Artykuł metodologiczny

Kolorymetryczna metoda pomiaru zawartości żelaza w roślinach

DOI:

10.3791/57408

⸱

7 września 2018

 ,  ,  , 
1Department of Life Sciences, Ben-Gurion University of the Negev, 2National Institute for Biotechnology in the Negev (NIBN)

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiamy prosty i niezawodny protokół pomiaru zawartości żelaza w tkankach roślinnych za pomocą metody kolorymetrycznej błękitu pruskiego.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Żelazo, jeden z najważniejszych mikroelementów w organizmach żywych, bierze udział w podstawowych procesach, takich jak oddychanie i fotosynteza. Zawartość żelaza jest raczej niska we wszystkich organizmach i wynosi w roślinach około 0,009% suchej masy. Do tej pory jedną z najdokładniejszych metod pomiaru stężenia żelaza w tkankach roślinnych jest spektroskopia atomowa absorpcji płomienia. Takie podejście jest jednak czasochłonne i kosztowne oraz wymaga specjalnego sprzętu, który nie jest powszechnie spotykany w laboratoriach zakładowych. Dlatego potrzebna jest prostsza, ale dokładna metoda, którą można rutynowo stosować. Metoda kolorymetrycznego błękitu pruskiego jest regularnie stosowana do jakościowego barwienia żelaza w przekrojach histologicznych zwierząt i roślin. W niniejszej pracy dostosowaliśmy metodę błękitu pruskiego do ilościowych pomiarów żelaza w liściach tytoniu. Zweryfikowaliśmy dokładność tej metody przy użyciu zarówno spektroskopii atomowej, jak i barwienia błękitem pruskim w celu zmierzenia zawartości żelaza w tych samych próbkach i znaleźliśmy regresję liniową (R2 = 0,988) między tymi dwiema procedurami. Dochodzimy do wniosku, że metoda błękitu pruskiego do ilościowego pomiaru żelaza w tkankach roślinnych jest precyzyjna, prosta i niedroga. Jednak przedstawiona tutaj regresja liniowa może nie być odpowiednia dla innych gatunków roślin ze względu na potencjalne interakcje między próbką a odczynnikiem. W związku z tym konieczne jest wyznaczenie krzywej regresji dla różnych gatunków roślin.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Żelazo (Fe) jest ważnym mikroelementem we wszystkich organizmach żywych. U roślin jest niezbędnym mikroelementem1 ze względu na jego udział w podstawowych procesach, takich jak oddychanie, fotosynteza i biosynteza chlorofilu. Duża akumulacja wolnych jonów żelaza jest szkodliwa dla komórek roślinnych ze względu na reakcje prowadzące do uwolnienia wolnych rodników powodujących stres oksydacyjny. Aby utrzymać homeostazę żelaza w komórce roślinnej, jony są przechowywane w wakuolach i sekwestrowane w ferrytynach, klatkach białkowych bezpośrednio zaangażowanych w homeostazę żelaza2 i główną strukturę magazynowania żelaza we wszystkich organizmach żywych. Jednocześnie niedokrwistość z niedoboru żelaza dotyka znaczną część populacji ludzkiej, co powoduje rosnące zapotrzebowanie na biofortyfikację Fe w roślinach. Ze względu na unikalne właściwości roślinnej ferrytyny, wzbogacanie żywności w żelazo stanowi obiecującą strategię walki z problemem niedożywienia3.

Jony żelaza występują głównie w dwóch stopniach utlenienia, a mianowicie w formie żelaza (dwuwartościowegoFe2+ lub żelaza (II)) i żelaza (trójwartościowegoFe3+ lub żelaza (III)). Kilka innych form żelaza, takich jak klastry żelaza4, znajduje się również w komórkach. Fe jest magazynowany w komórce jako tlenek żelaza i naturalnie tworzy hematyty (Fe2O3) i żelazohidryty ((Fe3+)2O3•0,5H2O) w warunkach fizjologicznych5. Wodorotlenki powstające w tych reakcjach, zwłaszcza forma żelazowa, mają bardzo niską rozpuszczalność. Retencja żelaza jest w konsekwencji zaburzona przez pH roztworu i jest w dużej mierze w stanie stałym powyżej pH 56.

