Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Ocena krzepnięcia osocza na tkance wątroby w dużym modelu zwierzęcym in vivo

8.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/57355

⸱

4 sierpnia 2018

 ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, University of Bonn, 2Institute for Laboratory Animal Science & Experimental Surgery, RWTH Aachen University, 3Department of Anesthesiology, RWTH Aachen University

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy protokół eksperymentalnej oceny krzepnięcia osocza w tkance wątroby in vivo. W modelu świńskim mikrokrążenie jest badane za pomocą laserowego Dopplera, głębokość krzepnięcia jest mierzona histologicznie, temperatura w miejscu krzepnięcia za pomocą termometru na podczerwień i kamery termograficznej, a efekt uszczelnienia kanałów jest dokumentowany za pomocą eksperymentów z ciśnieniem rozrywającym.

Streszczenie

Koagulacja plazmowa jako forma elektrokoagulacji jest stosowana w chirurgii wątroby od dziesięcioleci w celu uszczelnienia dużej powierzchni cięcia wątroby po dużej hepatektomii, aby zapobiec krwotokom na późniejszym etapie. Dokładny wpływ krzepnięcia osocza na tkankę wątroby jest słabo zbadany. W naszym modelu wieprzowym efekty krzepnięcia można badać w pobliżu zastosowania klinicznego. Połączony laserowy przepływomierz dopplerowski i spektrofotometr nieinwazyjnie dokumentuje zmiany mikrokrążenia podczas krzepnięcia na głębokości tkanki 8 mm, dostarczając wymiernych informacji na temat hemostazy wykraczających poza subiektywne wrażenie kliniczne. Temperaturę w miejscu krzepnięcia ocenia się termometrem na podczerwień przed i po koagulacji oraz kamerą termowizyjną podczas koagulacji, pomiar temperatury wiązki gazowej nie jest możliwy ze względu na górny próg urządzeń. Głębokość krzepnięcia jest mierzona mikroskopowo na skrawkach barwionych hematoksyliną/eozyną po kalibracji za pomocą mikrometru obiektowego i daje dokładne informacje o zależności między ustawieniem mocy a głębokością koagulacji. Bada się działanie uszczelniające na drogi żółciowe, ponieważ koagulator osocza nie jest w stanie uszczelnić większych naczyń krwionośnych. Eksperymenty z ciśnieniem rozrywającym przeprowadza się na eksplantowanych narządach, aby wykluczyć skutki związane z ciśnieniem krwi.

Wprowadzenie

Koagulacja plazmą argonową (APC) jest powszechnie stosowanym narzędziem w chirurgii jamy brzusznej od ponad trzech dekad1,2. Jest to standardowa technika osiągania wtórnej hemostazy po dużej hepatektomii poprzez uszczelnienie powierzchni cięcia wątroby, aby zapobiec późniejszym krwotokom3. Koagulacja plazmowa jest wyspecjalizowaną formą elektrokoagulacji o częstotliwości radiowej, która dostarcza energię elektryczną przez łuk zjonizowanego gazu. Zapewniając monopolarną hemostazę elektrotermiczną, ta bezkontaktowa technika ma tę zaletę, że zapobiega przywieraniu elektrody do tkanki4. Wiązka zjonizowanego gazu jest automatycznie kierowana na obszar o najniższym oporze elektrycznym i jest odwracana, gdy opór wzrasta z powodu wysuszenia do innych obszarów, które nie są jeszcze wysuszone. W ten sposób uzyskuje się jednolitą, ograniczoną głębokość krzepnięcia5,6. Czynnikami wpływającymi na efekt krzepnięcia są czas aktywacji, ustawienie mocy urządzenia do krzepnięcia oraz odległość od sondy do tkanki. Hel to kolejny gaz nośny, który może być używany do koagulacji plazmowej7. Ostatnie badania kliniczne koncentrowały się na wynikach klinicznych, a nie na wynikach histologicznych i funkcjonalnych3,8,9, podczas gdy badania eksperymentalne koncentrowały się na badaniach in vitro10 lub eksperymentach na izolowanych perfundowanych narządach11.

