Artykuł metodologiczny

Mikrodysekcja pierwotnych segmentów tkanki nerkowej i włączenie do niej nowatorskiej technologii konstrukcji bez rusztowań

DOI:

10.3791/57358

⸱

27 marca 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Medical University of South Carolina

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Inżynierskie konstrukty nerkowe dostarczają rozwiązania na niedobór narządów i szkodliwe skutki dializy. W tym miejscu opisujemy protokół mikropreparacji mysich nerek w celu izolacji segmentów korowo-rdzeniowych. Segmenty te są wszczepiane do konstruktów komórkowych wolnych od rusztowań, tworząc organoidy nerkowe.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przeszczep nerki jest obecnie głównym nurtem terapii schyłkowej niewydolności nerek. Jednak przy około 96 000 osób na liście oczekujących i tylko jedna czwarta tych pacjentów otrzymuje przeszczep, istnieje pilne zapotrzebowanie na alternatywy dla osób z niewydolnymi narządami. W celu zmniejszenia szkodliwych skutków dializ oraz ogólnych kosztów opieki zdrowotnej, jakie się z nimi wiąże, prowadzone są aktywne badania mające na celu poszukiwanie alternatywnych rozwiązań dla przeszczepiania narządów. Wszczepialne konstrukty komórkowe nerek oparte na inżynierii tkankowej są jednym z takich możliwych podejść do zastąpienia utraconej funkcjonalności nerek. Tutaj, opisana po raz pierwszy, jest mikrodysekcja mysich nerek w celu wyizolowania żywych segmentów korowo-rdzeniowych nerki. Segmenty te są zdolne do szybkiej integracji w pozbawionych rusztowań konstrukcjach śródbłonkowo-fibroblastowych, które mogą umożliwić szybkie połączenie z układem naczyniowym gospodarza po wszczepieniu. Nerki dorosłych myszy pobrano od żywych dawców, a następnie poddano mikrodysekcji stereoskopowej w celu uzyskania segmentów nerkowych o średnicy 200 - 300 μm. Wiele konstruktów nerkowych wyprodukowano przy użyciu pierwotnych segmentów nerki pobranych tylko z jednej nerki. Metoda ta demonstruje procedurę, która może uratować funkcjonalną tkankę nerkową z narządów, które w przeciwnym razie zostałyby wyrzucone.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przewlekła choroba nerek (PChN) jest obecnie jednym z głównych wyzwań dla zdrowia publicznego na całym świecie1. Częstość występowania PChN w Stanach Zjednoczonych wynosi ponad 14% całej populacji, przy czym ponad 600 000 Amerykanów cierpi na najcięższą postać, schyłkową niewydolność nerek (ESRD)2. Obecnie dostępne opcje leczenia dla osób ze schyłkową niewydolnością nerek obejmują dializę i przeszczep nerki. Chociaż każdego roku około 25 000 pacjentów przechodzi przeszczep nerki, co roku dodawana jest znaczna liczba pacjentów, co prowadzi do dużej dysproporcji między tymi, którzy oczekują na narząd ratujący życie, a tymi, którzy otrzymują przeszczep3. Oprócz poważnego negatywnego wpływu na długowieczność i jakość życia, dializa wiąże się ze zdumiewającym obciążeniem finansowym. W 2014 roku Medicare wypłaciło odszkodowania na łączną kwotę ponad 30 miliardów dolarów dla pacjentów ze schyłkową niewydolnością nerek2. Ze względu na ograniczoną podaż narządów i brak widocznej tendencji spadkowej u pacjentów wymagających dializy, wysiłki badawcze mające na celu znalezienie alternatywnych rozwiązań dla dializ i transplantacji są nadal ważne. Nawet stosunkowo krótkie opóźnienie w potrzebie dializy znacznie zwiększa liczbę lat życia i produktywność pacjenta skorygowanych o jakość, jednocześnie odsuwając w czasie koszty związane z dializami4,5,6.