Biorąc pod uwagę słabą rozpuszczalność i wysoką reaktywność Fe, jego transfer między tkankami i organami roślinnymi musi być powiązany z odpowiednimi cząsteczkami chelatującymi. Co więcej, jego stany redoks między formami żelaza i żelaza muszą być kontrolowane1 muszą być kontrolowane. W liściach około 80% żelaza znajduje się w komórkach fotosyntetycznych, ze względu na jego istotną rolę w systemie transportu elektronów, w biosyntezie cytochromów, chlorofilu i innych cząsteczek hemu oraz w tworzeniu klastrów Fe-S7. W przypadku nadmiaru żelaza w komórce, nadwyżka jest translokowana do wakuoli, gdzie metal jest przechowywany w cząsteczkach ferrytyny8.

Żelazo można mierzyć w tkankach roślinnych za pomocą kilku metod, w tym spektroskopii absorpcji atomowej płomienia9 (FAAS) lub testów kolorymetrycznych10, przy czym pierwsza z nich jest znacznie bardziej precyzyjna niż druga. FAAS to bardzo dokładna technika, która umożliwia określenie składu pierwiastkowego próbki na podstawie emisji elektromagnetycznej poszczególnych pierwiastków. FAAS przekształca jony metali w stany atomowe poprzez podgrzanie próbki płomieniem, co prowadzi do wzbudzenia jonów i emisji o określonej długości fali, gdy dany jon powraca do stanu podstawowego. Emisje z różnych jonów są rozdzielane przez monochromator i wykrywane przez czujnik absorpcyjny11. FAAS służy zatem do bezpośredniego ilościowego określania stężeń żelaza. Dostępne są jednak inne techniki wizualizacji żelaza w tkankach biologicznych. Spektroskopia mas z plazmą sprzężoną indukcyjnie (ICP-MS)12 jest bardzo precyzyjną techniką pomiaru żelaza i innych pierwiastków śladowych, ale częstym problemem jest brak sprzętu, zarówno dla FAAS, jak i ICP-MS. Z drugiej strony, pomiar żelaza za pomocą kolorymetrii tiocyjanianowej 13 nie jest precyzyjny i nie wykrywa niewielkich różnic między próbkami. Barwienie błękitem pruskim14,15,16,17 to metoda pośrednia oparta na reakcji żelazocyjanku potasu (K4Fe(CN)6) z kationami Fe, dająca silny niebieski kolor, i jest stosowana do jakościowego wykrywania żelaza w histologicznych przekrojach tkanek zwierzęcych i roślinnych.

Metaliczne (bezwartościowe) żelazo jest rzadkością w litosferze. Dominująca nieskompleksowana forma jonowa żelaza w środowisku jest w większości podyktowana ilością tlenu w otoczeniu, przy czym żelazo jest stosunkowo obfite w środowiskach beztlenowych, a żelazo dominuje w miejscach tlenowych. Ta ostatnia forma jest również dominująca w skrajnie kwaśnych środowiskach, chociaż czynniki wywołujące utlenianie żelaza żelazawego często różnią się w otoczeniu beztlenowym i kwaśnym18. Gdy żelazo jest rozpuszczone w 4% HCl (pH 0) w środowisku tlenowym, większa część rozcieńczonego żelaza występuje w postaci żelaza (Fe3+)19,20.

Reakcje między jonami Fe a K4Fe(CN)6 są następujące:

Fe3+: FeCl3 + K4Fe(CN)6 = KFe(III)Fe(II)(CN)6 ̄ + 3KCl

Fe2+: 4 FeCl2 + 2 K4Fe(CN)6 = Fe4(Fe(CN)6)2 + 8 KCl

W obecnym badaniu zapytaliśmy, czy pruskie niebieskie barwienie może być przydatne do pomiaru poziomu żelaza w roztworze.