Podstawowy protokół pozwala na badanie efektów krzepnięcia osocza w dużym modelu zwierzęcym zbliżonym do zastosowania klinicznego przy użyciu standardowego sprzętu dla ludzi na świniach: Mikrokrążenie jest oceniane nieinwazyjnie za pomocą laserowego przepływomierza dopplerowskiego i spektrofotometru, który jest standardowym narzędziem klinicznym dla tego wskazania12,13. Zmiany temperatury podczas koagulacji są monitorowane za pomocą termometru na podczerwień i kamery termowizyjnej. Głębokość krzepnięcia mierzy się na histologicznych skrawkach barwionych hematoksyliną/eozyną po pobraniu próbek tkanek. W celu porównania z innymi środkami do hemostazy wtórnej przeprowadza się eksperymenty z ciśnieniem rozrywającym. W przeciwieństwie do wcześniej opisanych technik14, są one przeprowadzane na eksplantowanych narządach, aby wykluczyć efekty związane z ciśnieniem krwi. Oprócz opisanych badań nad miejscowymi skutkami krzepnięcia osocza, standardowe badania krwi mogą być również wykonywane na modelu świńskim.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Przestrzegano zasad regulowanych niemieckim ustawodawstwem dotyczącym badań na zwierzętach, jak również Zasad Opieki nad Zwierzętami Laboratoryjnymi (publikacja National Institutes of Health ed. 8, 2011). Oficjalne zezwolenie wydawane jest przez Państwowy Urząd ds. Opieki nad Zwierzętami (Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen, Recklinghausen, Niemcy).

1. Zwierzęta

  1. Używać samic niemieckich świń rasy landrace (o wadze 25-30 kg) trzymanych w otwartych klatkach.
  2. Użyj 5 zwierząt w grupie (argon i hel).
  3. Pozwól zwierzętom zaaklimatyzować się w otoczeniu przez co najmniej tydzień przed eksperymentami. Zwierzęta szybkie przez 24 h przed zabiegiem ze swobodnym dostępem do wody.

2. Znieczulenie

  1. Poddaj zwierzęta premedykacji za pomocą domięśniowego wstrzyknięcia ketaminy (15 mg/kg masy ciała]), ksylazyny (10 mg/kg masy ciała) i atropiny (0,1 mg/kg masy ciała) na 10 minut przed indukcją znieczulenia.
  2. Obwodowy dostęp żylny ustala się poprzez umieszczenie kaniuli o rozmiarze 22 w żyle usznej.
  3. Wywołać znieczulenie ogólne przez dożylne wstrzyknięcie propofolu w dawce 2 mg/kg masy ciała.
  4. Ułóż zwierzę w pozycji leżącej na plecach i wykonaj podłużne nacięcie skóry w rowku szyjnym na długości 2 cm. Zlokalizuj żyłę poprzez przygotowanie tkanki podskórnej. Włóż kaniulę, a następnie drut Seldingera.
  5. Wycofaj kaniulę i włóż 14 Fr. cewnik przez drut doprowadzający. Wsuń przewód doprowadzający. Podłącz cewnik do przedłużenia i przymocuj cewnik za pomocą paska lub szwu.
  6. Wyciągnij język i włóż prosty laryngoskop. Użyj końcówki laryngoskopu, aby pociągnąć nagłośnię w dół. Przełóż rurkę przez struny głosowe. Umieść mankiet pod głośnią i napompuj.
  7. Wentylować 40% tlenem przy 20-26 oddechach/min i objętości oddechowej 10 ml/kg, aby utrzymać częściowe ciśnienie dwutlenku węgla w okresie od 36 do 42 mm Hg.
  8. Utrzymuj znieczulenie izofluranem w stężeniu 1-1,5% i fentanylem w stężeniu 3-4 μg/kg/h.
  9. Roztwór mleczanu Ringera należy dostarczyć w początkowej dawce 4 ml/kg mc./godz. i zwiększyć po laparotomii do stałej szybkości infuzji 8 ml/kg/godz.

