barros, A. T., Soares, C. O., Cançado, P. H. Stomoxys calcitrans (Diptera: Muscidae) outbreaks: current situation and future outlook with emphasis on Brazil. Rev. Bras. Parasitol. Vet. 24 (4), 387-395 (2015).
- Solórzano, J. -A., Guilles, J., Bravo, O., Vargas, C., Gomez-Bonilla, Y., Bingham, G., Taylor, D. B. Biology and trapping of stable flies (Diptera: Muscidae) developing in pineapple residues (Ananas comosus) in Costa Rica. J. Insect Sci. 15 (1), 145(2015).
- Berry, I. L., Stage, D. A., Campbell, J. B. Populations and economic impacts of stable flies on cattle. Trans. Am. Soc. Agric. Eng. 26, 873-877 (1983).
- Taylor, D. B. Area-wide management of stable flies. Area-wide management of insect pests. Vreysen, J., Hendrichs, R., Cardoso Pereira, R. , in press (2017).
- Bishopp, F. C. The stable fly (Stomoxys calcitrans L.), an important live stock pest. J.Econ. Entomol. 6 (1), 112-126 (1913).
- Hogsette, J. A., Ruff, J. P., Jones, C. J. Stable fly biology and control in northwest Florida. J. Agric. Entomol. 4 (1), 1-11 (1987).
- Lysyk, T., Kalischuk-Tymensen, L., Selinger, L., Lancaster, R., Wever, L., Cheng, K. Rearing stable fly larvae (Diptera: Muscidae) on an egg yolk medium. J. Med. Entomol. 38, 382-388 (1999).
- Romero, A., Broce, A., Zurek, L. Role of bacteria in the oviposition behaviour and larval development of stable flies. Med. Vet. Entomol. 20, 115-121 (2006).
- Glaser, R. W. Rearing flies for experimental purposes with biological notes. J. Econ. Entomol. 17 (4), 486-496 (1924).
- Melvin, R. Physiological studies on the effect of flies and fly sprays on cattle. J. Econ. Entomol. 25 (6), 1151-1164 (1932).
- Doty, A. E. Convenient method of rearing the stable fly. J. Econ. Entomol. 30 (2), 367-369 (1937).
- Bridges, A. C., Spates, G. E. Larval medium for the stable fly Stomoxys calcitrans (L.). Southwest. Entomol. 8 (1), 6-10 (1983).
- Hogsette, J. A. New diets for production of house flies and stable flies (Diptera: Muscidae) in the laboratory. J. Econ. Entomol. 85 (6), 2291-2294 (1992).
- McGregor, W. S., Dreiss, J. M. Rearing stable flies in the laboratory. J. Econ. Entomol. 48 (3), 327-328 (1955).
- Goodhue, L. D., Cantrel, K. E. The use of vermiculite in medium for stable fly larvae. J. Econ. Entomol. 51 (2), 250(1958).
- Friesen, K., Berkebile, D. R., Zhu, J. J., Taylor, D. B. Augmenting laboratory rearing of stable fly (Diptera: Muscidae) larvae with ammoniacal salts. J. Insect Sci. 17 (1), 1-6 (2017).
- Berkebile, D. R., Weinhold, A. P., Taylor, D. B. A new method for collecting clean stable fly (Diptera:Muscidae) pupae of known age. Southwest. Entomol. 34 (4), 469-476 (2009).
- Champlain, R. A., Fisk, F. W., Dowdy, A. C. Some improvements in rearing stable flies. J. Econ. Entomol. 47 (5), 940-941 (1954).
- Zumpt, F. The stomoxyine biting flies of the world. , Gustav Fischer Verlag. Stuttgart. (1973).
- Wienhold, B. J., Taylor, D. B. Substrate properties of stable fly (Diptera: Muscidae) developmental sites associated with round bale hay feeding sites in eastern Nebraska. Environ. Entomol. 41 (2), 213-221 (2012).
- Friesen, K., Berkebile, D. R., Wienhold, B. J., Durso, L., Zhu, J., Taylor, D. B. Environmental parameters associated with stable fly (Diptera: Muscidae) development at hay feeding sites. Environ. Entomol. 45 (3), 570-576 (2016).
- Albuquerque, T. A., Zurek, L. Temporal changes in the bacterial community of animal feces and their correlation with stable fly oviposition, larval development, and adult fitness. Front. Microbiol. 5 (590), 1-9 (2014).
- Bailey, D. L., Whitfield, T. L., LaBrecque, G. C. Laboratory biology and techniques for mass producing the stable fly, Stomoxys calcitrans (L.) (Diptera: Muscidae). J. Med. Entomol. 12 (2), 189-193 (1975).
- Smith, J. P., Hall, R. D., Thomas, G. D. Field studies on mortality of the immature stages of the stable fly (Diptera: Muscidae). Environ. Entomol. 14 (6), 881-890 (1985).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