Rozwiązania dla funkcjonalnej utraty tkanki, takie jak ta w ESRD, są obecnie badane w laboratoriach inżynierii tkankowej i medycyny regeneracyjnej, z bardzo różnorodnymi podejściami, począwszy od produkcji organoidów opartych na rusztowaniach, a skończywszy na inżynierii całych narządów, wykorzystującej bezkomórkowe struktury narządowe do implantacji komórkowej7,8,9,10,11. Rekapitulacja złożonych struktur nerkowych z marginalnych lub odrzuconych nerek została zbadana tylko częściowo. W rzeczywistości prawie 20% nerek pobieranych do przeszczepu jest odrzucanych z różnych powodów12,13. Funkcjonalna tkanka nerkowa z tych domniemanych przeszczepów może być wykorzystana i włączona do jednego lub wielu konstruktów inżynierii tkankowej. Wcześniejsze badania wykazały możliwość pracy z tymi odrzuconymi narządami, wykorzystując nerki jako macierz zewnątrzkomórkową do celów inżynierii tkankowej14,15. Jednak niewielu wykorzystało pierwotną tkankę nerkową ze zdrowych nerek do celów inżynierii tkankowej16,17,18.

Jedna metoda wcześniej opisana przez Kima i wsp. polega na izolacji "segmentów" nerkowych ze zdrowych nerek szczurów, które następnie zostały umieszczone na rusztowaniach z kwasem poliglikolowym (PGA) w celu produkcji konstrukcji16. Jednak niewiele jest informacji na temat dokładnej metodologii preparacji, a segmenty uzyskano z połączenia drobnego mielenia i filtracji. Opisujemy modyfikację tego protokołu, która podobnie wytwarza dyskretne segmenty nerek z nienaruszoną architekturą nefronalną, ale zamiast tego opiera się na technikach mikrodysekcji. Nefrektomię wykonuje się na żywych dorosłych myszach, po czym nerki są przenoszone do mikroskopu preparacyjnego, gdzie usuwa się torebkę nerkową, a tkankę dalej preparuje. Igły 301/2 G o małej średnicy są używane jako narzędzia tnące, a także jako prowadnice wspomagające rozwarstwianie, ponieważ średnica igły jest równa docelowej średnicy segmentów nerkowych. Wyizolowane, w tym przypadku mysie, segmenty nerki zachowują żywotność w hodowli i łączą się z konstruktami komórkowymi śródbłonka i fibroblastów bez rusztowań19. Konstrukty te były wcześniej wykorzystywane do inżynierii innych narządów, w tym bio-sztucznej trzustki20.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie opisane poniżej procedury chirurgiczne na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) na Uniwersytecie Medycznym Południowej Karoliny przed jakimikolwiek operacjami na zwierzętach lub użyciem jakichkolwiek tkanek zwierzęcych.

1. Mysia nefrektomia

  1. Załóż maskę chirurgiczną i czepek bouffant, aby zminimalizować ryzyko zakażenia. Zachowaj sterylność podczas ustawiania pola operacyjnego.
    1. Na stole operacyjnym umieść obłożenia chirurgiczne bez okienek.
    2. Otwórz opakowanie z autoklawowanymi narzędziami na sterylnych obłożach. Narzędzia wymagane do nefrektomii obejmują 3 małe hemostatyki, cienkie kleszcze z zębami, cienkie kleszcze bez zębów i proste nożyczki do tęczówki.
    3. Umieść kolejną serwetę chirurgiczną bez okien na środku stołu operacyjnego.
    4. Przygotuj 5 ml soli fizjologicznej buforowanej fosforanem (DPBS) firmy Dulbecco z wapniem i magnezem, uzupełnionych 1% penicyliną/streptomycyną w sterylnej stożkowej probówce o pojemności 15 ml. Umieść ten roztwór na lodzie obok stołu operacyjnego.
  2. Zdobądź 8-12-tygodniową mysz C57BL/6 (samca lub samicę) z kompleksu pomieszczeń dla zwierząt.
  3. Umieść mysz w komorze indukcyjnej znieczulenia i indukuj 3,5% wziewnym izofluranem. Umieść stożek nosowy na myszy, używając 2% izofluranu do znieczulenia podtrzymującego.
    1. Okresowo monitoruj odpowiednią głębokość znieczulenia przez cały zabieg chirurgiczny, oceniając odruch pedałowania (mocne uszczypnięcie palca
      2. ).
  4. Usuń wszystkie włosy z brzusznej części tułowia za pomocą kremu do depilacji. Spłucz ten obszar wodą destylowaną, aby upewnić się, że wszystkie włosy zostały usunięte z brzucha.
  5. Przenieś mysz na sterylny stół operacyjny w pozycji leżącej na plecach pod górną zasłoną bez okien. Wytnij okienko o wymiarach 2 x 2 cm2 w serwecie tuż nad brzuchem myszy.
  6. Nałóż powidon-jod, a następnie 70% etanol na brzuch za pomocą sterylnej gazy lub wacików.
  7. Za pomocą cienkich kleszczyków z zębami i nożyczkami do tęczówki wykonaj pionowe nacięcie skóry brzucha o długości 3 - 4 cm równolegle do linii środkowej, 0,5 cm na lewo od linii środkowej
    nuta: W przypadku próby usunięcia prawej nerki będzie to nacięcie 0,5 cm na prawo od linii środkowej.
    1. Chwyć otrzewną cienkimi kleszczami bez zębów i naciąć nożyczkami do tęczówki, aby dostać się do jamy brzusznej. Nałóż hemostatyki na górne i dolne boczne krawędzie skóry i otrzewnej, aby bocznie naprężyć i zwiększyć ekspozycję.
    2. Delikatnie przesuń treść jelitową na prawą stronę brzucha, aby odsłonić lewą nerkę. Delikatnie umieść trakcję na nerce, aby wysunąć ją z brzucha.
    3. Umieść hemostat w poprzek wnęki lewej nerki. Użyj nożyczek do tęczówki, aby przeciąć moczowód i naczynia nerkowe.
    4. Umieścić lewą nerkę w 1% roztworze DPBS penicyliny/streptomycyny na lodzie.
    5. Przenieść probówkę zawierającą nerkę do sterylnego kaptura do hodowli tkanek. Przenieś nerkę z 15-mililitrowej stożkowej probówki na 60-milimetrową szalkę Petriego (Ryc. 1). Spłucz dwukrotnie za pomocą 5 ml DPBS z wapniem i magnezem. Trzymaj nerkę zawieszoną w 5 ml DPBS w naczyniu o średnicy 60 mm.
      1. Przygotuj dodatkową szalkę Petriego o średnicy 60 mm z 5 ml DPBS do użycia podczas protokołu mikrodysekcji.
    6. Poddaj mysz eutanazji przez torakotomię i wykrwawienie po pobraniu nerki, zgodnie z zatwierdzonym protokołem IACUC dla zwierząt.