Początkowo sprawdziliśmy korelację między stężeniem Fe w roztworze wodnym a pruskim niebieskim zabarwieniem. Stężenie Fe (jako FeCl2, FeCl3 lub mieszanina 1:1) w roztworach wodnych mierzono zarówno za pomocą spektroskopii atomowej, jak i absorbancji (OD) po dodaniu błękitu pruskiego. Rysunek 1 przedstawia krzywe regresji liniowej dla pomiarów uzyskanych za pomocą każdej metody. Doszliśmy do wniosku, że metoda błękitu pruskiego może być stosowana do ilościowej analizy stężenia żelaza w roztworze.

figure-introduction-1
Rysunek 1: Regresje liniowe pomiędzy stężeniem Fe mierzonym metodą FAAS a absorbancją światła (OD, 715 nm) uzyskaną metodą błękitu pruskiego. Niebieskie kwadraty i linia reprezentują roztwór Fe2+, czerwone kwadraty i linia reprezentują roztwór Fe3+, a czarne kwadraty i linia reprezentują mieszaninę 1:1 między Fe2+ i Fe3+. Uzyskano następujące regresje: [Fe2+] = 3 + 123 x OD, r = 0,996, R2 = 0,989; [Fe3+] = 1 + 292 x OD, r = 0,999, R2 = 0,997; i [Fe2+/3+] = 11 + 146 x OD, r = 0,983, R2 = 0,956. Dawcą Fe2 + był FeCl2, a donorem Fe3 + był FeCl3. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Aby dostosować metodę kolorymetrycznego błękitu pruskiego do ilościowej analizy żelaza w tkankach roślinnych, zawartość żelaza w popiołach z liści tytoniu została zmierzona za pomocą spektroskopii atomowej absorpcji płomienia i barwienia błękitem pruskim. Stwierdzono dobrą korelację między wynikami uzyskanymi za pomocą tych dwóch technik.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Materiał roślinny i warunki wzrostu

  1. Wysiewaj jedno ziarno tytoniu (odmiana Samsun) na doniczkę o wymiarach 5 cm x 5 cm wypełnioną standardowym podłożem doniczkowym. Umieść doniczki na tacach. Uprawiaj rośliny w pomieszczeniu do uprawy w warunkach długiego dnia (16/8 h światła/ciemności) w stałej temperaturze 23 °C. Nawadniaj wodą z kranu, aż woda spłynie z doniczki.
  2. Po 50±5 dniach rozpocznij zabiegi z użyciem żelaza w nawadnianiu, zgodnie ze stężeniami odpowiednimi do eksperymentu. Na przykład zastosowaliśmy zakres stężeń żelaza od 0 do 6 mM, uzupełniony rozpuszczalnym chelatorem Fe (Fe EDDHA). Nawadniaj rośliny odpowiednim roztworem co dwa dni (aby uniknąć odwodnienia) przez 6-8 dni.

2. Przygotowanie liści do pomiaru żelaza

Uwagi: Wszystkie materiały, które mają być użyte, muszą być wolne od żelaza, aby zmniejszyć ryzyko zanieczyszczenia żelazem. Moździerz i tłuczek należy dwukrotnie oczyścić 4% roztworem HCl i za każdym razem osuszyć bibułą filtracyjną przed użyciem. Jeśli jakikolwiek materiał zostanie ponownie użyty, wyczyść go dwukrotnie 4% roztworem HCl i osusz bibułą filtracyjną.

