Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Optogenetyczne porywanie oscylacji theta hipokampa u zachowujących się myszy

11.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/57349

⸱

29 czerwca 2018

 ,  , 
1Systems Neurophysiology Research Group, Institute of Clinical Neuroscience and Medical Psychology, Medical Faculty, Heinrich Heine University Düsseldorf, 2Behavioural Neurodynamics Group, Leibniz Institute for Molecular Pharmacology (FMP)/ NeuroCure Cluster of Excellence, 3Neuronal Circuits and Behavior Research Group, Max Planck Institute for Metabolism Research

W tym artykule

Podsumowanie

Opisujemy użycie optogenetyki i zapisów elektrofizjologicznych do selektywnych manipulacji oscylacjami theta hipokampa (5-10 Hz) u zachowujących się myszy. Skuteczność porywania rytmu jest monitorowana za pomocą lokalnego potencjału pola. Połączenie inhibicji opto- i farmakogenetycznej rozwiązuje eferentny odczyt synchronizacji hipokampa.

Streszczenie

Obszerne dane na temat związków oscylacji sieci neuronowych z zachowaniem i organizacją wyładowań neuronalnych w różnych obszarach mózgu wymagają nowych narzędzi do selektywnego manipulowania rytmami mózgu. W tym miejscu opisujemy podejście łączące optogenetykę specyficzną dla projekcji z elektrofizjologią zewnątrzkomórkową w celu wysokiej dokładności kontroli oscylacji theta hipokampa (5-10 Hz) u zachowujących się myszy. Specyficzność porywania optogenetycznego osiąga się poprzez ukierunkowanie rodopsyny-2 (ChR2) na populację GABA-ergiczną komórek przegrody przyśrodkowej, kluczowo zaangażowanych w generowanie oscylacji theta hipokampa i lokalną zsynchronizowaną aktywację podzbioru hamujących aferentów przegrody w hipokampie. Skuteczność kontroli rytmu optogenetycznego jest weryfikowana poprzez jednoczesne monitorowanie potencjału pola lokalnego (LFP) w blaszce obszaru CA1 i/lub wyładowania neuronalnego. Za pomocą tego łatwego do wdrożenia preparatu wykazujemy skuteczność różnych protokołów stymulacji optogenetycznej w zakresie indukcji oscylacji theta oraz manipulacji ich częstotliwością i regularnością. Wreszcie, połączenie kontroli rytmu theta z hamowaniem specyficznym dla projekcji dotyczy odczytu poszczególnych aspektów synchronizacji hipokampa przez regiony odprowadzające.

Wprowadzenie

Aktywność neuronalna u ssaków jest koordynowana przez oscylacje sieciowe, które wspomagają transfer informacji wewnątrz i pomiędzy obszarami mózgu1,2,3,4. Rytmy mózgu obejmują oscylacje od bardzo wolnych (< 0,8 Hz) do ultraszybkich (> 200 Hz). Liczne dowody potwierdzają udział oscylacji sieci w różnych funkcjach mózgu, w tym w poznaniu5,6,7,8,9,10, wrodzone zachowania11,12 oraz zaburzenia neuropsychiatryczne, takie jak choroba Parkinsona Choroba i epilepsja13,14,15. Selektywne i czasowo precyzyjne metody eksperymentalnej manipulacji oscylacjami sieci są zatem niezbędne do opracowania fizjologicznie wiarygodnych modeli synchronizacji i ustalenia związków przyczynowo-skutkowych z zachowaniem.

Synchronizacja sieci jest zapośredniczona przez różne substraty i procesy biologiczne, począwszy od molekularnej tożsamości kanałów jonowych i ich kinetyki, a skończywszy na neuromodulacji pobudliwości i łączności sieciowej. Biologiczna konstrukcja generatorów rytmu16 została ujawniona dla wielu rytmów mózgu, których różne aspekty (np. częstotliwość, amplituda) są często spowodowane dynamiką różnych typów komórek i sieci. Na przykład, interneurony hamujące skierowane do somatów głównych komórek są najważniejszymi graczami w pasmach częstotliwości i regionach mózgu17,18, w tym theta19,20, gamma20,21 i tętnienie (140-200 Hz)22 Drgań. Z kolei synchronizacja fazowa odległych komórek jest zapewniona przez solidną sygnalizację sprzężenia zwrotnego komórek piramidowych, która resetuje odpalanie interneuronów. Kluczowy parametr oscylacji, wielkość zsynchronizowanej populacji neuronów, jest ściśle związany z mierzoną amplitudą oscylacji LFP i, przynajmniej w przypadku szybkich oscylacji, zależy od popędu pobudzającego do interneuronów2. Natomiast wolniejsze oscylacje, takie jak rytmy delta i theta, są generowane przez pętle reentrantowe dalekiego zasięgu, utworzone przez korowo-wzgórzowo-wzgórzowe 23,24 i projekcje przegrody hipokampowo-przyśrodkowej25,26,27, odpowiednio. Oscylacje w takich obwodach są wywoływane przez interakcje opóźnień propagacji sygnału, odpowiedzi pobudliwych i ich preferencji częstotliwości w uczestniczących komórkach28,29,30,31,32. Projekcje hamujące z GABA-ergicznego parwalbuminy (PV) dodatnich komórek przegrody przyśrodkowej (MS) do interneuronów w hipokampie25,33, regiony przyhipokampowe i kora śródwęchowa26 są niezbędne do generowania oscylacji theta w przyśrodkowym płacie skroniowym. W ten sposób fizjologiczne mechanizmy oscylacji sieci i synchronizacji neuronów mogą być manipulowane za pomocą optogenetyki z precyzją w czasie rzeczywistym.

Manipulacje optogenetyczne specyficzne dla typu komórki zostały zastosowane do badań oscylacji hipokampa i kory mózgowej in vitro34,35,36,37,38 oraz in vivo30,39,40, 41,42,43,44,45, w tym funkcjonalne badania gamma5,12,36,46,47,48, 49,50,51,52 i oscylacje tętnienia40,53,54 i wrzeciona uśpione55,56. Niedawno przeprowadziliśmy ekspresję wirusa ChR2 zależnego od Cre w stwardnieniu rozsianym, kluczowym regionie dla generowania rytmu theta hipokampa myszy PV-Cre. Za pomocą tego preparatu kontrolowano cechy oscylacji theta hipokampa (częstotliwość i stabilność czasowa) poprzez optogenetyczną stymulację projekcji hamujących SM w hipokampie11. Co więcej, optogenetyczna stymulacja hamujących projekcji septo-hipokampa o częstotliwości theta wywoływała rytm theta podczas czuwania. Optogenetycznie porwany rytm theta wykazywał właściwości spontanicznych oscylacji theta u myszy na poziomie LFP i aktywności neuronalnej.