2. Mysia mikrodysekcja nerki do izolacji segmentu nerkowego

  1. Kontynuuj stosowanie sterylnej techniki w tej części protokołu, w tym sterylnych rękawiczek, maski chirurgicznej i bouffantu, aby zminimalizować ryzyko zanieczyszczenia.
    1. Umieść sterylne zasłony na platformie mikroskopu stereoskopowego, a także w obszarach po lewej i prawej stronie mikroskopu, aby uzyskać sterylne pole dla instrumentów. Umieść plastikowe arkusze samoprzylepne na pokrętłach ostrości mikroskopu i spryskaj 70% etanolem. Włącz podwójny oświetlacz na gęsiej szyi, aby oświetlić scenę.
    2. Otwórz wysterylizowane narzędzia (cienkie kleszcze bez zębów, rękojeść skalpela, ostrze skalpela #15, dwa proste hemostatyki, dwie igły o wydrążonym otworze 301/2) na sterylnych serwetach. Umieść teraz ostrze #15 na uchwycie skalpela i przymocuj jeden hemostat do każdego adaptera/piasty igły, aby stworzyć narzędzia do preparowania igieł do późniejszego użytku, jak pokazano na Rysunek 1.
  2. Przesunąć 60-milimetrowe szalki Petriego, z których jedna zawiera nerkę w DPBS, a druga tylko DPBS, z kaptura do hodowli tkankowej w obszar mikroskopu.
    1. Umieść szalkę Petriego o średnicy 60 mm pod obiektywem i zdejmij pokrywę, aby odsłonić nerkę. Pozostaw naczynie zawierające DPBS na boku na sterylnym polu do późniejszego użycia.
    2. Przesuń szalkę tak, aby widoczna była tylko przednia lub tylna powierzchnia nerki (tj. duża płaska powierzchnia nerki, przy czym druga powierzchnia dotyka dna naczynia). Powiększ do 3,2 - 4X dla tej części procedury. Używając ręki niedominującej, użyj cienkich kleszczy bez zębów, aby przekłuć i przycisnąć nerkę do naczynia w pobliżu dolnego i górnego bieguna nerki.
    3. Trzymaj rękę niedominującą na miejscu, aby przypiąć nerkę. Dominującą ręką użyj ostrza #15, aby usunąć półprzezroczystą włóknistą warstwę torebki z odsłoniętej powierzchni. Ogolić najbardziej powierzchowne 0,5 mm od odsłoniętej powierzchni nerki, aby usunąć pozostałą część kapsułki.
    4. Użyj ostrza #15, aby wyciąć odwróconą piramidę tkanki z odkapslowanego obszaru o wielkości około 2 mm3. Wyjmij 60-milimetrową szalkę zawierającą tylko DPBS i umieść piramidę tkanki w czystym naczyniu. Wyrzuć pozostałą część nerki.
    5. Zmniejsz powiększenie do 1,5 - 2,0X dla pozostałej części sekcji. Używając dwóch narzędzi z igłą hemostatu jako narzędzi do cięcia, pokrój fragment tkanki na coraz mniejsze kawałki, aż segmenty tkanki będą mniejsze lub równe średnicy końcówek igły. Tkanka nerkowa o wielkości 2mm3 po całkowitym wypreparowaniu wytworzy ponad 50 segmentów.
    6. Przenieść 60-milimetrową szalkę z segmentami nerkowymi do kaptura do hodowli tkankowej. Usunąć DPBS za pomocą pipety o pojemności 1000 μl. Dodaj 5 ml DMEM, uzupełniony 10% płodową surowicą bydlęcą (FBS) i 1% penicyliną/streptomycyną.
    7. Hodowlę przez 3 dni w temperaturze 37 °C w inkubatorze lub natychmiast wszczepić do konstruktów komórkowych.