  1. Oderwij liście od łodygi ręcznie, używając rękawiczek (nie używaj żadnego metalowego sprzętu). Na każdą próbkę należy użyć około 10 g liści (świeżej masy). Oczyść każdy liść wodą podwójnie destylowaną (DDW) za pomocą butelki z rozpylaczem. Ten krok jest ważny, aby uniknąć zanieczyszczenia żelazem.
  2. Osusz liście na ręczniku papierowym i włóż je do papierowej torby. Przenieś torebki papierowe do piekarnika w stałej temperaturze 80 °C na 2-3 dni.
  3. Po wyschnięciu zmiażdż liście na proszek za pomocą moździerza i tłuczka i przenieś do sterylnych plastikowych probówek o pojemności 15 ml.

3. Spalanie liści na popiół

Uwagi: Użycie roztworu HCl o niskim pH (bliskim 0) ma na celu zwiększenie rozpuszczalności żelaza. Wełna mineralna służy do zapobiegania wydostawaniu się gazów z fiolki podczas spalania.

  1. Zważyć nową, szczelnie zamkniętą fiolkę scyntylacyjną o pojemności 20 ml bez pokrywki. Zanotuj wartość lub ustaw wartość na zero za pomocą przycisku tarowania. Dodać pokruszone suszone liście (próbkę) do fiolki.
  2. Zważyć próbkę i pojemnik i zanotować wartość. Zamknąć fiolkę wełną mineralną.
  3. Zważyć 3 dodatkowe fiolki bez dodawania próbek i zanotować ich wartości. Fiolki te zostaną wykorzystane jako kontrole do oceny ilości wełny mineralnej, która mogła doprowadzić do wzrostu masy próbki.
  4. Umieścić fiolkę z próbką i kontrolą w piecu i rozpocząć spalanie, stosując następujące kroki temperatury: temperatura pokojowa, szybki wzrost do 425 °C, a na końcu 425 °C przez 4 godziny. Do tego czasu suche liście zamienią się w popiół.
  5. Pozostawić próbki do ostygnięcia do około 100 °C, ale nie poniżej tej temperatury, przez kolejne dwa etapy, aby uniknąć wilgoci, która mogłaby wpłynąć na ostateczną masę próbki. Używając grubych rękawic, wyjmij próbki z pieca za pomocą pęsety, trzymając fiolkę na zewnątrz.
  6. Umieścić fiolki na płaskiej powierzchni, usunąć wełnę mineralną i zamknąć fiolki oryginalnymi pokrywkami.
  7. Zważyć 3 fiolki kontrolne (patrz ppkt 3.3) i obliczyć ich średni przyrost masy. Jeżeli przyrost masy jest równy lub większy niż 1% masy popiołu (patrz krok 4.2), należy użyć tej wartości jako oszacowania błędu pomiaru.

4. Przygotowanie popiołu do pomiaru żelaza

Uwagi: Końcowe stężenie żelaza w początkowej próbce jest obliczane jako waga popiołów podzielona przez dodaną objętość HCl.

  1. Przygotować 1 M roztwór HCl (4% HCl), dodając 12,5 ml 37% roztworu podstawowego HCl do 87,5 ml DDW (w plastikowej lub szklanej kolbie).
  2. Zważ plastikową probówkę o pojemności 15 ml i zanotuj wartość lub ustaw wartość na zero za pomocą przycisku tarowania. Przenieś popiół do probówki, zważ i zanotuj wartość. To jest masa popiołu.
  3. Dodaj 5 ml 1 M HCl do popiołu. Przefiltruj popiół przez filtr 22 μm i dodaj dodatkowe 5 ml 1 M HCl przez ten sam filtr.
  4. Ostateczna objętość powinna wynosić 10 ml. Należy pamiętać, że część roztworu zostanie utracona w filter.
    UWAGA: Próbki są teraz gotowe do pomiaru Fe za pomocą FAAS lub metody błękitu pruskiego.
  5. Wykonaj krzywą kalibracyjną ze stężeniem żelaza mierzonym za pomocą spektrometrii atomowej i metodą błękitu pruskiego (patrz Rysunek 4) dla każdego gatunku rośliny. Następnie stężenie żelaza można zmierzyć samą metodą błękitu pruskiego.