Kluczowe cechy tego protokołu obejmują: (1) wykorzystanie szlaku hamującego, który jest fizjologicznie krytyczny dla spontanicznych oscylacji theta, unikając jednocześnie niespecyficznych skutków dla pobudliwości hipokampa; (2) aksonalna, tj. stymulacja specyficzna dla projekcji w celu zminimalizowania bezpośredniego wpływu na odprowadzanie smrozu niezwiązane z hipokampem; (3) miejscowa stymulacja światłem w rytmie theta, zapewniająca minimalną bezpośrednią interferencję z rytmiczną dynamiką septokampa i hipokampa oraz globalne obustronne porywanie oscylacji theta; (4) parametryczna kontrola częstotliwości i regularności oscylacji theta; oraz (5) kwantyfikacja wierności porywania z wysoką rozdzielczością czasową przy użyciu LFP w celu umożliwienia ilościowej analizy przyczynowości u zachowujących się zwierząt. Ponieważ preparat ten zasadniczo wykorzystuje dobrze znaną rolę odhamowania przegrodowo-hipokampowego w generacji theta25,30, umożliwia solidną kontrolę nad kilkoma parametrami oscylacji theta u zachowujących się myszy. Badania, w których manipulowano innymi, mniej zbadanymi szlakami i typami komórek obwodu przegrodowo-hipokampowego38,39,47,49,50,51,52,53,54,55,56,57,58 ujawniają dalsze mechanizmy rytmu theta.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Użyto

PV-Cre knock-in samce myszy59, 10-25 tygodni. Myszy trzymano w standardowych warunkach w pomieszczeniu dla zwierząt i utrzymywano w 12-godzinnym cyklu światło/ciemność. Wszystkie zabiegi zostały przeprowadzone zgodnie z krajowymi i międzynarodowymi wytycznymi i zostały zatwierdzone przez lokalne organy ds. zdrowia (Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz, Nadrenia Północna-Westfalia).

1. Wstrzyknięcie wirusa

  1. Podczas całej procedury postępuj zgodnie z wytycznymi dotyczącymi bezpieczeństwa biologicznego60. Załóż fartuch laboratoryjny, maskę chirurgiczną, siatkę na włosy i dwie pary rękawiczek.
  2. Przyciąć rurkę sterylnym skalpelem lub nożyczkami do długości około 1 m, włożyć ją do bloku uchwytu strzykawki pompy i zamocować.
    1. Napełnij rurkę całkowicie olejem silikonowym za pomocą strzykawki.
    2. Sprawdź, czy w rurce nie pojawiają się pęcherzyki powietrza. Jeśli zaobserwuje się pęcherzyki powietrza, ponownie napełnij rurkę olejem.
    3. Przymocuj tłok do bloku popychacza.
    4. Powoli przesuwać popychacz w kierunku bloku uchwytu strzykawki, aż końcówka tłoka dotknie rurki.
    5. Włóż końcówkę tłoka do rurki i automatycznie przesuń blok popychacza do przodu z małą prędkością, wybierając "Zaparzaj" w oknie poleceń i niską szybkość infuzji (np. 500 nL/min), aż dotrze do bloku uchwytu strzykawki.
  3. Przygotować igłę do wstrzykiwań (34G).
    1. Zdejmij piastę igły z wyraźnym cięciem za pomocą precyzyjnej wiertarki/szlifierki podłączonej do tarczy tnącej. W razie potrzeby użyj igły, aby usunąć metalowe pozostałości ze świeżo ściętej powierzchni.
    2. Przeciągnij rurkę kapilarną (o długości 3-4 cm) przez igłę.
    3. Przyklej igłę do rurki za pomocą super kleju.
    4. Podłączyć igłę do wstrzykiwań do końca rurki, która łączy się z pompką mikrostrzykawki.
  4. Przymocuj igłę do uchwytu stereotaktycznego.
  5. Pobierać powietrze, aż będzie widoczny pęcherzyk powietrza w przezroczystej rurce nad igłą.
  6. Znieczulij mysz 1,5-3% izofluranem w tlenie. Odczekaj około 2-3 minut, a następnie potwierdź, że mysz jest w pełni znieczulona, oceniając jej reakcję na uszczypnięcie palca. Przez cały czas trwania zabiegu należy monitorować oddech zwierzęcia i w razie potrzeby dostosować stężenie izofluranu.
  7. Umieść mysz w ramce stereotaktycznej za pomocą nieurazowych uchwytów na uszy.
  8. Chroń oczy myszy żelem lipidowym.
  9. Wstrzyknąć śródskórnie 0,1 ml lidokainy pod skórę głowy za pomocą strzykawki 0,01-1 ml i kaniuli iniekcyjnej 26G.
  10. Ogolić i zdezynfekować głowę myszy za pomocą roztworu etanolu. Następnie trzykrotnie naprzemiennie stosować 2% chlorheksydynę z etanolem, aby zdezynfekować miejsce operowane.
  11. Wykonaj nacięcie linii środkowej za pomocą cienkich i ostrych nożyczek biegnących od tyłu uszu do poziomu oczu, tak aby widoczna była bregma i lambda.
  12. Oczyść czaszkę, nakładając około 50 μl NaCl za pomocą strzykawki i osusz chusteczką papierową i zaciągnięciem się powietrzem.
  13. Ustaw głowę myszy, regulując grzbietowo-brzuszny poziom nosa clamp tak, aby bregma i lambda znajdowały się na tym samym poziomie grzbietowo-brzusznym (± 0.3 mm).
  14. Wywierć otwór powyżej MS (AP 0.98 i L 0.5 mm w odniesieniu do bregmy).
  15. W tym momencie należy rozmrażać porcję wirusa (powinna zawierać co najmniej 2 μl AAV2/1.CAGGS.flex.ChR2.tdTomato.WPRESV40) przez około 5 minut w temperaturze pokojowej (RT).
  16. Odwirować podwielokrotność przy stężeniu około 4 000 x g w temperaturze pokojowej przez 1 min.
  17. Odpipetować pipetą 2 μl wirusa na kawałek Parafilmu; użyć uprzednio zabezpieczonej strony.
  18. Zanurzyć końcówkę igły iniekcyjnej w płynie i ostrożnie pobrać z prędkością około 500 nL/min, obserwując poziom płynu. Aby zapobiec zasysaniu powietrza, należy przerwać odstawienie, zanim wirus zostanie całkowicie wchłonięty. Dostosuj szybkość wycofywania zgodnie z lepkością roztworu; Szybsze tempo może ułatwić wycofanie wirusa o większej lepkości.
  19. Oczyść igłę chusteczką papierową.
  20. Sprawdź, czy wirus znajduje się w probówce, a wirus i olej są oddzielone pęcherzykiem powietrza. Zaznaczyć poziom wirusa w probówce, aby sprawdzić, czy wirus został pomyślnie wprowadzony podczas wstrzyknięcia.
  21. Umieścić igłę powyżej kraniotomii i powoli wprowadzić ją do mózgu w pierwszym miejscu wstrzyknięcia (AP 0,98, L 0,5, V -5,2, 5,5° bocznie).
  22. Wstrzyknąć 450 nL wirusa z szybkością 100-150 nL/min. Odczekać 10 min. Ostrożnie przesunąć igłę w górę o 0,1 mm i odczekać kolejne 5 minut.
    1. Przesunąć igłę do drugiego punktu wstrzyknięcia (AP 0,98, L 0,5, V -4,6) i wstrzyknąć kolejne 450 nL przy 100-150 nL/min.
    2. Odczekaj ponownie 10 minut przed przesunięciem igły o 0,1 mm w górę. Odczekaj kolejne 5 minut przed wyjęciem igły.
  23. Zszyj nacięcie jedwabnym czarnym plecionym szwem za pomocą kwadratowych węzłów. Ogrzej zwierzę czerwoną lampą, aby przyspieszyć powrót do zdrowia. Podawać antybiotyki (0,3 ml erycinum (1:4 w sterylnym NaCl)) i karprofen i.p. codziennie 2-3 dni po zabiegu.
  24. Przeciąć rurkę powyżej znaku wskazującego poziom wirusa. Rurka może być używana do dalszych iniekcji. Przed każdym wstrzyknięciem należy przygotować nową igłę do wstrzykiwań.
    UWAGA: Zabieg ten trwa około 1-1,5 godziny. Zwierzę budzi się zazwyczaj w ciągu 5 minut po zabiegu. Należy odczekać co najmniej 6 tygodni do osiągnięcia wystarczającej ekspresji aksonalnej, ale nie dłużej niż 5 miesięcy przed wykonaniem implantacji stereotaktycznej, ponieważ poziomy ekspresji zaczynają spadać po około 6 miesiącach od wstrzyknięcia wirusa.