3. Wytwarzanie konstruktów komórkowych segmentu nerki

  1. Hodowla normalnych ludzkich fibroblastów skóry (NHDF) i ludzkich komórek mikronaczyniowych tkanki tłuszczowej (HAMEC) przez kilka tygodni, aby uzyskać 7,2 x 105 fibroblastów i 1,8 x 105 komórek śródbłonka na pożądany konstrukt. W kapturze do hodowli tkankowej wysiewaj odpowiedni stosunek fibroblastów do komórek śródbłonka (4:1) do studzienek w kształcie pręcików w formach agarozowych, aby utworzyć wolne od rusztowań konstrukcje przednaczyniowe śródbłonka i fibroblastów (SPEC), jak wcześniej opisano przez Czajka i wsp19.
  2. Zaopatrz się w wysterylizowany hemostat, igłę 301/2 G i sterylną szpatułkę z płaskim końcem.
    1. Usunąć większość pożywki z 60-milimetrowej płytki zawierającej segmenty nerkowe, uważając, aby nie zassać i nie usunąć segmentów nerkowych.
    2. Wyposaż lupy chirurgiczne w wizualizację implantacji segmentów.
    3. Delikatnie zeskrob koniec szpatułki wzdłuż dna naczynia o średnicy 60 mm, aby uzyskać 10 - 15 segmentów, rozłożonych równomiernie wzdłuż samego końca szpatułki. Umieść końcówkę szpatułki jak najbliżej krawędzi dołka, w którym wysiano SPEC.
    4. Z drugiej strony użyj narzędzia igłowego hemostat-301/2 G, aby przesunąć każdy pojedynczy segment od końcówki szpatułki do krawędzi studzienki. Delikatnie przesuń każdy segment w dół do studzienki za pomocą końcówki igły, aż lekko zanurzy się w wcześniej zasianej zawiesinie komórkowej.
    5. Hodowla segmentu nerkowego SPEC w stosunku 2:1:1 pożywki FGM-2/EGM-2/DMEM (całkowita objętość 2,5 ml). Zmieniaj pożywki hodowlane co 24 godziny przez 3 dni. Wyjąć konstrukty z form po 72 godzinach i utrwalić lub błyskawicznie zamrozić do obróbki.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisany protokół wytwarza około 50 segmentów nerki na piramidalny odcinek tkanki nerkowej o grubości 2mm3. Segmenty nerkowe, które zostały przetworzone i zobrazowane, mają składniki kanalikowe i kłębuszkowe w różnych proporcjach (patrz Rysunek 2). Nienaruszone segmenty poddano testowi w celu określenia żywotności różnych segmentów raz na 24 godziny przez trzy dni. Kalceina o zielonej fluorescencji jest obecna z wewnątrzkomórkową aktywnością esterazy, co wska...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Metody stosowane do inżynierii żywych konstruktów tkanki nerkowej różnią się znacznie zarówno pod względem rodzaju wykorzystywanych komórek, jak i biomateriałów, a w wielu przypadkach są przestarzałe lub słabo scharakteryzowane w literaturze7. Podczas gdy wiele osób stosuje metody oparte na komórkach macierzystych lub rekapituluje poszczególne elementy architektury nerek w izolacji, perspektywa sztucznego odtworzenia całego narządu z ponad 26 różnymi zróżnicowanymi typami komórek z zawiesin komórk...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Grant na Instytucjonalne Szkolenie Podoktoranckie NIH, NIH-HL-007260