5. Pomiar stężenia żelaza za pomocą FAAS

  1. Pobrać 4 ml z każdej próbki do pomiaru przez FAAS.
  2. Podziel wyniki uzyskane z pomiaru FAAS przez masę popiołów. Podziel otrzymaną wartość przez 0,01 (ponieważ popiół rozpuszczono w 10 ml). Otrzymaną wartością jest stężenie żelaza na gram popiołu (ppm).

6. Przygotowanie roztworu do barwienia błękitu pruskiego

  1. Przygotować 4% roztwór błękitu pruskiego, dodając 4 gK4Fe(CN)6 do 100 ml DDW i wirować (inne objętości i/lub stężenia mogą być stosowane dla różnych wymagań). Należy zauważyć, że w tym badaniu użyto mniej skoncentrowanego roztworu błękitu pruskiego niż wcześniej zgłaszano (20%)14.
  2. Roztwór należy przechowywać w ciemności w temperaturze 4 °C do czasu użycia. Roztwór jest stabilny przez 6 miesięcy przy przechowywaniu w takich warunkach.

7. Generowanie krzywej kalibracyjnej dla metody błękitu pruskiego przy użyciu wyników FAAS

UWAGA: Oblicz stężenie żelaza w popiołach za pomocą następującego wzoru
figure-protocol-1 Równanie 1
C: stężenie, V: objętość próbki, W: masa popiołu (g).

  1. Wymieszaj 0,50 ml roztworu błękitu pruskiego i 0,50 ml 1 M HCl. Będzie to puste rozwiązanie.
  2. Zmieszać 0,5 ml próbki (popiół w 4% HCl, jak opisano w sekcji 3) i 0,5 ml roztworu błękitu pruskiego (krok 6.1) przez pipetowanie. Odczekaj co najmniej 1 minutę, ale nie dłużej niż 5 minut. Po 5 minutach nastąpi sedymentacja w próbkach.
  3. Przenieść mieszaninę do kuwety i zmierzyć średnicę zewnętrzną przy długości fali 715 nm za pomocą spektrofotometru. Zwróć uwagę na wartość.
  4. Podzielić wartość OD (etap 7.3) przez masę popiołu (etap 3.2) próbki. Wynik reprezentuje OD na gram popiołu.
  5. Wykreślić regresję liniową między stężeniami żelaza uzyskanymi z pomiarów FAAS (oś Y) a wartościami OD (oś X). Należy skorzystać z wyników uzyskanych w krokach 5.2 i 7.4. Oblicz wzór na regresję, Y = a + bX, gdzie Y oznacza stężenie żelaza, a oznacza przecięcie absorbancji, b oznacza nachylenie absorbancji, a X oznacza OD.

8. Stosowanie metody błękitu pruskiego do oznaczania poziomu żelaza w innych próbkach z tego samego typu rośliny

Uwagi: Ponieważ krzywa kalibracyjna została już ustalona dla tego typu instalacji, stężenie żelaza w nowych próbkach z tego samego typu zakładu można bezpośrednio obliczyć za pomocą wzoru na regresję liniową.

  1. Wykonaj czynności opisane w sekcjach 3 i 4, a następnie kroki od 7.1 do 7.4.
  2. Obliczyć stężenie żelaza w roztworze, korzystając ze wzoru otrzymanego z regresji liniowej (krok 7.5).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Gdy ten protokół zostanie przeprowadzony poprawnie, powinno się uzyskać doskonałą korelację między wynikami uzyskanymi metodami błękitu pruskiego i spektroskopii atomowej. Dlatego metoda błękitu pruskiego może być łatwo wykorzystana do uzyskania dokładnego pomiaru stężenia żelaza w próbkach roślinnych, co znalazło odzwierciedlenie w poniższym eksperymencie.