2. Przygotowanie światłowodów (Rysunek 1A)

  1. Stosować światłowód wielomodowy (rdzeń 105 μm, szkło platerowane rdzeniem krzemionkowym, 0,22 NA). Zdejmij powłokę 125 μm z rdzenia włókna za pomocą mikrościągacza, podczas gdy włókno jest nadal przymocowane do szpuli włókna.
  2. Przytnij włókno na długość około 2-3 cm za pomocą noża diamentowego.
  3. Włóż włókno do ceramicznej skuwki w sztyfcie z tlenku cyrkonu (ID: 126 μm). Około 0,5-1 mm światłowodu powinno wystawać z wypukłej strony tulejki.
  4. Za pomocą igły nałóż jedną kroplę kleju epoksydowego na oba końce skuwki, ale nie na boki skuwki. Alternatywnie użyj super kleju.
  5. Pozostaw klej do wyschnięcia na co najmniej 30 minut.
  6. Wypukłą stronę skuwki wypoleruj za pomocą diamentowej folii polerskiej z włókna docierającego (ziarnistość 3 μm).
  7. Przetestuj wierność transferu światła za pomocą miernika mocy optycznej.
    1. Ustaw długość fali na mierniku mocy na tę samą długość fali, co używany laser.
    2. Umieść krosowy tak, aby końcówka była skierowana do środka czujnika. Włącz laser i odczytaj strumień świetlny z miernika mocy. Zapisz wartość.
    3. Podłącz światłowód do krosowego za pomocą pasującej tulei i ustaw go tak, aby końcówka światłowodu była skierowana do środka czujnika. Włącz laser i odczytaj strumień świetlny z miernika mocy. Zapisz wartość.
    4. Oblicz szybkość transmisji: podziel drugą wartość przez pierwszą wartość. Jeśli szybkość transmisji jest mniejsza niż 0,5, wyrzuć światłowód, w przeciwnym razie użyj go do implantacji.
    5. Przetestuj szybkość transmisji dla każdego włókna przed implantacją.
    6. W przypadku późniejszych eksperymentów dostosuj natężenie światła wyjściowego lasera do szybkości transmisji światłowodu: ustaw strumień świetlny z końcówki krosowego na 5-15 podzielony przez szybkość transmisji, aby uzyskać ostateczny strumień świetlny z końcówki światłowodu 5-15 mW.
      UWAGA: Zobacz także ref. 61 dla przygotowania światłowodów.

3. Przygotowanie matryc z drutu wolframowego do nagrań LFP (Rysunek 1B)

  1. Przyklej kilka (na przykład 6) prowadnic rurki krzemionkowej o grubości 100 μm równolegle do lepkiej strony kawałka taśmy. Wytnij jeden kawałek, około 4-6 mm, na jeden zespół przewodów.
  2. Przez rurki prowadzące przewleczone są izolowane formvarem druty wolframowe 45 μm za pomocą kleszczy.
  3. Zdejmij sześć izolowanych emalią cienkich miedzianych drutów łączących (o długości około 5 mm) i przewód uziemiający (o długości około 2-3 cm) za pomocą skalpela, aby zeskrobać izolację na obu końcach. je do pinów nanozłącza.
  4. Podłącz każdy drut łączący do jednego drutu wolframowego za pomocą odpowiednio jednej kropli farby przewodzącej srebro. Pozostaw do wyschnięcia na co najmniej 30 minut.
  5. Nałożyć minimalną ilość cementu, aby przykryć druty. Nie należy nakładać cementu na druty wolframowe, które zostaną wprowadzone w tkankę mózgową lub w górnej części nanołącznika. Pozostaw cement do wyschnięcia na co najmniej 30 minut.
  6. Wykonać cięcie pod kątem (5-20°) drutów wolframowych za pomocą nożyczek ze stali nierdzewnej, aby umożliwić niezawodne zagnieżdżenie drutów poniżej lub powyżej strefy brzusznie przylegającej do warstwy piramidalnej, gdzie amplituda theta jest zbyt niska dla oszacowania wierności porwania.
  7. Odizoluj końcówkę (około 2 mm) przewodu uziemiającego za pomocą skalpela, aby zeskrobać izolację. Potraktuj go topnikiem i wstępnym.
  8. Sprawdź potencjalne przesłuchy między elektrodami za pomocą multimetru cyfrowego. W tym celu podłącz styki złącza do multimetru, który musi być ustawiony w trybie pomiaru rezystancji. Sprawdź parami kombinacje kanałów; odczyt na multimetrze poniżej 5 MΩ wskazuje na znaczny przesłuch.
  9. Sprawdź impedancję każdego drutu elektrodowego w soli fizjologicznej za pomocą miernika impedancji. Typowe wartości impedancji wynoszą poniżej 100 kΩ.
  10. Aby ułatwić implantację, przyklej jedno włókno światłowodowe do układu drutów tak, aby końcówka włókna znajdowała się na poziomie najkrótszego drutu, a końcówka światłowodu znajdowała się w bliskiej odległości, ale nie dotykała drutów wolframowych. Utrzymuj jak najmniejszy kąt włókna, aby zapobiec uszkodzeniu tkanki podczas implantacji.
    UWAGA: Zobacz także ref. 62 dla produkcji tablic z drutu wolframowego.