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Bezokienne sterylnejednorazówki szpitala Busse696
jednorazówki szpitala Bussefenestracją697
Kleszczyki do komarów Halsted 5 ZakrzywionyMiltexMil-7-4"Hemostat" w rękopisie
Ekstra cienkie kleszcze Graefe, zakrzywione z zębamiFine Science Tools11155-10Cienkie kleszcze z zębami
Ekstra cienkie kleszcze Graefe, ząbkowane (bez zębów)Fine Science Tools11152-10Cienkie kleszcze bez zębów
Drobne nożyczki - węglik wolframuFine Science Tools14568-09Nożyczki do tęczówki
Betadine Peeling chirurgiczny z pompką, powidon-jod 7,5%Purdue Products L.P.67618-151-17
Sterylna bawełniana gazika (4 "x 4")Fisher Healthcare22-415-469
Roztwór buforowany fosforanem DulbeccoCorning21-030-CV
Roztwór penicyliny/streptomycyny, 100XCorning30-002-Cl
Izofluran, USPProducent: Piramal, Dystrybutor: McKesson2254845
Nair Hair RemoverNair22600-23307Krem do depilacji w tekście
200 Proof EthanolDecon Laboratories2705Rozcieńczony do 70% roztworu etanolu
BioLite 60mm Naczynie do hodowli tkankowychThemo-Scientific130181
Press'n SealGlad12587-70441Stosowany do stereoskopu
SZX16Stereoskop OlympusOświetlacz światłowodowy SZX16
Cole Parmer41720-20
Samonośna rura dwulekowa, 23" L Gęsia szyjaCole ParmerEW-41720-60
Rękojeść skalpela #3MiltexMil-4-7
Sterylne ostrze ze stali węglowej z żebrem, rozmiar ostrza 15Bard-Parker371115
31 1/2 GaugeIgła ThermoFisher Naukowy14-826FBecton Dickinson 305106
Dulbecco's Modified Eagle's MediumCorning10-017-CV
Fetal Select 100% Surowica bydlęcaAtlas BiologicalsFS-0500-AD
Normalne ludzkie fibroblasty skórneLonzaCC-2511
Ludzkie komórki mikronaczyniowe śródbłonka tkanki tłuszczowejSciencell Research Laboratories7200
Lupy chirurgiczne (2,5x)Orascoptic(N/A) na zamówienie
FGM-2 (Fibroblast Basal Medium z dodanymi pojedynczymi cytatami FGM-2)LonzaCC-3131, CC-4126
EGM-2 (śródbłonkowe podłoże podstawowe z dodanymi EGM-2 SingleQuots)LonzaCC-3156, CC-4176
Zestaw do żywej/martwej żywotności/cytotoksyczności dla komórek ssakówThermoFisher ScientificL3224
Przeciwciało anty-cytokeratyny-18Abcamab668
Koza anty-mysie IgG, Alexa Fluor 633ThermoFisher ScientificA-21052
Kozia anty-królicza IgG, Alexa Fluor 546ThermoFisher ScientificA-11010
Przeciwciało przeciw czynnikowi von WillebrandaAbcamab6994
Albumina, izotiocyjanian fluoresceiny KoniugatSigma AldrichA9771-50MG
Hoescht 33342BD Pharmingen561908
Background BusterInnovex BiosciencesNB306
bez okien Sterylne z