3. Chirurgia i koagulacja osocza

  1. Ułóż zwierzę w pozycji leżącej na standardowym stole operacyjnym.
  2. Zdezynfekuj skórę, nakładając standardowy chirurgiczny środek dezynfekujący (2-Propanol 45 g / 100 g, 1-Propanol 10 g / 100 g, Biphenyl-2-ol 0,2 g / 100 g) za pomocą wacika chirurgicznego 3 razy.
  3. Wykonaj laparotomię w szerokiej linii środkowej od wyrostka mieczykowatego do kości łonowej za pomocą skalpela i zainstaluj retraktory chirurgiczne.
  4. Włączyć urządzenie do koagulacji plazmowej, otwartą butlę z argonem lub helem, w zależności od użytego gazu nośnego. Wyreguluj przepływ gazu na 3 l/min. Wybierz moc wyjściową urządzenia koagulacyjnego zgodnie z potrzebami.
    UWAGA: Oba gazy szlachetne, argon lub hel, mogą być używane do koagulacji plazmowej. Efekty krzepnięcia są porównywalne. Zobacz reference7, aby uzyskać szczegółowe informacje.
  5. Wykonaj koagulację osocza na lewym płacie wątroby, jak opisano wcześniej7. Użyj tytanowej formy (kwadratowy otwór 1 x 1 cm2), aby ustandaryzować strefę krzepnięcia. Koaguluj przez 5 s z odległością sondy 1 cm. Koagulacje o różnych ustawieniach mocy mogą być wykonywane obok siebie z niewielką odległością między koagulacjami wynoszącą 5 mm (Rysunek 1).
  6. Do pobrania wątroby należy podzielić wszystkie połączenia więzadłowe z wątrobą. Odizoluj i podziel szypułkę wątroby powyżej zgięcia dwunastnicy górnego, pozostawiając długie fragmenty żyły wrotnej i wspólnego przewodu żółciowego. Podziel żyłę jamy głównej powyżej i poniżej wątroby i odzyskaj narząd.
  7. Po pobraniu wątroby świnie poddano eutanazji poprzez podanie dożylnie 0,16 g/kg pentobarbitalu w masie ciała.
  8. W eksperymentach z ciśnieniem rozrywającym wytnij połowę lewego przyśrodkowego płata wątroby ostrymi nożyczkami. Koagulacja plazmowa powierzchni cięcia (moc wyjściowa 100 W) lub uszczelnienie powierzchni cięcia za pomocą uszczelniacza fibrynowego (Rysunek 2).

4. Pomiar mikrokrążenia

UWAGA: Laserowa spektroskopia dopplerowska może określić przepływ krwi w tkance poprzez pomiar przesunięcia dopplerowskiego spowodowanego ruchem erytrocytów. Sygnał laserowy koreluje z liczbą poruszających się erytrocytów. Laserowa spektroskopia dopplerowska jest w użyciu klinicznym (np. w medycynie transplantacyjnej) i została wielokrotnie zwalidowana15.

  1. Włącz laserowy przepływomierz dopplerowski i spektrofotometr. Użyj płaskiej sondy.
  2. Wykonaj podstawowe pomiary przepływu i prędkości. Zapisz lub zanotuj wartości.
  3. Przeprowadzić koagulację zgodnie z opisem w ppkt 3.5.
  4. Umieść płaską sondę w miejscach krzepnięcia i zmierz przepływ oraz prędkość. Ponownie zapisz lub zanotuj wartości.
  5. Powtórz te czynności dla wszystkich ustawień mocy urządzenia koagulatora.

5. Pomiar temperatury

  1. Włącz system (kamerę termowizyjną, notebook i termometr na podczerwień) i pozwól mu pracować przez co najmniej 1 godzinę przed wykonaniem pomiarów.
  2. Dostosuj ostrość i ramkę widoku w kamerze termowizyjnej w miejscu krzepnięcia. Sekwencje w podczerwieni mogą być wykrywane z rozdzielczością przestrzenną 1024 x 768 pikseli przy rozdzielczości temperatury większej niż 20 mK. Weź pod uwagę, że obszar krzepnięcia i otaczająca go tkanka — na którą ma wpływ wymiana ciepła — znajduje się w środku widoku.
    UWAGA: Powinien zawierać jak najwięcej pikseli ramki, aby uzyskać optymalną rozdzielczość przestrzenną.
  3. Rejestruj proces krzepnięcia za pomocą koagulatora plazmowego na powierzchni wątroby za pomocą kamery termowizyjnej przez okres 2 minut.
  4. Analizuj sekwencje obrazów za pomocą oprogramowania do analizy termograficznej: Zdefiniuj obszary zainteresowania.
    UWAGA: Oprogramowanie oblicza przebieg odpowiedniej średniej temperatury w czasie.