4. Implantacje stereotaktyczne

  1. Przygotować się zgodnie z opisem w krokach 1.6-1.13.
  2. Usuń tkankę łączną z górnej części czaszki i dokładnie dociśnij mięśnie szyi na około 2 mm, aby zapobiec artefaktom mięśniowym podczas nagrywania.
  3. Oczyść czaszkę za pomocą aplikatora z bawełnianą końcówką i soli fizjologicznej, a następnie wywierć 4 otwory (2 z przodu i 2 nad móżdżkiem, średnica 0,8 mm), aby umieścić ze stali nierdzewnej (00-96x1/16) do szlifowania i stabilizacji implantu (Rysunek 1D). Umieść uziemiającą podłączoną do jednego drutu miedzianego (o długości około 2-3 cm) nad móżdżkiem.
  4. Całkowicie przykryj uziemiającą cementem, aby zapobiec artefaktom mięśniowym podczas zapisów elektrofizjologicznych. Zbuduj cementowy pierścień łączący wszystkie (Rysunek 1E).
  5. Wykonaj kraniotomię powyżej strony implantacji (Hipokamp, AP -1,94, L 1,4, V 1,4 w odniesieniu do bregmy). Nałóż około 5 μl sterylnego NaCl na powierzchnię tkanki mózgowej.
  6. Powoli opuść układ drutów za pomocą stereotaksji w kraniotomii. W przypadku nagrań jednostkowych należy wszczepić sondę silikonową zamiast tablicy przewodów63; w celu zapobieżenia artefaktom światła optoelektrycznego, wszczepij światłowód oddzielnie w hipokampie, tak aby końcówka światłowodu nie była skierowana bezpośrednio w stronę sondy (Rysunek 1C - I). W celu zbadania koordynacji porywania między półkulami należy wszczepić dodatkowy światłowód w przeciwległym obszarze hipokampa CA1.
  7. Nałożyć około 5 μl ciepłego płynnego wosku/oleju parafinowego, podgrzanego w temperaturze 70 °C, za pomocą strzykawki powyżej miejsca implantacji, aby chronić tkankę mózgową.
  8. Nałóż cement wokół siatki drucianej i przykryj czaszkę cementem.
  9. Nałóż jedną kroplę topnika na wstępnie przylutowany przewód uziemiający/odniesienia i wstępnie przylutowany przewód podłączony do uziemiającej, na przykład za pomocą igły, i połącz przewody za pomocą lutownicy.
  10. Przykryj cały przewód uziemiający cementem.
  11. Podawać 0,3 ml eryciny (1:4 w sterylnym NaCl) i karprofenie (5 mg/ml) docelowo po zabiegu chirurgicznym i przez co najmniej dwa dni po zabiegu. Mysz zazwyczaj budzi się w ciągu 15 minut po operacji. Ogrzej zwierzę czerwoną lampą, aby przyspieszyć powrót do zdrowia.
  12. Monitoruj masę ciała myszy codziennie przez pierwszy tydzień po operacji lub do momentu, gdy waga się ustabilizuje. Utrata masy ciała nie powinna przekraczać 10% masy ciała myszy zarejestrowanej przed operacją. Aby przyspieszyć stabilizację masy ciała, w pierwszych dniach po operacji podawaj myszy mokrą karmę i mleko skondensowane.
  13. Aby zarejestrować aktywność komórkową hipokampa podczas porywania, wszczepij silikonową sondę do hipokampa (AP -1,94, L 1,4, V 1, z późniejszym obniżeniem), jak opisano w ref. 62 (Rysunek 1C - I). Wszczepić światłowód w hipokampie w AP -3, L 1,4, V 1,6, 39° ogonowo-rostralnym. Wszczepić dodatkowy światłowód w SM (AP +0,98, L 1, V 3,9, 15° boczny), jeśli pożądana jest stymulacja somatów komórkowych.

5. Stymulacja optogenetyczna i akwizycja danych elektrofizjologicznych

  1. Przyzwyczaj mysz do ustawień nagrywania (np. 15 minut sesji, 1-2 sesje dziennie przez 3 dni). Zbadaj zachowanie zwierzęcia przed rozpoczęciem pierwszych eksperymentów. Jeśli mysz porusza się w komorze, eksploruje otoczenie, węszy, przeprowadza hodowlę itp., rozpocznij pierwszą sesję eksperymentalną.
  2. Umieść mysz w znajomej komnacie pod nieobecność innych zwierząt w tym samym pomieszczeniu.
  3. Przymocuj diodę LED do sceny czołowej za pomocą taśmy klejącej, aby śledzić pozycję zwierzęcia. Upewnij się, że światło LED jest przechwytywane przez kamerę przez cały okres, w którym zwierzę eksploruje komorę nagrywania, przed rozpoczęciem eksperymentów. Nagrywaj w ciemności, aby śledzić światło LED. Umieść kamerę nad komorą nagrywania.
  4. Sprawdź moc światła z krosowego. Oszacuj strumień świetlny z końcówki światłowodu po podłączeniu w zależności od szybkości transmisji wszczepionego włókna. Upewnij się, że strumień świetlny z końcówki światłowodu wynosi od 5 do 15 mW, aby umożliwić niezawodne porywanie.
  5. Podłącz przedwzmacniacz czołowy do przewlekle wszczepionego złącza. Podłącz patchcord światłowodowy do przewlekle wszczepionego włókna hipokampa w celu przeprowadzenia eksperymentów ze stymulacją optogenetyczną. W eksperymentach ze stymulacją światłem kontrolnym podłącz światłowód do atrapy skuwki podłączonej do zestawu słuchawkowego.
  6. Umieść mysz w komorze nagrywania.
  7. Otwórz oprogramowanie, aby sterować generatorem bodźców w celu wygenerowania protokołu stymulacji.
  8. Wybierz kanał, który steruje laserem DPSS 473 nm. W pierwszym wierszu wprowadź 3,000 mV (1. kolumna), czas 30 ms (2. kolumna), wartość 0 mV (3. kolumna), czas 112 ms (4. kolumna), powtórzenie wiersza 840 i powtórzenie grupy 1, aby wygenerować protokół dla 2 minut stymulacji 7 Hz z impulsami o długości 30 ms. Dostosuj czas trwania w 4. kolumnie i liczbę powtórzeń rzędu, jeśli wymagana jest stymulacja z inną częstotliwością lub o innym czasie trwania. W drugim rzędzie wybierz 0 mW (1. kolumna), czas 500 h (2. kolumna), powtórzenie wiersza 1 i powtórzenie grupowe 1, aby upewnić się, że laser jest wyłączany po zakończeniu protokołu stymulacji.
  9. Kliknij "Plik > Zapisz jako" i zapisz plik o żądanej nazwie.
  10. Upewnij się, że wyjście TTL stymulatora wyzwalające laser jest podłączone do analogowej płytki wejściowej Digital Lynx w celu synchronizacji pozyskiwania danych elektrofizjologicznych i optogenetycznych.
  11. Alternatywnie, aby parametrycznie regulować zmienność częstotliwości oscylacji theta, należy zastosować ciągi impulsów świetlnych w różnych odstępach między impulsami, z okresami następującymi po rozkładzie Gaussa. Zmodyfikuj dyspersję interwałów międzyimpulsowych dla różnych protokołów, np. od kroku 3.2 do 15.1 ms2. Zastosuj te protokoły do generowania epok theta o różnej zmienności częstotliwości theta (Rysunek 6).
  12. Otwórz oprogramowanie systemu nagrywania. Kliknij "ACQ", aby uzyskać i "REC", aby nagrać. Poczekaj przed rozpoczęciem stymulacji świetlnej, aby zarejestrować zachowanie linii bazowej (np. 2 minuty, aby uzyskać prędkość linii bazowej lub 30 minut, aby wyodrębnić pola miejsca linii bazowej).
  13. Otwórz oprogramowanie, aby sterować generatorem bodźców. Kliknij "File > Open" i wybierz plik protokołu. Kliknij "Pobierz i Start", aby rozpocząć stymulację światłem.
    UWAGA: Eksperyment można badać, a stymulację rozpocząć za pomocą pilota; Wyklucza to wpływ obecności eksperymentatora na zachowanie zwierzęcia. W zależności od celu badania, stymulacja może być inicjowana i przerywana podczas określonych zachowań.