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Jha, V., et al. Chronic kidney disease: global dimension and perspectives. Lancet. 382 (9888), London, England. 260-272 (2013).
  2. 2016 USRDS Annual Data Report: Epidemiology of Kidney Disease in the United States. U.S.R.D. , Available from: https://www.usrds.org/2016/download/v2_ESRD_16.pdf (2016).
  3. Hart, A., et al. OPTN/SRTR 2015 Annual Data Report: Kidney. American journal of transplantation : official journal of the American Society of Transplantation and the American Society of Transplant Surgeons. 17, Suppl 1 21-116 (2017).
  4. de Vries, E. F., Rabelink, T. J., van den Hout, W. B. Modelling the Cost-Effectiveness of Delaying End-Stage Renal Disease. Nephron. 133 (2), 89-97 (2016).
  5. Lefebvre, P., Duh, M. S., Mody, S. H., Bookhart, B., Piech, C. T. The economic impact of epoetin alfa therapy on delaying time to dialysis in elderly patients with chronic kidney disease. Disease management : DM. 10 (1), 37-45 (2007).
  6. Mennini, F. S., Russo, S., Marcellusi, A., Quintaliani, G., Fouque, D. Economic effects of treatment of chronic kidney disease with low-protein diet. Journal of renal nutrition : the official journal of the Council on Renal Nutrition of the National Kidney Foundation. 24 (5), 313-321 (2014).
  7. Moon, K. H., Ko, I. K., Yoo, J. J., Atala, A. Kidney diseases and tissue engineering. Methods. 99, San Diego, Calif. 112-119 (2016).
  8. Wobma, H., Vunjak-Novakovic, G. Tissue Engineering and Regenerative Medicine 2015: A Year in Review. Tissue engineering. Part B, Reviews. 22 (2), 101-113 (2016).
  9. Langer, R., Vacanti, J. Advances in tissue engineering. Journal of pediatric surgery. 51 (1), 8-12 (2016).
  10. Jakab, K., et al. Tissue engineering by self-assembly and bio-printing of living cells. Biofabrication. 2 (2), 022001(2010).
  11. Fisher, M. B., Mauck, R. L. Tissue engineering and regenerative medicine: recent innovations and the transition to translation. Tissue engineering. Part B, Reviews. 19 (1), 1-13 (2013).
  12. Stewart, D. E., Garcia, V. C., Rosendale, J. D., Klassen, D. K., Carrico, B. J. Diagnosing the Decades-Long Rise in the Deceased Donor Kidney Discard Rate in the United States. Transplantation. 101 (3), 575-587 (2017).
  13. Mohan, S., et al. The weekend effect alters the procurement and discard rates of deceased donor kidneys in the United States. Kidney international. 90 (1), 157-163 (2016).
  14. Orlando, G., et al. Discarded human kidneys as a source of ECM scaffold for kidney regeneration technologies. Biomaterials. 34 (24), 5915-5925 (2013).
  15. Katari, R., et al. Renal bioengineering with scaffolds generated from human kidneys. Nephron. Experimental nephrology. 126 (2), 119(2014).
  16. Kim, S. S., Park, H. J., Han, J., Choi, C. Y., Kim, B. S. Renal tissue reconstitution by the implantation of renal segments on biodegradable polymer scaffolds. Biotechnology letters. 25 (18), 1505-1508 (2003).
  17. Guimaraes-Souza, N. K., Yamaleyeva, L. M., AbouShwareb, T., Atala, A., Yoo, J. J. In vitro reconstitution of human kidney structures for renal cell therapy. Nephrology, dialysis, transplantation : official publication of the European Dialysis and Transplant Association - European Renal Association. 27 (8), 3082-3090 (2012).
  18. Kelley, R., et al. Tubular cell-enriched subpopulation of primary renal cells improves survival and augments kidney function in rodent model of chronic kidney disease. American journal of physiology. Renal physiology. 299 (5), 1026-1039 (2010).
  19. Czajka, C. A., Drake, C. J. Self-assembly of prevascular tissues from endothelial and fibroblast cells under scaffold-free, nonadherent conditions. Tissue engineering. Part A. 21 (1-2), 277-287 (2015).
  20. Rhett, J. M., Wang, H., Bainbridge, H., Song, L., Yost, M. J. Connexin-Based Therapeutics and Tissue Engineering Approaches to the Amelioration of Chronic Pancreatitis and Type I Diabetes: Construction and Characterization of a Novel Prevascularized Bioartificial Pancreas. Journal of diabetes research. 2016, 7262680(2016).
  21. Al-Awqati, Q., Oliver, J. A. Stem cells in the kidney. Kidney international. 61 (2), 387-395 (2002).
  22. Aboushwareb, T., et al. Erythropoietin producing cells for potential cell therapy. World journal of urology. 26 (4), 295-300 (2008).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Mikrosekcja tkanki nerkowejkonstrukty bezrusztowaniowepierwotne segmenty nerkoweizolacja nerki mysiejzastosowania in ynierii tkankowejsekcja pod stereomikroskopemkonstrukty z fibroblast w r db onkowychtest ywotno cireabsorpcja albuminyczynnik von Willebranda

Powiązane artykuły