Rośliny tytoniu były uprawiane zgodnie z opisem w protokole i nawadniane...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pomiar żelaza w tkankach roślinnych jest bardzo ważny dla oceny skutków nawadniania lub innych warunków środowiskowych. W tym miejscu opisaliśmy łatwą i dokładną metodę kolorymetryczną pomiaru zawartości żelaza w liściach tytoniu, którą można łatwo dostosować do innych gatunków roślin i tkanek.

Optymalizując warunki dla metody kolorymetrycznej, użyliśmy podłoża o niskim pH (pH < 1,0), aby umożliwić rozpuszczalność żelaza. Proces spalania przeprowadzono w celu uwolnienia wszystkich form żelaza ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez izraelskie Ministerstwo Nauki, Technologii i Przestrzeni oraz przez grant od Głównego Naukowca izraelskiego Ministerstwa Rolnictwa (#16-16-0003).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Heksacyjanożelazian(II)potasu Fisher Chemical14459-95-1Odczynnik do
filtra strzykawkowego Pussian Blue Millex, odpowietrznik fiolki 0,22 i mu; mMillecSLGP033RSFiltr służący do filtrowania popiołu + 4% HCl Roztwór
Fiolki scyntylacyjneFisherbrand03-337-4Służy do utrzymywania suchego sproszkowanego materiału roślinnego podczas procedury spalania.
Jednorazowa strzykawka 10 mlMedi-Plus1931Strzykawka używana podczas filtracji
Kwas solnySigma-Aldrich231-595-7Stosowany w 4% roztworze HCl do rozcieńczania popiołów i czyszczenia materiałów
Tytoń, Nicotiana tabacum cv. Samsun NNUzyskany od prof. Simona Baraka i rutynowo stosowany w laboratoriumZaccaiBarak S, Nejidat A, Heimer Y, Volokita M. Regulacja transkrypcji i potranskrypcji genu oksydazy glikolanowej w sadzonkach tytoniu. Biologia molekularna roślin. 1 marca 2001; 45(4):399-407.Odmiana tytoniu użyta w tym protokole
Wełna szklana (wełna mineralna)Sigma-Aldrich659997-17-3Stosowana w procedurze spalania próbek w piecu.