6. Połączone podejście do optogenetycznego porywania i specyficznego dla projekcji hamowania wyjścia hipokampa

  1. Ekspresja ChR2 w komórkach GABA-ergicznych MS myszy PV-Cre, jak opisano w sekcji 1.
  2. Ponadto wstrzyknąć łącznie 2,4 μl halorodopsyny zależnej od CamKIIα (eNpHR3.0, AAV2/1.CamKIIa.eNpHR3.0-EYFP.WPRE.hGH) w obie grzbietowe półkule hipokampa (AP -1,7; L ± 1,05; V -2,05 i -1,4 mm; AP -1,7; L ± 1,7; V -2,05 i -1,55 mm; AP -2,3; L ± 1,5; V -2,2 i -1,3 mm; AP -2,3; L ± 2,2; V -1,65 i -2,45 mm).
  3. Odczekaj 6 tygodni na odciągnięcie.
  4. Wszczepić układ drutu wolframowego ze światłowodem w obszarze CA1 hipokampa, jak opisano w sekcji 4. Dodatkowo wszczepia się obustronnie światłowody w przegrodzie bocznej (LS, AP 0,1, L 0,25, V -2,25 mm oraz AP 0,5, L -0,3, V -2,7 mm).
  5. Wykonaj eksperymenty z optogenetycznym porywaniem theta zgodnie z opisem w krokach 5.4-5.5.
    1. W celu jednoczesnego zahamowania wyjścia hipokampa do LS, należy wygenerować protokół generowania bodźca: np. wyzwolić początek kanału wyjściowego podłączonego do lasera DPSS 593 nm 15 s ciągłym impulsem trwającym łącznie 45 s, przed wyzwoleniem impulsów wyjściowych do lasera DPSS 473 nm.
    2. Podłącz oba włókna w LS za pomocą krosowych za pomocą wielomodowego łącznika światłowodowego do lasera DPSS 593 nm.
    3. Rozpocznij nagrywanie, pobierz i uruchom protokół, aby kontrolować generowanie bodźców.