6. Pomiar głębokości krzepnięcia

  1. Zbierz lewy przyśrodkowy płat wątroby ostrymi nożyczkami.
  2. Wyciąć miejsca krzepnięcia o grubości 1 cm. Pociąć na podłużne segmenty o grubości 3 mm do dalszej obróbki.
  3. Utrwal próbki tkanek w temperaturze 4 ° C przez noc za pomocą neutralnej 10% buforowanej formaliny. Podgrzej parafinę 2 °C do temperatury topnienia i zatodź plastry. Przetwarzaj przez noc.
  4. Wykonaj barwienie Hematoxylin/Eozyny.
    1. Deparafinizować i uwodnić tkankę, a następnie zanurzyć ją w 2x Ksylenie, 100% etanolu (EtOH), 95% EtOH, 70% EtOH, dejonizowanymH2Oprzez 2 minuty każdy.
    2. Próbkę tkanki należy barwić roztworem hematoksyliny Meyera przez 3 minuty.
    3. Teraz płucz w wodzie z kranu przez 5 minut.
    4. Barwić tkankę roztworem Eozyny przez 3 minuty.
    5. Płukać 2x EtOH 95%, a następnie Ksylen przez 3 minuty każdy. Zamontować za pomocą standardowego medium montażowego.
  5. Włącz system (kamera podłączona do mikroskopu, oprogramowanie do obrazowania). Przeglądaj wszystkie sekcje w 40-krotnym powiększeniu.
  6. Zrób zdjęcie mikrometru obiektu w powiększeniu 40X. Naciśnij przycisk Ponowna kalibracja w oknie Cele. Wybierz kalibrację ręczną. Narysuj linię na obrazie mikrometrycznym o średnicy 100 μm. Wprowadź 0,1 mm w oknie dialogowym i naciśnij OK.
  7. Wybierz opcję Długość w oknie Widok>Kontrolki analizy>Adnotacje i pomiary. Zmierz myszą od powierzchni wątroby do marginesu krzepnięcia. Wyeksportuj lub zanotuj wynik. Powtórz pomiar w innym miejscu na tym samym szkiełku.
    UWAGA: Głębokość krzepnięcia można łatwo odróżnić od normalnej tkanki wątroby po ostrym marginesie między normalnymi sznurami hepatocytów a strefą martwicy ze skurczoną cytoplazmą, jądrami piknotycznym i strefami krwotoku.
  8. Oblicz średnią z dwóch pomiarów.

7. Pomiar ciśnienia rozrywającego

  1. Włączyć system (pompy automatyczne, miernik ciśnienia). Przygotować próbki wątroby zgodnie z krokiem 3.7.
    UWAGA: Użyj dwóch równoległych pomp połączonych za pomocą 3-drogowego kurka. Maksymalne ciśnienie 1 500 mm Hg nie może być osiągnięte za pomocą jednej pompy.
  2. Odizoluj żyłę wrotną, tętnicę wątrobową wspólną i przewód żółciowy nożyczkami w szypułce dotykowej. Zacisnąć żyłę wrotną za pomocą kleszczy overholt i podwiązać szwem monofilowym 4-0. Zacisnąć wspólną tętnicę wątrobową za pomocą kleszczyków overholt i podwiązać szwem monofilowym 4-0.
  3. Wprowadzić cewnik Ch-16 do wspólnego przewodu żółciowego i podwiązać za pomocą jedwabnego szwu 2-0. Podłącz cewnik do pomp automatycznych, zainstaluj 3-drogowy kran z miernikiem ciśnienia (Rysunek 3).
  4. Napełnij strzykawkę perfuzyjną solą fizjologiczną.
  5. Uruchom pompy automatyczne z wydajnością 99 ml/h.
  6. Monitoruj powierzchnię cięcia wątroby i miernik ciśnienia pod kątem wycieku i rejestruj ciśnienie rozrywające.
    UWAGA: Dla łatwiejszego rozpoznania wycieku błękit patentowy można dodać do soli fizjologicznej (2 ml błękitu patentowego + 18 ml soli fizjologicznej). Łatwiej jest zaobserwować ciśnienie rozrywające, zauważając czas utraty ciśnienia na ciśnieniomierzu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Mikrokrążenie: Wykorzystanie urządzenia diagnostycznego do hemostazy po koagulacji osocza można zademonstrować poprzez zmiany w mikrokrążeniu. Przepływ krwi kapilarnej (wyrażony w jednostkach arbitralnych (AU)) spada z wartości bazowej 142,7 ± 76,08 AU do 57,78 ± 49,57 AU przy mocy wyjściowej urządzenia 25 W, do 48,5 ± 7,26 AU przy 50 W oraz do 5,04 ± 1,31 AU przy 100 W (Rycina 4).