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Kobayashi, T., Nishizawa, N. K. Iron uptake, translocation, and regulation in higher plants. Annual Review of Plant Biology. 63 (1), 131-152 (2012).
  2. Bradley, J. M., Le Brun, N. E., Moore, G. R. Ferritins: Furnishing proteins with iron. Journal of Biological Inorganic Chemistry. 21 (1), 13-28 (2012).
  3. Zielińska-Dawidziak, M. Plant ferritin - a source of iron to prevent its deficiency. Nutrients. 7 (2), 1184-1201 (2015).
  4. Johnson, D. C., Dean, D. R., Smith, A. D., Johnson, M. K. Structure, function, and formation of biological iron-sulfur clusters. Annual Review of Biochemistry. 74 (1), 247-281 (2015).
  5. Guo, H., Barnard, A. S. Naturally occurring iron oxide nanoparticles: morphology, surface chemistry and environmental stability. Journal of Materials Chemistry A. 1 (1), 27-42 (2013).
  6. Hem, J. D., Cropper, W. H. Chemistry of iron in natural water. Report US Geological Survey. , 1-31 (1962).
  7. Rout, G. R., Sahoo, S. Role of iron in plant growth and metabolism. Reviews in Agricultural Science. 3, 1-24 (2015).
  8. Speretto, R. A., Ricachenevsky, F. K., Stein, R. J., de Abreu Waldow, V., Fett, J. P. Iron stress in plants Dealing with deprivation and overload. Plant Stress. 4, 57-69 (2010).
  9. Tautkus, S., Steponeniene, L., Kazlauskas, R. Determination of iron in natural and mineral waters by flame atomic absorption spectrometry. Journal of the Serbian Chemical Society. 69 (5), 393-402 (2006).
  10. Braunschweig, J., Bosch, J., Heister, K., Kuebeck, C., Meckenstock, R. U. Reevaluation of colorimetric iron determination methods commonly used in geomicrobiology. Journal of Microbiological Methods. 89 (1), 41-48 (2012).
  11. PerkinElmer. Atomic Spectroscopy - Guide to Selecting the Appropriate Technique and System. 16, (2011).
  12. Wachasunder, S. D., Nafade, A. Precision and accuracy control in the determination of heavy metals by atomic absorption spectrometry. Science. 58, 517-528 (2001).
  13. Woods, J. T., Mellon, M. G. Thiocyanate method for iron. A spectrophotometric study. Industrial & Engineering Chemistry Analytical Edition. 13 (8), 551-554 (1941).
  14. Perls, M. Nachweis von Eisenoxyd in gewissen Pigmenten. Virchows Archiv Fur Pathologische Anatomie Und Physiologie Und Fur Klinische Medizin. 39 (1), 42-48 (1867).
  15. Connorton, J. M., Jones, E. R., Rodriguez-Ramiro, I., Fairweather-Tait, S., Uauy, C., Balk, J. Altering expression of a vacuolar iron transporter doubles iron content in white wheat flour. bioRxiv. , 1-25 (2017).
  16. de la Fuente, V., Rufo, L., Rodríguez, N., Franco, A., Amils, R. Comparison of iron localization in wild plants and hydroponic cultures of Imperata cylindrica (L.) P. Beauv. Plant Soil. 418 (1-2), 25-35 (2017).
  17. Hsiao, P. Y., Cheng, C. P., Koh, K. W., Chan, M. T. The Arabidopsis defensin gene, AtPDF1.1, mediates defence against Pectobacterium carotovorum subsp. carotovorum via an iron-withholding defence system. Science Reports. 7 (1), 1-14 (2017).
  18. Johnson, D. B., Kanao, T., Hedrich, S. Redox transformations of iron at extremely low pH: Fundamental and applied aspects. Frontiers in Microbiology. 3, 1-13 (2012).
  19. Stumm, W., Lee, G. F. Oxygenation of ferrous iron. Industrial & Engineering Chemistry. 53 (2), 143-146 (1961).
  20. Jones, A. M., Griffin, P. J., Collins, R. N., Waite, T. D. Ferrous iron oxidation under acidic conditions - The effect of ferric oxide surfaces. Geochimica et Cosmochimica Acta. 145, 1-12 (2014).
  21. Hawkesworth, C. J., Kemp, A. I. S. Evolution of the continental crust. Nature. 443 (7113), (2006).
  22. Thompson, L. M. Soils and soil fertility. Louis, M., Troeh, F. R., Thompson, L. M. , (1973).
  23. Krueger, B. J., Grassian, V. H., Cowin, J. P., Laskin, A. Heterogeneous chemistry of individual mineral dust particles from different dust source regions: The importance of particle mineralogy. Atmospheric Environment. 38 (36), 6253-6261 (2004).
  24. Bewick, V., Cheek, L., Ball, J. Statistics review 7: Correlation and regression. Journal of Critical Care. 7 (6), 451-459 (2003).
  25. Asuero, A. G., Sayago, A., González, A. G. The correlation coefficient: An overview. Critical Reviews in Analytical Chemistry. 36 (1), 41-59 (2006).
  26. JoVE Science Education Database. Analytical Chemistry. Calibration Curves. , Journal of Visualized Experiments. Cambridge, MA. Available from: https://www.jove.com/science-education/10188/calibration-curves (2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Metoda b kitu pruskiegopomiar zawarto ci elazatechnika kolorymetrycznaspektroskopia atomowaanaliza tkanek ro linnychpr bki li ci tytoniuu ycie spektrofotometruroztw r kwasu solnegokrzywa regresji liniowejprzygotowanie pr bek

Powiązane artykuły