7. Przetwarzanie danych

  1. Przekonwertuj sygnały elektrofizjologiczne i umieść dane śledzenia za pomocą Neurophysiological Data (ND) Manager odpowiednio do formatów .dat i .pos64.
  2. Uzyskaj LFP poprzez filtrowanie dolnoprzepustowe i próbkowanie w dół sygnału szerokopasmowego do 1,250 Hz za pomocą ND Manager66.
  3. W każdym nagraniu wybierz kanał o maksymalnej amplitudzie oscylacji theta (za pomocą Neuroscope)19.
  4. Wykryj znaczniki czasowe impulsów laserowych i epok stymulacji za pomocą algorytmu wykrywania progów (za pomocą funkcji MATLAB findpeaks.m lub podobnej)11.
  5. Aby zaimportować plik .dat w oprogramowaniu do wielokanałowej analizy danych, kliknij "Plik > Importu", wybierz "pliki binarne" jako typ danych i wybierz plik .dat. W oknie konfiguracji wprowadź poprawną liczbę kanałów i częstotliwość próbkowania 1 250 Hz, kliknij "ok" i zapisz jako plik .smr. Wykreśl widma mocy, wybierając opcję "Analiza > widok nowych wyników > PowerSpectrum". W ustawieniach wybierz kanał o największej amplitudzie theta i rozmiarze 16 384 FFT, kliknij "Nowy", zdefiniuj jako "Czas rozpoczęcia" początek epoki stymulacji, a jako "Czas zakończenia" koniec epoki stymulacji, a następnie kliknij "Proces".
  6. Obliczyć wierność porywania jako stosunek skumulowanej gęstości widmowej mocy (PSD) w zakresie częstotliwości stymulacji optogenetycznej (częstotliwość stymulacji ± 0,5 Hz) do skumulowanego PSD w paśmie theta (5-12 Hz) metodą wielostożkową (NW = 3, rozmiar okna 8,192) dla epok 10 s (np. zestaw narzędzi ).
  7. Wyklucz z analizy rejestrowanie epok, w których dominujący pik PSD wynosi ≤ 5 Hz (epoki inne niż theta, za pomocą funkcji MATLAB find.m).
  8. Wykreśl raster widm mocy LFP dla wszystkich zarejestrowanych epok zgodnie z obliczoną wiernością porywania (przy użyciu funkcji MATLAB sortrows.m i pcolor.m). Załaduj widma mocy i wierność porywania, klikając "File > Open", zapisaną zmienną In. Typ Power = sortrows(In,1); pcolor(Potęga(:,2:koniec)).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Kierowanie ChR2 do komórek GABAergicznych w MS, opisane w sekcji 1, przedstawiono na Rycina 2AStymulacja optogenetyczna aksonów GABAergicznych komórek MS w grzbietowym hipokampie za pomocą światłowodu wszczepionego powyżej obszaru CA1 synchronizuje oscylacje theta z częstotliwością bodźca w ipsilateralnym (Rycina 2B) oraz przeciwległej półkuli (Rycina 2C). Oscylacje theta mogły być w różnym stopniu e...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Tutaj przedstawiliśmy szeroko dostępną metodologię porywania i wywoływania oscylacji theta hipokampa u zachowującego się zwierzęcia. Takie podejście może być przydatne do badań nad funkcjami rytmu theta w przetwarzaniu informacji i zachowaniu. Krytyczne aspekty tej metody obejmują: (1) wybór opsyny i ukierunkowanie ChR2 na aksony komórek MS w hipokampie, (2) solidne cechy optyczne i elektryczne wszczepionych zespołów światłowodowych przewodów światłowodowych w celu zapewnienia ciągłej stymulacji i zapisu LFP u zachowując...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Chcielibyśmy podziękować Marii Gorbati za fachową pomoc w analizie danych oraz Jennifer Kupferman za komentarze do manuskryptu. Prace te były wspierane przez Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG; Exc 257 NeuroCure, TK i AP; Program priorytetowy 1665, 1799/1-1(2), Program Heisenberg, 1799/2-1, AP), Niemiecko-Izraelska Fundacja Badań Naukowych i Rozwoju (GIF; I-1326-421.13/2015, TK) oraz Human Frontier Science Program (HFSP; RGY0076/2012, TK).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Myszy PV-CreLaboratorium JacksonaB6; 129P2-Pvalbtm1(cre)Arbr/J
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Surgery
StereotaxisDavid Kopf Instruments, Tujunga, CA, USAModel 963Ultra precyzyjny instrument stereotaktyczny dla małych zwierząt
Wiertła, 0,8 mmBijoutil, Allschwil, Szwajcaria49080HM
Strzykawka 0,01-1 mlBraun, Melsungen, Niemcy9161406V
Kaniule sterykańskieBraun26 G, 0,45x25 mm BL/LB
Cienkie i ostre nożyczkiFine Science Tools Inc., Vancouver, Kanada14060-09
KleszczeFine Science Tools Inc.11210-10Dumont AA - Kleszcze z powłoką epoksydową
nożyczki ze stali nierdzewnejFine Science Tools Inc.14018-14
Stacja lutowniczaWeller Tools GmbH, Besigheim, NiemcyWSD 81
ErytromycynaRotexmedica GmbH, Trittau, NiemcyPZN: 108239321g proszek do sporządzania roztworu do infuzji
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Pompa Optogenetics
HamiltonPHD Ultra, Harvard Apparatus, Holliston, MA, model USA703008Pompa strzykawkowa PHD Ultra z mechanizmem pchająco-ciągnącym
Hamilton 5 & micro; L Strzykawka, 26 gaugePHD Ultra, Harvard ApparatusModel 75 RN SYR
Hamilton 5 & L TłokPHD Ultra, Harvard ApparatusModel 75 RN SYR
RurkaFisher Scientific, Pittsburgh, USAPE 20Średnica wewnętrzna 0,38 mm (.015"), Średnica zewnętrzna 1,09 mm (.043")
Kaniule sterykańskieBraun, Melsungen, Niemcy27 G, 25x0,40 mm,
Precyzyjna wiertarka/szlifierkaProxxon, Wecker, Luksemburgfbs 240/e
Cięcie dyskiProxxonNO 28812
Cre zależna od rodopsyny kanałowejPenn Vector Core, Filadelfia, PA, USAAV-1-18917PNazwa konstrukcyjna: AAV2/1.CAGGS.flex.ChR2.tdPomidor, miano: 1,42x1013 vg/ml
Halorodopsyna zależna od kinazy krzywkowejPenn Vector CoreAV-1-26971PNazwa konstrukcji: eNpHR3.0, AAV2/1.CamKIIa.eNpHR3.0-EYFP.WPRE.hGH, miano: 2,08_1012 vg/ml
Światłowód wielomodowyThorLabs, Dachau, NiemcyFG105LCA0,22 NA, Low-OH i Oslash; 105 &mikro; m Rdzeń, 400 - 2400 nm
Ceramiczna skuwka w sztyfcieProdukty z włókien precyzyjnych, Milpitas, CA, USACFLC126Ceramiczna tuleja LC MM, ID 126um
Papier do polerowaniaThorlabsLF3D6 "x 6" Diamentowy arkusz docierania (polerowania)
Miernik mocyThorlabsPM100DKompaktowa konsola miernika mocy i energii, cyfrowy 4-calowy
wielomodowy łącznik światłowodowyThorlabsFCMM50-50A-FCŁącznik 1x2 MM, przełożenie 50:50, 50 µ m GI Fibers, FC / PC
Patchcord światłowodowyThorlabsFG105LCA CUSTOM-MUCwykonany na zamówienie, o długości 3 m, z rurką ochronną, Rurka: FT030, Złącze 1: FC / PC, Złącze 2: 1,25 mm (LC) Ceramiczna
tulejaokucia Produkty z włókna precyzyjnego, Milpitas, CA, USAADAL1Ceramiczna dzielona tuleja łącząca ADAL1 do Ø Okucia 1,25 mm (LC/PC)
Laser DPSS 473 nmLaserglow Technologies, Toronto, ON, KanadaR471005FXSeria LRS-0473
Laser DPSS 593 nmLaserglow TechnologiesR591005FXLRS-0594 Series
MC_Stimulus IIMultichannel Systems, Reutlingen, NiemcySTG 4004
Moduł kondycjonowania impedancjiMikrotargetowanie neuronowe na całym świecie, Bowdoin, USAICM
Nazwa<strong>FirmaNumer katalogowyKomentarze
Electrophysiology
Druty wolframoweCalifornia Fine Wire Company, Grover Beach, CA, USACFW001095440 & mikro; m, 99.95%
Rurki kapilarneOptoelektronika1068150020ID: 100.4 i mikro; m
Omnetics nanoconnectorOmnetics Connector Corporation, Minneapolis, USAA79038-001
Bilaney, Dü sseldorf, Niemcy00-96x1/16nierdzewna
Sonda silikonowaNeuroNexus Technologies, Ann Arbor, MI, USAB32
HeadstageNeuralynx, Bozeman, Montana USAHS-8miniaturowe przedwzmacniacze wzmocnienia jedności headstage
Srebrna farba przewodzącaConrad electronics, Niemcy530042
Płynny topnikFelder GMBH Lö ttechnik, Oberhausen, NiemcyLö tö l STDIN EN 29454.1, 3.2.2.A (F-SW 11)
LEDNeuralynxHS-LED-Czerwony-omni-10V
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
>Software
MATLABMathworks, Natick, MA, USA
MC_Stimulus oprogramowanieMultichannel, Systems
Neurophysiological Data ManagerNDManager, http://neurosuite.sourceforge.net
Klustershttp://neurosuite.sourceforge.net, Hazan et al., 2006
Oprogramowanie systemu rejestracjiNeuralynxCheetahhttps://neuralynx.com/software/cheetah
Wielokanałowe oprogramowanie do analizy danychCambridge Electronic Design Limited, Cambridge, GBSpike2
LCD z stal