...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Modele gryzoni do chirurgii wątroby są ustalane od dawna16. Niemniej jednak duże modele zwierzęce mają pewne zalety: nie jest potrzebny żaden sprzęt mikrochirurgiczny, ponieważ można zastosować standardowy sprzęt operacyjny dla ludzi, techniki chirurgiczne są porównywalne z zastosowaniem klinicznym, a standardowe metody oceny klinicznej można przenieść do eksperymentów. Na przykład standardowe kliniczne badania krwi można przeprowadzić bez konieczności stosowania specjalnych metod badań laboratory...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy nie mają żadnych podziękowań.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Ksylazyna 20 mg/mlVetoquinol GmbHXylapan
Ketamina 100 mg/mlCeva GmbHCeva Ketamina do wstrzykiwań Atropina
100 mg / 10 mLDr. Franz Kö hler Chemie GmbHAtropinsulfat Kö hler 100mg Amp.
PropofolFresenius Kabi GmbHPropofol 1% MCT Fresenius
FentanylKG Rotexmedica GmbHFentanyl 0,5mg Rotexmedica
IsofluraneAbbot GmbHForene 100% (V/V) 250 mL
Mleczan RingeraBaxter Deutschland GmbHsód 131mmol/l, potas 5 mmol/l, wapń 2 mmol/l, kloryd 111 mmol/l, mleczan 29 mmol/l
Dezynfaktant chirurgicznySchü lke & Mayr GmbHKodan Tinktur forte gefä rbt 1l 104804
Mikroskop z napędem silnikowymNikon Instruments EuropeEclipse TE2000-E
Kamera mikroskopowaNikon Instruments EuropeDigitalsight DS-Qi1Mc
Oprogramowanie do obrazowaniaNikon Instruments EuropeNIS elements Vers. 4.40
Koagulator plazmowySö ring GmbHCPC-1000
Gaz argonowyLinde AGArgon 4.8 
Hel gazowyLinde AGHel 4.8
O2CLEA Medizintechnik GmbHO2C Wersja 1212z sondą LF-2 lub LF-3
Termometr na podczerwieńVoltcraftVOLTCRAFT IR 260-8S
Kamera termowizyjnaInfraTec GmbHGłowica VarioCAM HD 820
Oprogramowanie do analizy termograficznejInfraTec GmbHIRBIS 3
Hematoksyliny MayeraMerck 1.09249
Roztwór EozynyVWR International GmbHMerck 1.09844
Pompa rolkowa Masterflex L/S easy LoadCole-Parmer Instrument Model firmy7518-10
Pompa perfuzorowaB. Braun Melsungen AGPerfusor secura FT
Cyfrowy miernik ciśnieniaGreisinger elektronicznyGMH 3161
Pierścień perfuzorowy, 50 mlB. Braun Melsungen AGREF 8728810 F
Linia perfuzorowa, Typ IV Standard, PVC Luer lockB. Braun Melsungen AGREF 8722960
3-drogowy kran odcinający, Dicofix C35CB. Braun Melsungen AGREF 16494 C
Silk 2-0. 3 metryczneResorbaREF H5F
Vicryl 4-0 SutupakEthiconV1224H
NaCl 0,9 %B. Braun Melsungen AG
Roztwór