Bibliografia

  1. Salinas, E., Sejnowski, T. J. Correlated neuronal activity and the flow of neural information. Nat Rev Neurosci. 2 (8), 539-550 (2001).
  2. Buzsaki, G., Wang, X. J. Mechanisms of gamma oscillations. Annu Rev Neurosci. 35, 203-225 (2012).
  3. Cannon, J., et al. Neurosystems: brain rhythms and cognitive processing. Eur J Neurosci. 39 (5), 705-719 (2014).
  4. Fries, P. Neuronal gamma-band synchronization as a fundamental process in cortical computation. Annu Rev Neurosci. 32, 209-224 (2009).
  5. Cardin, J. A., et al. Driving fast-spiking cells induces gamma rhythm and controls sensory responses. Nature. 459 (7247), 663-667 (2009).
  6. Colgin, L. L., et al. Frequency of gamma oscillations routes flow of information in the hippocampus. Nature. 462 (7271), 353-357 (2009).
  7. Csicsvari, J., Jamieson, B., Wise, K. D., Buzsaki, G. Mechanisms of gamma oscillations in the hippocampus of the behaving rat. Neuron. 37 (2), 311-322 (2003).
  8. Gray, C. M., Singer, W. Stimulus-specific neuronal oscillations in orientation columns of cat visual cortex. Proc Natl Acad Sci U S A. 86 (5), 1698-1702 (1989).
  9. Lisman, J. E., Jensen, O. The theta-gamma neural code. Neuron. 77 (6), 1002-1016 (2013).
  10. Sirota, A., et al. Entrainment of neocortical neurons and gamma oscillations by the hippocampal theta rhythm. Neuron. 60 (4), 683-697 (2008).
  11. Bender, F., et al. Theta oscillations regulate the speed of locomotion via a hippocampus to lateral septum pathway. Nat Commun. 6, 8521(2015).
  12. Carus-Cadavieco, M., et al. Gamma oscillations organize top-down signalling to hypothalamus and enable food seeking. Nature. 542 (7640), 232-236 (2017).
  13. Bragin, A., Engel, J., Wilson, C. L., Fried, I., Buzsaki, G. High-frequency oscillations in human brain. Hippocampus. 9 (2), 137-142 (1999).
  14. Wang, J., et al. High-frequency oscillations in Parkinson's disease: spatial distribution and clinical relevance. Mov Disord. 29 (10), 1265-1272 (2014).
  15. Hammond, C., Bergman, H., Brown, P. Pathological synchronization in Parkinson's disease: networks, models and treatments. Trends Neurosci. 30 (7), 357-364 (2007).
  16. Buzsaki, G. Theta oscillations in the hippocampus. Neuron. 33 (3), 325-340 (2002).
  17. Gulyas, A. I., et al. Hippocampal pyramidal cells excite inhibitory neurons through a single release site. Nature. 366 (6456), 683-687 (1993).
  18. Buhl, E. H., et al. Physiological properties of anatomically identified axo-axonic cells in the rat hippocampus. J Neurophysiol. 71 (4), 1289-1307 (1994).
  19. Wulff, P., et al. Hippocampal theta rhythm and its coupling with gamma oscillations require fast inhibition onto parvalbumin-positive interneurons. Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (9), 3561-3566 (2009).
  20. Korotkova, T., Fuchs, E. C., Ponomarenko, A., von Engelhardt, J., Monyer, H. NMDA receptor ablation on parvalbumin-positive interneurons impairs hippocampal synchrony, spatial representations, and working memory. Neuron. 68 (3), 557-569 (2010).
  21. Buhl, D. L., Harris, K. D., Hormuzdi, S. G., Monyer, H., Buzsaki, G. Selective impairment of hippocampal gamma oscillations in connexin-36 knock-out mouse in vivo. J Neurosci. 23 (3), 1013-1018 (2003).
  22. Racz, A., Ponomarenko, A. A., Fuchs, E. C., Monyer, H. Augmented hippocampal ripple oscillations in mice with reduced fast excitation onto parvalbumin-positive cells. J Neurosci. 29 (8), 2563-2568 (2009).
  23. Contreras, D., Steriade, M. Cellular basis of EEG slow rhythms: a study of dynamic corticothalamic relationships. J Neurosci. 15 (1 Pt 2), 604-622 (1995).
  24. Herrera, C. G., et al. Hypothalamic feedforward inhibition of thalamocortical network controls arousal and consciousness. Nat Neurosci. 19 (2), 290-298 (2016).
  25. Freund, T. F., Antal, M. GABA-containing neurons in the septum control inhibitory interneurons in the hippocampus. Nature. 336 (6195), 170-173 (1988).
  26. Unal, G., Joshi, A., Viney, T. J., Kis, V., Somogyi, P. Synaptic Targets of Medial Septal Projections in the Hippocampus and Extrahippocampal Cortices of the Mouse. J Neurosci. 35 (48), 15812-15826 (2015).
  27. Hangya, B., Borhegyi, Z., Szilagyi, N., Freund, T. F., Varga, V. GABAergic neurons of the medial septum lead the hippocampal network during theta activity. J Neurosci. 29 (25), 8094-8102 (2009).
  28. Bartho, P., et al. Ongoing network state controls the length of sleep spindles via inhibitory activity. Neuron. 82 (6), 1367-1379 (2014).
  29. Giocomo, L. M., et al. Grid cells use HCN1 channels for spatial scaling. Cell. 147 (5), 1159-1170 (2011).
  30. Stark, E., et al. Inhibition-induced theta resonance in cortical circuits. Neuron. 80 (5), 1263-1276 (2013).
  31. Crandall, S. R., Cruikshank, S. J., Connors, B. W. A corticothalamic switch: controlling the thalamus with dynamic synapses. Neuron. 86 (3), 768-782 (2015).
  32. Steriade, M., McCormick, D. A., Sejnowski, T. J. Thalamocortical oscillations in the sleeping and aroused brain. Science. 262 (5134), 679-685 (1993).
  33. Joshi, A., Salib, M., Viney, T. J., Dupret, D., Somogyi, P. Behavior-Dependent Activity and Synaptic Organization of Septo-hippocampal GABAergic Neurons Selectively Targeting the Hippocampal CA3 Area. Neuron. , (2017).
  34. Schlingloff, D., Kali, S., Freund, T. F., Hajos, N., Gulyas, A. I. Mechanisms of sharp wave initiation and ripple generation. J Neurosci. 34 (34), 11385-11398 (2014).
  35. Craig, M. T., McBain, C. J. Fast gamma oscillations are generated intrinsically in CA1 without the involvement of fast-spiking basket cells. J Neurosci. 35 (8), 3616-3624 (2015).
  36. Pastoll, H., Solanka, L., van Rossum, M. C., Nolan, M. F. Feedback inhibition enables theta-nested gamma oscillations and grid firing fields. Neuron. 77 (1), 141-154 (2013).
  37. Akam, T., Oren, I., Mantoan, L., Ferenczi, E., Kullmann, D. M. Oscillatory dynamics in the hippocampus support dentate gyrus-CA3 coupling. Nat Neurosci. 15 (5), 763-768 (2012).
  38. Mattis, J., et al. Frequency-dependent, cell type-divergent signaling in the hippocamposeptal projection. J Neurosci. 34 (35), 11769-11780 (2014).
  39. Vandecasteele, M., et al. Optogenetic activation of septal cholinergic neurons suppresses sharp wave ripples and enhances theta oscillations in the hippocampus. Proc Natl Acad Sci U S A. 111 (37), 13535-13540 (2014).
  40. Stark, E., et al. Pyramidal cell-interneuron interactions underlie hippocampal ripple oscillations. Neuron. 83 (2), 467-480 (2014).
  41. Blumberg, B. J., et al. Efficacy of nonselective optogenetic control of the medial septum over hippocampal oscillations: the influence of speed and implications for cognitive enhancement. Physiol Rep. 4 (23), (2016).
  42. Courtin, J., et al. Prefrontal parvalbumin interneurons shape neuronal activity to drive fear expression. Nature. 505 (7481), 92-96 (2014).
  43. Nagode, D. A., Tang, A. H., Yang, K., Alger, B. E. Optogenetic identification of an intrinsic cholinergically driven inhibitory oscillator sensitive to cannabinoids and opioids in hippocampal CA1. J Physiol. 592 (1), 103-123 (2014).
  44. Bitzenhofer, S. H., et al. Layer-specific optogenetic activation of pyramidal neurons causes beta-gamma entrainment of neonatal networks. Nat Commun. 8, 14563(2017).
  45. Kondabolu, K., et al. Striatal cholinergic interneurons generate beta and gamma oscillations in the corticostriatal circuit and produce motor deficits. Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (22), E3159-E3168 (2016).
  46. Sohal, V. S., Zhang, F., Yizhar, O., Deisseroth, K. Parvalbumin neurons and gamma rhythms enhance cortical circuit performance. Nature. 459 (7247), 698-702 (2009).
  47. Pina-Crespo, J. C., et al. High-frequency hippocampal oscillations activated by optogenetic stimulation of transplanted human ESC-derived neurons. J Neurosci. 32 (45), 15837-15842 (2012).
  48. Iaccarino, H. F., et al. Gamma frequency entrainment attenuates amyloid load and modifies microglia. Nature. 540 (7632), 230-235 (2016).
  49. Kim, H., Ahrlund-Richter, S., Wang, X., Deisseroth, K., Carlen, M. Prefrontal Parvalbumin Neurons in Control of Attention. Cell. 164 (1-2), 208-218 (2016).
  50. Lu, Y., et al. Optogenetically induced spatiotemporal gamma oscillations and neuronal spiking activity in primate motor cortex. J Neurophysiol. 113 (10), 3574-3587 (2015).
  51. Kim, T., et al. Cortically projecting basal forebrain parvalbumin neurons regulate cortical gamma band oscillations. Proc Natl Acad Sci U S A. 112 (11), 3535-3540 (2015).
  52. Siegle, J. H., Pritchett, D. L., Moore, C. I. Gamma-range synchronization of fast-spiking interneurons can enhance detection of tactile stimuli. Nat Neurosci. 17 (10), 1371-1379 (2014).
  53. Gan, J., Weng, S. M., Pernia-Andrade, A. J., Csicsvari, J., Jonas, P. Phase-Locked Inhibition, but Not Excitation, Underlies Hippocampal Ripple Oscillations in Awake Mice In. Neuron. 93 (2), 308-314 (2017).
  54. van de Ven, G. M., Trouche, S., McNamara, C. G., Allen, K., Dupret, D. Hippocampal Offline Reactivation Consolidates Recently Formed Cell Assembly Patterns during Sharp Wave-Ripples. Neuron. 92 (5), 968-974 (2016).
  55. Kim, A., et al. Optogenetically induced sleep spindle rhythms alter sleep architectures in mice. Proc Natl Acad Sci U S A. 109 (50), 20673-20678 (2012).
  56. Latchoumane, C. V., Ngo, H. V., Born, J., Shin, H. S. Thalamic Spindles Promote Memory Formation during Sleep through Triple Phase-Locking of Cortical, Thalamic, and Hippocampal Rhythms. Neuron. 95 (2), 424-435 (2017).
  57. Robinson, J., et al. Optogenetic Activation of Septal Glutamatergic Neurons Drive Hippocampal Theta Rhythms. J Neurosci. 36 (10), 3016-3023 (2016).
  58. Fuhrmann, F., et al. Locomotion, Theta Oscillations, and the Speed-Correlated Firing of Hippocampal Neurons Are Controlled by a Medial Septal Glutamatergic Circuit. Neuron. 86 (5), 1253-1264 (2015).
  59. Hippenmeyer, S., et al. A developmental switch in the response of DRG neurons to ETS transcription factor signaling. PLoS Biol. 3 (5), e159(2005).
  60. Resendez, S. L., et al. Visualization of cortical, subcortical and deep brain neural circuit dynamics during naturalistic mammalian behavior with head-mounted microscopes and chronically implanted lenses. Nat Protoc. 11 (3), 566-597 (2016).
  61. Armstrong, C., Krook-Magnuson, E., Oijala, M., Soltesz, I. Closed-loop optogenetic intervention in mice. Nat Protoc. 8 (8), 1475-1493 (2013).
  62. Buzsaki, G., et al. Multisite recording of brain field potentials and unit activity in freely moving rats. J Neurosci Methods. 28 (3), 209-217 (1989).
  63. Vandecasteele, M., et al. Large-scale recording of neurons by movable silicon probes in behaving rodents. J Vis Exp. (61), e3568(2012).
  64. Hazan, L., Zugaro, M., Buzsaki, G. Klusters, NeuroScope, NDManager: a free software suite for neurophysiological data processing and visualization. J Neurosci Methods. 155 (2), 207-216 (2006).
  65. Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity. Nat Neurosci. 8 (9), 1263-1268 (2005).
  66. Korotkova, T., et al. Reconciling the different faces of hippocampal theta: The role of theta oscillations in cognitive, emotional and innate behaviors. Neurosci Biobehav Rev. , (2017).
  67. Vertes, R. P., Hoover, W. B., Viana Di Prisco, G. Theta rhythm of the hippocampus: subcortical control and functional significance. Behav Cogn Neurosci Rev. 3 (3), 173-200 (2004).
  68. Hasselmo, M. E., Hay, J., Ilyn, M., Gorchetchnikov, A. Neuromodulation, theta rhythm and rat spatial navigation. Neural Netw. 15 (4-6), 689-707 (2002).
  69. Witt, A., et al. Controlling the oscillation phase through precisely timed closed-loop optogenetic stimulation: a computational study. Front Neural Circuits. 7, 49(2013).
  70. Korotkova, T., Ponomarenko, A. In Vivo Neuropharmacology and Neurophysiology. , Springer Science. Series Neuromethods (2017).
  71. Dannenberg, H., et al. Synergy of direct and indirect cholinergic septo-hippocampal pathways coordinates firing in hippocampal networks. J Neurosci. 35 (22), 8394-8410 (2015).
  72. Pikovsky, A., Rosenblum, M., Kurths, J. Synchronization: A universal concept in nonlinear sciences. 70, American Journal of Physics. (2002).
  73. Boyce, R., Glasgow, S. D., Williams, S., Adamantidis, A. Causal evidence for the role of REM sleep theta rhythm in contextual memory consolidation. Science. 352 (6287), 812-816 (2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

przegroda przedniakana rhodopsyna 2potencja polowyimplant wiat owodowymacierz drucianachirurgia stereotaktycznatransdukcja wirusowakontrola oscylacji theta
Optogenetyczne porywanie oscylacji theta hipokampa u zachowujących się myszy
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.