Bibliografia

  1. Link, W. J., Incropera, F. P., Glover, J. L. A plasma scalpel: comparison of tissue damage and wound healing with electrosurgical and steel scalpels. ArchSurg. 111, 392-397 (1976).
  2. Kwon, A. H., Inui, H., Kamiyama, Y. Successful laparoscopic haemostasis using an argon beam coagulator for blunt traumatic splenic injury. EurJSurg. 167, 316-318 (2001).
  3. Frilling, A., et al. Effectiveness of a new carrier-bound fibrin sealant versus argon beamer as haemostatic agent during liver resection: a randomised prospective trial. Langenbecks ArchSurg. 390, 114-120 (2005).
  4. Raiser, J., Zenker, M. Argon plasma coagulation for open surgical and endoscopic applications: state of the art. J Phys Appl Phys. 39 (16), 3520-3523 (2006).
  5. Farin, G., Grund, K. E. Technology of argon plasma coagulation with particular regard to endoscopic applications. EndoscSurgAllied Technol. 2, 71-77 (1994).
  6. Grund, K. E. Argon plasma coagulation (APC): ballyhoo or breakthrough? Endoscopy. 29, 196-198 (1997).
  7. Glowka, T. R., Standop, J., Paschenda, P., Czaplik, M., Kalff, J. C., Tolba, R. H. Argon and helium plasma coagulation of porcine liver tissue. J Int Med Res. , (2017).
  8. Dowling, R. D., Ochoa, J., Yousem, S. A., Peitzman, A., Udekwu, A. O. Argon beam coagulation is superior to conventional techniques in repair of experimental splenic injury. JTrauma. 31, 717-720 (1991).
  9. Go, P. M., Goodman, G. R., Bruhn, E. W., Hunter, J. G. The argon beam coagulator provides rapid hemostasis of experimental hepatic and splenic hemorrhage in anticoagulated dogs. JTrauma. 31, 1294-1300 (1991).
  10. Brand, C. U., Blum, A., Schlegel, A., Farin, G., Garbe, C. Application of argon plasma coagulation in skin surgery. Dermatology. 197, 152-157 (1998).
  11. Carus, T., Rackebrandt, K. Collateral tissue damage by several types of coagulation (monopolar, bipolar, cold plasma and ultrasonic) in a minimally invasive, perfused liver model. ISRNSurg. , 518924(2011).
  12. Bludau, M., Vallbohmer, D., Gutschow, C., Holscher, A. H., Schroder, W. Quantitative measurement of gastric mucosal microcirculation using a combined laser Doppler flowmeter and spectrophotometer. DisEsophagus. , (2008).
  13. Beckert, S., Witte, M. B., Konigsrainer, A., Coerper, S. The impact of the Micro-Lightguide O2C for the quantification of tissue ischemia in diabetic foot ulcers. Diabetes Care. 27, 2863-2867 (2004).
  14. Erdogan, D., de Graaf, W., van Gulik, T. M. Adhesive strength of fibrinogen-coated collagen patch or liquid fibrin sealant in an experimental liver resection model in pigs. Eur Surg Res Eur Chir Forsch Rech Chir Eur. 41 (3), 298-302 (2008).
  15. Knobloch, K., et al. Microcirculation of the sternum following harvesting of the left internal mammary artery. ThoracCardiovascSurg. 51, 255-259 (2003).
  16. Kanzler, S., et al. Recommendation for severity assessment following liver resection and liver transplantation in rats: Part I. Lab Anim. 50 (6), 459-467 (2016).
  17. Pehböck, D., Dietrich, H., Klima, G., Paal, P., Lindner, K. H., Wenzel, V. Anesthesia in swine optimizing a laboratory model to optimize translational research. Anaesthesist. 64 (1), 65-70 (2015).
  18. Nykonenko, A., Vávra, P., Zonča, P. Anatomic Peculiarities of Pig and Human Liver. Exp Clin Transplant Off J Middle East Soc Organ Transplant. 15 (1), 21-26 (2017).
  19. Fechner, G., von Pezold, J., Luzar, O., Hauser, S., Tolba, R. H., Müller, S. C. Modified spectrometry (O2C device) of intraoperative microperfusion predicts organ function after kidney transplantation: a pilot study. Transplant Proc. 41 (9), 3575-3579 (2009).
  20. Patterson, E. J., Scudamore, C. H., Owen, D. A., Nagy, A. G., Buczkowski, A. K. Radiofrequency ablation of porcine liver in vivo: effects of blood flow and treatment time on lesion size. AnnSurg. 227, 559-565 (1998).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Laserowa flowmetria dopplerowskatermografia podczerwonapomiar ci nienia rozrywaj cegobarwienie hematoksylin i eozynkoagulacja argonowo helowamonitorowanie mikrokr eniauszczelnianie przewod w ciowych
Ocena krzepnięcia osocza na tkance wątroby w dużym modelu zwierzęcym in vivo
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.